Les selles de votre chaton sont molles depuis son arrivée, elles sentent fort, et l'analyse est revenue avec un mot que vous ne connaissiez pas. Ce mot, c'est Giardia. À moins que votre chat ne se porte à merveille et qu'un test fait pour autre chose l'ait trouvé positif. Giardia duodenalis est un parasite microscopique de l'intestin, ni virus ni ver, présent chez des chats du monde entier, surtout jeunes, surtout quand ils vivent à plusieurs. Il provoque parfois une diarrhée qui traîne ou qui revient, et souvent il passe inaperçu. Ses kystes, la forme qui sort dans les selles, tiennent des semaines dans un endroit frais et humide. De là viennent les trois inquiétudes des propriétaires : pourquoi ça revient, comment nettoyer, et que valent les analyses. Nous avons réuni les études vétérinaires, les recommandations européennes et américaines avec leurs versions successives datées, l'index officiel des médicaments vétérinaires autorisés en France et, pour comparer, les registres d'autres pays, en disant à chaque étape ce qui reste inconnu. Les vétérinaires trouveront le détail des études dans la revue scientifique placée après les questions fréquentes.
En bref
Giardia existe sous deux formes : l'une vit collée à l'intestin, l'autre, le kyste, part dans les selles et contamine. Aucun vermifuge vendu pour le chat en France ne le cite dans ses indications.
Nombre de chats le portent sans le moindre signe. Les chats qui ont la diarrhée sont en moyenne deux fois plus souvent positifs, mais un test positif ne prouve pas que le parasite en soit la cause.
Jeunes chats et chats vivant en groupe sont les plus touchés. Vivre en appartement ne protège pas, selon plusieurs études.
Aucun test n'est parfait : négative sur une seule selle, une analyse n'exclut rien, d'où l'habitude d'en examiner plusieurs.
Une seule substance vétérinaire est autorisée en France contre Giardia chez le chat, le métronidazole, alors que la recommandation européenne de 2025 en préfère une autre en premier. Depuis 2018, les experts européens déconseillent en général de traiter un chat positif qui va bien.
Quand ça revient, il s'agit d'une nouvelle contamination, d'un parasite qui n'a pas été éliminé, ou d'une autre cause de diarrhée. Ramasser, nettoyer puis sécher vient avant tout désinfectant, qui perd son efficacité sur une surface mal nettoyée.
Pour l'humain, le risque est jugé faible : aucune étude de foyer n'a trouvé le même parasite chez un chat et chez son propriétaire. Se laver les mains reste la règle, surtout avec de jeunes enfants.
Partons de ce que l'on remarque chez soi. Pour chaque situation, voici ce qu'en disent les publications. Ces signes n'appartiennent pas en propre à Giardia. Seul le vétérinaire, examen et analyses à l'appui, peut faire la part des choses.
Des selles molles, pâles, qui sentent fort
Une fiche d'école vétérinaire et les recommandations décrivent des selles pâles, très odorantes, parfois glaireuses ou grasses [1, 2]. Pour l'ABCD, comité d'experts européen sur les maladies du chat, la diarrhée vient le plus souvent de l'intestin grêle : selles liquides ou en bouillie, parfois avec du mucus ou un peu de sang [3, 4]. Il s'agit là d'avis d'experts ; deux séries de laboratoire ont compté les signes. La première, britannique, recevait des selles de chats malades : sur 37 chats porteurs de Giardia, la diarrhée était chronique chez 21, avec du sang frais chez 8 ; deux avaient maigri, aucun ne vomissait [5]. Ses auteurs n'ont pas trouvé de tableau propre à un protozoaire plutôt qu'à un autre [5]. À Moscou, chez 82 chats qui excrétaient des kystes, le laboratoire notait surtout des selles molles (31 chats), en bouillie (21) ou à l'odeur piquante ; 4 seulement avaient une vraie diarrhée [6]. La fièvre manque en général, et la numération sanguine comme les protéines du sang restent normales, d'après le conseil américain des parasites des animaux de compagnie (CAPC) [1]. Aucune publication n'a mesuré chez ces chats la vitamine B12, les folates ou l'albumine.
Une diarrhée qui va et vient
Une diarrhée qui va et vient s'explique en partie par le parasite lui-même : chez des chats infectés naturellement ou en laboratoire, les kystes apparaissaient puis disparaissaient des selles plusieurs fois en sept semaines d'observation [7, 8]. Au Mississippi, les chats porteurs de kystes avaient plus souvent des troubles digestifs durant depuis plus de deux semaines que des troubles récents [9]. L'épisode peut s'étendre sur des semaines, écrit l'ABCD [3, 4].
Autre cause d'une diarrhée qui s'éternise : l'intestin met du temps à se réparer, et les mêmes experts préviennent que la diarrhée peut continuer quelque temps après l'élimination du parasite [3, 4]. Si la diarrhée persiste malgré des analyses négatives, d'autres causes, détaillées plus bas, sont à chercher.
Un chaton qui ne grossit pas bien
Le jeune chat est le plus exposé. La plupart des formes cliniques surviennent avant l'âge d'un an, selon l'ABCD [4], et au Royaume-Uni, parmi des chats à troubles digestifs, 22 sur 251 étaient positifs avant six mois contre 47 sur 939 après [5]. Dans un laboratoire allemand, chez 1 206 chats de moins d'un an, les premiers kystes se voyaient dès la troisième semaine de vie, et le taux de positifs culminait à 66,7 % vers la onzième semaine [10]. Le retard de croissance est souvent redouté. Il n'a été mesuré qu'en infection provoquée. Des chatons inoculés en laboratoire prenaient moins de poids que des chatons vaccinés [11]. La croissance de chatons infectés naturellement n'a jamais été suivie. Une Ocicat de dix semaines vue pour « retard de croissance et diarrhée » portait à la fois Giardia et Tritrichomonas, un autre parasite [12].
Le chat peut-il en mourir ? Nous n'avons trouvé aucune mort attribuée à Giardia seul.
Sur 85 jeunes chats à diarrhée, 82 autopsiés et 3 biopsiés, le parasite se voyait dans l'intestin de 6, tous parmi les autopsiés, dont 2 atteints de typhus, la panleucopénie [13]. Une fiche d'école décrit une diarrhée qui guérit seule chez la plupart des chiens et chats en bonne santé [2]. Un chaton très jeune qui cesse de manger, vomit ou s'abat doit malgré tout être vu sans attendre. Cela vaut quel que soit le microbe en cause.
Un chat en pleine forme, mais un test positif
Le cas est fréquent : à Londrina, au Brésil, 203 chats sur 272 étaient positifs, tous sans diarrhée [14]. Dans une colonie fermée aux États-Unis, 8 chatons sur 18 excrétaient le parasite sans aucun signe [15]. Chez des chats infectés au laboratoire, la diarrhée restait « rare », légère et passagère [16, 17].
Les deux constats se combinent : en moyenne, les chats diarrhéiques sont plus souvent porteurs, 243 sur 1 212 contre 34 sur 635 chats sans diarrhée dans une compilation des études par PCR (20 % contre 5 %, notre calcul) [18] ; la méta-analyse de 2015, qui réunit d'autres études, l'estime à environ deux [19]. À l'entrée d'un refuge de Floride pourtant, la différence entre chats à diarrhée (20 %, soit 10 sur 50) et à selles normales (8 %, soit 4 sur 50, notre calcul) n'était pas significative [20]. Sur quatre modes de gestion de chats sans maître (refuges, sanctuaires, familles d'accueil, capture et stérilisation), 36 chats diarrhéiques sur 241 étaient positifs, contre 31 sur 241 à selles normales [21]. La recommandation européenne de l'ESCCAP, le conseil scientifique européen sur les parasites des animaux de compagnie, écrit depuis 2018 que chez le chat, Giardia rend presque toujours malade, puis « le plus souvent » dans son édition de 2025 [22, 23]. Les chiffres ci-dessus ne vont pas dans ce sens, et la fiche pratique du même organisme qualifie un test positif chez un animal sain de découverte en général passagère et sans portée [24]. Que faire d'un tel résultat ? La partie consacrée aux traitements y répond.
Un vieux chat positif
Le vieux chat positif est rare : dans un hôpital universitaire de Philadelphie, sur 1 566 chats examinés par flottation, aucun cas n'a été trouvé au-delà de 9 ans [25]. Aux États-Unis, sur les selles de 95 803 chats, 0,2 % des chats de 14 ans et plus étaient positifs par flottation, 1,0 % par recherche d'antigène, contre 4,8 % et 16,6 % entre 7 et 12 mois. Les auteurs de cette étude sont salariés du fabricant du test [26]. Chez un chat âgé qui a une diarrhée chronique et un test positif, d'autres causes se recherchent aussi : maladie inflammatoire de l'intestin, lymphome digestif, maladie d'un autre organe comme le rein ou la thyroïde [27, 28]. L'ABCD évoque des giardioses chroniques chez des chats immunodéprimés, sans citer d'étude [4]. Pour le FIV et la leucose, aucune étude ne montre de risque accru, mais une seule a cherché un lien, à Bangkok, avec neuf chats positifs à Giardia, et nous ne la connaissons que par son résumé [29].
Ce qu'est Giardia : un parasite microscopique, ni virus ni ver
Giardia est un protozoaire, c'est-à-dire un organisme fait d'une seule cellule, muni de flagelles qui le font nager [30, 31]. Il n'a rien d'un virus, et ce n'est pas non plus un ver : les vermifuges vendus pour le chat en France ne le citent pas dans leurs indications [32, 33], un angle mort qu'une thèse toulousaine avance pour expliquer la fréquence des chats positifs [34]. Il vit sous deux formes : le trophozoïte, la forme active, se multiplie dans l'intestin grêle, où il s'accroche à la paroi grâce à une sorte de ventouse [30, 31] ; chez un chat autopsié, on le trouvait dans la partie moyenne de l'intestin grêle [7]. Hors du corps, il meurt vite [35]. Le kyste, lui, est la forme de résistance : entouré d'une paroi épaisse, il ralentit sa vie au point de survivre longtemps dans le frais et l'humide [30, 31]. C'est lui qui sort dans les selles, et il est contagieux dès qu'il est émis [23, 1]. Avalé, chaque kyste libère dans l'intestin de quoi former quatre trophozoïtes [30, 31].
La forme active de Giardia, le trophozoïte, dans les selles d'une chatte de six mois qui avait une diarrhée chronique. Collée à la paroi de l'intestin, elle s'y multiplie, mais elle se dégrade vite dans une selle. Frottis coloré au Lugol, grossi 630 fois. Image : Zanzani et al., Case Reports in Veterinary Medicine, 2016, doi 10.1155/2016/5705168, licence CC BY ; volet a de la figure 1.Le kyste de Giardia, chez la même chatte : c'est la forme qui sort dans les selles et contamine. Sa paroi le protège : il tient des semaines dans un endroit frais et humide, et meurt vite au chaud et au sec. Même coloration, même grossissement. Image : Zanzani et al., Case Reports in Veterinary Medicine, 2016, doi 10.1155/2016/5705168, licence CC BY ; volet b de la figure 1.
Trois noms désignent le même parasite : Giardia duodenalis et G. intestinalis, employés à fréquence égale dans les publications scientifiques, et G. lamblia, surtout en médecine humaine, où l'on parle de « lambliase » [36, 30]. Sous ce nom unique se cache un ensemble de lignées que l'on ne distingue qu'au génotypage, appelées assemblages et notées de A à H. A et B infectent l'humain et de nombreux mammifères, C et D surtout le chien, F surtout le chat [37, 36]. Pour l'assemblage F, le nom de Giardia cati, donné en 1925, a été repris en 2009 puis en 2023, sans être adopté par toutes les équipes [38, 36, 30, 39].
Combien de kystes faut-il pour s'infecter ? Chez l'humain, 10 à 100 peuvent suffire [31, 35]. Personne ne l'a mesuré chez le chat. Les essais ont inoculé des quantités bien plus fortes [17]. Entre l'ingestion et l'apparition des premiers kystes dans les selles, il s'écoulait de 5 à 16 jours chez 7 chats infectés au laboratoire, 9,6 jours en moyenne [7], et 11 à 13 jours en infection naturelle [8]. Ce qui abîme l'intestin a surtout été étudié chez l'humain et le rongeur. La paroi devient plus perméable et digère moins bien certains sucres [30, 31]. Une seule étude féline a regardé l'intestin au microscope : chez des chatons infectés par un isolat d'oiseau, les microvillosités, ces minuscules replis qui absorbent les aliments, avaient raccourci [40]. L'immunité qui suit l'infection n'empêche pas d'être réinfecté, et les réinfections sont fréquentes, écrivait l'ESCCAP France en 2013 [41].
Une seule porte d'entrée : la bouche. Le chat avale des kystes venus des selles d'un autre animal, ou des siennes, sans hôte intermédiaire [23, 1]. Ces kystes passent par l'eau, la nourriture, le sol, les objets souillés [23, 1]. Le CAPC ajoute la toilette du chat, une hypothèse que personne n'a vérifiée : aucune étude n'a cherché des kystes sur le pelage d'un chat [1, 42].
Combien de chats le portent ?
Les chiffres varient énormément, d'abord selon la méthode d'analyse. Sur les mêmes selles de 95 803 chats américains, la flottation, l'examen au microscope le plus courant, trouvait 1,7 % de positifs, et la recherche d'antigène 6,5 % [26]. Une méta-analyse de 2015 chiffre cet effet : les tests par antigène ou par PCR donnent des taux 2,6 à 3,7 fois plus élevés que le microscope [19]. Avec cette réserve, trois méta-analyses donnent trois chiffres voisins : celle de 2025, sur 276 996 chats de 147 jeux de données, arrive à 8 % [43], celle de 2015 trouvait 12 % [19], et la compilation des seules études par PCR 14,5 %, soit 1 125 chats sur 7 740 [18], tandis que pour l'Europe, l'ESCCAP retient de 3 à 7 % chez le chien et le chat [23].
Le chiffre qui circule en France, « la moitié des chats », vient de deux thèses de l'école vétérinaire de Toulouse : 103 chats positifs sur 202 en 2006, 247 sur 498 en 2015-2017 [44, 34]. Ces chats étaient présentés à l'école, et une seule flottation, sans seconde méthode, a servi à les classer. Côté chien, une troisième thèse de la même école trouve un taux voisin [45]. D'autres chiffres français, plus anciens, que nous connaissons seulement par ces thèses : 3 chats sur 34 en région parisienne, 8 sur 80 chats diarrhéiques à Lyon [46, 47]. Une étude européenne aurait trouvé 15,3 % de positifs chez les chats testés en France, chiffre connu par une reproduction de son tableau, sans effectif [48, 49]. Aucune étude française n'a porté sur les chatteries, les refuges ou les chats libres. Aucun Giardia de chat n'a été génotypé en France.
Les chats les plus exposés
L'âge est le facteur le plus constant : passé six mois, un chat est environ deux fois moins souvent positif qu'un chaton, d'après la méta-analyse de 2015 [19, 10]. Vient ensuite la vie en groupe : dans la méta-analyse de 2025, 31 % des chats de chatterie étaient positifs, 11 % des chats de refuge et 8 % des chats de foyer [43], et au Danemark, 16 prélèvements sur 33 venus de chatteries à troubles digestifs l'étaient [50]. Les chats de race ressortent plus souvent positifs dans plusieurs études, sans qu'aucune race précise ait été désignée : vivre en chatterie et être de race vont souvent ensemble [51, 52]. Le sexe et la saison donnent des résultats contradictoires d'une étude à l'autre [53, 54]. Quant au FIV et à la leucose, nous l'avons dit, le lien a été trop peu cherché pour conclure [29]. Chiens et chats d'un même foyer peuvent-ils s'échanger le parasite ? Des chats porteurs d'assemblages de chien, et des chiens porteurs de l'assemblage F, ont été décrits [55, 56, 1]. La fréquence réelle de ces passages reste inconnue.
Un chat qui ne sort jamais
Il peut l'avoir, et souvent autant qu'un chat qui sort. À Toulouse, 55,3 % des chats d'intérieur strict étaient positifs contre 46,9 % des chats ayant accès à l'extérieur, une différence non significative [44] ; la thèse suivante trouvait 55,4 % contre 44,3 % [34]. En Jordanie, les chats d'intérieur étaient positifs à 32,3 %, ceux d'extérieur à 24,1 % [57], et la compilation des études par PCR ne trouve pas d'écart significatif, sur 67 chats seulement [18]. À Portland, les chats de propriétaire étaient même plus souvent positifs que les chats harets [58]. Comment le parasite entre-t-il ? L'explication la mieux documentée est la plus simple : le chat l'avait avant d'arriver, puisque l'infection commence dès la troisième semaine de vie [10]. L'excrétion intermittente peut ensuite passer inaperçue : chez des chats suivis sept semaines, les kystes sont devenus indétectables à plusieurs reprises [7]. Restent les autres animaux du foyer et les objets souillés, dont les chaussures et le paillasson, souvent accusés et jamais étudiés.
Le chaton est-il arrivé avec ?
C'est souvent probable : une méta-analyse mondiale trouve les chats de chatterie et de refuge plus souvent porteurs que ceux des foyers [43], et un chaton d'animalerie japonais sur dix l'était, chiffre que ses auteurs jugent difficile à comparer à ceux des chats de foyer [59]. En 1990, une thèse japonaise décrivait des chiots et chatons tombés malades quelques jours après leur achat chez un éleveur ou en animalerie, et dont toutes les mères excrétaient des kystes [60]. Les adultes du groupe, mère comprise, peuvent rester une source d'infection et la transmettre à leur descendance, écrit l'ESCCAP [23]. Rien ne montre de transmission pendant la gestation ou par le lait [10, 23]. Peut-on dater la contamination ? Un raisonnement le permet en partie, sans être une donnée publiée : puisqu'il faut au moins 5 jours entre l'ingestion et les premiers kystes [7], des kystes trouvés dans les tout premiers jours après l'arrivée signent une infection antérieure. Au-delà, le doute est permis.
La durée de la contagion
Un chat infecté excrète des kystes pendant des semaines, parfois des mois, et de façon intermittente [23]. En infection naturelle, des chats s'en débarrassaient en quatre à cinq semaines [8]. Après une infection provoquée à forte dose, 7 chats témoins sur 8 excrétaient encore au bout de 28 semaines [16]. Personne n'a suivi des chats infectés naturellement et laissés sans traitement, si bien que la durée « habituelle » reste inconnue. Comme le kyste survit dans l'environnement et que la réinfection est fréquente, la contagion du chat et celle de la maison se pensent ensemble.
C'est possible, c'est rare, et c'est mal mesuré. Voici sur quoi repose cette réponse.
L'assemblage F, propre au chat, n'a été trouvé que chez une quinzaine de personnes dans le monde, d'après les synthèses publiées ; parmi elles, trois enfants slovaques vivant dans des conditions d'hygiène précaires [61, 36, 62]. Le chat porte pourtant parfois des assemblages A ou B, les mêmes que l'humain. Sur 477 isolats de chats génotypés dans le monde, environ 43 % étaient F, 33 % A et 12 % B [43], et une autre compilation donne des proportions voisines [18]. La répartition change beaucoup d'un pays à l'autre, et un résultat obtenu sur un seul gène peut classer « humain » un parasite qu'un autre gène classe « félin » [61]. Ce qui compte, c'est le passage réel d'un chat à son humain. Aucune étude de foyer ne l'a montré. À Berlin, en Espagne et à Téhéran, des équipes ont analysé chats, chiens et propriétaires des mêmes foyers sans jamais trouver le même parasite chez un chat et chez son humain [63, 64, 65]. Une revue de 2025 conclut que les données génétiques ne soutiennent pas, dans la plupart des études, une transmission dans le foyer de l'animal vers l'humain [43]. Un cas récent, que ses auteurs jugent rare et bien étayé, concerne le passage de Giardia de rennes sauvages de Norvège à un humain, en 2026 [66].
Les études qui cherchent d'où viennent les giardioses humaines incriminent d'abord les voyages, l'eau non traitée, la baignade et les jeunes enfants en couches [67] ; en Allemagne, ni les animaux ni la baignade ne ressortaient [68]. Une seule, britannique, ancienne et petite, trouvait un risque nettement accru chez les propriétaires d'animaux : 33 malades comparés à 112 témoins, en 1994 [69]. Aux Pays-Bas, chez des enfants de crèche, l'assemblage A était associé aux crèches qui avaient des chats et un bac à sable intérieur [70]. Les autorités sanitaires jugent le risque faible : « semble mineur », écrit l'Anses en 2021 [35], et les autorités américaines estiment improbable d'attraper Giardia par un chien ou un chat [71].
Les enfants de moins de cinq ans sont les plus touchés par la giardiose humaine en Europe, quelle qu'en soit la source [72], et selon l'Anses, le parasite infecte environ 2 % des adultes et 6 à 8 % des enfants des pays développés [35]. Les personnes immunodéprimées font partie des personnes à protéger que citent les recommandations [23, 4]. Quand des membres de la famille et leur animal ont tous une giardiose, l'ESCCAP conseille de consulter son médecin [23], et le CAPC rappelle, de son côté, qu'une infection simultanée de l'animal et des personnes ne prouve pas une transmission de l'un à l'autre [1].
Les sociétés vétérinaires ne disent pas exactement la même chose. Leurs positions ont bougé en sens contraires. L'ESCCAP est passée de « zoonoses majeures » en 2013 à « très rare » en 2025 [41, 23]. L'ABCD, qui écrivait en 2015 que la giardiose du chat n'était pas considérée comme une zoonose, ajoute depuis juin 2017 que des types de Giardia trouvés chez l'humain sont fréquents chez le chat [73, 74]. Pour les recommandations des régions tropicales, le chat ne joue pas de rôle dans la transmission [75]. Le geste qui met tout le monde d'accord est le lavage des mains après la litière, et la prudence avec les jeunes enfants et les personnes fragiles. Quand la question se pose vraiment, une PCR avec génotypage peut dire si le Giardia du chat est d'un type transmissible à l'humain [23, 76].
Faut-il une analyse, laquelle, et que veut dire son résultat ? Aucune méthode n'est parfaite, mais les limites de chacune sont connues et se compensent en partie quand on les associe.
Ce que cherche chaque test
Le vétérinaire dispose de plusieurs examens, qui ne cherchent pas la même chose [1, 76].
L'examen direct cherche au microscope les trophozoïtes vivants, dans une selle toute fraîche, émise de préférence depuis moins d'une demi-heure et jamais mise au réfrigérateur [1, 77]. Il est bon marché, peu sensible, et montre aussi d'autres parasites, Tritrichomonas compris [3, 4].
La flottation fait remonter les kystes à la surface d'un liquide dense. Les experts recommandent le sulfate de zinc et la centrifugation, car d'autres liquides déforment les kystes [3, 1]. Selon l'étude et le liquide employé, elle a retrouvé de 39 % à 92,5 % des chats positifs [78, 79] ; sans centrifugeuse, une flottation simple ne retrouvait que 56,4 % des échantillons de chiens et chats positifs en centrifugation [80].
La recherche d'antigène détecte dans la selle une protéine du parasite, en laboratoire ou par un test rapide fait en clinique. Contre la méthode de référence, sa sensibilité allait de 78 % à 92,5 % chez le chat [81, 79]. Tous les tests ne sont pas validés chez le chat. Un test conçu pour l'humain est resté négatif même sur des échantillons connus positifs [82, 83].
L'immunofluorescence, où les kystes s'illuminent sous un anticorps marqué, sert de référence dans les études, sans être parfaite, et ne se fait pas en clinique [79, 3].
La PCR recherche l'ADN du parasite. Elle est parmi les plus sensibles, juste derrière l'immunofluorescence dans une étude espagnole, mais elle ne dit pas si ce qu'elle trouve est vivant [84, 76].
L'immunofluorescence directe, examen de référence des laboratoires sans être infaillible : des anticorps marqués font briller en vert les kystes de Giardia (flèche horizontale) et, plus petits, les oocystes de Cryptosporidium, un autre parasite de l'intestin (flèche verticale). Selle de chien ou de chat analysée par un laboratoire vétérinaire de Madrid ; l'article ne précise pas l'espèce. Image : Barrera et al., Parasites & Vectors, 2025, doi 10.1186/s13071-025-07168-1, licence CC BY 4.0.
Associer deux méthodes rattrape une partie des manques. Flottation et antigène réunis trouvaient 39 chats positifs sur 40, contre 37 pour chaque test seul [79].
Pourquoi une analyse avant de traiter
Traiter « pour voir » sans analyse est une pratique ancienne. L'ABCD la décrivait en 2013 sans la condamner [3]. Depuis juin 2017, elle écrit qu'il faut l'éviter, pour ne pas bouleverser la flore intestinale avec un antibiotique et parce que les co-infections fréquentes appellent un traitement adapté aux résultats [74, 4]. Le CAPC recommande de tester tout chat qui a la diarrhée, en continu ou par épisodes [1]. Un essai sans test peut aussi tromper. Un chaton « guéri » par un traitement de giardiose portait aussi Tritrichomonas[12].
Ce que vaut un résultat négatif
Une selle négative n'exclut pas Giardia : le parasite sort par vagues, et les kystes peuvent manquer le jour du prélèvement [7]. Un tout petit nombre de kystes échappe aux tests [84, 80]. Le liquide de flottation, une selle trop vieille, un test humain, un traitement déjà donné peuvent aussi fausser le résultat [3, 85]. « Un résultat coproscopique négatif ne permet pas d'exclure une infection », écrit l'adaptation suisse de l'ESCCAP [86].
À l'inverse, une diarrhée qui continue malgré des analyses négatives répétées a peut-être une autre cause. Tritrichomonas, par exemple, ne se voit pas à la flottation [23, 87].
Ce que dit un résultat positif
Positif, un test dit que le parasite, son antigène ou son ADN se trouvaient dans la selle. Il ne dit pas que Giardia cause la diarrhée. On le trouve souvent chez des chats sains, et souvent avec d'autres agents chez des chats malades [3, 4]. « Aucune règle générale » ne permet de décider d'un traitement à partir d'un test positif, résume l'ESCCAP [22, 23]. Il existe aussi de faux positifs : des levures confondues avec des kystes au microscope [1, 77].
Plusieurs selles, et pourquoi
Les recommandations demandent depuis 2011 des selles de plusieurs jours, trois en général sur trois à cinq jours, parce que le parasite sort de façon irrégulière [88, 23, 4]. Cette règle vient de l'humain, dans les années 1980, puis du chien [89, 90]. Pour la valider chez le chat, on ne dispose que d'une étude sur sept chats positifs : aucun n'avait été vu sur la première selle, deux l'étaient après la deuxième, et tous les sept après la troisième [89]. Mélanger les selles de trois jours en un seul échantillon, comme le propose le guide européen de diagnostic de 2022, reste à évaluer chez le chat [76].
Le contrôle après le traitement
Une analyse de contrôle s'impose-t-elle, et quand ? Les textes ne s'accordent ni sur le délai ni sur la nécessité. Le CAPC propose une flottation 24 à 48 heures après la fin du traitement [1]. L'ESCCAP demande, depuis mars 2025, un contrôle au plus tard trois jours après, avant qu'une nouvelle contamination ait eu le temps de donner des kystes, pour distinguer un parasite resté en place d'une réinfection [23, 24]. Sa fiche française dit encore « dans les 5 jours » en 2026 [91], la fiche suisse cinq à sept jours [92], et l'ABCD ne recommande aucun contrôle [4]. Ces délais ne reposent sur aucune étude. Le test choisi compte aussi : antigène et PCR pourraient rester positifs un temps après le traitement, selon le CAPC, qui déconseille de s'en servir pour juger d'un échec ou d'une réinfection [1]. Cette mise en garde se répète depuis plus de dix ans, sans étude publiée qui en mesure la durée [2, 93]. Au-delà de ce contrôle, aucune recommandation ne conseille de refaire des analyses chez un chat redevenu normal, et le CAPC précise que des cures répétées ne sont pas indiquées chez le chat sans signe [23, 1].
Les nouveaux examens : PCR et lecture par intelligence artificielle
La PCR est entrée dans la liste des tests du CAPC en septembre 2022 [94], et l'ABCD la dit utilisée en routine depuis mai 2024 [95]. En février 2025, le CAPC a ajouté la lecture des flottations assistée par intelligence artificielle [96]. Comparée à la lecture d'un expert sur les mêmes lames, celle-ci trouvait 75,8 % des échantillons positifs à Giardia, et 95,2 % si l'on écartait ceux qui portaient très peu de kystes, dans une étude financée par le fabricant [80]. Ces outils trouvent davantage de porteurs ; une PCR peut aussi dire si le parasite est d'un type transmissible à l'humain [94, 97]. Aucune étude féline n'a montré qu'un tel panel change la décision ou la guérison du chat.
Les tests vendus en ligne
Aucune évaluation publiée des tests vendus aux propriétaires n'a pu être trouvée. On sait seulement que tous les tests rapides ne sont pas validés chez le chat, qu'un test humain a échoué même sur des échantillons connus positifs, et qu'un résultat négatif n'exclut rien [82, 76]. Un positif chez un chat qui va bien ne dit pas non plus qu'il faut traiter.
Le but affiché des recommandations a changé de nature : il s'agit de faire disparaître les signes, plus que d'éliminer le parasite à tout prix [22, 23]. Le choix d'un médicament, sa dose et sa durée reviennent au vétérinaire qui voit le chat. Cet article n'en donne aucune.
Faut-il traiter un chat qui va bien ?
En règle générale, non. C'est l'un des changements les plus nets de ces dernières années. Dès 2018, le guide européen de l'ESCCAP le disait, prudemment, en demandant une évaluation du risque [22]. Depuis avril 2020, sa fiche européenne écrit qu'un traitement n'est pas conseillé chez un animal sans signe [24], et en juin 2020, l'ABCD a déconseillé de traiter les chats positifs sans signe, à cause du risque de résistances, chez les bactéries comme chez le parasite [98]. Les exceptions varient d'un texte à l'autre : une collectivité où des chats sont malades, un élevage engagé dans un programme de lutte, de jeunes enfants ou une personne immunodéprimée au foyer [23, 4]. L'édition 2025 de l'ESCCAP ajoute la découverte d'un type de Giardia potentiellement transmissible à l'humain [23], et le CAPC en fait depuis août 2026 un critère : traiter le chat sans signe qui porte un tel type, et ne pas forcément traiter les autres [1]. Deux textes disent encore l'inverse : les recommandations des régions tropicales, qui traitent tous les chats du foyer [99], et la fiche suisse de 2024, qui se contredit d'un paragraphe à l'autre [92].
Ce que gagne un chat porteur sans signe à être traité, ou ce qu'y gagnent les humains et les autres animaux du foyer, n'a jamais été mesuré.
La seule substance autorisée chez le chat en France
L'Index des médicaments vétérinaires autorisés en France ne compte qu'une substance dont l'autorisation cite Giardia : le métronidazole [33]. Dix spécialités en comprimés, pour chiens et chats, portent l'indication « infections gastro-intestinales dues à Giardia spp. et Clostridium spp. » (« Clostridia spp. » dans huit d'entre elles), la plus ancienne depuis le 15 octobre 2015, les autres depuis 2019 et 2021 [100, 101, 102]. Antibiotique autant qu'antiparasitaire, le métronidazole est rangé par l'Agence européenne du médicament dans la catégorie « Prudence » des antibiotiques, la moins à risque, celle des molécules à employer en première intention mais sans excès [103]. L'ESCCAP, dans son guide de mars 2025, le place pourtant en seconde ligne, pour les cas où le fenbendazole, un antiparasitaire, ne suffit pas, afin de limiter l'antibiorésistance [23]. Sa fiche européenne le reculait déjà depuis 2020, en raison de son effet possible sur le système nerveux [24]. La fiche française de l'ESCCAP, mise à jour en mars 2026, le garde au contraire en premier, parce qu'il est le seul autorisé en France [91]. La WSAVA, l'association mondiale des vétérinaires des animaux de compagnie, l'inscrit dans sa liste de 2023 des médicaments essentiels pour les infections intestinales à protozoaires [104]. Les deux positions sont datées, et elles coexistent.
Que vaut-il chez le chat ? Les études sont petites : deux séries sans groupe témoin, en 1987 et 2004, ont vu disparaître les kystes chez 7 chats sur 7, puis 26 sur 26, ces derniers infectés au laboratoire par un isolat humain [105, 106]. Le seul essai avec un groupe placebo, publié en 2026, sur 12 chats par groupe sans tirage au sort décrit, trouvait 7 chats négatifs sur 12 deux semaines après le métronidazole, contre 4 sur 12 sous placebo [107]. Le CAPC cite des efficacités « aussi basses que 50 à 60 % » [1].
Les autres molécules, et le cadre de la « cascade »
Quand aucun médicament vétérinaire n'est autorisé pour une espèce et une indication, la réglementation européenne ouvre une dérogation, la « cascade » [108]. Le vétérinaire peut alors, à titre exceptionnel et sous sa responsabilité, recourir à un médicament prévu pour une autre espèce ou une autre indication, puis à un médicament humain.
Le fenbendazole n'a, en France, aucune spécialité pour le chat. Celui du chien, le Panacur, est autorisé contre des vers, pas contre Giardia[109, 33]. Son emploi chez le chat relève donc de la décision du vétérinaire. La seule étude de tolérance chez le chat, sur 21 chats sains, n'a vu aucun effet indésirable [110]. Son efficacité féline repose sur deux petites séries : 4 chats négativés sur 8 en présence d'un autre parasite, Cryptosporidium, et 11 sur 16 dans un refuge norvégien [111, 112]. Le Stomorgyl, qui associe un antibiotique au métronidazole, est autorisé pour les affections de la bouche et des dents, et son indication ne cite pas Giardia[113]. Quant au nitazoxanide, il est interdit chez tous les animaux dans l'Union européenne depuis le 9 février 2023, même par la cascade, parce qu'il est réservé à l'humain [114, 115] ; chez le chien, deux essais l'ont évalué, et nous n'avons trouvé qu'un cas félin, en Indonésie en 2024 [116, 117, 118]. Le ronidazole n'a aucune autorisation en France et a provoqué des troubles nerveux chez quatre chats [33, 119], tandis que l'albendazole a abîmé la moelle osseuse d'un chat traité pour giardiose, et le CAPC le dit dangereux chez le chat [120, 1]. La paromomycine a entraîné une insuffisance rénale chez quatre chats, dont trois sont devenus sourds [121].
D'autres pistes restent au stade de l'essai. Le secnidazole, un médicament humain, a donné 7 chats sur 7 négatifs dans une étude brésilienne de 2011 et pas mieux qu'un placebo dans l'essai de 2026 [122, 107]. L'oméprazole, un médicament qui réduit l'acidité de l'estomac, a été testé dans ce même essai de 2026, dont les tests statistiques d'ensemble ne sont pas significatifs [107]. Un médicament humain, enfin, ne se donne jamais sans le vétérinaire : certains de ceux qui agissent sur Giardia chez l'humain sont dangereux pour le chat [120, 121].
Effets indésirables, et la personne qui donne le comprimé
Le métronidazole peut toucher le système nerveux. Dans la littérature indexée, trois chats en ont souffert, tous après des traitements prolongés ou une dose augmentée, et deux se sont rétablis en quelques jours après l'arrêt [123, 124]. Les notices officielles rangent les troubles nerveux, les vomissements, l'atteinte du foie et la baisse de certains globules blancs parmi les effets « très rares » ou de fréquence indéterminée, plus probables au-delà des doses et durées prévues [100, 102]. Elles contre-indiquent le médicament en cas de maladie du foie et ne le recommandent ni pendant la gestation ni pendant l'allaitement [100]. Chez trois chats, il a abîmé l'ADN de certains globules blancs, de façon réversible après l'arrêt [125]. Il peut aussi interagir avec certains médicaments, dont un anticoagulant [100].
La personne qui donne le comprimé est concernée. Les notices décrivent le métronidazole comme génotoxique et possiblement nocif pour le fœtus, et demandent de porter des gants imperméables ; l'une d'elles demande aussi de ne pas se laisser lécher par l'animal juste après la prise, et deux appellent les femmes enceintes à la prudence [100, 126, 102]. Votre chat recrache le comprimé ? Les comprimés vétérinaires sont aromatisés et sécables [100]. Une forme du métronidazole, le benzoate, serait mieux acceptée par les chats d'après une équipe américaine, mais elle n'a aucune autorisation vétérinaire en France [106, 33]. Aucune étude n'a porté sur la prise de ce traitement par le chat ; en collectivité, un comprimé refusé figure parmi les causes d'échec évoquées [112].
Les autres animaux de la maison
Faut-il traiter tous les chats ? Les textes divergent : l'adaptation suisse du guide ESCCAP, en 2013 et 2015, voulait traiter tous les animaux, qu'ils aient des signes ou non [127, 86]. Depuis 2018, l'ESCCAP déconseille en règle générale de traiter un chat positif sans signe, sauf évaluation du risque, et conseille le traitement dans les collectivités à risque, chenils, chatteries et élevages [22, 23]. Pour l'ABCD, il peut être plus efficace de traiter tous les animaux d'une collectivité où des chats sont malades [4], et le CAPC écrit que les autres animaux de la même espèce « peuvent aussi être traités » [1]. Aucune comparaison de ces stratégies n'existe chez le chat ; du côté du chien, les protocoles qui réussissent traitent tous les animaux et changent ou désinfectent les lieux [128, 129].
Vaccin, probiotiques, alimentation
Aucun vaccin. Un vaccin a été vendu aux États-Unis vers 2000, jamais en Europe ; donné à des chats déjà infectés, il ne les débarrassait pas du parasite [130, 16]. Il n'était plus disponible en 2010 [131]. La WSAVA ne recommande pas le vaccin Giardia du chien et n'en parle pas pour le chat, et le CAPC a retiré son paragraphe en août 2026 [104, 1]. En France, aucun vaccin contre Giardia n'est autorisé [33].
Les probiotiques attendent encore une évaluation contre Giardia chez le chat : les essais félins jugent la diarrhée, et le parasite n'y est recherché qu'au passage, sans effet montré [132, 133]. Un probiotique courant n'a rien changé à l'excrétion des kystes chez le chien, alors qu'une souche de lactobacille l'a réduite dans un essai sur 40 chiots, dont 20 traités, dans une étude française de 2025 [134, 135]. Aucune recommandation n'en parle pour le chat dans ses pages sur Giardia ; seul le CAPC les évoque, pour le chien [23, 4, 1]. Qu'un vétérinaire les déconseille ou les propose, aucune étude féline ne tranche.
Moins de glucides ? Réduire les glucides de la ration et privilégier des protéines très digestibles, au cas par cas, pour aider à la guérison : c'est ce que suggère la fiche pratique européenne depuis avril 2020, puis le guide depuis mars 2025 [24, 23]. L'adaptation suisse la rapportait déjà comme un ouï-dire en 2013 et en 2015 (« il est rapporté ») [127, 86]. Pas un de ces textes ne cite d'étude, et nous n'en avons trouvé aucune chez le chat ou le chien. Le changement d'alimentation se décide avec le vétérinaire.
Pourquoi ça revient : échecs, rechutes, réinfections
« Trois traitements et toujours positif » : derrière cette plainte, les publications distinguent trois situations, qu'il est souvent impossible de séparer chez un chat donné.
Une nouvelle contamination
Le chat se réinfecte à partir des kystes restés dans la maison, sur son pelage peut-être, ou par un autre animal porteur. « La réinfection peut survenir immédiatement après le traitement », prévient l'ESCCAP, et la pression de l'environnement contaminé compromet souvent un succès durable [22, 23]. Les études canines le montrent, sans chiffre pour le chat. Traités sans changer de cage ni être lavés, tous les chiens d'un essai excrétaient de nouveau des kystes trois semaines plus tard ; baignés et installés dans des cages propres, ils restaient presque tous négatifs [136]. En France, dans quatre élevages de chiens, ceux dont les boxes étaient désinfectés n'ont pas vu revenir le parasite, contrairement aux élevages à l'hygiène médiocre [129].
Un parasite qui n'a pas été éliminé
Dans un refuge norvégien, 5 chats sur 16 n'ont pas guéri après le premier traitement, sans que l'équipe sache pourquoi : comprimé refusé, réinfection ou autre cause [112]. Chez 8 chats qui portaient aussi Cryptosporidium, 4 seulement ont été débarrassés de Giardia, et c'étaient ceux qui avaient aussi éliminé l'autre parasite [111]. C'est la seule cause d'échec étudiée chez le chat. Le moment du contrôle aide à trancher. Comme il faut plusieurs jours entre une contamination et l'apparition des kystes, des kystes retrouvés juste après la fin du traitement signent plutôt un échec qu'une réinfection, d'où le contrôle rapproché que demande l'ESCCAP depuis 2025 [23, 137]. Plus tard, impossible de savoir, reconnaissent les auteurs d'une étude féline [106]. Une partie des chats guérit aussi sans traitement. Dans l'essai de 2026, 4 chats sur 12 du groupe placebo étaient négatifs au bout de deux semaines [107]. Les taux de réussite publiés vont de la moitié des chats à tous, selon la population, le test et la date du contrôle, et ne se comparent pas entre eux [107, 106].
Une autre cause de diarrhée
La diarrhée peut survivre au parasite, le temps que l'intestin se répare [3, 4]. Elle peut aussi venir d'autre chose : Tritrichomonas, Cryptosporidium, un virus, une maladie inflammatoire de l'intestin, que détaille la partie « Ce qui va souvent avec » [4, 27]. Une colonie d'Abyssins avait été traitée longtemps « contre Giardia » : le vrai coupable était Tritrichomonas, trouvé par PCR chez 5 chats sur 6 [138].
Et la résistance ?
Chez l'humain, elle est probable : à Londres, l'échec des médicaments de la famille du métronidazole est passé de 15,1 % des patients en 2008 à 40,2 % en 2013, surtout après un séjour en Inde [139]. Sous fenbendazole, une étude française de 2022 n'a obtenu de réussite que chez 8 chiens sur 23, et ses auteurs soupçonnent une résistance [137] ; en Belgique, en 2026, ce traitement n'a fait baisser l'excrétion que temporairement dans des groupes de chiens adultes [140]. Côté chat, rien : aucun test de sensibilité, aucune comparaison du parasite avant et après traitement n'a été publiée [112, 107]. Ce qui fait revenir le parasite chez le chien, une étude française de 2025 l'éclaire : sur 82 chiens traités, 27 ont rechuté dans les six mois, et, selon les auteurs, vivre avec d'autres chiens pesait plus lourd que le type de logement, en analyse simple seulement [141]. Pareille étude n'existe pas chez le chat. Être porteur « à vie » n'a pas été étudié chez lui non plus : aucune cohorte de chats suivis sans traitement n'a été trouvée.
S'en débarrasser à la maison : nettoyage et désinfection
La littérature répond moins bien qu'on ne l'espère à cette seconde inquiétude : les essais de désinfectants viennent presque tous du traitement de l'eau potable, avec des kystes d'origine humaine ou de souris, pas de chat [142, 143]. Aucun n'a porté sur une surface de maison souillée de selles de chat. Ce qui suit décrit ces essais et ce qu'écrivent les recommandations ; la fiche de chaque produit, et le vétérinaire, font foi pour son emploi.
La survie des kystes
Au frais et à l'humide, longtemps. Dans l'eau d'un lac du Minnesota en hiver, des kystes restaient vivants huit à douze semaines [144], et au laboratoire, à 4 °C, ils restaient infectieux environ 11 semaines dans l'eau et 7 dans la terre [145]. Au chaud, la survie s'effondre : à 25 °C, l'infectiosité disparaissait en deux semaines [145], et sur une feuille de laitue laissée à l'air, la moitié des kystes mouraient en un jour [146]. Le gel les tue, en particulier les alternances de gel et de dégel dans le sol [145, 147]. Dans l'eau du robinet, ils ne survivaient pas deux semaines [144]. Tous ces chiffres viennent de kystes de souris ou d'origine humaine.
L'ordre des gestes
Les recommandations s'accordent sur une séquence : on ramasse les selles chaque jour, on nettoie pour retirer la matière, on laisse sécher complètement, et seulement ensuite on désinfecte si l'on veut [23, 1]. Sans nettoyage préalable, la désinfection perd son efficacité, rappelle l'ESCCAP [23]. La fiche européenne de l'ESCCAP conseille depuis 2020 de laisser sécher les locaux 48 heures avant d'y faire revenir les animaux [24, 91]. Le séchage, souvent négligé, fait partie du traitement de la maison, car le kyste supporte mal le sec [23, 60].
La Javel, ce qu'elle fait et ne fait pas
Elle marche, mais pas toujours. Dans une eau tiède et claire, le chlore tuait tous les kystes ; à froid, à faible dose, il échouait [142, 148], et Giardia compte parmi les organismes qui résistent le mieux au chlore, tout en restant bien moins coriace que Cryptosporidium[143, 149]. Aucun essai ne l'a mesurée sur une surface souillée de selles de chat. En 1985, dans une chatterie de Persans, une désinfection des cages à la Javel accompagnait le traitement qui a fait disparaître le parasite, sans mesure des kystes [150]. L'ABCD la juge relativement sûre autour des chats, pour les sols, le linge, les gamelles et les bacs à litière [151].
Une règle de sécurité ne souffre aucune exception. Ne jamais mélanger la Javel avec de l'ammoniaque ou un acide, vinaigre compris, car le mélange dégage des gaz toxiques [152].
Les produits à éviter autour d'un chat
Les ammoniums quaternaires, présents dans beaucoup de nettoyants « antibactériens », ont la réputation de tuer les kystes de Giardia. Elle repose sur une étude vétérinaire de 1988 que nous n'avons pas pu lire et sur un essai de 1991 conçu pour valider un colorant, pas pour mesurer une efficacité [153]. Leur toxicité pour le chat, en revanche, est documentée : sur 245 chats exposés au chlorure de benzalkonium, plus de la moitié bavaient, 40 % avaient la langue ulcérée, et 3 sont morts [154]. À quatre mois, un chaton a été gravement brûlé à la bouche et à la peau par un produit anti-moisissures [155]. L'ABCD ne les recommande pas autour des chats, tout en laissant une porte ouverte « peut-être » en cas de giardiose, une contradiction que nous signalons [151].
Le chat élimine mal les phénols, faute d'une enzyme du foie [156, 157]. L'ABCD déconseille donc autour de lui les désinfectants phénoliques et les huiles essentielles, girofle et arbre à thé compris [151]. Les désinfectants nommés, ammoniums quaternaires compris, ont disparu des textes de la recommandation européenne en mars 2025, qui rappelle qu'aucun désinfectant n'est homologué contre les kystes sur les surfaces [23, 24]. Sa version française nomme pourtant encore l'eau de Javel et les ammoniums quaternaires, et l'ABCD ces derniers [91, 4].
Sur l'étiquette d'un produit de marque, c'est la famille chimique qui renseigne. Aucune publication n'évalue ces produits par leur nom, et leur formule change.
La chaleur, la vapeur et le linge
La chaleur tue les kystes : en eau, vers 70 °C, l'inactivation était acceptable dans un essai américain [158], et l'eau chauffée au soleil jusqu'à 56 °C détruisait 99,9 % des parasites dans un autre [159]. Dans une thèse japonaise de 1990, une eau à 65 °C tuait presque tous les kystes de chiens et de chats, quand deux désinfectants en laissaient survivre une bonne part [60]. L'ESCCAP cite le nettoyage à l'eau chaude sous pression, au-dessus de 65 °C, pour les surfaces [23].
Et la vapeur ? Son effet sur des kystes reste à mesurer ; la chaleur qu'elle apporte va dans le bon sens, à condition d'atteindre la surface et de sécher ensuite : une surface laissée humide favorise la survie des kystes [23, 160].
Pour le linge, la fiche de l'ESCCAP conseille depuis 2020 de laver la literie à 60 °C ou plus [24, 91], et l'adaptation allemande de 2017 parle de couvertures et coussins lavés au-delà de 65 °C [161]. L'ABCD retient 60 °C en machine pour le linge et la vaisselle, une consigne générale qui ne vise pas Giardia en particulier [151]. Aucun essai n'a mesuré le lavage des textiles contre ce parasite. Le vinaigre, parfois ajouté au linge, n'inactivait les kystes qu'en partie quand il était dilué, et jamais complètement à froid [162].
La litière, les gamelles, le jardin
L'ESCCAP conseille de nettoyer chaque jour gamelles et bacs à litière à l'eau bouillante, puis de les sécher avant de les remplir [23], et les selles se jettent dans un sac bien fermé, avec les ordures ménagères, jamais au compost [23]. Pelouses, terre et cours se décontaminent difficilement [23, 1]. Dans des chenils de lévriers, les sols d'herbe ou de sable allaient avec des infestations qui se renouvelaient [163].
Faut-il baigner le chat ?
L'idée part d'une hypothèse : des kystes collés au pelage, réavalés à la toilette. Chez le chien, la seule étude de pelages n'a pas trouvé de kystes, et le pelage du chat n'a pas été examiné [42]. Le bain, en fin ou en cours de traitement, associé à un changement de cage, réduisait les rechutes du chien, sans que sa part propre soit connue [136, 128]. Rien de tel pour le chat : l'ESCCAP parle de shampouiner les chiens « et peut-être les chats » [23]. Le CAPC conseillait le bain du chat, encore dans sa version de février 2025, et l'a retiré de sa page en août 2026 [96, 1]. Nettoyer la région de l'anus des animaux malades : la fiche européenne de l'ESCCAP s'en tient là [24]. Quant à la chlorhexidine des shampooings, aucune donnée ne montre qu'elle tue un kyste : son rôle serait de décoller les souillures [23, 164].
Ce qui va souvent avec : Tritrichomonas et les autres
Trouver plusieurs agents chez un chat qui a la diarrhée est la règle plus que l'exception. Au Royaume-Uni, sur 1 088 chats diarrhéiques analysés par PCR, Giardia était présent chez 20,6 %, Tritrichomonas foetus chez 18,8 %, Cryptosporidium chez 24,4 %, et 62,5 % des chats portaient au moins deux agents [51]. À l'inverse, un microbe présent chez presque tous les chats, comme une bactérie retrouvée dans 100 selles sur 104 d'un panel australien, n'explique rien [165]. Plus un panel cherche d'agents, plus il en trouve. Un positif ne désigne pas forcément le coupable.
Tritrichomonas foetus est un autre parasite à flagelles, qui atteint surtout le gros intestin et touche volontiers les jeunes chats de race élevés en chatterie [87, 166]. Il va souvent avec Giardia : chez des chats positifs à Tritrichomonas, Giardia était présent chez 10 sur 36 en Allemagne et 7 sur 13 en Australie [166, 167]. Dans l'étude allemande, la co-infection n'aggravait pas la diarrhée [166]. En 2013, une équipe lui a proposé le nom de Tritrichomonas blagburni, que tout le monde n'a pas adopté ; la recommandation européenne est revenue en 2025 à T. foetus[168, 23].
Les deux parasites se confondent : au microscope, leurs formes mobiles ont à peu près la même taille [23], et Tritrichomonas est souvent pris pour Giardia[169, 170]. La flottation ne voit pas Tritrichomonas, la recherche d'antigène confirme Giardia, et la PCR est la méthode préférée pour Tritrichomonas[23, 87]. Les traiter ne revient pas au même : le médicament employé contre Tritrichomonas, le ronidazole, n'est pas autorisé en France et a provoqué des troubles nerveux chez des chats [33, 119].
D'autres agents se rencontrent chez le chat qui a la diarrhée. Les coccidies, Cystoisospora, étaient présentes chez 33,9 % de 118 jeunes chats diarrhéiques en Italie [171]. Cryptosporidium se trouve plus souvent chez les chats qui excrètent aussi Giardia[172, 50]. Le coronavirus était le seul agent significativement plus fréquent chez les chats à diarrhée que chez les autres, à l'entrée d'un refuge de Floride [20], et le virus du typhus figure aussi dans les panels [51].
Une équipe israélienne a trouvé Giardia chez quatre des neuf chats testés d'une série atteinte d'une remontée de la troisième paupière, ce voile blanc au coin interne de l'œil, avec ou sans diarrhée [173, 174]. Cette piste vient d'une seule équipe, sans groupe témoin : rien ne prouve que le parasite en soit la cause.
Chez le chat adulte ou âgé à diarrhée chronique, la liste s'allonge : maladie inflammatoire chronique de l'intestin, intolérance alimentaire, lymphome digestif, maladie du rein ou de la thyroïde, sans qu'aucune étude ait mesuré la place de Giardia dans ces maladies chroniques [27, 28].
Les collectivités sont le terrain de prédilection du parasite. En Catalogne, sur 934 chats de 27 collectivités, Giardia était le premier parasite intestinal, chez 22,2 % des chats ; 27,4 % dans les refuges réservés aux chats, 16,7 % dans les chatteries d'élevage, 10,1 % dans les colonies libres [175]. Dans des chatteries japonaises, 64 chats sur 342 étaient positifs [176]. Cinq mois de suivi dans un refuge de l'État de New York : 49 chats sur 302 l'ont été au moins une fois [177]. Beaucoup de ces chats ont des selles normales.
À l'arrivée. Depuis sa première édition de 2011, l'ESCCAP demande d'analyser les selles des chatons qui arrivent dans un foyer où vivent d'autres animaux, et de tout animal qui entre dans un élevage [88, 23]. Elle prévoit aussi de mettre en quarantaine les chats diarrhéiques et les porteurs. L'ABCD propose ce test pendant la quarantaine des chats qui entrent dans une collectivité [4]. Ce que rapporte ce dépistage chez le chat n'a pas été mesuré.
Traiter le groupe ? Pour les chenils, chatteries et élevages à risque, l'ESCCAP conseille le traitement depuis 2018 [22, 23]. Sa fiche pratique en fait une exception admise dans le cadre d'un programme global de lutte en élevage ou en chenil, et sa version française demande alors de traiter tous les animaux positifs [24, 91]. L'ABCD juge qu'il peut être plus efficace de traiter tous les animaux d'une collectivité où des chats sont malades [4]. Les foyers publiés en collectivité ont été maîtrisés par le traitement de tous les chats et une hygiène stricte : 14 Persans en 1985 [150], 16 chats d'un refuge associatif norvégien en 2016, dont cinq ont eu besoin d'un second traitement [112]. Dans ce dernier foyer, les bactéries des selles étaient devenues plus résistantes aux antibiotiques après le traitement antiparasitaire, un signal que les auteurs demandent de lire avec prudence [112].
Ni traitement systématique, ni cure préventive. Un traitement préventif répété contre Giardia n'a pas été évalué chez le chat, et pour le métronidazole, antibiotique autant qu'antiparasitaire, le règlement européen interdit l'usage systématique des antimicrobiens et leur emploi pour compenser de mauvaises conditions d'hygiène ou d'élevage [108]. Quant aux vermifuges vendus pour le chat en France, leurs indications ne citent pas Giardia[32, 34].
Les gestes qui comptent. Chez le chien, les élevages et chenils qui s'en sont sortis ont traité les animaux et changé ou désinfecté les box ; le séchage n'est décrit que dans le protocole d'une colonie universitaire [128, 129]. Dans le seul essai contrôlé de ce type, mené dans un chenil suisse, tous les chiens sont pourtant redevenus positifs dans les deux mois [164]. Surpopulation et humidité favorisent la survie et la transmission du parasite en chatterie, selon une revue ancienne [160]. Des surfaces lisses, faciles à laver et gardées sèches sont recommandées [23].
Vendre, céder, adopter. Aucun critère publié ne fixe quand un chat guéri d'une giardiose peut partir. La giardiose ne figure pas dans la liste des maladies que le Code rural répute vices rédhibitoires chez le chat, qui n'en compte que quatre, toutes virales [178] ; pour toute question juridique, un juriste est le bon interlocuteur.
Pour une famille d'accueil, les mêmes principes valent à petite échelle : isoler le nouveau venu le temps des analyses, une litière et des gamelles à lui, ramasser chaque jour, se laver les mains après chaque soin. Notez, pour chaque chat, la date d'arrivée, celle des premiers signes et les résultats d'analyse datés : c'est ce relevé qui permet au vétérinaire de distinguer un chat arrivé infecté d'une contamination sur place.
En quinze ans, un médicament a été autorisé en France, un vaccin a disparu, et le chat porteur sans signe n'est plus traité d'office. Voici les étapes, datées.
1925. Un Giardia du chat est décrit, sous deux noms, Giardia cati et Giardia felis[1, 39].
1984. Des infections naturelles et provoquées chez le chat montrent une excrétion irrégulière et un délai de 5 à 16 jours avant les premiers kystes [7, 8] ; les kystes disparaissent chez quelques chats traités au métronidazole ou à la furazolidone [7].
1985. Premier foyer de chatterie indexé dans PubMed : 14 Persans, maîtrisé par le traitement de tous les chats et la désinfection des cages [150]. Au laboratoire, en 1985 et 1986, des chats s'infectent mal ou pas du tout avec des isolats humains [179, 180].
1988. Une équipe australienne titre que les humains et les chats portent des formes génétiquement identiques de Giardia[181, 182].
1990. Une thèse japonaise décrit des chatons malades quelques jours après leur achat, nés de mères excrétrices, et des kystes de chat tués par l'eau très chaude et le séchage [60].
Vers 2000. Un vaccin est vendu aux États-Unis, jamais en Europe [130, 3].
2003. Une analyse génétique de Giardia de mammifères retrouve sept groupes, les assemblages A à G [183]. Donné à des chats déjà infectés, le vaccin ne les guérit pas [16].
2004. Chez 26 chats de laboratoire, le métronidazole fait disparaître les kystes ; ses auteurs ne peuvent dire s'il a éliminé le parasite ou seulement freiné sa sortie [106].
2005. L'association américaine des praticiens félins (AAFP) ne connaît aucun cas humain documenté venu d'un chat [184].
2009. Le CAPC juge la transmission de l'animal à l'humain « rare, si elle existe » [185, 2]. Des chercheurs proposent de rendre au Giardia du chat un nom d'espèce, G. cati[38, 36, 30].
2010. Le vaccin n'est plus disponible, note la WSAVA [131, 3].
2011. En janvier, la première fiche de l'Anses écrit que le risque pour l'humain « semble mineur » et le rôle des animaux de compagnie « pas éclairci » [186]. En août, la première édition du guide de l'ESCCAP demande trois selles sur plusieurs jours et note que le métronidazole n'a pas d'autorisation vétérinaire [187, 88].
2013. L'ESCCAP France écrit qu'aucun médicament vétérinaire n'est autorisé en France contre la giardiose du chien ou du chat [41]. L'ABCD publie sa première recommandation féline [3]. En Suisse, on conseille de traiter tous les animaux et l'on « rapporte » l'intérêt d'une ration pauvre en glucides [127]. Pour Tritrichomonas, le nom de T. blagburni est proposé [168].
15 octobre 2015. C'est la date de la plus ancienne autorisation vétérinaire française encore en vigueur qui cite Giardia chez le chat, pour un médicament au métronidazole [100, 188]. Cette année-là, l'ABCD écrit que la giardiose du chat n'est pas considérée comme une zoonose [73, 189], et une méta-analyse montre que la méthode d'analyse multiplie les taux de positifs [19].
2016. Un foyer de refuge associatif norvégien est maîtrisé par le traitement et une hygiène stricte, avec des bactéries plus résistantes après le traitement [112, 74].
2017. En janvier, l'adaptation allemande de l'ESCCAP renonce à traiter en général le porteur sans signe [77]. En juin, l'ABCD demande d'éviter le traitement sans analyse et signale que des types humains de Giardia sont fréquents chez le chat [74]. Le CAPC ouvre une page propre au chat [190].
2018. La deuxième édition du guide de l'ESCCAP précise que le test des chatons à leur arrivée, demandé depuis 2011, se fait par recherche d'antigène, et réserve le traitement des porteurs aux situations à risque [22]. Les recommandations félines des régions tropicales (TroCCAP) conseillent au contraire de traiter tous les chats du foyer [99].
2019. Deux nouveaux médicaments félins au métronidazole sont autorisés en France [101, 191]. Pour l'AAFP, Giardia ne compte pas parmi les agents de zoonose significatifs [192].
2020. En avril, la fiche européenne de l'ESCCAP déconseille de traiter l'animal sans signe, met le fenbendazole en premier, le métronidazole en recours, et conseille de laver la literie à 60 °C [24]. En juin, sa version française garde le métronidazole en tête, seul autorisé en France [91], et l'ABCD déconseille de traiter les chats positifs sans signe [98, 193]. En juillet, l'Anses nomme les animaux de compagnie parmi les sources possibles [35].
2021. Deux autres médicaments félins au métronidazole, en deux dosages chacun, sont autorisés en France [126, 102], et l'agence française du médicament vétérinaire documente la toxicité nerveuse du métronidazole chez le chien [188].
2022. Le 28 janvier, le nouveau règlement européen du médicament vétérinaire s'applique, avec son cadre de la « cascade » [108]. En septembre, la PCR entre dans les tests du CAPC [94]. Une étude française ne trouve de succès du fenbendazole que chez 8 chiens sur 23 [137].
2023. Le 9 février, l'interdiction du nitazoxanide chez tous les animaux prend effet dans l'Union [114]. En octobre, la WSAVA déclare ne pas recommander le vaccin Giardia chez le chien et inscrit le métronidazole parmi ses médicaments essentiels [104]. Une révision des noms propose à nouveau G. cati pour l'assemblage F [39].
2024. En mai, l'ABCD présente la PCR comme un examen de routine, juge la recherche d'antigène plus sensible que le microscope, et cite le nitazoxanide, interdit chez l'animal depuis quinze mois [95]. En septembre, sa fiche écrit que traiter un chat sain n'est pas recommandé [194].
2025. En février, le CAPC ajoute la lecture des flottations assistée par intelligence artificielle [96]. En mars, la troisième édition du guide de l'ESCCAP place le métronidazole en seconde intention, retient le type zoonotique comme raison de traiter, conseille de réduire les glucides, rapproche le contrôle et retire les désinfectants nommés [23, 24]. À l'échelle mondiale, une méta-analyse estime à 8 % la part de chats porteurs [43]. Six mois après le traitement, une étude française chiffre les rechutes du chien [141]. En septembre, l'Agence européenne du médicament révise son classement des antibiotiques [103].
2026. Mise à jour en mars, la fiche française de l'ESCCAP ne reprend pas les changements européens de 2025 [91, 24]. Un essai félin avec groupe placebo, le seul trouvé, compare oméprazole, métronidazole et secnidazole [107]. En Norvège, des rennes sauvages sont jugés la source la plus plausible d'une infection humaine par Giardia[66]. Le 3 août, le CAPC retire le vaccin et le bain du chat de sa page, et fait du type de Giardia un critère de traitement [1, 96]. Depuis le 8 août, une liste européenne d'antimicrobiens interdits ou restreints hors autorisation s'applique, sans toucher le métronidazole [115].
Le 21 octobre 2026, nous avons interrogé les registres officiels des médicaments vétérinaires de l'Union européenne, du Royaume-Uni, des Pays-Bas, de l'Espagne, de l'Irlande, de la Belgique, de la Suède, des États-Unis, du Canada, de l'Australie, de la Nouvelle-Zélande, du Japon et du Brésil [195, 196, 197, 198, 199, 200, 201, 202, 203, 204, 205, 206, 207]. Cette rubrique décrit ce qui existe ailleurs. Elle ne conseille jamais d'aller y chercher un produit : ce qu'un autre pays autorise ne l'est pas pour autant en France, et seul le vétérinaire du chat décide d'un traitement, dans le cadre que la loi lui donne.
Dans le reste de l'Europe, le même médicament. Seule substance dont une autorisation vétérinaire cite Giardia chez le chat, le métronidazole se présente sous les mêmes comprimés dans presque toute l'Union, au Royaume-Uni et en Suède [195, 208, 201]. Aux Pays-Bas, un métronidazole pour chiens et chats vise les « protozoaires » depuis 1997 [209].
Ailleurs, rien de trouvé pour le chat. Aux États-Unis et au Japon, aucun médicament n'est autorisé contre Giardia chez le chat ; au Canada, en Australie et en Nouvelle-Zélande, aucun n'a été trouvé, sans que l'indication de chaque métronidazole vétérinaire ait pu y être lue [202, 206, 203, 204, 205]. Le CAPC le dit en toutes lettres et ajoute que le métronidazole, employé hors autorisation, est le plus utilisé [1]. Sur ce point, la France et l'Europe sont mieux pourvues.
Le fenbendazole, autorisé pour le chat… contre les vers. Des comprimés, pâtes ou granulés de fenbendazole ont le chat pour espèce cible dans 26 territoires de la base européenne, Islande, Norvège et Irlande du Nord comprises [195]. Aucune notice lue ne cite pourtant Giardia pour lui : au Royaume-Uni, aux Pays-Bas, en Irlande et en Belgique, l'indication Giardia ne vise que le chien [210, 211, 199, 200]. Une notice espagnole cite la giardiose sans préciser l'espèce [212]. La France n'a aucune spécialité de fenbendazole pour le chat, et celle du chien n'y vise pas Giardia[109, 33]. La phrase des recommandations européennes selon laquelle ce produit est autorisé contre Giardia dans la plupart des pays d'Europe vaut donc pour le chien, et pas en France.
Pour le chien, une suspension buvable. Une suspension de métronidazole est autorisée contre Giardia chez le chien dans l'Union depuis 2018, France comprise, au Japon depuis le 24 novembre 2022 et aux États-Unis depuis le 11 octobre 2023 [213, 206, 214]. Aucune forme liquide n'est autorisée pour le chat.
Une même boîte, des indications différentes. L'association fébantel-pyrantel-praziquantel revendique Giardia chez le chien en Espagne, pas au Royaume-Uni, aux Pays-Bas, aux États-Unis, au Japon ni en France [212, 215, 206, 216]. Aucune association contenant du fébantel n'est autorisée chez le chat dans les registres lus. Une indication relève d'une décision d'autorité, pas de la seule molécule.
Ce qui est interdit ici. Le nitazoxanide n'a eu d'autorisation vétérinaire qu'aux États-Unis, pour le cheval, retirée ensuite, et il est interdit chez tous les animaux dans l'Union [215, 114]. Le secnidazole, testé chez le chat au Brésil, n'a d'autorisation vétérinaire dans aucun registre lu [195, 202]. Le ronidazole et ses cousins ne sont autorisés, là où ils le sont, ni pour le chat ni pour le chien : surtout pour les pigeons et autres oiseaux [195, 197, 204].
Le vaccin, un souvenir. Enregistré un temps en Australie, il y est archivé ; aux États-Unis, la liste officielle de juillet 2026 ne compte plus aucun vaccin fini contre Giardia[204, 217].
Des pratiques qui diffèrent. Au Royaume-Uni, dans une enquête où quatre répondants sur cinq étaient britanniques, les vétérinaires réservaient le plus souvent le métronidazole aux chats et chiens restés malades après le fenbendazole : 19 prescriptions sur 36 pour giardiose [218]. Aux États-Unis, 54 % des vétérinaires interrogés en 2021 disaient préférer donner les deux molécules en même temps, chez le chien, sans essai qui ait comparé cette pratique [219]. Sous les tropiques, départements et régions d'outre-mer français compris, le TroCCAP conseille de traiter tous les chats du foyer en même temps [99, 220]. Son tableau des traitements inscrit la quinacrine et la furazolidone, que les recommandations européennes et américaines ne proposent pas. En Suisse, une fiche de 2024 dit le fenbendazole autorisé chez le chat, ainsi qu'un médicament au métronidazole (Metrovis) ; nous n'avons pas pu le vérifier dans le registre suisse [92].
Idées reçues, et ce que disent les études
Nous les avons relevées dans des fils de discussion entre propriétaires et éleveurs, mais aucune réponse n'en vient : chacune s'appuie sur des études ou des recommandations publiées.
« C'est un virus. »
Il s'agit d'un parasite fait d'une seule cellule, un protozoaire [30, 31]. La confusion se comprend : parmi les diarrhées contagieuses du chaton, celles dont on parle le plus, typhus et coronavirus, sont dues à des virus [51, 20].
« Un chat d'intérieur ne peut pas l'avoir. »
Contredit par trois études, dont deux françaises, où les chats d'intérieur strict étaient aussi souvent positifs, voire davantage, que ceux qui sortaient, et par une compilation où l'écart n'est pas significatif [44, 34, 57, 18]. Le chat a pu l'attraper avant son adoption, dès ses premières semaines [10].
« La moitié des chats sont porteurs. »
Ce chiffre ne vient que de deux thèses toulousaines, avec une seule flottation, chez des chats présentés à l'école vétérinaire [44, 34]. Les méta-analyses donnent 8 et 12 % [43, 19], et l'ESCCAP retient 3 à 7 % en Europe [23].
« C'est héréditaire. »
Aucune transmission pendant la gestation ou par le lait n'a été décrite. La mère, comme les autres adultes du groupe, peut en revanche contaminer ses chatons par ses selles [23].
« Hors du chat, il ne survit pas plus de 24 heures. »
Vrai pour le trophozoïte, qui meurt vite hors de l'intestin [35]. Faux pour le kyste, qui tient des semaines au frais et à l'humide [144, 145], même s'il meurt bien plus vite à température ambiante [146].
« L'eau de Javel ne sert à rien, elle fait même proliférer le parasite. »
Hors de l'animal, le kyste ne se multiplie pas : il survit ou il meurt [30, 31]. Le chlore le tue dans une eau tiède et propre, échoue à froid et à faible dose, et reste sans mesure sur une surface souillée [142, 148]. Ni « elle ne marche pas » ni « elle tue tout » ne tiennent sans ces conditions.
« La vapeur le fait proliférer. »
Les kystes meurent à la chaleur, dans l'eau dès 56 à 70 °C selon les essais [159, 158]. L'effet de la vapeur elle-même n'a pas été mesuré, et rien n'indique qu'elle les multiplie. Le séchage qui suit compte [23].
« Une analyse négative prouve qu'il n'en a pas. »
Une selle isolée peut manquer le parasite, qui sort par vagues. Chez sept chats positifs, aucun n'avait été repéré sur la première selle [89], et les experts suisses l'écrivent en clair [86].
« Le Panacur pour chien convient au chat. »
En France, aucun fenbendazole n'est autorisé pour le chat. Celui du chien vise des vers, pas Giardia[109, 33]. L'employer chez le chat est une décision du vétérinaire [108]. Bien toléré dans la seule étude chez 21 chats sains, il n'a été évalué contre Giardia que sur deux petites séries [110, 111, 112]. Les présentations pour chevaux ou bovins n'ont pas été étudiées chez le chat.
« Le métronidazole est un poison pour le chat. »
Ses effets sur le système nerveux sont réels mais rares : trois chats publiés, tous après des traitements prolongés ou une dose augmentée [123, 124], et des effets classés « très rares » par les notices [100]. Les notices demandent de notifier tout effet indésirable ; la conduite à tenir devant un signe inhabituel revient au vétérinaire [100].
« Le parasite est devenu résistant, le Panacur ne marche plus. »
Une résistance est soupçonnée chez le chien en France depuis 2022 [137] ; chez l'humain, les échecs de la famille du métronidazole augmentent, et les médecins de Londres y voient une résistance probable [139], mais elle n'a pas été cherchée chez le chat, où les échecs étudiés tiennent à une co-infection ou à une collectivité [111, 112].
« Les vaccins l'ont provoqué. »
Aucune publication ne relie une vaccination du chat à une giardiose. Les dates se croisent pourtant : la série de vaccins du chaton commence vers six à huit semaines [131], quand le parasite apparaît dès la troisième semaine de vie et culmine vers la onzième [10]. La question est légitime, et la coïncidence d'âge pourrait suffire à l'expliquer.
« C'est le stress qui l'a déclenché. »
Le sujet n'a pas été étudié. L'ESCCAP range le stress, le sevrage et le changement de foyer parmi les facteurs favorisants, sans citer d'étude [23], et l'arrivée dans un nouveau foyer tombe souvent pendant les jours qui séparent une contamination antérieure des premiers kystes [7].
« L'extrait de pépins de pamplemousse est un antibiotique naturel. »
Aucune étude ne l'a testé contre Giardia. Des analyses menées aux États-Unis, en Allemagne, en Autriche et au Japon ont trouvé dans ces produits du commerce des désinfectants de synthèse, dont un ammonium quaternaire, et c'est à eux que revient leur activité [221, 222, 223, 224]. Le chat est sensible à cette famille de produits [154]. Chez une patiente sous anticoagulant, un tel extrait a été suivi d'un dérèglement de la coagulation [225].
« L'ail, les huiles essentielles ou l'argile en viennent à bout. »
Aucun de ces remèdes n'a été essayé chez un chat infecté par Giardia. L'ail agit sur le parasite en laboratoire et chez le rongeur [226, 227], mais l'oignon, de la même famille, détruit les globules rouges du chat, et l'ail ceux du chien [228, 229]. Les huiles essentielles ont intoxiqué de nombreux chats, dans les séries des centres antipoison [230, 231]. Une argile calme parfois la diarrhée, chez le chien, sans toucher le parasite, et une chatte qui mangeait sa litière d'argile a fait une anémie sévère [232, 233].
« Il faut supprimer les céréales et passer au cru. »
L'ESCCAP conseille de réduire les glucides dans sa fiche depuis 2020, puis dans son guide depuis 2025, au cas par cas, sans citer d'étude [24, 23]. Les rations sans céréales n'ont pas été étudiées contre Giardia, et aucune donnée ne relie ce parasite à la viande crue chez le chat [23]. Le cru a d'autres risques documentés, salmonelles ou grippe aviaire chez des chats américains en 2024 [234, 235].
« L'humain ne peut pas l'attraper » ou « on l'attrape facilement ».
Les deux sont faux : la transmission est possible et rare, et aucune étude de foyer n'a trouvé le même parasite chez un chat et chez son humain [63, 64]. L'Anses juge le risque « mineur » [35].
« Ça ne guérit jamais. »
Selon les études, les kystes disparaissent à court terme chez la moitié des chats traités, voire chez tous [107, 106]. Le parasite revient souvent en collectivité, mais les élevages qui traitent tous les animaux et changent les lieux s'en sortent [128, 150]. L'idée inverse, « ça part tout seul en quelques jours », ne tient pas mieux.
« L'éleveur doit rembourser, c'est un vice caché. »
La liste des vices rédhibitoires du chat, dans le Code rural, ne compte que quatre maladies virales, et la giardiose n'y est pas [178]. Savoir qui « savait » est impossible à établir par le délai d'apparition des kystes, sauf dans les tout premiers jours après l'arrivée [7]. Pour le reste, la question relève d'un juriste.
« Un bon vermifuge suffit. »
Un vermifuge vendu pour le chat en France vise les vers : ses indications ne citent pas Giardia[32, 34]. Le fenbendazole, vermifuge du chien que les recommandations européennes placent en premier, n'a pas de forme féline en France [109, 23].
À retenir
Parasite microscopique, ni virus ni ver, Giardia forme des kystes qui résistent dans le frais et l'humide et survivent mal au chaud et au sec.
Beaucoup de chats le portent sans signe. Un test positif chez un chat qui a la diarrhée ne prouve pas que le parasite en soit la cause.
Chatons et chats vivant à plusieurs sont les plus touchés. Un chat d'intérieur n'est pas à l'abri.
Négative, une analyse n'exclut rien ; examiner plusieurs selles, parfois par deux méthodes, réduit ce risque.
En France, seul le métronidazole est autorisé contre Giardia chez le chat ; le choix du traitement revient au vétérinaire.
Les recommandations européennes déconseillent en général, depuis 2018 pour la plus ancienne, de traiter un chat positif qui va bien.
Ramasser, nettoyer, sécher : la maison se traite en même temps que le chat. Jamais de Javel mélangée à l'ammoniaque ou à un acide comme le vinaigre. Ammoniums quaternaires, phénols et huiles essentielles : l'ABCD les déconseille autour du chat.
Le risque pour l'humain est jugé faible. Tous les textes s'accordent sur le lavage des mains après la litière, avec une attention particulière pour les jeunes enfants et les personnes fragiles.
Questions fréquentes
Qu'est-ce qui a changé ces dernières années sur la giardiose du chat ?
Beaucoup, surtout depuis 2020. En août 2026, la principale recommandation américaine a retiré de sa page le vaccin et le bain du chat, et fait désormais dépendre le traitement d'un chat sans signe du type de parasite trouvé ; la même année est paru le seul essai félin contre placebo que nous ayons trouvé, modeste. En mars 2025, le guide européen a rejoint sa fiche pratique de 2020 en mettant le métronidazole au second rang, cette fois pour ménager les antibiotiques, et en conseillant moins de glucides ; il a aussi rapproché l'analyse de contrôle et cessé de nommer des désinfectants. La lecture des lames par intelligence artificielle est entrée en février 2025 dans les tests américains, où la PCR figurait depuis septembre 2022 ; le comité européen sur les maladies du chat dit cette dernière de routine depuis mai 2024. L'interdiction du nitazoxanide chez tout animal de l'Union date, elle, du 9 février 2023. Ne pas traiter, en règle générale, un chat porteur qui va bien : le guide européen l'écrit depuis 2018, sa fiche et ce comité depuis 2020. Plus tôt, le 15 octobre 2015, la France autorisait le métronidazole contre ce parasite chez le chat, autorisation la plus ancienne encore en vigueur.
Qu'est-ce que Giardia, et est-ce grave pour mon chat ?
C'est un organisme d'une seule cellule, qui vit dans l'intestin grêle et sort dans les selles sous forme de kystes. Il peut donner une diarrhée qui dure ou revient, surtout chez le jeune chat. Chez l'adulte, il passe souvent inaperçu. Aucune mort de chat imputée à ce seul parasite n'a été trouvée dans les publications, mais un chaton qui ne mange plus ou s'affaiblit se montre vite au vétérinaire.
Mon chat a encore la diarrhée après le traitement : pourquoi ?
Trois raisons se mêlent souvent : le chat s'est recontaminé dans la maison, le parasite n'a pas été éliminé, ou autre chose entretient la diarrhée, un autre parasite ou un intestin encore abîmé. L'analyse faite juste après la fin du traitement aide à faire la différence. Aucune façon de faire n'a été comparée à une autre chez le chat ; les foyers publiés qui s'en sont sortis, surtout canins, ont traité les animaux tout en assainissant les lieux.
Mon chat est positif mais n'a pas de diarrhée : faut-il le soigner ?
En règle générale non : le guide européen le déconseille depuis 2018, sa fiche pratique et le comité européen sur les maladies du chat depuis 2020, la première y voyant une découverte en général passagère, le second un risque de résistances. Ces textes prévoient des exceptions : chatterie où des chats sont malades, enfant en bas âge ou personne immunodéprimée à la maison, type de parasite potentiellement transmissible à l'humain. C'est une décision à prendre avec le vétérinaire.
Le métronidazole reste-t-il le traitement de la giardiose du chat ?
En France, c'est la seule substance vétérinaire qui ait cette indication chez le chat, et sa plus ancienne autorisation encore en vigueur date du 15 octobre 2015. Mais le texte européen de mars 2025 préfère commencer par un autre antiparasitaire et garder le métronidazole en recours, pour ménager les antibiotiques ; la fiche française du même organisme garde l'ordre inverse. Ces deux lectures coexistent, et le vétérinaire tranche selon le chat.
Peut-on donner à un chat le Panacur « pour chien » ?
Pas de vous-même. En France, ce produit n'a ni le chat comme espèce visée ni Giardia comme indication : seul un vétérinaire peut décider de l'employer, dans le cadre dérogatoire prévu par la loi. Chez le chat, il a été bien supporté dans une étude de tolérance, et son efficacité contre ce parasite n'a été mesurée que sur une vingtaine de chats au total.
Le nitazoxanide, dont on parle sur Internet, peut-il soigner mon chat ?
Non, pas en Europe. Depuis le 9 février 2023, ce médicament réservé à l'humain ne peut plus être utilisé chez aucun animal de l'Union, même par dérogation. Seuls deux essais, canins, ont été publiés, et nous n'avons trouvé qu'un cas félin, en Indonésie en 2024.
Existe-t-il un vaccin contre Giardia pour les chats ?
Non. Un vaccin vendu aux États-Unis vers 2000, jamais en Europe, n'était plus disponible en 2010. Il ne guérissait pas les chats déjà infectés. En 2023, la WSAVA a écrit ne pas recommander le vaccin Giardia du chien, sans rien en dire pour le chat, et le conseil américain a retiré son paragraphe sur la vaccination en août 2026.
Le métronidazole est-il dangereux pour mon chat, et pour moi qui donne le comprimé ?
Pour le chat, des troubles nerveux sont possibles mais rares, décrits surtout après des traitements longs ; le foie malade, la gestation et l'allaitement font partie des situations où les notices le déconseillent. Pour vous, les notices demandent des gants, la molécule étant génotoxique et peut-être nocive pour le fœtus ; l'une d'elles ajoute de ne pas vous laisser lécher juste après la prise, et deux invitent les femmes enceintes à la prudence. Signalez au vétérinaire toute démarche hésitante ou tout comportement inhabituel du chat.
Pas forcément : le parasite ne sort pas tous les jours, il peut être en trop petit nombre, et chaque méthode a ses angles morts. C'est pourquoi on examine des selles de plusieurs jours, et parfois par deux méthodes.
Pourquoi le vétérinaire veut-il une analyse avant de traiter ?
Parce que traiter à l'aveugle peut déséquilibrer la flore intestinale et passer à côté d'un autre parasite qui demande un autre traitement. Le comité européen sur les maladies du chat demande d'éviter cette pratique depuis juin 2017. En 2013, il la décrivait sans la critiquer. Les recommandations américaines vont dans le même sens pour tout chat qui a la diarrhée.
Faut-il refaire une analyse après le traitement, et quand ?
Les références ne disent pas la même chose. Les Américains proposent 24 à 48 heures après la fin du traitement, le guide européen au plus tard trois jours depuis mars 2025, la fiche française dans les cinq jours, et le comité européen sur les maladies du chat aucun contrôle. L'idée d'un contrôle rapproché est de vérifier le traitement avant qu'une éventuelle recontamination ait eu le temps de se voir. Le choix du test compte aussi, certains pouvant rester positifs un moment après le traitement.
Qu'apportent les nouveaux tests, PCR ou analyse par intelligence artificielle ?
La PCR figure parmi les tests du conseil américain depuis 2022, et le comité européen sur les maladies du chat la dit courante depuis 2024 ; la lecture des lames assistée par ordinateur est admise outre-Atlantique depuis février 2025. Ils repèrent davantage de chats porteurs, et la PCR peut dire si le parasite appartient à un type transmissible à l'humain. Ils ne disent pas, à eux seuls, si Giardia est responsable des troubles.
Mon chaton est arrivé avec : était-il déjà infecté ?
C'est probable : dans la synthèse mondiale de 2025, les porteurs sont plus nombreux en chatterie et en refuge que dans les foyers, un chaton d'animalerie japonais sur dix l'était, et une mère porteuse peut contaminer sa portée par ses selles. Des kystes trouvés dès les tout premiers jours après l'arrivée indiquent une contamination antérieure. Plus tard, le délai d'apparition des kystes ne permet plus de dater. Le passage par le placenta ou le lait, lui, n'a pas été décrit.
Mon chat ne sort jamais : comment l'a-t-il attrapé ?
L'hypothèse la mieux étayée est qu'il le portait déjà en arrivant. La contamination peut commencer dès les premières semaines de vie. Plusieurs études, dont deux françaises, trouvent les chats d'appartement aussi souvent positifs que les autres. Un autre animal de la maison ou un objet souillé peuvent aussi jouer, chaussures comprises, dont le rôle n'a pas été mesuré.
Tant qu'il émet des kystes, ce qui peut durer de quelques semaines à plusieurs mois, avec des pauses trompeuses. Les kystes survivant dans un milieu frais et humide, la maison reste une source possible après la guérison du chat. Personne n'a mesuré cette durée chez des chats non traités vivant chez leurs propriétaires.
Puis-je attraper Giardia par mon chat, et mes enfants ?
C'est possible mais rare, et jamais démontré dans un foyer : les études qui ont analysé chats et propriétaires d'une même maison n'ont jamais retrouvé le même parasite chez les deux. Les jeunes enfants sont les plus touchés par la giardiose humaine, quelle qu'en soit l'origine, et les enquêtes sur ses causes pointent d'abord les voyages, l'eau non traitée, la baignade et le contact avec des enfants en couches. Lavez-vous les mains après la litière, et parlez-en à votre médecin si un membre de la famille a lui aussi des troubles digestifs.
Oui, sous conditions, d'après des essais menés dans l'eau. Tiède et claire, le chlore venait à bout des kystes, alors qu'à froid et peu dosé il échouait. Sur une surface souillée de selles de chat, son effet reste à mesurer. Toute désinfection perd de son efficacité sans nettoyage préalable. Elle ne se mélange jamais à l'ammoniaque ni à un acide comme le vinaigre.
Quels produits éviter pour nettoyer quand on a un chat ?
Avant tout les ammoniums quaternaires : présents dans beaucoup de nettoyants dits antibactériens, ils ont ulcéré la langue de nombreux chats exposés dans une série britannique, dont trois sont morts, alors que leur effet sur les kystes reste mal établi. Phénols et huiles essentielles sont aussi déconseillés autour du chat, qui les élimine mal. Sur l'étiquette, c'est la famille chimique qui renseigne, et la fiche européenne demande 48 heures de séchage avant de rendre l'accès aux animaux.
Rien ne prouve qu'un bain l'aide à guérir. L'idée vient du chien ; le pelage du chat, lui, n'a pas été examiné. Depuis août 2026, la principale recommandation américaine ne le propose plus pour le chat. Seul geste retenu par la fiche européenne : la toilette de la région anale des animaux malades.
Les avis divergent : certains textes traitent tout le foyer, d'autres seulement les chats malades, d'autres encore les collectivités à risque. Ces façons de faire n'ont pas été comparées chez le chat. Côté chien, les réussites publiées associent le traitement de tous les animaux à l'assainissement des lieux.
Ce sont deux parasites à flagelles, de taille voisine. Ils sont souvent présents ensemble chez de jeunes chats de race. Tritrichomonas touche surtout le gros intestin, échappe à la flottation et se recherche de préférence par PCR, tandis que Giardia se confirme par la recherche d'antigène. Leurs traitements diffèrent, d'où l'intérêt d'un diagnostic précis.
Faut-il changer son alimentation pendant une giardiose ?
Une ration moins riche en glucides, avec des protéines très digestibles : la fiche pratique européenne le conseille depuis 2020, le guide européen depuis mars 2025, au cas par cas. Aucun des deux textes ne cite d'étude. Nous n'en avons trouvé aucune chez le chat. Tout changement de ration se discute avec le vétérinaire.
On ne sait pas : pas un seul n'a été évalué contre ce parasite chez le chat ; chez le chien, une souche de lactobacille a réduit le nombre de kystes chez des chiots, alors qu'un autre produit courant n'a rien changé. Côté recommandations, seule la page américaine les mentionne, et pour le chien seulement.
Les remèdes naturels peuvent-ils remplacer le traitement ?
Aucun n'a été testé chez un chat infecté. Plusieurs sont même risqués : l'oignon, de la même famille, s'attaque à ses globules rouges, l'ail fait de même chez le chien, les huiles essentielles ont intoxiqué de nombreux chats, et des extraits de pépins de pamplemousse vendus dans le commerce contenaient un désinfectant de synthèse d'une famille qu'il supporte mal. Mieux vaut en parler au vétérinaire que de les essayer.
Soigne-t-on la giardiose du chat autrement à l'étranger ?
Dans presque toute l'Europe, le chat a droit au même médicament autorisé qu'en France. Le Japon et les États-Unis n'en autorisent aucun pour lui, le conseil américain disant le métronidazole employé hors autorisation ; au Canada, en Australie et en Nouvelle-Zélande, nous n'en avons trouvé aucun, sans avoir pu lire l'indication de chaque produit. Le fenbendazole, souvent placé en premier par les recommandations, ne vise Giardia que chez le chien dans les notices lues qui précisent l'espèce, et les recommandations des régions tropicales préfèrent traiter tous les chats du foyer. Un produit autorisé ailleurs ne l'est pas pour autant ici.
Giardiose féline : parasite, épidémiologie, zoonose, diagnostic, traitement et maîtrise, état des preuves
Revue de littérature à l'usage des vétérinaires : Giardia duodenalis chez le chat domestique, des assemblages à la maîtrise en collectivité, avec les autorisations en France et à l'étranger. À jour au 22 octobre 2026. Rédaction VetoDossier.
Cet article constitue une synthèse documentaire critique de la littérature scientifique vétérinaire disponible à la date de sa rédaction.
Les données présentées proviennent de publications scientifiques identifiées et référencées. Leur analyse tient compte des limites méthodologiques, des divergences entre études et des restrictions d'accès à certaines publications.
Ce document ne constitue ni une recommandation clinique officielle, ni une ligne directrice thérapeutique, ni une publication ayant fait l'objet d'une évaluation par les pairs. Il n'a pas bénéficié d'une validation clinique indépendante par un vétérinaire.
Les informations sont présentées à des fins scientifiques et documentaires. Leur application à une situation clinique relève de l'appréciation du vétérinaire responsable de l'animal.
Résumé structuré
Contexte.Giardia duodenalis, flagellé de l'intestin grêle, réunit au moins huit assemblages génétiques, dont F, associé au chat, et A, partagé avec l'humain [37, 30]. Faute d'hôte intermédiaire, la transmission passe par le kyste, que le chat excrète par intermittence et qui est infectieux dès son émission [23, 7]. Restent trois questions pour le praticien : la valeur d'un test positif chez un chat souvent porteur sans signe, celle des traitements, le risque humain.
Méthode. Revue narrative, non systématique, sans protocole enregistré, double lecture ni méta-analyse. Huit dossiers thématiques des 20 et 21 octobre 2026 fondent la revue, du parasite aux questions des propriétaires. Interrogés sans borne de date, PubMed, Europe PMC, OpenAlex, Crossref, J-STAGE, HAL, theses.fr et le SUDOC ont été complétés par des dépôts d'écoles. Les versions successives des recommandations de neuf organismes ont été comparées mot à mot par script. L'Index ANSES-ANMV et treize registres étrangers, nationaux ou européens, ont été lus le 21 octobre 2026 [33]. Aucun refus d'accès n'a été contourné. SciELO, cinq dépôts de thèses, des éditeurs et quatre registres européens sont donc restés fermés. Au compte final, 97 des 576 sources citées sont connues par leur texte intégral, 328 par leur seul résumé.
Résultats. Les compilations mondiales placent F devant A (206 et 155 isolats félins sur 477), quand Rome compte 37 isolats A sur 39 sans aucun F [43, 236]. Les loci divergent (en Irlande, 18 échantillons sur 140 concordaient aux trois) [237], et aucun génome complet de F n'a été trouvé. La méthode fabrique la prévalence. Testés par deux méthodes, 95 803 chats donnaient 1,7 % de positifs en flottation et 6,5 % à l'antigène [26]. À Toulouse, deux thèses trouvent un chat sur deux par une flottation unique jamais comparée à une référence (103/202, 247/498) [44, 34]. Aucun foyer étudié n'a livré un parasite identique chez un chat et son humain [63, 64], et une quinzaine de cas humains d'assemblage F semblent publiés (notre calcul, doublons possibles) [62, 61, 36]. Un positif est à peu près deux fois plus fréquent chez le chat diarrhéique (rapport de prévalence 1,94 ; IC 95 % 1,47-2,56) [19], mais l'excrétion sans signe reste courante [15, 21, 17]. Mesurée contre l'immunofluorescence, faute d'étalon, la flottation centrifugée détecte selon l'étude entre 39 et 92,5 % des chats positifs [78, 79], et sept chats portent seuls la règle des trois selles [89]. Faute d'évaluation publiée, la valeur des tests vendus aux propriétaires reste inconnue. Dix spécialités françaises de métronidazole citent Giardia chez le chat depuis 2015, aucune au fenbendazole ne vise le chat, et le nitazoxanide est proscrit chez l'animal dans l'Union depuis 2023 [100, 109, 114]. L'unique essai félin contre placebo (répartition alternée, insu non décrit, 12 chats par bras) comptait au quatorzième jour 7 négatifs sous métronidazole et 4 sous placebo, sans test global significatif [107]. Probable chez l'humain, où les échecs des nitro-imidazolés augmentent, suspectée chez le chien [139, 137], la résistance n'a jamais été cherchée chez le chat, où seule une résistance bactérienne a été relevée : après fenbendazole, 16 chats sur 16 portaient des E. coli fécaux résistants à la tétracycline, aucun avant [112]. Les désinfectants n'ont été essayés sur des kystes de chat qu'une fois, en 1990 [60]. Ni chatterie, ni refuge, ni colonie n'ont fait l'objet d'une recherche du parasite en France, pas un isolat félin français n'a été typé, et hors d'Europe aucune autorisation féline contre Giardia n'a été trouvée dans les registres lus, dont plusieurs n'ont pu l'être qu'en partie [1, 206]. Trois désaccords séparent les recommandations : le rang du métronidazole, second pour le guide européen de 2025 et en tête pour la fiche française [23, 91], le délai du contrôle, de 24 heures à une semaine sans étude [1, 77], le porteur sans signe, non traité en règle générale en Europe depuis 2018, traité avec tout le foyer par le TroCCAP [22, 24, 98, 99].
Conclusions. Trouver le parasite chez un chat diarrhéique n'en fait pas la cause, et le bénéfice du traitement d'un porteur sans signe reste inconnu. Des avis d'experts, appuyés sur quelques séries félines et sur des essais canins, portent les choix thérapeutiques, faute du moindre essai félin randomisé en double insu. Paradoxe français, la substance autorisée passe en second dans le guide européen le plus récent. Jugé faible par tous les textes lus, le risque humain repose sur des cas isolés, sans transmission démontrée entre un chat et son foyer.
1. Méthode de la revue
Nature du travail. Cette revue est narrative et non systématique. Aucun protocole n'a été enregistré, une seule équipe a sélectionné et extrait les données, sans double lecture indépendante, et aucune méta-analyse n'a été calculée. Tout part de huit dossiers de recherche constitués les 20 et 21 octobre 2026 : chacun garde ses requêtes avec leur nombre de résultats, ses refus d'accès, ses recherches restées vides, ce qui permet d'écrire le périmètre réel plutôt qu'un périmètre supposé.
Huit volets, deux jours. Chaque volet porte un code, repris dans les renvois aux sources.
Volet
Objet
Date
Sources codées dans le dossier
EP
parasite, assemblages, cycle, prévalences mondiales, facteurs de risque, transmission, zoonose
21 octobre 2026
220
DX
clinique, co-infections, performances des tests, positions des recommandations sur le diagnostic
21 octobre 2026
159, dont 28 déjà au volet EP
TP
autorisations en France, essais chez le chat et le chien, sécurité, échecs, vaccin, alimentation
21 octobre 2026
150 publications, 29 documents réglementaires
EN
survie des kystes, désinfectants, bain, eau, collectivités
20 octobre 2026
83
ETR
registres de médicaments et pratiques hors de France
21 octobre 2026
22 fiches de registres, 3 publications
BI
thèses françaises et étrangères, publications antérieures à 2024 absentes des autres volets, textes intégraux manquants
21 octobre 2026, achevé dans la nuit
96
AJOUR
recommandations version par version, textes réglementaires européens, publications de 2024 à 2026
21 octobre 2026
66 versions de recommandations, 37 publications
Q
questions des propriétaires, idées reçues, remèdes cités
20 et 21 octobre 2026
77
Une première tentative des volets EP, DX, TP et BI, le 20 octobre, a été interrompue avant toute rédaction. Son matériel téléchargé n'a servi que de piste : l'un de ses fichiers attribuait des DOI et des PMCID au mauvais article, et rien n'en a été repris sans nouvelle vérification. Le 21 octobre, les volets EP, DX puis TP se sont succédé, puis quatre travaux ont tourné en parallèle : ETR, BI, AJOUR, la fin du volet Q. Les deux derniers avaient pour mission, entre autres, de corriger les premiers : quand ils le font, c'est leur correction que la revue retient.
Bases bibliographiques. PubMed a été interrogé par les E-utilities : 76 requêtes pour le volet EP, 123 pour DX, 63 pour TP, 87 pour EN (notre décompte de son journal), 64 pour Q le 21 octobre, 26 pour BI, 8 enfin pour AJOUR, limitées aux années 2024 à 2026. Le volet BI a relancé un balayage de toutes les références félines indexées jusqu'en 2023 : 381 notices, toutes déjà dans les dossiers ou dans les listes de la veille. Europe PMC a servi à chercher, y compris en portugais, en espagnol, en allemand, en chinois, et à télécharger les textes intégraux XML. Quand il répondait par une erreur 500, la page publique de PMC prenait le relais si elle n'était pas protégée. OpenAlex (3 538 notices depuis 2023 au volet EP, 2 404 puis 921 au volet DX, 1 156 thèses au volet BI), Crossref (neuf requêtes, dont une en indonésien), Unpaywall (dix DOI), J-STAGE et CiNii Dissertations ont élargi la couverture au-delà de PubMed.
Thèses et mémoires. L'API de HAL, qui indexe DUMAS, a reçu 70 requêtes du seul volet BI, en plus de celles de quatre autres volets. S'y ajoutent theses.fr, le SUDOC (28 requêtes), l'archive de l'École nationale vétérinaire de Toulouse, où six thèses ont été obtenues en clair, et les dépôts de Munich, d'Utrecht, de Vila Real, de l'université Lusófona de Lisbonne, de Cornell, de Virginia Tech, de l'université autonome de Barcelone, de Kitasato, d'Azabu.
Recommandations et versions retirées. Neuf sites ont été lus directement (ESCCAP, CAPC, ABCD, TroCCAP, WSAVA, Association of Shelter Veterinarians, ANSES, CDC, ECDC), et l'Internet Archive a rendu les versions qui n'y sont plus : 52 fichiers de l'ESCCAP, 22 des 292 captures de la page Giardia du CAPC, 14 captures de l'ABCD, trois fichiers du TroCCAP, deux éditions des standards de refuge, la fiche de l'ANSES de 2011 et cinq pages du CDC. Deux versions d'un même texte ont toujours été comparées mot à mot par script, jamais de mémoire.
Registres. En France, l'Index des médicaments vétérinaires de l'ANSES-ANMV a été interrogé en direct le 21 octobre 2026, jour de sa dernière mise à jour : 22 recherches, 26 RCP lus [33]. La base de données publique des médicaments humains a été lue dans sa version du 29 septembre 2026. Les règlements européens viennent du point d'accès officiel de l'Office des publications de l'Union [108, 114, 115], la catégorisation des antibiotiques du site de l'EMA [103]. Hors de France, les registres de treize pays ou ensembles ont été lus le même jour (voir § 11).
Forums et moteurs. Vingt-six fils de forums francophones et anglophones et trois pages de commentaires n'ont servi qu'à formuler les questions des propriétaires. Aucun fait n'en vient. Les moteurs de recherche généralistes n'ont servi qu'à trouver des adresses.
Refus d'accès, jamais forcés. Aucun captcha, aucune page anti-robot, aucun mur payant n'a été contourné. SciELO a opposé un défi anti-robot (HTTP 403) à quatre volets, si bien que la littérature latino-américaine repose sur trois bases générales, PubMed, Europe PMC, Crossref. Cinq dépôts sont protégés par une page anti-robot (DUMAS, theses.hal.science, HAL INRAE, ZORA à Zurich, BORIS à Berne) : les thèses suisses n'ont pas été lues, et les thèses françaises déposées sur DUMAS ne sont connues que par leur résumé, sauf celles de Toulouse. PMC a présenté un reCAPTCHA sur au moins huit articles le 21 octobre. Wiley (HTTP 403) a fermé l'étude de Mekaru (2007) [83] et les recommandations vaccinales de la WSAVA de 2024 [131] ; ScienceDirect et l'API d'Elsevier ont fermé la proposition de révision taxonomique de 2023 [39], pourtant publiée en accès ouvert. Le site des revues de l'AVMA exige l'exécution d'un script que nous n'avons pas lancée, d'où des essais du JAVMA et de l'AJVR connus par leur seul résumé. Légifrance a refusé l'article L. 5143-4 du code de la santé publique. Pour les registres, les RCP de la base de l'Union et les fiches australiennes sont derrière un test anti-robot, l'Allemagne, l'Autriche, le Danemark exigent une authentification, la base suisse est restée injoignable à trois reprises et la base canadienne a présenté un certificat refusé. BASE a refusé notre adresse, OpenAlex avait épuisé son quota le 21 octobre au soir, ni le serveur d'OATAO ni celui de la Freie Universität de Berlin ne répondaient, la BSAVA a refusé sa recommandation PROTECT ME. CNKI (compte requis), ProQuest (accès réservé) et Google Scholar (aucune interface publique) n'ont pas été interrogés, pas plus que les registres d'Italie, de Corée du Sud, de Chine, d'Afrique du Sud, du Mexique et d'Argentine.
Critères. Aucune borne de date n'a été posée. Le plus ancien travail cité date de 1950, le suivant de 1954, tous deux connus par leur seul titre [238, 239], et les plus récents datent de 2026. Entrent tous les plans d'étude, de l'infection expérimentale à la méta-analyse, avec les cas cliniques, le travail in vitro, la génomique, les recommandations, les thèses, les documents réglementaires. Le chat domestique est la cible. Chien, humain, rongeurs, culture : ces comparateurs sont nommés à chaque fait qui en vient. Blogs, sites commerciaux, notices de fabricants : vus, puis écartés comme preuves. Une performance « annoncée par le fabricant » n'apparaît que si un article la rapporte, et elle est dite comme telle. Sept langues ont été lues en texte : français, anglais, allemand, espagnol, portugais, italien, néerlandais. Le japonais l'a été dans des résumés et des fiches de registre. Quelques documents suédois ou polonais, des résumés indonésiens traduits s'y ajoutent, et la seule publication chinoise retenue n'est connue que par son résumé anglais.
Sélection. Le tri s'est fait sur le titre, puis sur le résumé. Au volet TP, 381 notices uniques du premier lot ont donné 73 sources retenues sur titre, et le second lot 407 notices nouvelles, dont environ 260 sur la quinacrine chez l'humain, presque toutes écartées. Sur 190 références félines absentes des dossiers, le volet BI en a lu 48 et en a écarté 142 avec leur motif (félidés sauvages, humains, biologie moléculaire du parasite, chat simplement mentionné). Pour 2024 à 2026, le volet AJOUR a trié 208 PMID, dont 49 déjà présents, et en a ajouté 37 publications. Une source citée par plusieurs volets sous des codes différents est regroupée par le renvoi écrit, le PMID ou le DOI, et garde l'accès le plus complet obtenu. Un travail connu seulement par la source qui le cite est attribué à celle-ci.
Accès. Au total, 576 sources sont citées : 97 ont été lues en texte intégral, 328 par leur seul résumé, les autres en lecture partielle, en notice, par leur titre ou par la source qui les cite. Le mode d'accès de chaque source figure dans la liste finale et dans les tableaux de l'annexe (voir § 15). Quelques pages n'ont été lues qu'avec un outil de lecture web, phrases demandées mot pour mot : une page du CDC, l'étude canine de Rishniw (2010), celle de Gates et Nolan (2009), la page Giardia du TroCCAP [71, 93, 25, 240]. La notice d'Olson (1999), d'abord paraphrasée par cet outil, a été relue mot pour mot dans le résumé que diffuse Crossref [145].
Contrôles. Chaque PMID a été vérifié par efetch, le 20 octobre pour les volets EN et Q, le 21 pour les autres. Les références des tableaux ont été fabriquées par script à partir du XML de PubMed, sans saisie de mémoire, et cette voie a corrigé deux DOI au volet EP. Une référence sans PMID a été vérifiée dans sa propre base (HAL, J-STAGE, OpenAlex, Crossref, métadonnées du PDF). Chaque pourcentage repris a été recalculé sur son effectif, et ce que nous avons reconstitué porte la mention « notre calcul ». Des textes intégraux obtenus en fin de recherche ont corrigé les dossiers :
Le résumé de la thèse de Decock (2002) dit le métronidazole efficace chez le chien, alors que ses tableaux montrent 1 chien négatif sur 6 à J18 et aucun sur 6 à J19 [241].
Chez Deguilhem (2015), l'échantillon compte 99 selles et non 92, et la sensibilité de 55 % pour Giardia (12 sur 22) mêle chiens et chats [242].
Debouchaud (2012) compte ses prévalences par prélèvement, pas par animal [243].
Le 51,6 % de Barutzki (2003) se rapporte aux 771 chats infectés. Sur les 3 167 chats examinés, le tableau de Bouzid donne 399 positifs, soit 12,6 %, et deux thèses toulousaines avaient recopié le premier chiffre comme une prévalence [244, 19, 44, 34].
Lue en entier, la méta-analyse de Bouzid (2015) ne couvre que deux bases et les articles publiés depuis 2001, sans aucune étude française [19].
En 1990 déjà, une thèse japonaise a bien soumis des kystes d'isolats de chat à des désinfectants, ce que le volet EN croyait inexistant [60].
Le financement de l'essai de l'association fébantel-pyrantel-praziquantel chez le chaton par son fabricant figurait dans les remerciements, alors que deux volets le notaient « non déclaré » [17].
Plusieurs positions de l'ABCD que les volets EP, DX et TP plaçaient en 2025 datent en réalité de juin 2017, de juin 2020 ou de mai 2024 [74, 98, 95].
Les ammoniums quaternaires figuraient dans les éditions de 2011 et 2018 du guide de l'ESCCAP avant d'en sortir en 2025 [187, 22, 23], et la consigne sur la literie que le volet EN ne trouvait pas dans le guide vient de la fiche de l'ESCCAP [24].
Niveaux de preuve. Chaque dossier a tenu une échelle adaptée à sa question. En épidémiologie, trois hiérarchies se superposent : le type d'étude, de l'avis d'expert à la méta-analyse ; la méthode de détection, de la flottation unique à la PCR ; la résolution du génotypage, d'un seul locus au sous-typage. Pour un test, quatre critères pèsent ensemble, l'étalon de référence, le plan, le spectre des chats et le biais de vérification, sachant qu'aucun étalon absolu n'existe pour Giardia chez le chat. Un traitement se juge sur cinq : plan d'étude, critère de succès, délai du contrôle, unité, modèle. Pour un désinfectant, la méthode qui déclare un kyste mort compte autant que le plan, car les colorants vitaux comme l'exkystement sous-estiment l'effet des oxydants et des ultraviolets, et seule l'infectiosité chez l'animal mesure une inactivation [245, 246]. Les documents réglementaires (RCP, Index, registres) forment une catégorie à part : ils disent ce qui est autorisé, pas ce qui est démontré, et leurs fréquences d'effets indésirables viennent d'une pharmacovigilance déclarative sans dénominateur publié.
Dépendances entre sources. Plusieurs sources comptent pour une seule voix, et la revue les lit ainsi.
L'ESCCAP s'exprime par trois éditions de son guide n° 6, ses adaptations nationales, sa fiche Giardia traduite en plusieurs langues depuis 2019 [187, 22, 23, 41, 86, 77, 24, 91, 92].
Derrière l'ABCD, un même comité signe l'article de 2013, six versions en ligne, trois fiches, puis des textes voisins de 2013 et 2015 (refuges, désinfection, mise à jour d'ensemble) [3, 189, 74, 98, 95, 4, 247, 193, 194, 248, 151, 73]. Sa fiche de 2020 reprend presque mot pour mot une phrase des recommandations de l'AAFP de 2005 [193, 184].
Dix versions datées de la même page du CAPC, de 2009 à août 2026, et sa brochure de 2010 forment une seule source qui évolue [185, 1].
Le laboratoire de M. R. Lappin et A. V. Scorza, au Colorado, signe trois des essais félins de traitement, l'essai du vaccin comme traitement chez le chat, un essai de probiotique en refuge, une étude de prévalence, une étude de facteurs de risque et une revue, et M. R. Lappin conduit aussi les recommandations de l'AAFP de 2019 [106, 17, 111, 16, 132, 249, 55, 250, 192].
Les deux thèses toulousaines de prévalence viennent de la même école et de la même méthode, la seconde cite la première, et toutes deux reprennent la même lecture fautive de Barutzki [44, 34, 244].
La méta-analyse de Bouzid intègre les données d'Epe (2010) et de Barutzki (2003) : ses chiffres ne s'additionnent pas aux leurs [19, 48, 244].
La revue allemande de Kanski (2023) constitue un chapitre de la thèse de son autrice, soutenue en 2025 [251, 161].
Liens d'intérêt relevés. Les recommandations sont financées par l'industrie. L'ESCCAP remercie des entreprises sponsors dans ses adaptations allemandes, sans que leurs noms figurent dans le texte des PDF lus, et son guide de 2025 n'en dit rien [252, 77, 23], mais sa fiche suisse de 2024 nomme six entreprises : Boehringer Ingelheim, Elanco, MSD Animal Health, Vetoquinol, Virbac, Zoetis [92]. L'ABCD remerciait Merial en 2013 [3] et déclare en 2025 le soutien de Boehringer Ingelheim, son sponsor fondateur, de MSD Animal Health, Vétoquinol, Virbac et IDEXX [4]. La brochure du CAPC de 2010 nomme Merial, Intervet/Schering-Plough, Summit VetPharm et VCA Antech [253], et le TroCCAP a des sponsors industriels que la section lue ne détaille pas [99]. Ces textes recommandent des tests et des molécules que vendent certains de leurs soutiens.
En diagnostic, la plupart des grands jeux de données de laboratoire et des études de tests sont signés ou financés par un fabricant de tests ou un laboratoire d'analyses : IDEXX [26, 254, 255, 51, 256], Antech et Mars Petcare [257, 53, 97], Laboklin [258, 63], Zoetis et Techcyte pour la lecture automatisée [259, 80, 260], TechLab [79], AusDiagnostics [165], Animallab [261], Virbac pour un test rapide évalué chez le chien [262]. Les deux travaux universitaires sur le prototype de TechLab remercient ce fabricant pour son financement et comptent dans leur jury un de ses dirigeants [81, 263]. Pour les traitements, on relève Bayer, fabricant de l'association fébantel-pyrantel-praziquantel testée chez le chaton [17], Virbac, dont les salariés signent l'essai en double insu de sa suspension de métronidazole chez le chien [264], Nestlé Purina pour un essai de probiotique en refuge [132], Nutramax qui fournissait le synbiotique d'un essai félin [265], une bourse Merck pour l'étude de génotoxicité du métronidazole chez le chat [125], Morinaga et Hill's pour une étude du microbiote canin [266], Boehringer Ingelheim pour une thèse sous convention CIFRE sur un probiotique [267, 268], un consultant de Zoetis parmi les auteurs d'un vaccin oral expérimental [269]. Des salariés de Bayer Animal Health, de Boehringer Ingelheim, de Zoetis ou de Merial cosignent des études de prévalence [270, 271, 272, 273, 274, 275]. L'enquête britannique sur les prescriptions de métronidazole compte une signature rattachée à Mars Veterinary Health et une autre au Waltham Petcare Science Institute [218]. Parmi les remèdes, un essai de levure est signé par des salariés de Lallemand et de Royal Canin [276], une étude sur l'ail compte un auteur affilié à un fabricant de compléments [226]. Cinq études déclarent n'avoir aucun conflit d'intérêts alors que des auteurs sont salariés d'un fabricant ou d'un laboratoire commercial [274, 53, 97, 273, 275]. N'avoir rien relevé d'autre ne prouve pas l'absence de lien.
Ce que la revue ne contient pas. Aucune posologie, aucune fréquence, aucune durée de traitement, même quand la source en donne : un essai se décrit par son plan, son effectif et son critère, jamais par son schéma. Les concentrations, températures et temps de contact des désinfectants sont des conditions d'essai, rapportées comme telles, jamais comme un mode d'emploi, la fiche du produit faisant foi. Aucun produit de marque n'est recommandé, et la description des autorisations étrangères n'invite pas à se procurer un médicament hors de France. L'historique daté figure dans la première partie.
2. Le parasite : taxonomie, assemblages, cycle
Trois noms, un organisme
Trois noms circulent pour le même flagellé. G. duodenalis domine en parasitologie vétérinaire, G. intestinalis s'emploie presque autant, G. lamblia reste l'usage médical. Feng et Xiao jugent ce dernier sans base taxonomique, préempté par les deux autres, et font dépendre la légitimité de G. intestinalis de l'interprétation « of the complex rules of the International Code of Zoological Nomenclature » [36]. Adam constate en 2021 qu'aucun consensus n'existe sur le nom à préférer [30]. Le genre comptait huit espèces acceptées en 2019, séparées par leur morphologie en microscopie optique ou électronique et par leurs hôtes : G. duodenalis chez l'humain et de nombreux mammifères, G. agilis chez les amphibiens, G. ardeae et G. psittaci chez les oiseaux, trois espèces de rongeurs (G. muris, G. microti, G. cricetidarum) et G. peramelis chez un marsupial [277, 30]. Le chat n'héberge que G. duodenalis. La classification morphologique de Filice (1952), connue par la revue d'Adam qui la cite, avait ramené le genre à trois espèces [30].
L'ESCCAP a suivi ce mouvement dans son propre guide. Sa première édition anglaise, d'août 2011, écrit « Giardia intestinalis (syn. G. duodenalis, G. lamblia) » et parle d'assemblages « A-G » ; la deuxième, de février 2018, passe à « Giardia duodenalis (syn. G. intestinalis, G. lamblia) » et aux assemblages A à H [187, 22].
Huit assemblages et leurs sous-groupes
G. duodenalis est un complexe d'espèces morphologiquement indiscernables, réparti en huit assemblages (A à H) séparés par de grandes distances génétiques. A et B infectent l'humain et de nombreux mammifères ; C et D les canidés ; E les ongulés ; F le chat ; G les rongeurs ; H les pinnipèdes. Quatre revues concordent sur ce partage [37, 30, 36, 278]. Les premiers groupes ont été vus par électrophorèse d'enzymes : sur 53 isolats (dont 48 de G. intestinalis) et 23 loci, Monis et ses collègues retrouvaient en 2003 sept groupes correspondant aux assemblages A à G déjà désignés, certains génotypes de A présents chez des hôtes très éloignés « and may be zoonotic », ceux de C à G apparemment confinés à un hôte ou à un groupe d'hôtes (résumé) [183]. Le séquençage de la petite sous-unité ribosomique, de la glutamate déshydrogénase (gdh), de la β-giardine (bg), du facteur d'élongation 1α et de la triose-phosphate isomérase (tpi) les a confirmés [36].
La distance entre A et B surprend. L'identité nucléotidique entre les deux n'est que « around 75% » [31]. Sur 4 300 protéines orthologues des génomes WB (A) et GS (B), l'identité moyenne en acides aminés atteint 78 %, et un isolat d'assemblage E ressemble davantage à A, en acides aminés, que les deux isolats humains ne se ressemblent entre eux (résumé) [279]. Adam fait le même constat : la différence phylogénétique entre A et B dépasse celle qui sépare ces génotypes humains de certains des autres assemblages [30]. D'où l'hypothèse, réaffirmée en 2010, de deux espèces distinctes chez l'humain [279].
Les sous-assemblages ajoutent un étage. AI, très homogène et clonal, se rencontre surtout chez l'animal et doit être tenu pour zoonotique selon Adam ; AII, surtout humain, est plus variable et montre des signes de recombinaison sexuée [30, 31]. AIII appartient surtout aux ongulés sauvages : Feng et Xiao le comptent chez trois chats, quatre bovins et 45 animaux sauvages, jamais chez le chien ni chez l'humain à la date de leur revue [36]. Ballweber range AIII et AIV parmi les génotypes exclusivement animaux (résumé) [280]. Dans B, les sous-groupes BIII et BIV hérités des allozymes restent « less clear » [281]. La spécificité d'hôte souffre des exceptions. Avant 2011, l'assemblage F avait été rapporté chez un porc et chez sept humains, et C, D ou E chez quelques chats ; pour les génotypes inhabituels trouvés chez l'humain (C, D, E et F), les auteurs demandaient une caractérisation génétique complète [36]. Ce qui gouverne cette spécificité reste « only partially understood » et implique à la fois l'hôte et le parasite (résumé) [37].
Assemblage
Hôtes principaux
Nom proposé en 2009
Nom proposé en 2023
A, sous-assemblage AI
humain, nombreux mammifères
G. duodenalis
G. duodenalis (Davaine, 1875)
A, sous-assemblage AII
humain
non distingué
G. intestinalis (Lambl, 1859) ; G. hominis n. sp. dans la proposition de 2022
B
humain, nombreux mammifères
G. enterica
G. enterica (Grassi, 1881)
C
canidés
G. canis
G. canis Hegner, 1922
D
canidés
G. canis
Giardia lupus sp. n.
E
ongulés
G. bovis
G. bovis Fantham, 1921
F
chat
G. cati
Giardia cati Deschiens, 1925
G
rongeurs
G. simondi
G. simoni Lavier, 1924
H
pinnipèdes
aucun
« pinnipedis », nom soumis à discussion
Noms de 2009 d'après les tableaux d'Adam (2021) et de Feng et Xiao (2011), ces derniers les assortissant d'un point d'interrogation [30, 36] ; noms de 2022 et de 2023 d'après les résumés de Seabolt et de Wielinga [282, 39]. Aucun de ces binômes n'est adopté par l'ensemble des équipes en 2026.
Des noms d'espèces proposés, pas adoptés
Les propositions se succèdent depuis vingt-cinq ans. En 2000, une synthèse regroupait les isolats de mammifères morphologiquement identiques et posait la base d'une taxonomie génétique [283]. En 2009, Monis, Cacciò et Thompson proposaient de rétablir les noms liés à l'hôte des premiers taxonomistes [38], noms que les tableaux de référence reprennent ensuite avec prudence [36, 30]. Seabolt et ses collègues ont comparé 41 génomes d'assemblage A en 2022 et proposé de faire de AII une espèce, Giardia hominis n. sp., en gardant G. duodenalis pour AI [282]. Wielinga et ses collègues proposent en 2023 un autre nom pour AII, sur 8 409 séquences publiées de trois loci : AII deviendrait G. intestinalis, D recevrait un nom nouveau, Giardia lupus, et F retrouverait celui de Giardia cati Deschiens, 1925 [39]. Ces quatre travaux ne sont connus ici que par leur résumé. Consacrée à la transmission zoonotique d'origine bovine, une revue de 2025 mentionne cette « recent taxonomic revision of the genus » sans la discuter (résumé) [284].
Les objections portent sur le statut même des assemblages. Adam rapporte l'argument selon lequel il serait « premature » de leur attribuer des noms d'espèces, et l'identification exigerait en clinique un typage moléculaire « which is not currently available » [30]. Tibayrenc admet en 2023 qu'il s'agit de « near-clades » stables dans l'espace et le temps, ce qui suffit au concept phylogénétique d'espèce, mais il prévient qu'on fabriquerait « countless new species » sur le seul critère du regroupement génétique [281]. Cacciò, Lalle et Svärd parlent en 2018 de complexe d'espèces et d'assemblages, sans binômes [37]. Les deux propositions récentes se contredisent sur AII, et le nom « Giardia cati » n'apparaissait que dans deux articles indexés par Europe PMC entre 2023 et 2026 lors de notre recherche du 21 octobre 2026. Cette revue écrit donc G. duodenalis et « assemblage F », et signale G. cati comme un nom proposé.
Génotyper : quatre gènes, des résultats qui divergent
Le génotypage courant repose sur quatre gènes. La petite sous-unité ribosomique (SSU), multicopie, est sensible mais peu discriminante ; gdh, bg et tpi, trois gènes domestiques, forment le schéma multilocus habituel [281, 36]. Ces loci se contredisent souvent. Ryan et Zahedi jugent les études du potentiel zoonotique de Giardia chez l'animal « hampered by lack of concordance between loci » [277]. Ryan et Cacciò rattachent les doubles pics des chromatogrammes à des allèles multiples, peut-être à des échanges génétiques, qui expliqueraient les attributions discordantes [278]. Deux explications s'affrontent, toutes deux connues par des résumés. La première invoque l'hétérozygotie de séquence allélique, démontrée dans une cellule unique d'assemblage B, et la présence simultanée de sous-génotypes différents chez un même patient [285]. La seconde, la recombinaison entre assemblages, serait « either very rare or absent » à l'échelle des populations, les données multilocus s'expliquant aussi bien par plusieurs génotypes dans un même isolat de terrain [286]. Mesurée sur génome, l'hétérozygotie atteint 0,89 % pour C, 0,74 % pour D, plus de 0,43 % pour B, et seulement 0,002 à 0,037 % pour A et E [287].
Conséquence pour le chat : un « assemblage A » ou une infection mixte « A + F » obtenus sur un seul locus ne prouvent ni un génotype zoonotique ni une co-infection. Les biais de locus et les échecs de typage des faibles charges sont détaillés avec les données félines (voir § 4).
Des génomes complets existent pour AI (isolat WB), AII (DH), B (GS) et E (P15, isolé d'un porc), et depuis 2019 pour C et D, séquencés à partir de kystes isolés un à un ou regroupés, prélevés chez des chiens, à la faculté vétérinaire d'Utrecht [30, 279, 287]. Aucun génome d'assemblage F n'a été trouvé dans PubMed ni dans Europe PMC. Les gènes de détoxication de l'oxygène et du monoxyde d'azote, dont celui de la flavohémoglobine, figurent dans A, B et E mais pas dans C et D, différence que Kooyman et ses collègues relient, au conditionnel, à la spécificité d'hôte (résumé) [287] ; la même enzyme est une cible étudiée des nitro-imidazolés et des benzimidazolés (résumé) [288] (voir § 7). La base génétique de la spécificité féline de F n'a fait l'objet d'aucune publication.
Deux stades, un cycle direct
Le trophozoïte, forme mobile qui se multiplie dans l'intestin grêle, mesure 12 à 15 µm sur 6 à 8 et porte deux noyaux et un disque ventral d'adhésion. Le kyste, forme de résistance et de transmission, mesure environ 5 µm sur 7 à 10, possède une paroi à deux couches et quatre noyaux, et son métabolisme tombe à « 10% to 20% » de celui du trophozoïte, d'où une survie prolongée en milieu frais et humide [30, 31]. Ces mesures viennent de cultures et de l'humain. Après ingestion, l'acidité gastrique puis la bile et le pH duodénal déclenchent l'exkystement : chaque kyste libère un excyzoïte qui se divise deux fois et donne quatre trophozoïtes, tandis que l'enkystement, commencé peu après l'infection, culmine en une semaine chez la souris [30, 31]. La troisième édition du guide ESCCAP, en mars 2025, écrit que le kyste « release two trophozoites », figure à l'appui [23]. Cette formulation contredit les revues de biologie et n'est pas reprise ici. Le cycle est direct, sans hôte intermédiaire, et le kyste est infectieux dès l'émission [23, 1].
Une seule autopsie féline situe les trophozoïtes : dans le jéjunum et la partie haute de l'iléon, ni dans le duodénum, ni dans l'iléon distal, ni dans le cæcum ou le côlon (résumé) [7]. Un animal ne fait pas une topographie. Cette observation soutient pourtant, depuis 2013, une phrase de l'ABCD sur la portée limitée de l'endoscopie (voir § 6).
Infections expérimentales : dose, période prépatente, excrétion
Aucune dose infectante n'est établie chez le chat. Chez l'humain, « as few as 10–100 » kystes mûrs suffiraient [31], Scorza et ses collègues écrivent « 10 to 1000 » [17], et l'Anses rapporte une dose rendant malade la moitié des sujets, estimée à 19 kystes par l'American Water Works Association ou Santé Canada [35]. L'expérience fondatrice sur volontaires (Rendtorff, 1954) n'a été vue qu'en titre [239]. Quelques kystes de G. muris, de 1 à 15, infectent la souris (résumé) [289]. Les protocoles félins inoculent bien davantage. Avec 2 × 10⁴ kystes d'un isolat de chat donnés par sonde gastrique, 17 des 26 chatons inoculés (65 %) seulement ont excrété à des niveaux régulièrement détectables [17]. Dans l'essai voisin du même laboratoire du Colorado, les 16 jeunes chats adultes excrétaient tous à la fin de la deuxième semaine, après une dose que les auteurs qualifient eux-mêmes de forte (résumé) [16].
La période prépatente mesurée chez sept chats valait 9,6 jours en moyenne, de 5 à 16, sans effet apparent de la quantité inoculée (résumé) [7] ; Belosevic et ses collègues notaient une latence de 11 à 13 jours en infection naturelle (résumé) [8]. L'inoculation duodénale de trophozoïtes donne des kystes en quatre jours, chiffre qui ne se compare pas aux précédents [40]. Les ESCCAP de 2013, 2015 et 2025 écrivent 4 à 16 jours [41, 86, 23]. Chez le chaton, un laboratoire allemand voit les premiers kystes dès la troisième semaine de vie, sur des données d'envoi et non d'infection suivie (résumé) [10]. Tout cela date de 1984 à 2006, porte sur 7 à 26 chats et sur des isolats non génotypés.
L'excrétion est intermittente. En 1984, elle fluctuait au point de devenir indétectable plusieurs fois en sept semaines d'observation [7], et Belosevic la décrivait continue ou intermittente pendant la phase aiguë [8], deux constats tirés de leurs résumés. Dans les selles de chatons, elle passerait de niveaux indétectables à plus d'un million de kystes par gramme, avec des pics espacés de 2 à 7 jours, chiffres de Kirkpatrick et Farrell connus par l'essai de 2006 qui les cite [17]. Une thèse de doctorat japonaise de 1990, lue par son résumé officiel et le rapport du jury, qualifie l'excrétion de « très irrégulière » chez le chien et le chat [60].
Sa durée divise les études. Belosevic, en infection naturelle, situait l'élimination quatre à cinq semaines après l'exposition [8]. Après une forte dose expérimentale, 7 des 8 chats témoins excrétaient encore à la 28e semaine, l'intensité diminuant avec le temps [16]. Chez les chatons témoins de l'essai de 2006, l'excrétion se poursuivait au moins jusqu'au 42e jour, et vraisemblablement au-delà du 70e d'après le calendrier des trois expériences (notre calcul) [17]. L'isolat, la dose et l'âge peuvent expliquer l'écart. Aucune cohorte de chats naturellement infectés, suivis sans traitement, ne permet de trancher, et l'ESCCAP s'en tient à « several weeks to months » [23].
Les corticoïdes posent une autre contradiction. Des doses modérées, orales ou parentérales, ne modifiaient guère l'infection en 1984 (résumé) [7] ; la thèse japonaise de 1990 rapporte au contraire qu'ils aggravent les signes et augmentent l'excrétion chez l'animal infecté expérimentalement, sans que le résumé sépare le chien du chat ni donne d'effectif [60]. L'essai de 2006 s'est servi d'un glucocorticoïde pour démasquer une infection résiduelle après traitement [17].
Spécificité d'hôte : ce que montrent les infections croisées
Le Giardia du chat infecte la gerbille de Mongolie, pas la souris de laboratoire. Kirkpatrick et Farrell l'ont montré avec des souris C57BL/6J [7] ; Belosevic a vu chez la gerbille une excrétion intermittente et une élimination en trois semaines environ [8]. Gasser et ses collègues ont obtenu 5 gerbilles excrétrices sur 16 (31 %) quatre à cinq jours après 6 300 kystes d'un isolat félin, à des moyennes individuelles de 118 500 à 835 200 kystes par gramme, isolat qu'ils n'ont pas réussi à cultiver in vitro [290]. Trois sources concordent, connues par leurs résumés, toutes des années 1980 et sur des isolats non génotypés.
Dans l'autre sens, les isolats humains passent mal au chat. Sur six chats inoculés avec des trophozoïtes humains de culture, un seul a excrété des kystes, un jour sur 80 ; sur huit chats inoculés avec des kystes humains, deux ont excrété, pendant un et deux jours. L'autopsie n'a trouvé aucun trophozoïte (résumé) [179]. Kirkpatrick et Green jugeaient le chat « relatively insusceptible » au Giardia humain et probablement pas un réservoir important. Des colonies de chats indemnes, adultes et chatons, n'ont pas pu être infectées par des kystes de patients, symptomatiques ou non, ni, pour les chatons, par des trophozoïtes axéniques (résumé) [180]. La thèse de 1990 généralise : l'infection s'établit assez facilement au sein d'une même espèce, souvent pas d'une espèce à l'autre, et le chat s'est montré plus difficile à infecter que le chien, avec un isolat de chat comme avec un isolat de chien [60].
La frontière n'est pas étanche pour autant. Des isolats suisses d'humain, de chien, de chat et de mouton infectent tous la gerbille [290] ; des trophozoïtes prélevés chez un cacatoès colonisent l'intestin grêle du chaton et donnent une diarrhée à quatre chatons sur cinq (résumé) [40]. Personne n'a inoculé à un chat un isolat typé A ou B, ni à un humain un isolat F. La spécificité féline de F repose donc sur l'épidémiologie moléculaire, et la faible réceptivité du chat aux isolats humains sur quelques animaux, inoculés il y a quarante ans avec des isolats dont on ignore l'assemblage.
Physiopathologie : peu de données félines
Presque tout ce que l'on sait des lésions vient de biopsies humaines, de la souris, de la gerbille et de lignées cellulaires. Giardia y apparaît comme « a noninvasive pathogen of the small intestine » ; chez l'humain atteint, les biopsies montrent un aplatissement des villosités sans inflammation évidente, et l'adhésion mécanique seule n'explique pas les lésions [30]. Les protéases à cystéine sécrétées clivent les protéines des jonctions serrées (claudine-1, occludine, ZO-1) ; l'activation de la kinase de la chaîne légère de myosine contracte l'actomyosine et la perméabilité augmente ; l'apoptose des entérocytes passe par la caspase-3 [31]. Les microvillosités raccourcissent sous le disque ventral et de façon diffuse, sous l'action de lymphocytes T CD8+ dont l'activation dépend du microbiote, avec une baisse des disaccharidases, et l'arginine désiminase du parasite consomme l'arginine de l'hôte [31, 30]. Chez la gerbille, les isolats B et AI lèsent davantage la bordure en brosse que les isolats AII et E [31]. Rien de cela n'a été vérifié chez le chat.
Les données félines tiennent en trois études. Chez des chatons inoculés par voie duodénale avec l'isolat d'oiseau déjà cité, la longueur et la densité des microvillosités jéjunales diminuaient, et avec elles la surface totale de bordure en brosse (résumé) [40]. Une hybridation in situ chromogénique, appliquée aux intestins de 85 chats de 8 semaines à 12 mois ayant eu la diarrhée (82 autopsies, 3 biopsies), a montré des trophozoïtes chez 6 d'entre eux (7,1 %), tous autopsiés, le plus souvent accolés aux villosités, parfois libres dans la lumière [13]. Chez 21 chats abandonnés et cliniquement sains, dont 8 porteurs, Giardia ne s'accompagnait d'aucune différence de genres bactériens du microbiote fécal, à la différence de Cystoisospora (résumé) [291].
L'immunité n'est guère mieux connue. Chez la souris et l'humain, la réponse IgA vise les protéines variables de surface (VSP), dont la variation antigénique aide le parasite à persister, et l'IL-17A et la voie Th17 jouent un rôle central [30]. Chez le chaton infecté sans vaccin, Olson et ses collègues n'ont pas mesuré de réponse sérique spécifique élevée, alors que les chatons vaccinés portaient des IgG et des IgA sériques et excrétaient moins, aucun au 56e jour contre 40 % des témoins (résumé) [11]. Un vaccin injecté à des chats déjà infectés ne les a pas débarrassés du parasite : 5 des 8 vaccinés et 7 des 8 témoins excrétaient encore à la 28e semaine [16]. Un vaccin oral à VSP multiples, mis au point en Argentine et dont un auteur est consultant de Zoetis, serait « highly efficient » chez le chat et le chien, d'après le résumé [269]. Une immunité passive d'origine maternelle reste une hypothèse avancée pour expliquer des chatons non infectés [17]. Le statut des vaccins relève du traitement (voir § 7).
3. Épidémiologie : prévalences et facteurs de risque
La méthode fait le chiffre
Une prévalence de Giardia chez le chat ne se compare qu'à une autre obtenue par la même méthode, dans le même type de population et à âge comparable. Les mêmes selles le démontrent. Chez 95 803 chats américains testés en 2017-2018, la flottation centrifugée au sulfate de zinc était positive chez 1,7 % d'entre eux et l'antigène de laboratoire chez 6,5 %, l'écart persistant à chaque âge : 4,8 % contre 16,6 % entre 7 et 12 mois, 0,2 % contre 1,0 % à partir de 14 ans [26]. Tous les auteurs sont salariés d'IDEXX, qui fabrique le test et a financé l'étude. Un laboratoire privé allemand trouvait en 2019 1,9 % en microscopie (6 425 échantillons), 8,1 % en ELISA (3 233) et 7,9 % en PCR (1 007), sur des échantillons qui ne recevaient pas tous les mêmes examens (résumé) [258]. À Perth, deux articles de la même équipe, parus en 2003 et portant chacun sur 40 selles de chats, donnent 32 positifs en PCR (80 %), mais aucun positif en microscopie dans l'un et deux dans l'autre. Leurs résumés ne permettent pas de savoir s'il s'agit des mêmes lames [292, 293]. Chez 102 chats diarrhéiques d'Anatolie centrale, la microscopie trouvait 37,3 %, l'antigène 50 % et une PCR à un seul locus 29,4 % (résumé) [294]. La valeur propre de chaque test est discutée plus loin (voir § 6).
Trois méta-analyses donnent trois chiffres qui ne mesurent pas la même chose. Bouzid et ses collègues ont réuni en 2015 68 articles félins (78 bras d'étude) publiés depuis 2001 et indexés dans Medline ou CAB Abstracts : 5 807 échantillons positifs sur 248 195 (2,33 %), une prévalence poolée de 12 % (IC 95 % 9,2-15,3), une hétérogénéité de 99,3 % (I²) et un biais de publication net (test de Harbord, p < 0,0001), d'après le texte intégral [19]. Les 211 105 examens d'une seule chaîne de cliniques américaine, positifs à 0,58 % en microscopie, pèsent à eux seuls 85 % de ce dénominateur (notre calcul), ce qui explique l'écart entre proportion brute et estimation poolée [295]. Le corpus ne contient aucune étude française. Les études par ELISA, immunofluorescence ou PCR y donnent des prévalences « between 2.6 and 3.7 times greater » que la microscopie ; pour le chat, le texte chiffre l'écart à 268 % (ELISA), 375 % (immunofluorescence) et 351 % (PCR), soit, d'après son tableau 3, des rapports de prévalence de 2,68 (IC 95 % 1,60-4,48), 3,75 (1,65-8,48) et 3,51 (1,58-7,78) face à la microscopie [19].
Hatam-Nahavandi et ses collègues comptent en 2025, sur 861 études de mammifères publiées de 1980 à 2023, 147 jeux de données félins, 276 996 chats et 7 097 positifs : prévalence poolée de 8 % (8-9), I² de 97,9 %, soit 2,6 % en proportion brute (notre calcul) [43]. La méta-analyse des seules études moléculaires, publiée par Sun et ses collègues en 2023, additionne 1 125 chats positifs sur 7 740 dans 23 pays (14,5 %), sans modèle à effets aléatoires, de 4 sur 340 en Iran (1,18 %) à 89 sur 218 aux États-Unis (40,8 %), et 63 sur 86 en Allemagne [18]. Aucune de ces estimations n'est « la » prévalence mondiale du chat. Elles s'accordent sur un seul point : l'hétérogénéité est extrême.
Europe : de moins de 1 % à plus de 70 %
L'ESCCAP retient pour l'Europe une prévalence « around 3–7% » chez le chien et le chat, fourchette déjà donnée en français en 2013 [23, 41]. Les études publiées s'en écartent dans les deux sens. Au plus bas, 5 chats sur 664 en Suisse par sédimentation-flottation (0,8 %) [296], 0,7 % dans un refuge estonien par flottation [297], 3 chats sur 305 dans 22 refuges néerlandais en 2004, avec une seule selle par chat (1,0 %) [298]. Au plus haut, 35,3 % de 133 chats de colonies romaines en immunofluorescence [236], 43 sur 115 chats ruraux hongrois en ELISA (37,4 %) [299], et 15 chats sur 21 (71,4 %) positifs à la fois en flottation et en immunofluorescence en Bosnie-Herzégovine en 2026, chats de clinique sains et malades mêlés [300].
Les grandes séries de laboratoire ont leur biais propre : les chats y sont envoyés par des vétérinaires, donc plutôt malades, et sans information clinique. Le laboratoire privé où travaillait Barutzki, à Fribourg, trouvait 12,6 % de 8 560 chats en 2003-2010 (résumé) [270]. Son coauteur Schaper figure comme salarié de Bayer Animal Health dans une publication de 2015 [271]. Sa série précédente, de 1999 à 2002, est souvent mal citée. Son résumé indique « Giardia spp.: 51.6% » parmi les 771 chats infectés par un parasite, et non parmi les 3 167 chats examinés ; le tableau de Bouzid, lu en texte intégral, donne 399 positifs sur 3 167, soit 12,6 % [244, 19]. Deux thèses toulousaines ont pourtant repris ce 51,6 % comme une prévalence, la seconde d'après le tableau de la première [44, 34]. Un laboratoire d'IDEXX en Allemagne voyait l'antigène passer de 15,4 % en 2004-2006 (26 491 chats) à 10,6 % en 2015-2017 (45 709 chats), sans que le résumé donne le nombre de chats testés pour Giardia[254].
Ailleurs, l'ordre de grandeur suit la population étudiée. Au laboratoire de la faculté vétérinaire de Madrid (5 086 chats, 2013-2023), les chats de colonie étaient positifs à 12,7 %, ceux de propriétaires à 6,1 %, ceux de refuge à 5,2 % [54]. Une flottation au zinc donnait 7,06 % de 1 077 chats de foyers polonais en 2024 (résumé) [301]. Le Portugal compte 4,3 % de 345 chats de 2022 à 2025 (notre calcul) [302], la Slovaquie 11,9 % de 2 261 chats en 2022-2024 (résumé) [303]. En Grèce, la microscopie trouvait 2,3 % de 1 150 chats [272], l'immunofluorescence quantitative 20,5 % de 264 chats crétois [304]. La plus grande étude de collectivités félines européennes trouvée, une thèse de doctorat catalane de 2018, a examiné 934 chats de 27 collectivités par flottation au sulfate de zinc : Giardia y était le premier parasite intestinal, présent chez 207 chats (22,2 %) [175].
Epe et ses collègues trouvaient, chez des chats européens testés en ELISA rapide en 2005-2006, 856 positifs sur 4 214 (20,3 %, notre calcul d'après le tableau de Bouzid) : 765 sur 3 331 chats symptomatiques (23,0 %), 89 sur 871 chats sans signe (10,2 %) et 2 sur 12 de statut inconnu, alors que le titre de l'article parle de chats symptomatiques [48, 19]. L'article lui-même n'est connu que par son résumé. Ses taux par pays, connus par un mémoire portugais de 2018 qui reproduit le tableau sans les effectifs, vont de 11,54 % (Angleterre) à 26,32 % (Belgique), avec 15,31 % pour la France [49].
France : des chiffres rares et peu comparables
Deux thèses de l'École nationale vétérinaire de Toulouse emploient la même méthode, une seule flottation au kit Ovassay sans coloration, sur des chats de consultation. Gibier trouve 103 positifs sur 202 en 2006 (51,0 %) [44], Henry et Huck 247 sur 498 de novembre 2015 à février 2017 (49,6 %) [34]. L'excrétion y est faible, puisque 166 des 247 chats positifs (67,2 %) avaient moins de cinq kystes par champ à l'objectif ×40 [34]. Ces chiffres dépassent de 4 à 60 fois ceux des autres études européennes par microscopie et rejoignent ceux que donnent ailleurs l'antigène ou la PCR. Ni l'une ni l'autre thèse ne compare sa flottation à un test de référence. Or une flottation passive du commerce, lue par un expert, ne retrouve que 56,4 % des échantillons positifs en centrifugation (voir § 6). Une troisième thèse de la même école trouve 51,5 % de chiens positifs (230 sur 447, notre calcul) par flottation de consultation [45]. Trois thèses, deux espèces, un même ordre de grandeur : cela oriente vers un effet de population, des animaux présentés à un centre hospitalier universitaire, ou de lecture, plutôt que vers une particularité féline, sans le démontrer (notre lecture). Henry et Huck avancent l'absence de Giardia dans le spectre des vermifuges courants et des recontaminations fréquentes, hypothèse qu'elles n'ont pas testée [34].
Le reste tient en peu de lignes. Une enquête européenne de 2012-2013 incluant 96 chats de Maisons-Alfort et 91 de Nantes trouvait 48 positifs sur 1 519 chats de propriétaires (3,2 %) par flottation centrifugée. Le chiffre par centre n'a pas été extrait, et son premier auteur était salarié de Merial [275]. Le tableau de Gibier cite deux articles anciens, non lus ici : 10 % de 80 chats diarrhéiques à l'école de Lyon en 1995-1996, dans une revue professionnelle [47], et 8,8 % de 34 chats de particuliers de la région parisienne par flottation et sédimentation (3 sur 34, notre calcul) [46]. Une enquête des quatre écoles publiée en 1997, sur 98 chats, non lue elle non plus, n'a aucun chiffre pour Giardia dans ce tableau [305]. Le mémoire portugais de 2018 fournit la seule donnée de clientèle courante : dans une clinique de Cessy (Ain), 5 chats positifs sur 10 chats diarrhéiques suspects de giardiose de 2015 à 2017, par test rapide ou PCR. Le chiffre publié pour l'ensemble des espèces, « 50 % (11/22) », garde au dénominateur trois animaux traités sans test (11/19, soit 57,9 %, notre calcul) [49]. C'est une positivité chez des suspects, pas une prévalence.
Rien n'a été publié sur Giardia en chatterie, en refuge ou dans les colonies de chats libres en France. Un travail toulousain de 2020 sur les élevages félins l'a écarté par choix : « Nous n'avons pas inclus dans ce travail les recherches de Giardia et de Cryptosporidies » [306]. Une thèse d'Alfort soutenue en 2019 sur six élevages ne cite que les coccidies dans son résumé [307], une thèse toulousaine de 2004 sur les chats errants de quatre casernes ne l'a pas cherché [308], et une enquête coproscopique nantaise de 2023 ne visait que les helminthes [309]. Aucun génotypage de Giardia félin français n'a été trouvé.
Ailleurs dans le monde
En Amérique du Nord, les chiffres vont de 0,58 % sur 211 105 examens microscopiques dans 434 hôpitaux d'une même chaîne (2003-2004) [295] à 10,8 % de 4 978 chats vomissant ou diarrhéiques en test rapide [310]. Les grands laboratoires récents donnent 4,82 % de 15 395 examens en 2023, méthodes combinées, chez Zoetis [274], et 6,3 % en qPCR chez Antech, soit 9 962 positifs sur 157 616 échantillons en 2022-2023 [53]. Les séries universitaires sont plus basses : 104 chats sur 2 586 en Oklahoma (4,0 %) [311], 36 sur 1 566 à Philadelphie par flottation au sulfate de zinc, parfois complétée d'une sédimentation, sans recherche d'antigène (2,3 %) [25]. Le suivi longitudinal d'un refuge new-yorkais, par test rapide mensuel sur cinq mois, totalise 49 positifs sur 302 chats (16,2 %) [177]. Le CAPC retient 10,3 % chez les chats américains présentant des signes [1].
En Asie, deux études japonaises en ELISA chez des chats de foyers donnent 1,5 % de 942 chats [312] et 40 % de 600 chats du Tohoku [313]. Le Japon fournit encore 10,1 % de 555 chatons d'animalerie [59], 64 positifs sur 342 chats de sept chatteries (18,7 %) [176], 19,1 % dans des bars à chats contre 1,2 % en animalerie par PCR [314], et aucun positif sur 1 079 chats de refuges publics de Saitama en microscopie [315]. En Chine, les études qui génotypent leurs isolats s'étagent de 1,7 à 13,1 %, par PCR ou, pour deux d'entre elles, par microscopie [316, 317, 318, 319, 320, 321]. Au Bangladesh, 59 chats domestiques sur 197 étaient positifs en PCR (29,9 %) [322]. Bangkok compte 10,8 % de 500 chats errants de temples [323], Moscou 71 chats de propriétaires sur 1 350 en microscopie (5,3 %, notre calcul ; « 5.2 % » dans le résumé) [324], Novossibirsk 15 chats de refuges ou de centres de stérilisation sur 103 (14,6 %, 15 d'après notre calcul) [325].
En Égypte, la qPCR trouvait 43 chats positifs sur 134 (32,1 %) [326], la microscopie 2 % de 113 chats errants [327]. Le chiffre le plus élevé trouvé vient de Londrina, au Brésil : 203 chats sur 272, tous sans diarrhée (74,6 %), 41,2 % chez les chats de foyers et 85,8 % chez ceux d'associations, microscopie et antigène concordant (κ = 0,907) [14]. Une revue systématique brésilienne recense de 2,0 à 24,8 % dans neuf études félines de 2016 à 2026 [328]. La PCR donnait 10,1 % de 345 chats à Perth [329]. Le détail pays par pays figure en annexe (voir § 15).
Une tendance qui ne se dégage pas
La prévalence baisse-t-elle ? Au même laboratoire allemand, par détection d'antigène aux deux périodes, la part d'échantillons positifs passe de 15,4 % à 10,6 % en une décennie [254], et la méta-analyse mondiale signale une baisse chez les mammifères [43]. À Madrid, au contraire, la prévalence de G. duodenalis dépassait l'attendu en 2021, 2022 et 2023 chez le chien, sans tendance décrite chez le chat dans les Résultats [54]. À l'école vétérinaire de Hanovre, 2,4 % des 1 147 selles félines de 1984-1991 et 1,1 % des 441 selles de 1998-2002 étaient positives, soit 28 et 5 (notre calcul, d'après les résumés anglais d'articles allemands) [330]. Le signal dépend des envois et ne se résume pas en une tendance.
L'âge, facteur le plus constant
Dans la méta-analyse de Bouzid, le rapport de prévalence des chats âgés de six mois et au-delà face aux plus jeunes vaut 0,47 (0,42-0,53) [19]. À Fribourg, ce laboratoire trouvait 19,5 % avant trois mois et 24,0 % de trois à six mois, nettement plus que chez les chats plus âgés [270], et un taux de 66,7 % à la onzième semaine de vie chez 1 206 chats de moins d'un an [10]. Sur les 95 803 chats d'IDEXX, la positivité culmine entre 7 et 12 mois puis décroît [26]. À Philadelphie, aucun Giardia n'a été vu au-delà de neuf ans chez 1 566 chats, par flottation seule, l'effectif des chats âgés n'étant donné qu'en figure [25]. Dans des refuges néerlandais en été, 5 chats de moins de six mois sur 29 étaient positifs (17,2 %), aucun de 6 à 12 mois sur 8, et 3 sur 48 au-delà d'un an (6,3 %), sans différence significative (p = 0,091) [331].
Des exceptions existent. À Londrina, les adultes étaient plus souvent positifs, avec un rapport de cotes de « 4.1 » dans le texte et de « 5.3 » dans le résumé ; 196 des 204 chats d'associations étaient adultes, si bien que l'âge et l'origine se confondent [14]. À Perth, les chats âgés de six ans et davantage étaient plus souvent infectés que les chatons de moins de six mois, Giardia et Cryptosporidium réunis (P = 0,009) [329]. La méta-analyse moléculaire ne trouve pas de différence significative entre 8,75 % avant un an et 6,71 % après [18]. Sept sources contre trois : le jeune chat reste le plus exposé, sans que la règle soit absolue.
Collectivités, chats errants, chats d'intérieur
La vie en collectivité vient ensuite. Hatam-Nahavandi estime la prévalence à 31 % en chatterie, 11 % en refuge et 8 % en foyer [43]. Les chatteries danoises à troubles digestifs comptaient 16 positifs sur 33 chats (48,5 %), contre 7,0 % des chats de refuges et de cliniques [50]. En Autriche, les chats de refuges l'étaient plus souvent que ceux de propriétaires (p = 0,01) [332]. En Catalogne, la positivité atteignait 98 chats sur 410 dans les refuges mixtes (23,9 %), 84 sur 307 dans les refuges réservés aux chats (27,4 %), 8 sur 48 en chatterie d'élevage (16,7 %) et 17 sur 169 dans les colonies libres (10,1 %) [175]. Dans des saisies de chats chez des personnes atteintes d'accumulation pathologique, 56 % des chats diarrhéiques testés portaient Giardia[333]. L'ABCD résume : « most common in young cats particularly from multi-cat backgrounds » [4]. Les contre-exemples sont réels. À Madrid, les chats de refuge étaient moins souvent positifs que ceux de propriétaires [54], au Colorado, la différence entre refuge et propriétaires, mesurée pour l'ensemble des agents zoonotiques digestifs et non pour Giardia seul, n'était pas significative [249], et la présence d'autres animaux au foyer ne changeait rien dans les deux thèses toulousaines [44, 34].
Le chat errant n'est pas toujours plus porteur. Les colonies madrilènes et les chats d'associations de Londrina le sont nettement plus que les chats de foyer [54, 14], et la méta-analyse moléculaire compte 99 positifs sur 542 chats errants (18,27 %) contre 12,47 % chez les chats de compagnie [18]. À Bangkok, les chats de temples sans contact humain avaient un rapport de cotes ajusté de 8,80 (2,15-35,98) [323]. Les colonies milanaises n'étaient pourtant positives qu'à 2,9 % [334]. En Caroline du Nord, 6 chats harets sur 100 l'étaient contre 4 chats de propriétaires sur 76 (5 %, effectif d'après notre calcul), sans différence significative [335]. À Portland, l'immunofluorescence trouvait 24 positifs sur 95 chats de propriétaires ayant accès à l'extérieur (25,3 %) contre 1 sur 31 chats harets (3,2 %, p = 0,008), avec des effectifs qui diffèrent entre le résumé (86 et 46) et le tableau [58]. Dans le refuge new-yorkais, les adultes trouvés errants formaient 75,8 % des positifs contre 52,8 % des négatifs (p = 0,05) [177].
Le chat d'intérieur n'est pas protégé dans les données disponibles. À Toulouse en 2006, 55,3 % des chats vivant strictement à l'intérieur étaient positifs contre 46,9 % de ceux qui sortaient, écart non significatif (χ² = 1,35) [44]. En 2015-2017, les proportions étaient de 55,4 % et 44,3 %, et le texte conclut à l'absence de différence significative tout en donnant p = 0,014, sous le seuil de 0,05 qu'il s'était fixé [34]. En Jordanie, 32,3 % des chats d'intérieur et 24,1 % des chats d'extérieur étaient positifs, sans différence significative [57]. Sun et ses collègues comptent 9 chats positifs sur 38 en captivité (23,68 %) contre 10 sur 29 en liberté (34,48 %), écart non significatif sur ces petits effectifs [18]. En Bavière, en 1992, Giardia a été trouvé dans 1 portée de ferme sur 70 et dans 2 portées de mères vivant à l'intérieur sur 30, l'unité étant ici la portée [336]. Le gradient attendu n'apparaît que dans une étude, au Tohoku en 2006 : 33 % à l'intérieur, 45 % en mode mixte, 53 % à l'extérieur, détail connu par la thèse de 2007 qui la cite [44, 313].
Race, sexe, saison et le reste
Les chats de race sont plus souvent positifs que les chats européens communs dans une série britannique en qPCR [51] et en Finlande [52]. Les chats croisés sont moins à risque dans la chaîne américaine [295], et, parmi les chats positifs, les chats de race plus souvent porteurs d'assemblages zoonotiques en Allemagne, ce que les auteurs rattachent à des modes d'hébergement différents [271]. Ces études opposent « de race » et « non de race » dans leur propre population. Aucune ne compare une race à une population de référence, l'élevage en collectivité confond tout, et aucune prédisposition raciale n'est démontrée.
Le sexe donne tous les résultats possibles : mâles plus souvent positifs au Danemark (rapport de cotes de 3,63) et en Amérique du Nord (mâles entiers), femelles au Kazakhstan (1,8), aucun effet à Toulouse, dans la méta-analyse moléculaire et dans l'est de la Chine [50, 53, 337, 44, 18, 338]. La saison n'est pas plus nette, avec un maximum de l'été à l'automne en Oklahoma, tous parasites confondus [311], un creux estival en Amérique du Nord en qPCR [53], un pic hivernal à Madrid [54], un été plus chargé que le printemps dans le refuge new-yorkais (p = 0,03) [177] et aucun lien à Chiang Mai [55].
Au Danemark, l'absence de vermifugation (rapport de cotes de 4,67), la co-infection par Cryptosporidium (12,79) et par d'autres parasites (5,22) étaient associées à Giardia[50]. Un mauvais état corporel l'était à Milan (11,5) [334], les ankylostomes en Grèce [272]. Le type d'aliment ressort au Bangladesh [322], pas en Roumanie [339], et aucune donnée ne relie Giardia à la viande crue ou à la chasse chez le chat (voir § 4). Aucun rôle de facteur de risque n'a été montré pour le FIV ni pour le FeLV. À Bangkok, avec 233 chats testés pour Giardia (9 positifs) et 269 pour les rétrovirus, aucune association n'apparaissait entre rétrovirus et parasites internes, Giardia n'étant pas isolé dans le résumé [29], et ailleurs les rétrovirus ont été recherchés sans croisement avec Giardia dans les passages lus [249, 333]. Il s'agit d'une absence de données, sur de petits effectifs et par tests antigéniques, non d'une preuve d'absence.
4. Transmission et zoonose
Le kyste avalé, seule voie décrite
Le chat s'infecte en avalant des kystes émis dans les selles d'un autre hôte. Sans hôte intermédiaire, les kystes sont « immediately infective » et « only a few cysts are needed », écrit l'ESCCAP [23] ; le CAPC écrit lui aussi que les kystes sont « immediately infective when passed in feces », sans parler du nombre nécessaire, et cite l'eau, les aliments, les objets souillés et le toilettage [1]. Toute transmission indirecte dépend de la survie des kystes. Dans des pelotes fécales immergées dans un lac du Minnesota, des kystes de G. muris restaient viables jusqu'à 56 jours à l'automne et de 56 à 84 jours en hiver, mais ne l'étaient plus au 14e jour dans l'eau du robinet (résumé) [144]. À 4 °C, ils restaient infectieux environ 11 semaines dans l'eau, 7 dans le sol et une dans des bouses, et une semaine de gel à −4 °C suffisait à les inactiver, d'après une notice d'archive [145]. Le trophozoïte, lui, « meurt rapidement en dehors de l'hôte » [35]. C'est de lui seul que vaut l'idée d'un parasite qui ne survit pas un jour hors du chat. Les conditions de survie et de destruction sont détaillées plus loin (voir § 9).
Le pelage reste une hypothèse. L'adaptation française de l'ESCCAP écrivait en 2013 : « Une nouvelle infection se fait par ingestion de kystes présents sur le pelage ou dans l'environnement » [41]. La phrase a disparu de l'adaptation suisse de 2015 et de l'édition européenne de 2025 [86, 23], alors que le CAPC garde le « self-grooming » en 2026 [1]. Aucune mesure de kystes sur le pelage d'un chat n'a été publiée. Sur 174 chiens italiens, unique étude de pelage lue, seuls des œufs non viables de Toxocara ont été trouvés (résumé) [42]. Une étude néerlandaise de 2009 a prélevé selles et pelage chez 60 chats, sans que son résumé dise si des kystes de Giardia ont été cherchés sur le poil [340]. L'auto-réinfection par le toilettage est plausible, jamais démontrée.
L'eau de boisson n'a pas été étudiée chez le chat. À Chiang Mai, boire une eau non traitée était un facteur de risque chez le chien, et le résumé ne rapporte aucun facteur de ce type chez les 66 chats de la même étude [55], et aucune étude féline ne porte sur les fontaines ou les gamelles. Rien ne relie non plus Giardia à la chasse ou à la viande crue chez le chat. Le parasite n'a pas de stade tissulaire, l'ESCCAP ne le cite pas dans son commentaire sur la viande crue [23], et les deux études félines qui ont examiné l'alimentation, lues en résumé, n'y distinguent pas la viande crue [52, 339].
Du groupe au chaton, d'une espèce à l'autre
Le chaton s'infecte tôt, au contact des selles du groupe. Les premiers kystes apparaissent dès la troisième semaine de vie [10], et l'ESCCAP note que les adultes peuvent transmettre l'infection à leur descendance [23]. Sugano rapportait dans sa thèse de 1990 des chiots et des chatons de quatre mois au plus provenant d'élevages ou d'animaleries, symptomatiques trois à six jours après leur acquisition, et dont les mères excrétaient toutes des kystes [60]. Avec une période prépatente de 5 à 16 jours (voir § 2), des signes aussi précoces désignent une infection contractée avant l'achat (notre lecture). Aucune voie verticale n'est rapportée, pas plus in utero que par le lait. Une colonie fermée de l'USDA a fourni 18 chatons, transférés entre trois et six mois puis suivis chaque jour pendant 22 jours : 8 ont excrété l'assemblage F sans aucun signe (résumé) [15].
Entre les espèces d'un même foyer, les passages sont décrits dans les deux sens. Des assemblages canins ont été trouvés chez le chat à Chiang Mai (5 isolats sur 6) [55], dans le Henan (C chez 8 et D chez 5 des 18 chats typés) [317], en Roumanie (D seul) [341], et chez les trois chats génotypés de Bosnie-Herzégovine en 2026, tous porteurs de D [300]. L'assemblage F l'a été chez des chiens au Brésil et dans le centre de l'Espagne [56, 342]. Le CAPC mentionne depuis août 2026 des chats porteurs de C, D, B et E, et a retiré la phrase selon laquelle les souches du chat n'infectent pas le chien, ni celles du chien le chat [1]. Ces signalements reposent souvent sur un seul locus, et la coprophagie peut laisser un ADN de passage : la fréquence réelle de ces échanges est inconnue [61].
Le passage de l'humain à l'animal est envisagé lui aussi. Des données brésiliennes suggèrent qu'il serait plus fréquent que l'inverse [30], et l'ESCCAP écrit en 2025 que des assemblages potentiellement humains « may circulate in a dog or cat population and be transmitted back » [23]. Barbosa et ses collègues proposent la même explication, par la coprophagie ou un retour depuis le propriétaire, pour les assemblages A et B trouvés chez le chat et le chien, à titre d'hypothèse [61].
Assemblages du chat : F en tête, A souvent présent
À l'échelle mondiale, F domine, A suit, B vient loin derrière. La méta-analyse mondiale de 2025 recense 477 isolats félins : 206 F (43,2 %), 155 A (32,5 %), 59 B (12,4 %), 15 C, 10 D, 6 E et 26 infections mixtes [43]. Celle de 2023 en compte 408, dont 175 F (42,9 %), 139 A (34,1 %), 30 B (7,4 %), 8 C, 24 D et 32 mixtes, parmi lesquels 18 A/F et 4 B/F [18]. Arrêtée en novembre 2015, celle de 2017 trouve F dans 19 études portant sur 368 chats (55,8 %) et A dans 21 études portant sur 409 chats (38,7 %), loin devant D (8,9 %), C (3,1 %), E (2,9 %) et B (2,8 %) (résumé) [343]. Les trois synthèses reprennent en partie les mêmes études.
D'un lieu à l'autre, pourtant, la répartition change parfois du tout au tout. F est très majoritaire en Allemagne (14 F, 2 A) [344], en Tchéquie (16 F, 2 AI) [345], chez des chats sains italiens (9 F, 2 C) [346], à Tokyo (20 F, 6 AI, ces derniers tous issus de deux bars à chats) [314], dans des chatteries japonaises [347], en Virginie (21 F et 4 F + AI sur 37) [348] et au Mississippi (11 sur 17) [349]. Deux études indépendantes, l'une dans un refuge de l'État de New York typé au seul locus SSU, l'autre chez des chats de foyers et d'animaleries japonais typés à quatre loci, trouvent exactement les mêmes proportions : 33 F sur 44, et A ou B dans 11 sur 44 (25 %) [177, 350]. En Catalogne, 21 des 26 isolats de collectivités étaient F seul, 3 A seul, et 2 discordants entre bg (F) et tpi (A) [175].
A domine ailleurs. Il représente 37 isolats, plus 2 mixtes A/B, sur 39 chats de colonies romaines, sans aucun F et avec des sous-assemblages AII et AIII [236], 8 AI sur 10 chats errants à Canton [319], 80 % au Bangladesh [322], 10 sur 10 à Florence [351] et 12 sur 13 isolats typés au locus SSU en Ontario [352]. B l'emporte en Jordanie (64 sur 97, contre 18 F) [57] et en Turquie, où les deux séries n'ont été typées qu'au locus bg (30 sur 30 et 8 sur 8) [294, 353]. Au Royaume-Uni, 8 isolats félins sur 46 (17,4 %) étaient potentiellement zoonotiques (3 A1, 1 A2, 4 B) [354]. Une qPCR commerciale nord-américaine ciblant A et B les détecte dans 1 840 des 9 962 échantillons positifs (18,5 %), sans typer F [53]. Au niveau du sous-assemblage, AI est le plus fréquent chez le chat et le chien, comptés ensemble [61] ; AII est rapporté à Rome (16 isolats), dans des chatteries japonaises et au Royaume-Uni [236, 347, 354], AIII chez 8 chats romains [236], BIV à Bangkok [323]. Le sous-typage est lui-même incertain, avec « several double peaks and mutations, making complex a proper isolate allocation » (résumé) [236].
Ces chiffres sont fragiles, pour cinq raisons documentées. Le locus oriente le résultat : le 18S amplifierait préférentiellement B, D et C, le bg A et B, d'après Covacin et ses collègues (2011), connus par la revue de Barbosa qui les cite [61]. Les loci se contredisent. En Irlande, 18 des 140 échantillons de cas cliniques vétérinaires (12,9 %) seulement donnaient le même assemblage aux trois loci (résumé) [237] ; au Guangdong, les 6 isolats de chats errants étaient AI au tpi, mais 3 AI et 3 F au bg [321]. Le typage échoue sur les faibles charges : en Égypte, 39 des 43 échantillons félins positifs en qPCR (90,7 %) avaient un Ct supérieur à 32, ce qui interdisait le sous-typage [326], et en Allemagne le succès atteignait 92 % au 18S, 42 % au bg et 13 % au gdh (résumé) [271]. Un locus unique produit des séries « tout B » ou « tout A ». Le génotypage d'échantillons regroupés, comme à Querétaro, ne dit rien du chat individuel [355]. Les assemblages publiés décrivent donc surtout les chats qui excrètent beaucoup. Barbosa et ses collègues le résument : un isolat de chat peut être « typed as 'zoonotic' at one locus but 'host-specific' at another » [61].
Les outils commerciaux n'effacent pas ces limites. Comparée au génotypage multilocus sur 140 selles positives de chiens et de chats, une qPCR β-giardine du commerce retrouvait 70 des 76 échantillons A ou B (κ = 0,828), sans voir les assemblages non zoonotiques, et le multilocus révélait des infections mixtes B/F chez deux chats. Cinq auteurs sont salariés du laboratoire qui vend le test (résumé) [97].
Les synthèses ne s'accordent pas sur l'assemblage dominant en Europe. Le CAPC écrit que les chats sont « primarily infected with assemblages AI and F » [1], Barbosa et ses collègues retiennent F et A [61], l'ESCCAP F, puis A « on occasions » et B « only rarely » [23]. Dans sa version du 5 mai 2025, l'ABCD affirme au contraire que « A is most prevalent, according to the different European studies and a Canadian one » [4], alors que plusieurs études européennes trouvent F majoritaire. Côté français, aucune donnée de génotypage félin n'existe. Les plus proches viennent d'Espagne (5 F, 2 A, 2 B et 1 D sur 10 isolats du centre du pays) [342], d'Italie et d'Allemagne.
Foyers partagés : aucune transmission démontrée
Aucune étude de foyer n'a montré le même Giardia, au même sous-type, chez un chat et chez son humain. À Berlin, sur 38 foyers dont 7 avec des chats, un seul chat était positif en antigène, et la seule paire concordante associait un chien et un humain, avec une séquence B « similar but not identical » au tpi (résumé) [63]. Dans la province d'Álava, 63 foyers, 179 humains et 34 chats n'ont livré aucune infection simultanée par Giardia chez un humain et son animal, et les chats typés portaient F (résumé) [64]. À Téhéran, chez des chats errants, des chats de foyers et 33 propriétaires, Giardia n'est apparu que chez deux chats errants, l'un F, l'autre B, d'où la conclusion « cats had a minor role in their owners' infection » [65]. Le seul couple concordant publié dans une communauté défavorisée de Rio de Janeiro réunit un enfant et son chien, au seul locus bg (résumé) [356]. Les études récentes « Une seule santé » portent sur des chiens, non sur des chats [357, 358, 359], et l'une qualifie de « zoonotic » des assemblages C et D réputés canins, formulation à ne pas reprendre [359]. La synthèse mondiale de 2025 le dit en ces termes : « the majority of studies indicating that molecular data does not support the household transmission of zoonotic assemblages from pets to humans » [43].
Une observation norvégienne de 2026 montre ce qu'il faudrait pour étayer une transmission : des séquences identiques d'assemblage AI chez des rennes sauvages et chez la personne qui avait ramassé leurs selles, avec une exposition et une chronologie documentées, « a rare case of well-supported wildlife-associated Giardia transmission » (résumé) [66]. Aucun couple chat-humain n'a fait l'objet d'une telle démonstration.
L'assemblage F chez l'humain
Les cas humains d'assemblage F sont rares mais réels. En Slovaquie, 3 des 21 enfants positifs vivant dans de mauvaises conditions sanitaires le portaient (14,3 %), « the first finding of cat specific assemblage F in man not only in Slovakia, but also in Europe » (résumé) [62]. Au Brésil, un enfant de dix mois l'hébergeait, comme un chien et un chat [56, 61]. Trois enfants éthiopiens en infection mixte A et F (Gelanew, 2007) et un écolier thaïlandais (Sutthikornchai, 2021) sont connus par la revue de 2023 qui les recense [61]. Avant 2011, Feng et Xiao comptaient F chez un porc et sept humains [36]. De l'ordre d'une quinzaine de cas humains semblent publiés dans le monde (notre calcul, doublons possibles entre ces listes). L'ESCCAP écrit en 2025 que les génotypes animaux trouvés chez l'humain « usually occur in the context of immunosuppression » [23]. Les cas slovaques concernent pourtant des enfants en situation sanitaire précaire, pas des immunodéprimés, et les sources lues ne disent rien de l'état de santé de l'enfant brésilien. Le rapport européen sur l'année 2022 mentionne les cas slovaques d'assemblages C et F [72].
Les études humaines cas-témoins
L'animal de compagnie ressort rarement des études cas-témoins de giardiose humaine. Une seule le désigne fortement : en East Anglia, en 1994, sur 33 cas et 112 témoins, les animaux de compagnie avaient un rapport de cotes de 14,55 (4,18-50,62), intervalle très large (résumé) [69]. En Allemagne, sur 120 cas autochtones et 240 témoins, ni les animaux ni la baignade ne ressortent : « Contact with animals (pets/farm animals) and exposure to surface water (swimming/water sports) were not associated with symptomatic disease » (résumé) [68]. À Auckland, le contact avec les animaux de compagnie n'était un risque ni pour l'enfant ni pour l'adulte, contrairement aux animaux de ferme chez l'adulte, d'après la synthèse de Feng et Xiao, qui résume les études adulte et pédiatrique d'Auckland [36, 360, 361]. Chez 199 cas du Colorado et du Minnesota, les facteurs retenus étaient le voyage, l'eau naturelle, bue ou de baignade, les relations sexuelles entre hommes, le contact avec des enfants en couches, les antibiotiques et une maladie digestive chronique [67]. Adam le dit en une phrase : « Animal exposure has not been a risk factor in recent studies » [30].
Deux études s'intéressent à l'assemblage. Dans le nord-ouest de l'Angleterre, posséder un chien n'était associé qu'aux infections à assemblage A (rapport de cotes multivarié de 3,57), tandis que toucher un animal de compagnie, quel qu'il soit, était associé à moins d'infections en analyse univariée (rapport de cotes brut de 0,56) [362]. Menée chez des enfants de 40 crèches néerlandaises, sur 138 isolats typés, une étude relie l'assemblage A à la fréquentation printanière ou estivale d'un établissement doté d'un bac à sable intérieur et de chats (rapport de cotes de 13,5, IC 95 % 1,8-101,3, d'après le résumé) [70]. Deux travaux récents se contredisent. Chez 518 personnes adressées à un laboratoire polonais, cohorte que les auteurs disent eux-mêmes « self-selected », posséder un animal était un facteur de risque chez les adultes de 18 à 40 ans, chats et chiens confondus dans le résumé [363]. Chez 312 patients hospitalisés en Roumanie, dont 15 positifs, ni le contact avec les animaux, ni leur possession, ni l'hygiène des mains après ce contact n'étaient associés, avec une puissance que les auteurs jugent faible [364].
Chez l'humain, la giardiose reste surtout une affaire d'eau, de voyages et de transmission interhumaine. L'OMS estimait pour 2010 183,8 millions de cas (130,0 à 262,8 millions), aucun décès et 171 100 années de vie ajustées sur l'incapacité [365]. En 2022, 24 pays européens déclaraient 10 894 cas confirmés (3,9 pour 100 000 habitants), avec un taux maximal chez les enfants de 0 à 4 ans, et la France ne transmettait pas de données [72]. Seuls les cas groupés d'origine hydrique ou alimentaire y sont à déclaration obligatoire ; 947 prélèvements positifs ont été rapportés en 2019 au centre national de référence, soit environ 1,3 % des coprologies parasitaires hospitalières [35]. Les plus exposés sont les jeunes enfants, les personnes porteuses d'un déficit en IgA ou d'une hypochlorhydrie gastrique, les personnes dénutries et les immunodéprimées [35, 72]. Trois ans après l'épidémie hydrique de Bergen, en 2004, le syndrome de l'intestin irritable et la fatigue chronique restaient plus fréquents chez 817 personnes exposées que chez 1 128 témoins (résumé) [366].
Les recommandations sur le risque zoonotique
Les formulations ont bougé dans les deux sens ; leur chronologie complète figure plus loin (voir § 12). La première édition anglaise du guide ESCCAP, en août 2011, écrivait « Several agents are important zoonoses, such as Giardia, Cryptosporidium and Toxoplasma » et, plus loin, « There is currently no evidence of transmission from cats to humans » [187]. Le texte français de 2013 parlait de « zoonoses majeures » [41], l'adaptation suisse de 2015 de souches les plus fréquentes qui « ne sont pas zoonotiques » [86]. Giardia n'est plus que « potentially » zoonotique en 2018 [22]. En 2025, la transmission depuis l'animal de compagnie « is very rare », le génotypage jusqu'au sous-assemblage est « necessary » pour l'évaluer, et le propriétaire doit consulter son médecin quand des membres de la famille et leurs animaux sont infectés en même temps [23]. La fiche ESCCAP destinée aux vétérinaires juge le risque « very low » depuis avril 2020, « très faible » dans sa version française [24, 91].
L'ABCD a fait le chemin inverse, et plus tôt qu'on ne l'écrit d'ordinaire. En 2013, puis encore en octobre 2015, les biotypes du chat « do not appear to infect humans » [3, 189], et la mise à jour d'ensemble de juillet 2015 écrit : « Giardiasis in cats is not considered a zoonotic risk », en signalant aussitôt l'assemblage A chez des chats européens [73]. Dès juin 2017, la page ajoute « but zoonotic biotypes (isolated from human cases) are frequently found in cats », tout en notant qu'aucune étude ne montre de transmission directe du chat à l'humain [74]. Le revirement date d'entre juillet 2015 et juin 2017, et non de 2025. En 2017, la fiche française tenait les selles de tout chat pour potentiellement à risque, surtout pour les personnes immunodéprimées [247]. La fiche anglaise de 2020 et de 2024 restreint ce risque aux selles diarrhéiques, en précisant : « Animals with normal stools are not considered human health risks » [193, 194]. En 2025, l'ABCD recommande de tester les jeunes chats qui vivent avec des personnes immunodéprimées [4].
Côté nord-américain, l'AAFP passe en 2019 d'un principe de précaution (« it seems prudent to assume that feces from all cats infected with Giardia species are a potential human health risk », 2005) à des agents « not considered significant zoonotic agents » [184, 192]. Le CAPC jugeait en 2009 la transmission du chien ou du chat à l'humain « rare, if it occurs at all » [185], ne garde que « rare » à partir de 2013 [367], y ajoute en juin 2017 l'exception de l'assemblage A1, qu'il garde en août 2026 [190, 1]. Depuis 2009, il écrit aussi que l'infection humaine d'origine canine ou féline « has not been conclusively demonstrated in North America », phrase réécrite en août 2026 : les infections humaines par des assemblages canins et félins « have not been conclusively demonstrated in the United States » [185, 1]. Le TroCCAP, dans ses recommandations tropicales de 2018 et 2019, affiche « Zoonotic: Yes (assemblage A) » dans son encadré mais conclut que le chat n'est pas considéré comme jouant un rôle dans la transmission [99, 75].
Pour les agences de santé publique, le risque est faible. Les deux fiches de danger de l'Anses, de janvier 2011 et de juillet 2020, écrivent que le risque zoonotique « semble mineur ». La phrase sur les génotypes animaux reste d'une version à l'autre, « la grande majorité des infections » devenant « la majorité », et le rôle de ces animaux dans la transmission à l'humain « n'est pas éclairci » ; la version de 2020 nomme les animaux de compagnie, et non plus « domestiques », parmi les sources possibles de contamination des cours d'eau, et porte l'en-tête « Agent zoonotique » [186, 35]. Les CDC sont passés de « small » en juillet 2015 à « low » en février 2021, en ajoutant que les selles d'un animal d'apparence saine peuvent rendre malade, puis à « you are unlikely to get a Giardia infection from dogs or cats » en octobre 2023 [368, 369, 370]. Aucune recommandation propre au sujet n'a été trouvée à la WSAVA, à la BSAVA, à l'ISFM ou à l'AAHA.
5. Présentation clinique et association avec la diarrhée
Un biais de recrutement à garder en tête
Presque toutes les descriptions de signes viennent de chats déjà sélectionnés pour un trouble digestif : envois de laboratoire, consultations, chatteries à problème. La diarrhée y est présente par construction. La « clinique de la giardiose du chat » publiée est donc celle des chats diarrhéiques chez qui l'on a trouvé Giardia, pas celle de tous les chats infectés, dont beaucoup ne montrent rien (voir plus bas).
Ce que l'on voit chez le chat atteint
La seule série chiffrée porte sur 37 chats à Giardia d'un laboratoire britannique, tous envoyés pour des signes digestifs. Tous avaient une diarrhée, chronique chez 21 (57 %), aiguë chez 3 (8 %), de durée inconnue chez 13 ; 8 avaient du sang frais dans les selles (22 %), 2 avaient maigri (5 %), un seul était abattu, aucun ne vomissait [5]. Les auteurs écrivent qu'aucun des agents étudiés « show a characteristic pattern of clinical signs » et que l'identité du protozoaire ne modifiait pas significativement le tableau [5]. Au Mississippi, l'excrétion de kystes était associée à des signes digestifs chroniques, présents depuis plus de deux semaines, mais ni aux signes aigus ni aux vomissements (résumé) [9]. Chez 82 chats moscovites porteurs de kystes, les selles étaient molles chez 31, en bouillie chez 21, d'odeur piquante chez 16, franchement diarrhéiques chez 4 seulement, catégories non exclusives [6].
Les recommandations décrivent des selles pâles, malodorantes, parfois muqueuses ou grasses [1], de type intestin grêle, liquides ou semi-liquides, avec parfois du mucus ou du sang évoquant le gros intestin, sur plusieurs semaines [3, 4]. L'ESCCAP parle de diarrhée pâteuse chronique et intermittente, riche en mucus, avec anorexie, vomissements, amaigrissement et léthargie, depuis sa première édition [23, 88], et sa version française de 2013 ajoutait la stéatorrhée [41]. La fiche d'Iowa State, de décembre 2012, note que le sang est rare, que les vomissements sont occasionnels et la fièvre habituellement absente, et que la diarrhée cède spontanément chez la plupart des chiens et chats immunocompétents [2]. Ce sont des avis d'experts. La série britannique, avec du sang chez un chat sur cinq et aucun vomissement, contredit en partie le « blood is rare » et la mention des vomissements.
Les observations cliniques anciennes sont rares : un cas en 1981, connu par son seul titre [371], cinq cas en 1976 connus par la série britannique qui les cite [5], et une chatterie de 14 Persans en 1985, où 6 des 7 excréteurs avaient la diarrhée, 1 des 6 chats normaux excrétait et 2 chats diarrhéiques n'avaient pas de kystes visibles (résumé) [150]. Sugano, dans sa thèse de 1990, décrit des malades presque tous âgés de quatre mois au plus, achetés chez un éleveur ou en animalerie et malades trois à six jours après l'achat [60]. Deux observations indonésiennes de 2024 et 2025, portant sur trois chats et connues par leurs résumés, illustrent la variété des tableaux, d'une diarrhée hémorragique et muqueuse de 19 jours chez un chat de dix mois à deux chattes suspectes de giardiose et de coronavirose entérique, chez qui les frottis sanguins ont ajouté une babésiose [372, 373].
Les examens sanguins sont décrits comme normaux. Selon le CAPC, la plupart des chats infectés sont apyrétiques, ne vomissent pas et ont une numération et des protéines totales normales [1]. La cobalamine, les folates et l'albumine n'ont jamais été mesurés chez des chats atteints de giardiose : la recherche PubMed sur la cobalamine et les folates ne rend aucun résultat, celle sur l'hypoalbuminémie, l'anémie ou la biochimie aucun résultat félin pertinent. Une thèse nantaise de 1996 a étudié les dosages de TLI, de vitamine B12 et de folates chez 429 chats à diarrhée chronique. Elle n'est connue que par sa notice, et on ignore si elle traite de Giardia[374]. Absence de données, donc, pas preuve d'absence.
Âge, terrain, croissance, gravité
L'infection est plus fréquente et plus souvent clinique chez le jeune, « with most clinical infections occurring in cats under one year of age » selon l'ABCD [4, 3]. Au laboratoire britannique déjà cité, chez les chats envoyés pour signes digestifs, la positivité atteint 8,8 % (22/251) avant six mois et 5,0 % (47/939) au-delà, P = 0,03 [5]. L'ESCCAP ajoute l'immunodépression, les co-infections et le stress, et depuis 2025 « young animals after weaning or re-homing » [23]. L'ABCD mentionne depuis mai 2024 une giardiose chronique « described in immunocompromised cats », sans référence dans la phrase [95, 4].
Seule l'infection expérimentale documente un retard de croissance du chaton. Les chatons témoins éprouvés avec 10⁶ trophozoïtes par voie duodénale comptaient davantage de jours de selles anormales et de baisse de prise alimentaire, avec un gain de poids plus faible, que les chatons vaccinés (résumé) [11]. Un cas publié, celui d'une Ocicat de dix semaines présentée pour « failure to thrive and diarrhoea », associait Giardia et Tritrichomonas (résumé) [12]. Nulle part on ne trouve de chiffres sur la croissance de chatons naturellement infectés. Au refuge new-yorkais suivi en 2008, la perte de poids était même moins fréquente chez les chats positifs (7 sur 44) que chez les négatifs (72 sur 195, p = 0,007) [177].
Aucune mort attribuée à la seule giardiose n'a été trouvée chez le chat. Chez 85 chats de 8 semaines à 12 mois à diarrhée (82 autopsiés, 3 biopsiés), Giardia était présent dans l'intestin de 6 (7,1 %), tous autopsiés, dont 2 atteints de panleucopénie ; 40 des 85 intestins (47 %) portaient des lésions de panleucopénie, sans surreprésentation de Giardia parmi eux (2 sur 6, notre calcul) [13]. Un chaton indonésien de trois mois, traité pour giardiose sans amélioration, s'est révélé atteint de panleucopénie et est mort au 17e jour (résumé) [375]. Le parasite y fait figure de passager possible de maladies graves, pas de cause démontrée.
Des infections expérimentales peu cliniques
Les chats infectés au laboratoire sont peu malades. Chez 16 jeunes chats adultes inoculés à forte dose, « diarrhea was rare and was mild and transient when it did occur » (résumé) [16]. Avec un isolat félin, les chatons témoins inoculés de l'essai de 2006 avaient une diarrhée dans 4 selles sur 73, 5 sur 59 et 0 sur 61 selon l'expérience (5,5 %, 8,5 % et 0 %), et les auteurs jugent la diarrhée « uncommon » [17]. En 1984, 6 des 11 chats infectés naturellement ou expérimentalement avaient des signes compatibles (54,5 %) (résumé) [7]. En sens inverse, l'isolat d'oiseau inoculé dans le duodénum donnait une diarrhée à quatre chatons sur cinq [40], et des trophozoïtes de G. lamblia, d'origine non précisée dans le résumé, introduits par voie chirurgicale des selles anormales et un retard de gain de poids [11]. Les voies, les isolats non typés et les doses diffèrent d'une étude à l'autre. Il n'existe pas de modèle félin reproductible de giardiose clinique.
Les lésions félines se résument à une étude, celle du raccourcissement des microvillosités jéjunales chez les chatons inoculés avec l'isolat d'oiseau (voir § 2). L'ABCD évoque un émoussement des villosités et une réponse inflammatoire « of the lower small intestine », sans référence en 2013 et d'après une revue de 1987 en 2025, sans série histologique féline à l'appui [3, 4].
Le porteur sans signe et le sens d'un test positif
En moyenne, le chat diarrhéique est environ deux fois plus souvent positif. Le rapport de prévalence des chats symptomatiques vaut 1,94 (1,47-2,56) dans la méta-analyse de Bouzid [19], et la méta-analyse moléculaire compte 243 positifs sur 1 212 chats diarrhéiques (20,05 %) contre 34 sur 635 non diarrhéiques (5,35 %) [18]. Dans l'enquête européenne d'Epe, 23,0 % des chats symptomatiques et 10,2 % des autres étaient positifs (voir § 3). Au Danemark, la probabilité de diarrhée augmentait avec l'intensité de l'infection (résumé) [50]. À Ahvaz, 17,39 % des chats diarrhéiques étaient positifs contre 0,79 % des autres [376], et dans des colonies milanaises le rapport de cotes de la diarrhée chez les chats infectés atteignait 30,7 [334]. En Italie, 6 chats symptomatiques sur 24 (25 %) et 36 sans signe sur 242 (14,9 %) étaient positifs en ELISA, chiffres connus par le tableau de Bouzid [377].
L'excrétion sans signe est pourtant banale, et plusieurs études ne trouvent aucun lien. En Floride, à l'entrée d'un refuge, 20 % des 50 chats diarrhéiques et 8 % des 50 chats à selles normales (10 et 4 chats, notre calcul) portaient Giardia, écart non significatif, alors qu'au moins un entéropathogène était trouvé chez 84 % des uns comme des autres [20]. Dans quatre modes de gestion de chats sans propriétaire en Floride et en Géorgie, Giardia était présent chez 36 chats diarrhéiques sur 241 (14,9 %) et chez 31 chats à selles normales sur 241 (12,9 %) (notre calcul sur le tableau 2) [21]. Il n'y avait pas de différence significative au Guangdong [318], aucune association avec les signes à Perth [329], et la plupart des chats infectés autrichiens n'avaient pas de diarrhée [332]. Les 203 chats positifs de Londrina n'en avaient aucun [14]. Les 18 chatons de la colonie fermée de l'USDA comptaient 8 excréteurs d'assemblage F, tous asymptomatiques [15]. Aux États-Unis, la positivité des chats vus en visite de bien-être n'était que « slightly lower » que celle des chats malades [26]. Chez 57 chatons sains vus pour leur première vaccination au Royaume-Uni, aucun Giardia n'apparaissait par les méthodes courantes, mais 3 étaient positifs à un ELISA félin, et les auteurs avertissent que la détection chez un chaton malade « may be an incidental finding » (résumé) [82]. Chez 263 chats de 1 à 12 mois de l'État de New York, « clinical signs such as diarrhea are not reliable predictors of whether a cat is actively shedding enteric organisms » (résumé) [378]. En Catalogne, une bonne part des chats positifs de refuge avaient des selles normales, sans que les proportions publiées se laissent recalculer (35 et 38 des 68 chats positifs à selles molles ou liquides, plus de 100 % ensemble) [175]. Au moins dix-huit sources concordent : le portage sans signe est fréquent, à tout âge.
L'assemblage prédit mal les signes : au Mississippi, aucune association n'apparaissait entre assemblage et signes digestifs (résumé) [349], alors que dans le refuge new-yorkais les assemblages potentiellement zoonotiques étaient plus fréquents chez les chats à selles molles ou diarrhéiques (p = 0,03), sur 44 selles typées à un seul locus [177]. L'âge confond tout, les jeunes étant à la fois plus souvent diarrhéiques et plus souvent positifs, et la PCR détecte des charges faibles sans signification clinique établie (voir § 6).
Les auteurs et les recommandations en tirent la même prudence. Pour établir une causalité, « it is necessary to not only show the presence of an enteropathogen, but to show that its elimination results in resolution of the observed clinical signs » [5]. L'ABCD écrit en 2013 et en 2025 : « Infection can be detected in clinically healthy cats so interpretation of a positive result in cats with diarrhoea requires care » [3, 4]. Le guide de diagnostic de l'ESCCAP (novembre 2022) ajoute que la détection de l'antigène « does not always correlate with sickness » [76], et les deuxième et troisième éditions du guide n° 6 qu'aucune règle générale ne relie un test positif à une décision de traitement [22, 23]. Le chien montre la même chose. Chez 20 chiens à infection chronique subclinique, les tests de clinique avaient de bonnes valeurs prédictives négatives mais de mauvaises valeurs prédictives positives aux prévalences habituelles [93] ; chez 38 chiens de chenil positifs, diarrhéiques ou non, le microbiote fécal et l'indice de dysbiose ne différaient pas (résumé) [379] ; le consensus de l'ACVIM de 2026 sur l'entéropathie inflammatoire chronique du chien rappelle que l'antigène « can be shed by both healthy dogs and those with CIE » [380].
La quantité de kystes a fait changer d'avis l'ESCCAP. En 2017 dans son adaptation allemande, puis en 2018 dans la deuxième édition, aucune preuve ne reliait le nombre de kystes à l'existence ou à l'intensité des signes [77, 22]. Mars 2025 marque le revirement : les animaux qui excrètent davantage « are more frequently clinically affected », sans référence citée [23]. La seule donnée féline à l'appui est l'étude danoise, connue par son résumé [50]. À Toulouse, l'excrétion était faible chez 67 % des chats positifs, sans lien clinique étudié [34]. Les deux sociétés européennes divergent plus largement sur le pouvoir pathogène. Entre 2011 et 2025, l'ESCCAP est passée de « Most often infection remains asymptomatic » à « in cats, almost always pathogenic » (2018) puis à « they usually cause clinical disease » (2025), quand l'ABCD juge depuis 2013 l'importance de Giardia comme agent de diarrhée féline « not clear » [187, 22, 23, 3, 4]. Cette controverse est reprise plus loin (voir § 12).
Entéropathie chronique, séquelles, diarrhée qui dure
Aucune étude ne situe Giardia dans les entéropathies chroniques du chat. La coproscopie et la recherche d'infections figurent parmi les exclusions préalables dans la revue allemande consacrée à ces entéropathies (résumé) [27]. Le consensus de l'ACVIM de 2023 sur l'entéropathie lymphoplasmocytaire et le lymphome de bas grade félins ne nomme Giardia ni dans son résumé ni dans son texte intégral [28]. Une thèse toulousaine de 2001 sur la diarrhée chronique du chat écrit qu'« une coproscopie permet de diagnostiquer une parsitose [sic], en particulier la giardiose », d'après son résumé, le texte scanné étant illisible [381]. Le chien dispose d'un peu plus de données : 16 chiens sur 47 atteints d'entéropathie chronique étaient positifs, avec des formes moins sévères (p = 0,037) (résumé) [382], et un an au moins après une giardiose aiguë, des signes digestifs chroniques touchaient 14 chiots sur 49 contre 5 témoins sur 50, et un prurit 16 contre 4 (résumé) [383].
Personne n'a étudié de séquelles chez le chat. Chez l'humain, le syndrome de l'intestin irritable et la fatigue chronique persistent trois ans après une épidémie hydrique (voir § 4). L'ABCD prévient en 2013 que les modifications intestinales secondaires « may be slow to resolve », et en 2025 qu'elles « might take some time to resolve », si bien que la diarrhée peut se prolonger après l'élimination du parasite [3, 4]. C'est un avis d'expert, porté par une seule société.
Le syndrome de Haws, une piste
Une équipe israélienne a publié deux séries. Sur 10 chats atteints d'un syndrome de Haws aigu, 4 avaient une diarrhée, 4 des 9 testés étaient positifs à Giardia, et l'adoption d'un chaton avait précédé l'atteinte de trois congénères du même foyer (résumé) [173]. Sur 5 chats, dont trois du premier foyer en récidive, 4 étaient positifs en ELISA, et 3 des 4 sont redevenus négatifs au contrôle sous seul régime alimentaire. Les auteurs avancent un axe intestin-cerveau, sans le démontrer [174]. En 1990, au Royaume-Uni, un agent « torovirus-like » avait été isolé chez 7 des 50 chats à procidence des troisièmes paupières et diarrhée (résumé) [384] ; en 1997, aucun torovirus n'apparaissait chez 51 chats néo-zélandais (résumé) [385]. Les résumés de ces deux études virales ne mentionnent pas Giardia. Le lien repose sur une seule équipe, sans groupe témoin : c'est une piste, pas une cause.
Co-infections et diagnostic différentiel
Chez le chat diarrhéique, trouver plusieurs agents est la règle des panels PCR. Au Royaume-Uni, chez 1 088 chats diarrhéiques testés par un panel de huit agents, Giardia était présent chez 20,6 %, Tritrichomonas foetus chez 18,8 %, Cryptosporidium chez 24,4 %, le coronavirus félin chez 56,9 %, Clostridium perfringens chez 56,6 % et le virus de la panleucopénie chez 22,1 % ; 62,5 % des chats portaient au moins deux agents, 12,7 % aucun, et Giardia coexistait plus souvent que le hasard avec T. foetus, Cryptosporidium et le virus de la panleucopénie [51]. Un des auteurs est salarié d'IDEXX, qui commercialise le panel. En Corée, chez 1 620 chats diarrhéiques, au moins un agent était détecté dans 82,59 % des cas et les co-infections formaient 54,41 % des profils positifs ; Giardia représentait 4,52 % des détections, unité qui n'est pas le chat [386]. Sur 104 selles félines de diagnostic à Sydney, C. perfringens était présent dans 100, le coronavirus dans 37, Campylobacter dans 33 et Giardia dans 44 [165]. À Perth, la proportion de Giardia chez 289 chats diarrhéiques vaut « 11.1% » dans le résumé et dans une phrase de la Discussion, « 6.2% » dans la phrase suivante [387]. Chez 493 chats à diarrhée chronique, le coronavirus était présent dans 377 des 586 selles (64,3 %) et Giardia chez 42 chats (8,5 %) [388]. Un agent présent chez presque tous les chats, comme C. perfringens, n'explique rien.
Tritrichomonas est le principal piège. Son nom est discuté. Walden et ses collègues ont décrit en 2013 Tritrichomonas blagburni n. sp. comme l'agent de la trichomonose intestinale féline (résumé) [168]. L'ESCCAP l'a donné pour synonyme en 2018 puis est revenue à T. foetus sans synonyme en 2025 [22, 23], tandis que l'ABCD légende en 2025 une vidéo de « Tritrichomonas blagburni » tout en écrivant Tritrichomonas foetus ailleurs dans la même page, et qu'un laboratoire américain écrit « T. blagburni (formerly T. foetus) » [4, 257]. D'autres équipes parlent de génotype félin de T. foetus[165, 389]. Une espèce nouvelle, proche de T. casperi, a été trouvée chez un chat hongrois en 2024 [390]. Nous écrivons ici Tritrichomonas foetus (génotype félin), en signalant T. blagburni comme nom proposé en 2013.
L'association des deux parasites revient dans presque toutes les séries de chats de race. Chez les chats positifs à T. foetus, Giardia était présent chez 10 sur 36 en Allemagne (27,8 %) [166], 9 sur 14 en Italie, où la co-infection était un facteur associé à T. foetus (résumé) [389], 7 sur 13 en Australie (54 %) (résumé) [167], environ 9 sur 29 à Hong Kong (31 %, notre calcul) [391] et 67 % dans des saisies de chats en accumulation [333]. Les fourchettes publiées vont de « 4.3% to 54% » [51] et de « 4.35% to 22.72% » chez le chat de race [392]. Un hôpital universitaire italien comptait 1 chat positif à Giardia sur 105, co-infecté par T. foetus, lui-même présent chez 18 [393]. Mais en Allemagne, la diarrhée liée à T. foetus « was not exacerbated by co-infection with Giardia species or coccidia » [166], et aucune co-infection n'apparaissait chez 146 chats sains italiens [346] ni dans l'est de la Chine [338]. Le terrain commun, des jeunes chats de race vivant en chatterie, explique au moins en partie l'association. En Chine, une PCR nichée trouvait T. foetus chez 8 chats sur 22 (36,4 %) lors de la mise au point d'un test rapide visuel des trichomonadés, sans réaction croisée avec Giardia (résumé) [394].
Au microscope, à frais, les deux trophozoïtes ont une taille voisine. Pour l'ESCCAP en 2025, le mouvement rapide et « jerky » vers l'avant et la membrane ondulante de T. foetus s'opposent au mouvement en « falling leaf » et aux deux gros noyaux de Giardia[23] ; l'adaptation française de 2013 oppose de même le mouvement « saccadé » et la membrane ondulante de T. foetus à la « mobilité réduite » et aux deux grands noyaux de Giardia[41], comme une revue de 2015 [87]. En 2017, l'adaptation allemande se contredit : sa partie Giardia décrit des trichomonadés qui se meuvent « zuckend-drehend, eher ortsständig », par saccades et en tournoyant, plutôt sur place, sa partie T. foetus des « schnelle, ruckartige Bewegungen » avec une membrane ondulante [77]. L'ABCD décrit Giardia « motile with a rolling action » dans son texte (2013, 2025) et « with a slower, falling-leaf movement » dans sa vidéo de 2025, et attribue le mouvement des trichomonadés à « their singular flagellum » [3, 4], formulation inexacte puisque T. foetus porte plusieurs flagelles antérieurs et une membrane ondulante, visibles sur les figures du cas italien [392]. Iowa State parle de « tumbling motility » pour Giardia[2]. Le trophozoïte de Giardia mesure 12 à 18 µm sur 10 à 12 selon le CAPC, 9 à 21 sur 5 à 12 selon l'ESCCAP, celui des trichomonadés 10 à 25 sur 3 à 15 [1, 23]. Trois sources sur quatre décrivent un trichomonadé qui avance, une le dit plutôt sur place : l'écart est à connaître devant la lame.
L'erreur est documentée. « T. foetus is often misdiagnosed as Giardia spp. » (résumé) [169] ; il est « commonly misidentified » comme Giardia ou Pentatrichomonas hominis (résumé) [170]. Faute de distinguer les deux trophozoïtes, l'antigène spécifique de Giardia tranche [87]. Dans un échantillon réfrigéré, des pseudokystes de trichomonadés en goutte (8,18 sur 6,35 µm en moyenne), plus petits que les kystes de Giardia, ont été vus à côté de vrais kystes, colorés au Lugol et au Giemsa [392]. Sept Abyssins d'une colonie allemande à diarrhée muqueuse ont longtemps été traités « against Giardia » avant que la PCR ne trouve T. foetus chez 5 des 6 chats testés, Giardia étant exclu chez le chat autopsié (résumé) [138].
Pour T. foetus lui-même, la PCR est l'examen de choix. Sur 36 chats d'exposition positifs, le frottis en trouvait 5, la culture en milieu de Diamond 9, la culture InPouch TF 20 et la PCR 34 (résumé) [395]. Une revue cite ces sensibilités à 14,7 %, 26,4 % et 58,8 %, pourcentages qui correspondent aux 34 positifs de la PCR, 26,4 % étant 9 sur 34 tronqué (26,47 %) (notre calcul) [87]. Le milieu InPouch ne laissait survivre ni Giardia ni P. hominis en 2003 (résumé) [396], mais P. hominis y a poussé trois jours en 2013, d'où la recommandation de vérifier par PCR une culture positive avant un traitement potentiellement neurotoxique (résumé) [397]. Les adaptations française (2013) et allemande (2017) répètent encore la version de 2003, l'ESCCAP de 2025 adopte celle de 2013 [41, 77, 23]. Un panel commercial ne détectait T. foetus qu'avec une sensibilité de 41,9 % face à une qPCR dédiée [165]. P. hominis reste rare chez le chat, avec 4 chats sur 111 à Nanchang contre 45 pour T. foetus[398], 2 sur 94 en Hongrie [390], 5 chats dans deux populations américaines (1,9 % et 2,1 % des échantillons) (résumé) [399] et deux chats FeLV-positifs à diarrhée chronique au Brésil (résumé) [400] ; « Tritrichomonas foetus and not Pentatrichomonas hominis is the etiologic agent of feline trichomonal diarrhea », titre une équipe en 2003 [401].
Cryptosporidium est associé à Giardia. Au Mississippi et en Alabama, sur 250 chats, seule l'excrétion simultanée de kystes de Giardia était associée à la présence d'oocystes de Cryptosporidium en régression logistique, les 12 isolats typés étant tous C. felis (résumé) [172]. Le Danemark donne un rapport de cotes de 12,79 [50], le Mississippi une association significative avec Cryptosporidium et les coccidies [9], une étude de la faune urbaine et des chats errants de Brno une association forte entre G. duodenalis et C. parvum chez le chat (résumé) [402]. Une co-infection persistante par C. parvum « may have been associated with failure of fenbendazole to eliminate Giardia infection » (voir § 8) [111]. Le test rapide immunochromatographique et la PCR détectent mal Cryptosporidium : sensibilités de 46,1 % et 38,4 % contre l'immunofluorescence, chiens et chats confondus [84]. L'AAFP recommande depuis 2019 une immunofluorescence ou une PCR pour Cryptosporidium chez le chat dont la diarrhée de l'intestin grêle persiste après un traitement de giardiose [192].
Les autres causes se discutent selon l'âge et le terrain. Cystoisospora touchait 33,9 % de 118 jeunes chats diarrhéiques italiens [171] et 46 des 1 355 chats à signes digestifs britanniques [5]. Un nouvel immunodosage de laboratoire pour son antigène ne réagit pas avec Giardia, d'après un résumé dont tous les auteurs sont salariés d'IDEXX [403]. Dans la même série italienne, les ankylostomes étaient associés chez le chat à une diarrhée aqueuse ou hémorragique [171]. Le coronavirus félin était le seul agent significativement plus fréquent chez les chats diarrhéiques que chez les chats à selles normales à l'entrée du refuge de Floride (58 % contre 36 %) [20]. La panleucopénie était détectée chez 22,1 % des chats diarrhéiques britanniques, les auteurs mettant en garde contre l'effet d'un vaccin vivant récent [51]. Les bactéries entéropathogènes sont isolées à des taux semblables chez les animaux avec et sans diarrhée selon le consensus de l'ACVIM de 2011 (résumé) [404], et Campylobacter était même moins souvent isolé chez 219 chats diarrhéiques californiens (21, soit 9,6 %) que chez 54 témoins (15, soit 27,8 %) (résumé) [405]. Un résultat bactérien de panel ne dit pas la cause. Restent les maladies chroniques non infectieuses : entéropathie inflammatoire répondant à l'aliment, aux antibiotiques ou aux immunosuppresseurs, lymphome digestif de bas grade du chat âgé, causes extradigestives comme l'insuffisance rénale ou l'hyperthyroïdie [27, 28, 381]. Aucune source lue ne compare une diarrhée d'origine alimentaire à une giardiose. L'ABCD rappelle depuis juin 2017 que les co-infections par T. foetus ou Cryptosporidium sont fréquentes et que le traitement, s'il est nécessaire, doit suivre les résultats des analyses [74, 4].
6. Diagnostic
Ce que cherche chaque méthode, et contre quoi on la mesure
Les méthodes ne cherchent pas la même chose. L'examen direct voit des trophozoïtes vivants ; la flottation, la sédimentation et l'immunofluorescence des kystes ; les tests antigéniques une protéine soluble, et la PCR un ADN, d'un parasite vivant ou non. Deux résultats discordants ne signifient donc pas que l'un des tests se trompe. Ce que détecte l'antigène fait d'ailleurs l'objet de deux descriptions incompatibles : « a soluble cell wall antigen that is produced when the trophozoite encysts » pour des auteurs salariés d'un fabricant [26], un antigène soluble « not attached to the cyst wall » pour une équipe munichoise [161]. La revue de 2003 sur les examens de laboratoire digestifs du chien et du chat le disait déjà : l'interprétation des tests immunologiques fécaux « is hampered by insufficient knowledge of test sensitivities and specificities » (résumé) [406].
Aucun étalon absolu n'existe chez le chat. Une sensibilité se rapporte à une unité (le chat, la selle ou la série de selles) et à une référence, du simple accord entre deux tests, qui ne dit pas lequel a raison, jusqu'à l'analyse en classes latentes, qui ne prend aucun test pour juste mais dépend de ses hypothèses. Les études cas-témoins ou présélectionnées flattent la sensibilité. Les séries de laboratoire, où toutes les selles ne reçoivent pas tous les examens, ne donnent que des accords [79, 258, 26], comme les comparaisons à la lecture d'un expert ou à une autre préparation [80]. Et les tests détectent mieux les fortes excrétions : une sensibilité mesurée chez des chats diarrhéiques de refuge ne vaut pas pour un adulte de foyer qui excrète peu. Ces quatre critères sont rappelés à chaque chiffre ci-dessous.
L'examen direct à frais
L'examen direct exige une selle fraîche, non réfrigérée, « preferably less than 30 minutes old », diluée dans du sérum physiologique et non dans de l'eau, éventuellement colorée au Lugol [1]. Le texte allemand de l'ESCCAP le réserve aux selles fraîches de moins de 30 minutes, non réfrigérées et liquides, et lui reconnaît une faible sensibilité [77]. Les trophozoïtes ne survivent pas quelques heures, ni au réfrigérateur [2], et se désintègrent vite dans les selles [5]. Chez 48 chats à signes digestifs, l'examen direct voyait des trophozoïtes chez 2 contre 7 positifs à l'ELISA [5] ; chez 16 chats positifs au test rapide, le frottis montrait des kystes chez 4 (résumé) [407]. L'ABCD le juge bon marché et utile pour voir d'autres parasites, « but it is not popular in practice and is less sensitive » [3, 4]. C'est le seul examen courant qui montre les trophozoïtes mobiles de trichomonadés (voir § 5). Dès 1990, une thèse japonaise préconisait un frottis dilué coloré à l'iode, répété plusieurs fois à deux ou trois jours d'intervalle, faute de quoi l'excrétion irrégulière échappait à l'examen [60].
La flottation : solution, centrifugation, lecture
Le sulfate de zinc à 33 % (densité de 1,18) est la solution de référence pour Giardia. Selon l'ABCD, les méthodes usuelles au sel saturé ou au saccharose sont « unsatisfactory since they lead to distortion of the cysts » [3, 4] ; le CAPC écrit que le sucre « will collapse the Giardia cysts, albeit in a characteristic way » [1], et la fiche d'Iowa State que le zinc préserve mieux la morphologie [2]. Les textes européens ne parlent pas d'une seule voix. L'édition de 2011 et ses adaptations italienne et espagnole visaient la flottation saline [88, 408], la deuxième les solutions hyperosmotiques [22], la troisième ajoute « or if the sample is old » [23]. En Allemagne, l'ESCCAP estime en 2017 que chlorure de zinc, sulfate de zinc et sucre déforment tous les kystes, « jedoch mit Erfahrung identifizierbar » [77], et le guide de diagnostic de 2022 range Giardia parmi les stades déformés par le sulfate de zinc, le chlorure de zinc, le sulfate de magnésium et le saccharose [76]. Les densités employées dans les études vont de 1,18 à 1,31.
La solution pèse lourd sur les résultats félins. Une centrifugation-flottation au saccharose ne trouvait que 39 % des selles positives en immunofluorescence dans une série canadienne de laboratoire, soit 11 sur 28 si toutes avaient aussi été flottées, sinon 7 sur 18 ou 9 sur 23 (notre calcul, résumé) [78]. Une flottation passive sel-glucose (densité de 1,3) associée à une concentration SAFC ne voyait des kystes que dans 47 des 169 échantillons positifs en ELISA (27,8 %) [258]. Au chlorure de sodium saturé, Giardia n'apparaissait que chez 3 chats sur 137 (2,2 %) (résumé) [409].
La centrifugation compte autant que la solution. Sur des selles de chiens et de chats présélectionnées et lues par un expert, une flottation passive du commerce (OVASSAY) ne retrouvait que 56,4 % (40,9-71,1) des échantillons positifs en centrifugation classique. L'étude est financée par Zoetis, fabricant du lecteur évalué [80]. La littérature canine va dans le même sens : la centrifugation au sulfate de zinc détecte significativement plus que la flottation de paillasse, « due primarily to increased detection of Trichuris eggs and Giardia cysts » (résumé) [410], et des flottations passives faites par des étudiants ne retrouvaient que 14,7 % des chiens à Giardia trouvés au laboratoire en centrifugation (résumé) [411]. Tant qu'aucune comparaison à une référence n'est faite, les deux thèses toulousaines, qui trouvent environ un chat sur deux par une seule flottation passive (voir § 3), restent inexpliquées.
Contre l'immunofluorescence, la sensibilité de la flottation au sulfate de zinc centrifugée va de 51,7 à 92,5 % chez le chat. Elle atteint 37 sur 40 (92,5 %) dans une étude où les selles avaient été choisies sur le résultat de la flottation elle-même, choix que les auteurs justifient par la faible prévalence sans le discuter comme un biais [79], environ 85,3 % dans quatre refuges californiens (résumé, dénominateur non publié) [83], et 45 sur 87 (51,7 %) chez 725 chats de Virginie venus de trois refuges et d'un programme de stérilisation de chats errants, chiffre que le résumé et le texte des résultats du même mémoire donnent à « 57.1% » [81]. Le 39 % de la série canadienne n'entre pas dans cette fourchette : il revient à une flottation au saccharose [78]. L'écart suit le recrutement, et aucun de ces chiffres n'est à préférer aux autres.
Un kit de sédimentation vendu pour la clinique, évalué dans une thèse d'Alfort de 2015 sur 99 selles (74 de chiens, 18 de chats, 2 de furets et 5 de lapins), retrouvait 12 des 22 échantillons positifs à Giardia du laboratoire de parasitologie, chiens et chats confondus (17 et 5), soit une sensibilité de 54,5 %, avec une spécificité de 21 sur 21 [242]. Les dix faux négatifs étaient des selles à rares kystes, de un à quatre par lame, et la sensibilité atteignait 100 % pour les selles riches en kystes. Deux erreurs d'addition du tableau 6 ne changent pas ces valeurs. Cinq chats seulement ne permettent aucune performance féline isolée. La référence elle-même, une flottation au sulfate de magnésium suivie d'une sédimentation diphasique, n'est pas un étalon.
La lecture automatisée progresse. Contre la lecture d'un expert sur la même lame, un système à intelligence artificielle avait une sensibilité de 75,8 % pour Giardia, portée à 95,2 % si l'on exclut les 12 échantillons sur 33 qui contenaient au plus 10 kystes par gramme [80] ; selon le scanner, 92,1 % ou 73,6 %, chiens et chats confondus [260] ; chez le chien, 88,4 % contre l'immunofluorescence, avec un coefficient de variation du comptage de 67 % [161]. Les deux études félines sont financées par le fabricant. Le CAPC inscrit depuis février 2025 la « centrifugation with AI assisted reading » parmi les tests recommandés chez l'animal symptomatique [96, 1].
Sédimentation et colorations fixatrices
Le fixateur SAF évite la déformation des kystes [22, 23, 77, 76], et la MIF montre des kystes intacts comme dégénérés [84]. Contre l'immunofluorescence directe, la MIF avait une sensibilité de 47 sur 80 (58,8 %) et une spécificité de 236 sur 248 (95,2 %), chiens et chats confondus [84]. En Allemagne, la concentration MIFC ne voyait des kystes que dans 34,6 % des échantillons félins positifs en ELISA, l'immunofluorescence dans 76,9 % (résumé) [344]. La thèse catalane a examiné 132 selles de chats de collectivités en immunofluorescence directe : 75 contenaient des kystes, 73 concordaient avec la flottation et 6 n'étaient positives qu'en immunofluorescence, deux chiffres que le texte ne réconcilie pas [175]. Une équipe madrilène juge la MIF « useful for decision making in post-treatment G. duodenalis infections », sans l'avoir testé dans son étude [84].
L'immunofluorescence directe, référence de fait
L'immunofluorescence directe est « more sensitive and specific for diagnosing G. duodenalis than conventional flotation tests and is the reference test », écrivent Saleh et ses collègues, avant de préciser : « But, it is not a true gold standard » [79]. Quatre chiens négatifs en immunofluorescence et positifs à tous les autres tests étaient, selon eux, probablement de faux négatifs. Une analyse canine en classes latentes, à a priori non informatifs, lui donne une sensibilité de 78,6 % (67,9-87,3) et une spécificité de 96,9 % [412]. La seule analyse bayésienne féline publiée a fixé l'a priori de l'immunofluorescence à 100 % de sensibilité et de spécificité, avec un écart-type nul, si bien que sa conclusion, « The Bayesian analysis validates using IFA as the reference test », est en partie contenue dans ses hypothèses (notre lecture du tableau 1) [79]. Le test exige un équipement et une formation spécialisés, il « is not available in the veterinary practice » [79] et l'ABCD le dit peu utilisé en Europe [3, 4]. Barrera et ses collègues le recommandent pourtant en routine pour son rapport coût-efficacité, avec l'avantage de dénombrer les kystes [84].
L'antigène fécal : ELISA et tests rapides
Contre l'immunofluorescence, les tests antigéniques ont chez le chat des sensibilités de 78 à 92,5 % et d'excellentes spécificités, mais peu d'études les ont mesurées, et aucune dans les conditions d'une consultation ordinaire.
Unité : la selle, un résultat par chat. Le tableau complet, chien et humain compris, figure en annexe (voir § 15).
Les études sans étalon racontent la même histoire. Un test rapide était positif chez 12 chats sur 105 contre 9 en microscopie, tous les positifs microscopiques l'étant aussi à l'antigène (notre calcul) [261] ; l'immunochromatographie et la méthode de Faust concordaient à Londrina (203 et 193 positifs sur 272, κ = 0,907) [14] ; un ELISA trouvait 22,4 % de positifs contre aucun en flottation chez 100 chats de trois refuges allemands, sur une seule selle, pourcentage qui, près de 100, ne tombe juste que sur 98 chats (22 sur 98, notre calcul, résumé) [413]. L'antigène manque aussi des chats : dans un grand laboratoire allemand, l'ELISA était négatif dans 9 des 56 échantillons où des kystes avaient été vus (16,1 %) [258], et une série américaine signale quatre chats positifs à l'antigène et négatifs en PCR en deux ans [388].
Le test doit avoir été conçu pour l'animal. Les 57 chatons britanniques déjà cités le montrent : un ELISA félin trouvait trois positifs, alors qu'un kit analogue conçu pour l'humain restait négatif dans tous les échantillons, y compris des échantillons positifs connus (résumé) [82]. Mekaru et ses collègues recommandent la prudence avec les immunodosages humains chez le chat (résumé) [83], et le guide de diagnostic de l'ESCCAP préfère les tests conçus pour le chien et le chat, « especially for specificity » [76]. L'analyse féline de 2019 a exclu un test rapide prévu pour le seul chien [79]. Du côté canin, à ne pas transposer sans le dire, quatre tests rapides du commerce avaient des sensibilités de 70,0 à 87,1 % et des spécificités de 71,1 à 93,4 % contre l'immunofluorescence directe [414], et le SNAP 71,9 % en classes latentes [412] ; une étude canine et deux études humaines donnent aux tests rapides du commerce une fourchette « (range: 44–87%) », d'après l'équipe madrilène [84].
Les recommandations ont longtemps hésité entre antigène et flottation. L'immunofluorescence tenait lieu d'étalon pour l'ESCCAP en 2011, d'après l'adaptation italienne [88], et le guide notait que les antigènes « do not always yield comparable results, probably due to antigenic variation » [187]. En 2013, l'ABCD jugeait que les ELISA « do not appear to be more sensitive than careful faecal screening », grade IV appuyé sur une étude canine de 1992, tout en les disant « equally sensitive and specific », grade I sans référence [3, 415]. L'adaptation suisse faisait de l'antigène fécal la méthode de choix dès 2013 [127, 86], la deuxième édition de l'ESCCAP le disait « often significantly more sensitive » en 2018 [22]. Encore en juin 2020, l'ABCD écrivait que les ELISA « do not appear to be more sensitive », et n'a changé d'avis qu'en mai 2024, sur la foi d'une étude allemande de 2018 et d'une étude grecque de 2020 sur des tests rapides, celle-ci canine [95, 98]. Ce qui ne change pas : la flottation voit les autres parasites, « only centrifugal fecal flotation has the ability to detect other parasites » [79], et la combinaison des deux, chez le chat, retrouve 39 des 40 positifs [79] ou 97,8 % selon un résumé dont le dénominateur reste à vérifier, 97,8 % ne correspondant à aucune fraction de 34 (notre calcul) [83]. C'est la stratégie du CAPC chez l'animal symptomatique, qui citait de 2009 à 2015 un seul ELISA pour le chien et le chat, désigné par sa marque à partir de 2013, puis « Giardia ELISA assays » au pluriel à partir de 2016 [185, 416].
PCR, qPCR et panels
La PCR est la plus sensible et la plus difficile à interpréter. Sa cible la plus courante, un fragment de 62 paires de bases de la petite sous-unité ribosomique, est plus sensible que les gènes de génotypage, β-giardine, gdh et tpi [84, 165, 258]. Une PCR nichée β-giardine ne trouvait que 6 chats positifs sur 105, contre 12 à l'antigène [261]. Chez des porteurs connus, la PCR nichée était la moins sensible de quatre méthodes, avec 38 positifs sur 96 échantillons de chats, de chiens et d'humains (résumé) [417]. Face à une qPCR de référence, un panel commercial avait sur des selles félines une sensibilité de 95,1 % et une spécificité de 92,1 % [165]. Dans l'étude madrilène, la qPCR faisait mieux que l'immunofluorescence chez le chien mais pas chez le chat, « (8 vs. 12, respectively) » [84]. Un laboratoire allemand trouvait 23 positifs en PCR sur 254 échantillons félins contre 6 en microscopie [258], et un panel de 24 cibles en trouvait 243 sur 931 selles de chiens et de chats contre 71 en flottation, le laboratoire auteur étant aussi le vendeur [257].
Une PCR positive ne dit pas tout. « A positive PCR result does not always indicate active shedding or disease status », rappellent Barrera et ses collègues, l'ADN pouvant venir d'une infection subclinique, d'un animal guéri, de débris ou d'une contamination de l'échantillon [84]. Le guide européen de diagnostic de 2022 prévient que l'ADN et l'antigène « may persist for some time after the infection has cleared » [76], et l'ABCD exprimait en 2013 la crainte de détecter « infections that are not clinically relevant » [3]. Les selles canines positives en qPCR seule contenaient environ dix fois moins de kystes (médiane de 2,1 × 10³ contre 1,8 × 10⁴ kystes par gramme) [412]. Chez l'humain, une qPCR avait « a false-positive rate of 50% » contre l'immunofluorescence, d'où une vérification des positifs (résumé) [418]. Les faibles charges, enfin, ne se génotypent pas (voir § 4). La matrice fécale féline complique la technique : « Feline feces represent a difficult matrix for molecular diagnostics », et un nettoyage préalable au chloroforme-méthanol faisait passer la β-giardine de 1 à 6 positifs sur 105, différence non significative selon les auteurs [261]. Polysaccharides, bile, sels, lipides et urates sont en cause [84].
La PCR n'est entrée que tard dans les textes. Le CAPC la disait déjà « routine in some laboratories » en 2011, phrase retirée en 2013, et ne l'a ajoutée à sa liste de tests qu'en septembre 2022 [419, 367, 94]. L'ABCD la tenait en juin 2020 pour « available but not widely used » et la dit « used for routine diagnostics » depuis le 24 mai 2024, et non depuis 2025 [98, 95]. En 2017, une thèse de doctorat observait que les grands laboratoires vendaient des panels « diarrhée » incluant Giardia sans avoir publié ce qu'ils apportaient par rapport à la méthode recommandée aux praticiens [263]. Depuis, deux évaluations ont paru, l'une cosignée par le fabricant, l'autre par le laboratoire qui vend le panel [165, 257]. Un kit humain de PCR en temps réel détectait aussi l'assemblage F, sur des échantillons de référence (résumé) [420], et une qPCR à fusion haute résolution type A et B même aux faibles charges, chez l'humain seulement (résumé) [421]. Ce que change un panel pour la décision clinique ou le devenir de l'animal n'a jamais été mesuré chez le chat.
Génotypage : pour la question zoonotique
Le génotypage sert l'épidémiologie et la question zoonotique, pas la prise en charge du chat. L'ESCCAP le jugeait en 2018 « of particular relevance » pour déterminer le potentiel zoonotique [22] et le recommande en 2025 « in cases where the potential for zoonotic transmission is to be clarified, i.e. in cases of vulnerable in-contact persons » [23]. « Although not useful in terms of the management of the infected animal, molecular data is essential in epidemiological investigations », écrivent Barrera et ses collègues [84], et une équipe australienne note qu'en diagnostic clinique l'assemblage n'est déterminé ni chez le chat, ni chez le chien, ni chez l'humain [165]. Le CAPC indique depuis septembre 2022 que certaines PCR distinguent un sous-type potentiellement zoonotique [94], et en fait en août 2026 un critère de traitement du chat sans signe (voir § 7). Un laboratoire américain trouvait le marqueur A ou B dans 22 des 243 échantillons positifs (9,1 %) [257]. Les limites des tests commerciaux de génotypage et les biais de locus sont exposés plus haut (voir § 4).
Aspiration duodénale, sérologie, histologie
L'aspiration duodénale rend peu. Depuis 2013, l'ABCD écrit que Giardia « resides further down the small intestine of cats, beyond the reach of upper endoscopic intubation », en citant une revue de 1987 [3]. Depuis sa mise à jour d'octobre 2015, et encore en 2025, la recommandation attribue la même phrase à une étude canadienne de génotypage de 2011, dont le résumé ne contient rien de tel, erreur de référence probable [189, 4, 352]. Le seul fondement félin est l'autopsie d'un chat (voir § 2). Chez 394 chiens et chats endoscopés, surtout pour vomissements ou diarrhée chroniques, l'aspiration n'était positive que chez 6 animaux (1,5 %), dont 3 déjà positifs à la flottation, et 111 avaient reçu du métronidazole : l'aspiration « rarely identifies Giardia and should not be routinely performed » (résumé) [85]. Une aspiration duodénale trouvait, chez le chien, 16 des 18 animaux infectés contre 7 pour une flottation unique (résumé) [422], et aucune des cinq ficelles parvenues au duodénum n'était positive au test de la ficelle (résumé) [415]. La sérologie n'a pas de place : des anticorps étaient présents chez 107 chats sur 188 (56,9 %), alors que des kystes n'avaient été vus que dans 1 selle féline sur 135 (résumé) [423]. L'hybridation in situ sur coupes reste un outil de recherche [13].
Trois selles : d'où vient la règle
La règle des trois selles vient de l'humain. Les auteurs brésiliens qui l'ont testée chez le chat l'attribuent à Smith et Wolfe (1980), qui « reported that the use of triplicate fecal samples for the diagnosis of giardiasis would decrease the chance of a false negative result » [89]. Cette revue n'a été vue qu'en titre [424]. Chez 154 patients infectés, trois examens au lieu d'un augmentaient le rendement de 11,3 % pour Giardia (résumé) [425]. Sur deux selles par patient, la microscopie était positive sur les deux chez 20 des 30 infectés, sur une seule chez 8 et sur aucune chez 2, l'antigène sur les deux chez 24 et sur une seule chez 4 : « Use of an enzyme immunoassay does not eliminate the need to analyze multiple stool specimens », titrent les auteurs [426]. Une autre équipe estimait à l'inverse qu'un antigène sur une selle « may be almost as sensitive » que deux microscopies successives (résumé) [427].
Le chien a fourni la suite. Zimmer et Burrington, en 1986, jugeaient la concentration au sulfate de zinc plus efficace sur deux ou trois jours successifs, d'après la citation qu'en fait une étude toulousaine, l'article n'étant pas indexé dans PubMed [90]. Chez 30 Beagles de 16 à 17 semaines naturellement infectés, une flottation trouvait en moyenne 72 % des 29 chiens positifs, deux 94 % et trois 100 %, l'étalon étant au moins un résultat positif sur trois, et un ELISA 93 %, deux ELISA 97 % [90]. Sur ces 20 chiens à infection chronique, réunir trois résultats consécutifs améliorait « dramatically » la sensibilité de la flottation, à 78 % [93].
Le chat ne compte qu'une étude, minuscule. À Niterói, sept chats étaient positifs sur une série de trois selles : aucun ne l'était sur la première, deux l'étaient après deux selles, les sept après trois, par construction puisque l'étalon est la série [89]. Uchôa et ses collègues précisent : « to our knowledge, this is the first study assessing the influence of serial sampling on feline hosts ». Un laboratoire britannique demandait trois selles recueillies sur 48 heures sans savoir si les cliniques les envoyaient [5]. Aux Pays-Bas, une selle par chat donnait 3 positifs sur 305 en 2004, un mélange de selles de trois jours 8 sur 88 en 2025, écart compatible avec l'effet du nombre de selles mais entre deux études que tout sépare (années, refuges, saison) [298, 331].
Toutes les sociétés reprennent pourtant la règle. L'ESCCAP demande trois selles sur trois à cinq jours depuis sa première édition [187, 88], en 2018 et en 2025 [22, 23], et son adaptation française de 2013 un recueil « sur 3 à 5 jours » sans nombre de selles [41] ; son adaptation allemande de 2017 parle de deux ou trois jours consécutifs pour la flottation [77]. L'ABCD demande « several (usually three) faecal samples collected on consecutive or alternative days » en 2013 comme en 2025 [3, 4], le CAPC des examens répétés « over several (usually alternating) days » [1], la fiche d'Iowa State trois selles de jours différents pour écarter la giardiose « with a high probability » [2]. Le guide GL4 de 2022 propose de mélanger des selles recueillies sur trois jours successifs et d'en analyser un sous-échantillon [76], comme l'a fait une étude canine de 2025 [161], alors que les études de rendement analysaient chaque selle à part [89, 90]. Personne n'a comparé, chez le chat, trois examens séparés et un mélange. Jours consécutifs ou un jour sur deux ne différaient pas chez le chien (p = 0,99), ni, sur 5 et 16 chats, chez le chat (p = 0,28) [89].
Faux négatifs, faux positifs, conservation
Les causes de faux négatif sont connues, chacune par sa source. L'excrétion est intermittente, avec des pics espacés de deux à sept jours (voir § 2). Les faibles charges échappent aux tests : « false-negative results are highly expected in samples with low cyst counts » pour les tests rapides [84], 12 des 33 échantillons positifs à la lecture experte contenaient au plus 10 kystes par gramme, et la lecture automatisée en manquait 8 au total [80], et la limite de détection d'un ELISA était de 10⁴ kystes par gramme chez le chien (résumé) [428]. La répartition des kystes dans la selle est inégale [258]. Une solution inadaptée ou une selle trop vieille déforment les kystes [77, 76], la réfrigération tue les trophozoïtes [2], le stockage et le transport expliquent certaines discordances [79], les inhibiteurs gênent la PCR, un test conçu pour l'humain échoue chez le chat. Un traitement déjà donné brouille tout : 111 des 394 animaux endoscopés avaient reçu du métronidazole (résumé) [85].
Les faux positifs, ou les positifs sans infection en cours, ont d'autres origines. Les levures ressemblent aux kystes par la taille et la forme, mais bourgeonnent et n'ont ni corps médians ni noyaux visibles [1, 77]. Des débris végétaux et des levures sont cités par Dryden, connu par l'étude allemande qui le cite [258], et une association in vivo de Giardia et de levures avait été décrite dès 1965, article vu en titre seul [429]. Les pseudokystes de trichomonadés d'un échantillon réfrigéré trompent aussi (voir § 5). L'ADN d'un parasite mort, l'antigène qui persisterait après la guérison, une contamination de l'échantillon complètent la liste [84, 76]. Un ELISA s'est révélé, chez le chien, plus souvent positif dans des selles à Isospora sans Giardia visible, observation d'une seule étude dont le résumé ne dit pas la cause (résumé) [413].
La conservation dépend de la méthode. Pour l'examen direct, la selle doit avoir moins de trente minutes. Pour la PCR, l'éthanol ou le bichromate de potassium à 4 °C conservaient le mieux l'ADN sur trois mois (résumé) [430], et des cartes filtrantes restaient utilisables six mois sur des selles humaines (résumé) [431]. Un test immunochromatographique adapté donnait encore des résultats sur des sédiments congelés depuis plus de dix ans, jusqu'à treize (résumé) [432], et un ELISA a été appliqué à des selles congelées deux mois, « as authorised by the assay instructions » [5].
Interpréter un résultat
Un négatif sur une seule selle n'exclut rien : « un résultat coproscopique négatif ne permet pas d'exclure une infection », écrit l'adaptation suisse de 2015 [86], et sept chats positifs étaient tous négatifs sur leur première selle [89]. La positivité d'un chat diarrhéique ne prouve pas la cause (voir § 5). Un chat sans signe est fréquemment positif, et la fiche européenne de l'ESCCAP, depuis avril 2020, demande d'interpréter un ELISA positif « in relation to clinical presentation as many clinically healthy dogs and cats will test positive but do not require treatment » [24]. Associer flottation et antigène retrouve presque tous les positifs et montre les autres parasites [79]. La viabilité du parasite échappe à la PCR. Un panel qui détecte six agents ne désigne pas le coupable (voir § 5).
Sur les tests vendus en ligne aux propriétaires, aucune évaluation n'a été publiée : la recherche PubMed menée le 21 octobre 2026 rend sept résultats, dont aucun n'évalue un test employé par un propriétaire, et la recherche web générale n'a donné que des pages commerciales, écartées. Les seules données transposables concernent les tests antigéniques en général : la validation féline manque pour certains, un kit humain est resté négatif sur des échantillons positifs connus, dans une étude féline connue par son résumé [82], et un résultat négatif n'écarte pas l'infection. La formulation exacte est donc « aucune évaluation publiée », non « ces tests ne fonctionnent pas ».
Qui tester
Le chat diarrhéique se teste, et l'essai thérapeutique ne remplace pas le test. Pour le chien et le chat symptomatiques, diarrhéiques de façon intermittente ou continue, le CAPC recommande une combinaison d'examen direct, de flottation centrifugée, de lecture assistée par intelligence artificielle et d'un ELISA sensible et spécifique ou d'une PCR optimisée pour l'animal [1]. L'ESCCAP demande en 2025 de retester un animal dont la diarrhée persiste sans autre cause identifiée [23]. L'ABCD juge depuis juin 2017 que l'approche pragmatique consistant à évaluer la réponse au traitement « should be avoided », pour éviter d'altérer la flore intestinale par des antibiotiques et parce que les co-infections imposent d'adapter le traitement aux analyses [74]. En 2013, elle décrivait cette pratique sans la désapprouver [3]. La date de juin 2017, et non de mai 2025, vient de la comparaison des versions archivées de sa page.
Le chat sans signe divise. L'école vétérinaire d'Iowa State, en décembre 2012, ne recommandait le test que chez l'animal malade ou en cas de préoccupation zoonotique précise, et jugeait le dépistage systématique de l'animal sain « not recommended » [2]. Le CAPC demande depuis juin 2017 une recherche parasitaire tous les six mois, tous parasites confondus [190], et recommande depuis février 2025 la flottation centrifugée pour les chats sains qui entrent en pension, au toilettage ou en garderie [96]. L'ESCCAP ne dit rien du dépistage du chat sain hors arrivée et renvoie la décision de traiter à une évaluation du risque [22, 23]. L'ABCD recommande de tester les jeunes chats qui vivent avec des personnes immunodéprimées [4]. La décision de traiter un chat positif sans signe relève du traitement (voir § 7).
Le chaton qui arrive est la seule indication constante depuis 2011. L'ESCCAP demandait en août 2011 des « on site tests » chez les nouveaux chiots et chatons introduits auprès d'autres animaux ou entrant dans un élevage [187]. En 2013, la version française écrit : « Un test de dépistage devrait être réalisé chez les nouveaux chiots ou chatons qui arrivent dans un foyer », avec quarantaine et coproscopie à l'entrée en élevage [41]. Le texte devient « coproantigen tests » en 2018 [22] et « diagnostic tests » en 2025 [23]. L'adaptation suisse de 2015 dit de tester les nouveaux arrivants et les animaux destinés à l'élevage [86], l'ABCD propose de tester les chats qui entrent dans une collectivité, pendant la quarantaine [4]. Une étude new-yorkaise de 2001 concluait que la décision de tester un chat nouvellement adopté devait dépendre des risques pour le client plutôt que de l'état clinique du chat (résumé) [378]. Le rendement et le bénéfice d'un dépistage à l'arrivée n'ont jamais été évalués chez le chat. En refuge, les traitements de certains entéropathogènes courants, dont Giardia, sont jugés « often impractical in large populations » [21], et aucune stratégie de dépistage n'a été évaluée (voir § 10).
Contrôler après traitement : le versant diagnostique
Les délais de contrôle varient d'un texte à l'autre, et aucun n'est appuyé sur une étude citée.
Texte
Version
Délai après la fin du traitement
Méthode citée
Réf.
ESCCAP, 1re édition (et adaptation française)
août 2011 ; mars 2013
aucun délai ; traitement répété si signes et excrétion persistent
L'ESCCAP justifie le délai le plus court par la nécessité de distinguer une infection persistante d'une réinfection [23]. Les praticiens français qui lisent la fiche de leur pays trouvent donc « dans les 5 jours », ceux qui lisent le guide européen « no longer than 3 days ».
L'antigène et la PCR après traitement font l'objet d'une mise en garde répétée, sans donnée primaire. Le CAPC écrivait en juin 2017 que l'ELISA peut rester positif « for several months » [190], en mars 2018 « for variable periods of time », en ajoutant qu'il ne doit pas servir à juger d'un échec [433], et étend en août 2026 la phrase à la PCR : « ELISA and PCR tests may remain positive even after treatment for variable periods of time and should not be used as a guide to determine reinfection or failure of treatment » [1]. Iowa State parlait dès 2012 d'une excrétion d'antigène « for weeks after elimination of the parasite » [2]. Une étude de 2021 évoque une excrétion d'antigène persistant « for several weeks or even months » en citant une revue de 2018 sur le diagnostic de laboratoire chez l'humain et une étude canine de 2010 [80], laquelle l'écrit sans référence, en introduction comme en discussion [93]. La recherche PubMed d'une étude mesurant la durée de positivité de l'antigène ou de la PCR après traitement, chez le chat ou chez le chien, ne rend aucun résultat. Les observations indirectes se contredisent. Trente Beagles suivis après traitement dans une thèse toulousaine de 2002 ont fourni 147 prélèvements, chacun examiné en coproscopie et en ELISA : 68 coproscopies étaient négatives (46,3 %) contre 43 ELISA (29,3 %), l'antigène restant donc plus souvent positif que la flottation, avec six chiens par lot et sans tirage au sort [241]. Un ELISA est redevenu négatif en un mois chez 3 chats sur 4 sans antiparasitaire [174], et l'antigène était négatif trois jours après le traitement chez un chiot [434]. C'est une précaution d'experts, pas un fait mesuré.
Faut-il retester un chat guéri ? Les recommandations ne poursuivent le traitement que si l'échantillon reste positif et que les signes persistent. L'ESCCAP l'écrit en 2025 (« If the sample remains positive AND, if the clinical signs persist, treatment should be continued »), comme en 2018 et dans son adaptation allemande de 2017 [23, 22, 77]. Des cures répétées ne sont pas indiquées chez le chat sans signe, ajoute le CAPC [1]. Hormis le contrôle prévu après la fin du traitement, que le CAPC demande pour tout chat traité (« Follow up testing should be done 24-48 hours after the completion of therapy »), aucune ne recommande de retester un chat redevenu normal [1]. Seule l'adaptation suisse de 2015 visait l'excrétion seule, le traitement devant être prolongé si l'animal excrète encore des kystes [86]. Ce qu'est un échec et ce qui le cause, réinfection, co-infection, maladie sous-jacente ou résistance, est discuté plus loin (voir § 8).
7. Traitement et statut réglementaire en France
Une seule substance autorisée chez le chat
L'Index des médicaments vétérinaires autorisés en France a été interrogé en direct le 21 octobre 2026, jour où sa page d'accueil affichait « Dernière mise à jour le 21/10/2026 » : recherche du mot dans le texte intégral des RCP, sur les deux formats en vigueur (règlement (UE) 2019/6 et directive 2001/82/CE), puis recherche par substance active et par nom de spécialité [33]. Le mot « giardia » rend treize spécialités, toutes à base de métronidazole seul. « Giardiose », « lamblia » et « duodenalis » ne rendent rien, et la même recherche dans les médicaments immunologiques reste vide [33]. Dix de ces treize spécialités ont le chat pour espèce cible : Metrobactin, Metrocare, Metronidavet, Metrotab et Metrovis, chacune en deux dosages, en comprimés délivrés sur ordonnance, autorisées par procédure décentralisée entre 2015 et 2021 [100, 101, 126, 102, 191]. Leur indication est une phrase européenne commune, traduite avec de petites variantes d'un titulaire à l'autre (« Clostridium » ou « Clostridia »). Celle de Metrobactin, rubrique 3.2, se lit ainsi : « Traitement des infections gastro-intestinales dues à Giardia spp. et Clostridium spp. (c'est-à-dire C. perfringens ou C. difficile). » [100]. Une seconde indication, bactérienne, vise les infections à anaérobies strictes d'autres organes. La suspension buvable Eradia (Virbac, 8 mars 2018) et un dosage de Metrotab et de Metrovis portent la même indication pour le chien seulement, si bien qu'aucune forme liquide de métronidazole vétérinaire n'est autorisée pour le chat [102, 191, 213].
Ces dix AMM sont récentes. La plus ancienne encore en vigueur, celle de Metrobactin, date du 15 octobre 2015 ; Metrovis et Metrocare suivent en 2019 ; 2021 voit arriver Metrotab (12 janvier) puis Metronidavet (5 mars) [100, 101, 126, 102, 191]. Deux auteurs du département de pharmacovigilance de l'ANSES-ANMV et un membre du Comité de suivi du médicament vétérinaire situent de même l'arrivée sur le marché français des spécialités de métronidazole seul « depuis 2015 » et précisent que leurs indications « ne concernent que le traitement de la giardiose et des infections anaérobies » [188]. En mars 2013, la seule adaptation française du guide ESCCAP écrivait encore : « En France, aucune spécialité vétérinaire ne dispose d'une AMM pour le traitement de la giardiose du chien ou du chat. » [41]. L'Index ne montre pas les autorisations retirées : une AMM plus ancienne, aujourd'hui disparue, n'est donc pas exclue. Aucune autorisation centralisée ne manque à cette recherche, puisque le fichier des médicaments de l'Agence européenne, 397 lignes vétérinaires, ne contient le mot « giardia » dans aucune colonne [435, 195].
Le Stomorgyl (spiramycine associée au métronidazole), autorisé chez le chien et le chat depuis 1988, n'a pas Giardia dans son indication : « Traitement des affections bucco-dentaires dues à des germes sensibles à la spiramycine et au métronidazole. » [113]. Sa rubrique pharmacodynamique cite trois protozoaires (Trichomonas, Entamoeba, Histomonas) sans jamais nommer Giardia ; Spizobactin, réservé au chien, a une indication parodontale [113, 436]. Son emploi contre la giardiose se fait donc en dehors des termes de son AMM, au sens de l'article 106 du règlement (UE) 2019/6, et aucun essai de l'association contre Giardia n'a été trouvé [113, 108].
Rien d'autre ne porte l'indication. Les quatorze spécialités au fenbendazole de l'Index visent le chien ainsi que des animaux de rente et des équidés, jamais le chat, et le Panacur en comprimés pour chiens ne cite que des nématodes et des ténias [33, 109]. Un Panacur canin donné à un chat sort donc de l'autorisation par l'espèce et par l'indication à la fois [109, 108]. Les trente spécialités au fébantel ont toutes le chien pour seule espèce cible, et le Drontal chat associe pyrantel et praziquantel, sans fébantel [216, 32, 437, 438]. L'oxfendazole n'existe que pour le chien et les ruminants, l'albendazole que pour les ruminants, le flubendazole pour des helminthoses du chien et du chat comme du porc et des volailles [439, 440, 33]. Six substances du référentiel de l'Index n'ont aucune spécialité : ronidazole, carnidazole, ipronidazole, tinidazole, furazolidone, benzoate de métronidazole. Trois autres n'y figurent même pas, le secnidazole, le nitazoxanide et la quinacrine [33]. Parmi les substances recherchées, deux autres antiprotozoaires sont autorisés, hors de notre sujet : le dimétridazole, chez le pigeon voyageur contre les trichomonoses, et la paromomycine chez le veau et le porc, dont une spécialité vise Cryptosporidium parvum[441, 442].
Côté humain, la base publique des médicaments, dans sa mise à jour du 29 septembre 2026, recense avec une indication giardiose le métronidazole (Flagyl et ses génériques, « Lambliases » ; la suspension buvable contient du benzoate de métronidazole), le secnidazole (Secnol, « Giardiase »), le tinidazole (Fasigyne), l'ornidazole (Tibéral) et l'albendazole (Zentel, « giardioses […] de l'enfant ») [443, 444, 445, 446, 447, 448]. Elle ne contient aucune spécialité de nitazoxanide, de paromomycine, de quinacrine, de furazolidone, de fenbendazole, de mébendazole [443]. Le tableau des autorisations, spécialité par spécialité, figure en annexe (voir § 15).
La cascade et ses limites
Le principe vient de l'article 106 du règlement (UE) 2019/6 : un médicament vétérinaire s'utilise dans les termes de son autorisation [108]. Pour un animal qui ne produit pas de denrées, l'article 112 ouvre une dérogation lorsqu'aucun médicament n'est autorisé dans l'État membre « pour une indication concernant une espèce animale non productrice de denrées alimentaires » : le vétérinaire peut alors, « à titre exceptionnel, sous sa responsabilité personnelle directe », recourir à un médicament vétérinaire autorisé pour une autre espèce ou une autre indication, à défaut à un médicament humain, à défaut encore à une préparation extemporanée [108]. Son paragraphe 2 admet, toujours à titre exceptionnel, un médicament vétérinaire autorisé dans un pays tiers pour la même espèce et la même indication, et son paragraphe 5 étend la règle au cas où le produit autorisé n'est pas disponible [108]. Le texte ne dit pas si l'existence d'une indication Giardia pour une substance, le métronidazole, ferme la cascade aux autres. Aucun guide de l'ANSES-ANMV ni aucune décision tranchant ce point pour la giardiose n'a été trouvé, et l'article L. 5143-4 du Code de la santé publique, sa déclinaison française, n'a pas pu être lu (Légifrance a répondu par un refus d'accès) [108]. La seule formulation que les sources permettent est donc celle-ci : hors métronidazole, le choix d'une molécule contre Giardia chez le chat relève de la responsabilité du vétérinaire, dans le cadre de l'article 112.
Le nitazoxanide échappe à cette souplesse. Le règlement d'exécution (UE) 2022/1255, applicable depuis le 9 février 2023, le classe parmi les « Antiprotozoaires » réservés au traitement de certaines infections humaines. Son article premier interdit les antimicrobiens de son annexe dans les médicaments vétérinaires et dispose que « L'utilisation chez les animaux de médicaments à usage humain contenant l'un des antimicrobiens ou groupes d'antimicrobiens figurant dans l'annexe est interdite. » [114]. Celui de juillet 2024, n° 2024/1973, le rappelle : ces substances sont proscrites chez l'animal, y compris dans le cadre des articles 112 et 113 [115]. Aucune spécialité de nitazoxanide n'existe d'ailleurs en France, humaine ou vétérinaire [443, 33]. Les deux essais canins publiés (Mexique 2017, Brésil 2023) décrivent donc un traitement qui ne peut pas être employé chez un animal dans l'Union [116, 117]. L'ABCD le propose pourtant comme alternative chez le chien depuis sa version du 24 mai 2024, quinze mois après l'interdiction [95], et un cas clinique indonésien de 2024, publié dans une revue nationale, décrit une chatte traitée au nitazoxanide et contrôlée par un test antigénique, ses auteurs notant que la molécule n'a « pas été testée chez le chat » [118]. Son statut hors de l'Union est décrit plus loin (voir § 11).
Le métronidazole est à la fois antibiotique et antiprotozoaire, et les règles des antimicrobiens s'appliquent à lui. L'article 107 du règlement 2019/6 interdit d'administrer les antimicrobiens « de manière systématique » ou pour « compenser de mauvaises conditions d'hygiène », et limite leur usage prophylactique à des cas exceptionnels [108]. La classification européenne des antibiotiques (AMEG) le range en catégorie D, « Prudence », avec la mention « Authorised for companion animals only », et demande pour cette catégorie d'éviter les usages inutiles et les traitements inutilement longs, le traitement de groupe étant réservé aux situations où le traitement individuel n'est pas faisable [103]. La même fiche rappelle son statut de médicament essentiel de l'OMS chez l'humain, où il sert aussi contre Giardia lamblia[103]. Chaque RCP vétérinaire de métronidazole demande de tenir compte « des politiques officielles, nationales et régionales, en matière d'utilisation des antibiotiques » et recommande un test de sensibilité pour les bactéries, sans rien dire d'une résistance de Giardia[100, 101]. Applicable depuis le 8 août 2026, le règlement d'exécution 2024/1973 encadre ou ferme le recours à la cascade pour treize antimicrobiens ou groupes d'antimicrobiens, dont les aminopénicillines associées à un inhibiteur de bêta-lactamases, les céphalosporines de troisième et quatrième générations, les polymyxines, les amphénicols, les quinolones et les rifamycines, mais aussi un antiviral et deux antifongiques ; aucun nitro-imidazolé n'y figure [115]. Le règlement (UE) n° 37/2010, enfin, interdit chez les animaux producteurs de denrées le métronidazole et le ronidazole, comme le dimétridazole et les nitrofuranes : sans effet sur le chat, il explique l'absence d'AMM de rente pour le ronidazole [449].
Les preuves félines, molécule par molécule
Aucun essai randomisé en double insu n'a été trouvé chez le chat pour un traitement de la giardiose. L'essai à quatre bras, seul à comporter un placebo, répartit les chats par rotation à l'inclusion, sans insu décrit [107]. Tout le reste se compose de séries avant-après, d'essais non randomisés sur des infections de laboratoire, de foyers de chatterie et de cas isolés. Les critères de succès vont de la disparition des signes à l'absence de kystes à une flottation, à une immunofluorescence répétée ou après une épreuve aux corticoïdes, et les contrôles se font de quelques jours à plusieurs semaines après la fin du traitement. Un pourcentage de chats « guéris » ne se compare donc à un autre que si l'unité, la méthode et le délai sont les mêmes, ce qui n'est presque jamais le cas.
Métronidazole. Cinq publications félines, 26 chats au plus dans une même étude. En 1984, à l'université de Pennsylvanie, une série de onze chats infectés naturellement ou par inoculation conclut, d'après son résumé, que signes et excrétion « were eliminated after treatment with metronidazole or furazolidone » [7] ; Scorza et Lappin, qui la citent, précisent que quatre chats traités n'excrétaient plus de kystes pendant quatre à cinq semaines de suivi [106]. Trois ans plus tard, à Cornell, sept chats excréteurs d'un foyer de dix-sept, logés isolément, n'avaient plus de kystes sur quatre à cinq selles chacun dans les dix-sept jours suivant le traitement, et leur diarrhée « either ceased or was markedly diminished », sans groupe témoin [105]. Scorza et Lappin citent cette série avec une durée de traitement exprimée dans une autre unité de temps que celle du résumé original, écart que nous n'avons pas pu trancher sur le texte de 1987. Leur propre étude de 2004, lue en texte intégral, porte sur 26 chats de laboratoire infectés depuis cinq à dix mois par un isolat d'origine humaine, seize d'entre eux inoculés pour un essai de vaccin, dix contaminés accidentellement dont certains avaient résisté au fenbendazole : tous étaient négatifs en immunofluorescence sur trois selles dans les quinze jours suivant le benzoate de métronidazole, sans signe de toxicité [106]. Ses auteurs reconnaissent eux-mêmes que « it cannot be determined with absolute certainty whether administration of metronidazole benzoate eliminated infection or just inhibited cyst shedding to undetectable limits », et que leur souche pouvait être particulièrement sensible. Aucun financement n'est déclaré [106]. Le benzoate de métronidazole n'a aucune AMM vétérinaire en France [33].
L'unique essai contre placebo date de 2026 (Konya, Turquie, lu en texte intégral) [107]. Il a inclus 48 chats de consultation à diarrhée aiguë, positifs à la flottation au sulfate de zinc et sans co-infection détectée, répartis en quatre bras de douze (oméprazole, métronidazole, secnidazole, sérum physiologique) par rotation séquentielle, ce que l'article appelle une randomisation. Le critère était l'absence de kystes à la flottation sur trois selles consécutives, aux jours 7 et 14. La puissance visée était « approximately 0.70 » ; aucun conflit n'est déclaré et le financement n'est pas indiqué. Sous métronidazole, 6 chats sur 12 restaient positifs au jour 7 et 5 sur 12 au jour 14, contre 10 sur 12 puis 8 sur 12 sous placebo [107]. Le test global de Kruskal-Wallis n'est significatif à aucun des deux temps (« H = 3.668, df = 3, p = 0.300 » au jour 7, « p = 0.414 » au jour 14), alors que les comparaisons deux à deux du jour 7 donnent un écart avec le placebo pour le métronidazole (p = 0,005) comme pour l'oméprazole (p = 0,020), et aucune au jour 14 [107]. Quatre chats sur douze du bras placebo étaient négatifs au jour 14 : dans cette population, la négativation spontanée à deux semaines existe. Les séries anciennes donnent 7 sur 7 et 26 sur 26 chats sans kystes à court terme, l'essai de 2026 7 sur 12 au jour 14 (58,3 %, notre calcul), mais ni la population (laboratoire contre consultation), ni la méthode (immunofluorescence contre flottation), ni le délai ne sont les mêmes : l'écart se montre, il ne se résout pas. Le métronidazole figurait déjà chez le chien et le chat dans une thèse japonaise de 1990, avec une négativation dite « définitive » dont le résumé officiel ne donne pas la durée de suivi [60].
Fenbendazole. Deux séries, et aucune sans biais majeur. En 2003, à Colorado State, huit chats cliniquement normaux, infectés de façon chronique et co-infectés par Cryptosporidium parvum, ont été traités et comparés à huit témoins non traités infectés par Giardia seul [111]. Avec un contrôle en immunofluorescence trois jours par semaine pendant 23 jours, « Four of 8 treatment-group cats had consistently negative results for Giardia infection after treatment ». Un chat est resté positif sur toutes les selles, trois sont redevenus excréteurs après une à trois selles négatives, et les quatre chats négativés étaient aussi ceux qui avaient cessé d'excréter C. parvum[111]. Les auteurs en tirent l'hypothèse que « persistent C parvum infection may have been associated with failure of fenbendazole to eliminate Giardia infection », que le groupe témoin, sans Cryptosporidium, ne permet pas de vérifier. L'étude n'est connue que par son résumé [111]. Treize ans après, dans un refuge associatif norvégien de transit, seize des 26 chats étaient malades et tous excréteurs d'un assemblage F (génotypage multilocus de neuf isolats) : à la fin de la première cure de fenbendazole, onze sur seize n'excrétaient plus (68,8 %), cinq gardaient une diarrhée et une faible excrétion [112]. L'ABCD de 2013 cotait le fenbendazole « EBM grade II » sur deux références seulement, un essai canin de 1994 et la série féline co-infectée de 2003 [3, 450, 111]. Aucun essai félin avec groupe témoin non traité et sans co-infection n'a été publié. Rappel réglementaire : aucune AMM française de fenbendazole ne compte le chat parmi ses espèces cibles [109].
Fenbendazole puis association. Toujours en Norvège, les cinq chats non guéris de ce refuge ont reçu une seconde cure associant fenbendazole et métronidazole : « clinical signs ceased in all cats and Giardia cyst excretion could not be detected », et aucun n'excrétait aux jours 21 et 27 de l'étude [112]. Les auteurs ignorent pourquoi la première cure avait échoué chez ces cinq chats (refus de la prise, réinfection par l'environnement ou autre cause) [112]. Ces cinq chats forment l'unique donnée féline sur l'association, sans témoin, en seconde intention. Un essai murin randomisé, à groupes de cinq souris infectées par G. muris, trouvait les selles négativées plus tôt sous l'association que sous chaque molécule seule [451].
Fébantel-pyrantel-praziquantel. Une publication de 2006, lue en texte intégral, sur 26 chatons inoculés avec un isolat félin non typé, dont dix-sept seulement excrétaient régulièrement, en trois expériences successives comparant deux formulations (américaine et européenne) à des témoins non traités [17]. Le contrôle reposait sur une immunofluorescence quotidienne, suivie d'une épreuve aux corticoïdes pour vérifier la négativité. À la posologie la plus élevée de la troisième expérience, quatre chatons sur six sont restés négatifs, épreuve comprise, contre aucun des cinq témoins. Aux posologies plus basses des deux premières, un chaton sur cinq puis aucun ont été négativés, celui de la première expérience redevenant positif sous corticoïdes d'après le tableau des résultats [17]. Les auteurs demandent de lire ces chiffres « cautiously », à cause d'une prépatence variable et du plan séquentiel. Les remerciements déclarent : « This project was supported by a grant from Bayer Animal Health », fabricant du produit testé, alors que deux dossiers antérieurs notaient l'étude « non déclarée » [17]. Le même article rapporte, d'après une communication personnelle du fabricant, que l'association avait été retirée pour le chat en Australie après des « transient neurotoxic signs characterized by uncoordinated movements », signes revus ensuite avec une spécialité sans fébantel, si bien que leur cause reste inconnue : information non publiée, citée comme telle [17]. Aucune spécialité au fébantel n'est autorisée pour le chat en France ni dans aucun registre étranger lu (voir § 11), et l'ESCCAP de 2025, qui l'étend au chat, précise que « the manufacturer's claim does not include Giardia infections » [216, 23].
Secnidazole. Au Brésil, en 2011, deux petites expériences : sept chats traités sans témoin, « The first experiment reached 100% of efficacy because no cysts were found in the feces after treatment », puis six chats traités comparés à cinq chats infectés non traités et cinq chats négatifs, avec une élévation des enzymes hépatiques chez un chat. La méthode coproscopique et le délai du contrôle ne figurent pas dans le résumé, seul lu, la revue étant payante [122]. Dans l'essai turc de 2026, 7 chats sur 12 restaient positifs au jour 7 et 6 sur 12 au jour 14 sous secnidazole, sans différence avec le placebo [107]. Ces deux résultats se contredisent, et l'essai turc avance une biodisponibilité féline plus faible en notant que « No pharmacokinetic studies were identified for the use of secnidazole in cats » [107]. Le CAPC attribue à une « pilot study in cats » une hypersalivation chez la majorité des chats et une inappétence chez quatre, quand le résumé de la seule étude féline publiée écrit « No side effects were observed » : le texte intégral brésilien permettrait seul de lever l'écart [1, 122]. Le secnidazole n'existe en France que sous forme humaine [445].
Oméprazole. L'essai turc est la seule source : 6 chats sur 12 positifs au jour 7, 4 sur 12 au jour 14 [107]. La différence avec le placebo n'est significative qu'en comparaison deux à deux au jour 7, alors que le test global ne l'est pas, et elle disparaît au jour 14. Le titre et la conclusion (« Omeprazole demonstrated promising anti-giardial efficacy ») vont au-delà de ces tests [107]. Les auteurs proposent deux mécanismes, une inhibition de la triosephosphate isomérase de Giardia, d'après des données in vitro, et un effet sur le dékystement par la baisse de l'acidité gastrique. Ils écrivent aussi que, dans l'étude de 2004, tous les chats étaient restés positifs au septième jour, ce que celle-ci ne dit pas [107, 106].
Furazolidone. Outre la série de 1984, un foyer de 1985 dans une chatterie de quatorze Persans, dont sept excréteurs : « The parasite apparently was eradicated from the cattery by a combination of cage disinfection […] and oral furazolidone treatment », tous les chats étant cliniquement normaux deux mois plus tard [150]. Le résumé ne décrit aucun contrôle parasitologique après traitement. La furazolidone n'a aucune spécialité en France et elle est interdite chez les animaux producteurs de denrées [33, 449].
Ronidazole. Deux Maine Coon de six mois co-infectés par Tritrichomonas foetus et Giardia « completely recovered after treatment with ronidazole », molécule choisie contre le trichomonadé. Les auteurs y voient pourtant « the first report showing the effectiveness of ronidazole against G. duodenalis in cats », sur ces deux seuls chats co-infectés et sans témoin [392]. Aucune étude du ronidazole contre Giardia chez le chat n'a été trouvée (54 notices examinées). Depuis juin 2020, l'ABCD le dit pourtant « proven to be efficient against Giardiasis in dogs (Fiechter et al., 2012) and cats (Zanzani et al., 2016) », la référence féline étant ce cas double [98, 392] (voir § 12). Pour le ronidazole, l'Index français ne compte aucune spécialité, et l'Union ne l'autorise que chez le pigeon et les oiseaux (voir § 11) [33, 195].
Ce qui n'a pas été essayé. Tinidazole, albendazole, quinacrine, paromomycine, ipronidazole et nitazoxanide n'ont fait l'objet d'aucun essai contre Giardia chez le chat. Pour le tinidazole existe une seule étude de pharmacocinétique, qui trouve chez le chat une absorption orale complète et une demi-vie d'élimination environ deux fois plus longue que chez le chien [452]. Trois observations indonésiennes de 2024 et 2025, portant sur quatre chats et lues sur leur résumé, illustrent surtout le diagnostic différentiel : un chaton de trois mois sans amélioration sous métronidazole, finalement atteint de panleucopénie et mort au dix-septième jour ; un chat de dix mois aux selles normales au septième jour ; deux chattes chez qui une babésiose s'ajoutait à la giardiose et à la coronavirose entérique suspectées [375, 372, 373]. Un vaccin inactivé a aussi été employé comme traitement chez seize jeunes chats inoculés : à la vingt-huitième semaine, 5 vaccinés sur 8 et 7 témoins sur 8 excrétaient encore, différence non concluante sur ces effectifs [16]. Un régime digestif seul, enfin, a été suivi d'un ELISA redevenu négatif à un mois chez 3 des 4 chats testés d'une série de syndrome de Haws, sans antiparasitaire. Une série ne dit rien de l'effet propre du régime [174]. Un dernier cas montre le piège inverse : un chaton Ocicat porteur de kystes de Giardia, dont la diarrhée « resolved following treatment for giardiasis », hébergeait aussi Tritrichomonas cf. foetus, trouvé à l'enquête de chatterie [12].
Le chien comme comparateur
Les essais canins sont plus nombreux, mieux construits parfois, et souvent cités à l'appui de choix félins. Rien de ce qui suit n'est une donnée de chat.
Fenbendazole : des succès anciens, des échecs récents. À Cornell, en 1994, deux schémas laissaient 6 chiens sur 6 et 6 sur 6 sans kystes à la flottation au sulfate de zinc, contre 1 témoin sur 6 [450]. Quatre ans plus tard, chez 20 Beagles infectés au laboratoire, 9 des 10 chiens traités, shampouinés puis remis dans des boxes désinfectés, n'ont jamais été positifs sur douze selles en 25 jours, tous les témoins l'étant [453]. Les études de terrain récentes racontent autre chose. À Naples, en 2021, chez 24 chiens de propriétaires répartis au hasard entre fenbendazole et métronidazole, à domicile, 8 sur 12 et 7 sur 12 étaient négatifs au jour 7, sans différence d'efficacité entre les deux molécules (P = 0,686), et 6 sur 12 et 5 sur 12 le restaient du début au jour 50. Les efficacités publiées aux jours 14, 21 et 50 diffèrent entre le résumé (94, 100 et 97 %) et la section des résultats (100, 97,0 et 95,0 %) [454]. À Lyon, en 2022, chez 23 chiens d'étudiants vétérinaires contrôlés par immunofluorescence directe quantitative deux à quatre puis huit à dix jours après le traitement, « only 8/23 dogs (35%) achieved therapeutic success (≥90% reduction of cysts) and only 4/23 dogs (17%) had complete elimination » [137]. En 2023, à São Paulo, 19 chiens sur 25 étaient négatifs à une semaine (76 %, notre calcul sur 25 chiens par bras) [117]. En Belgique, en 2026, chez des chiots suivis cinq mois et des chiens adultes vivant en groupe suivis deux mois, le fenbendazole, donné dans certains groupes d'adultes d'après le résumé, « only temporarily reduced cyst excretion; infection prevalence and cyst burdens remained persistently elevated », l'infection à l'arrivée prédisant la chronicité, surtout chez les chiots d'éleveurs professionnels [140]. Les essais des années 1990 portaient sur de petits groupes de laboratoire contrôlés par flottation, les études récentes sur des chiens de terrain contrôlés par des méthodes quantitatives : les définitions du succès diffèrent autant que les populations, et l'hypothèse d'une résistance est discutée plus loin (voir § 8).
Toulouse, 2002 : une thèse lue en texte intégral. Trente chiots Beagle de seize à dix-sept semaines, infectés naturellement dans leur chenil d'origine, où ils vivaient en groupes de sept ou huit « dans des boxes non régulièrement désinfectés », ont été répartis en cinq lots de six par rang de charge kystique, en alternance et sans tirage au sort : quatre protocoles tirés de la littérature (oxfendazole, fébantel-pyrantel-praziquantel, fenbendazole, métronidazole associé à la spiramycine) et un lot témoin non traité [241]. Un chien n'était dit négatif que si la flottation et l'ELISA l'étaient tous deux, aux jours 4, 6, 11, 18 et 19. Les témoins sont restés positifs à chaque date. Sous métronidazole-spiramycine, 2 chiens sur 6 étaient négatifs au jour 4, 4 au jour 6 et 6 au jour 11, puis 1 seul au jour 18 et aucun au jour 19 ; sous fenbendazole, 3 sur 6 au mieux, au jour 11, puis aucun ; sous fébantel, 3 sur 6 au jour 4, 2 au jour 6, puis 1 au plus ; sous oxfendazole, 2 sur 6 au mieux, un chien de ce lot étant mort d'une fausse déglutition [241]. Seules différences significatives contre le témoin : le fébantel au jour 4, le métronidazole aux jours 6 et 11, le fenbendazole au jour 11. L'auteure conclut que « si ponctuellement certains traitements entraînent une négativation des recherches de Giardia, aucun n'est à lui seul réellement efficace pour éradiquer une giardiose » (p. 56), et attribue la repositivation des jours 18 et 19 à une recontamination par le milieu, sans pouvoir la distinguer d'un échec [241]. Sur 147 prélèvements faits après traitement, chacun examiné par les deux méthodes, 68 coproscopies étaient négatives (46,3 %) contre 43 ELISA (29,3 %), l'antigène restant plus souvent positif que la flottation [241]. Le résumé déposé dans HAL dit pourtant le métronidazole « efficace », et la conclusion de la thèse le range parmi « les plus efficaces » : ce sont les tableaux et la discussion, et non ces formules, qui doivent être cités [241]. Un article de la Revue de médecine vétérinaire paru en 2003 sous les mêmes noms porte probablement sur la même cohorte, mais n'a pas pu être lu [455].
Métronidazole en suspension. L'essai de terrain du titulaire sur la suspension Eradia, vendue sous le nom d'Ayradia aux États-Unis, a été mené dans dix centres d'Allemagne, de Hongrie et du Portugal, randomisé en double insu contre le véhicule selon un rapport de deux pour un [264]. Sur 180 chiens inclus, 129 sont entrés dans l'analyse d'efficacité (89 traités, 40 sous véhicule), dont 14 diarrhéiques ; vingt et un chiens inclus et traités ont été retirés a posteriori, aucune de leurs trois selles n'atteignant le seuil d'inclusion [264]. Son critère principal : la réduction de la moyenne géométrique des kystes par gramme en immunofluorescence aux jours 5 à 7, de 99,92 % sous métronidazole, quand le groupe véhicule passait de 2 389,5 à 268,8 kystes par gramme sous les mêmes mesures d'hygiène. La proportion de chiens négatifs n'est pas donnée [264]. Les auteurs sont salariés du titulaire, dont le comité d'éthique a validé le protocole [264]. Un essai de terrain de 2018, probablement du même titulaire, contre fenbendazole, crédité de « 92% efficacy » par cet article, n'est connu que par son titre [456, 264]. En Corée, en 2005, aucun kyste n'était trouvé deux semaines après le métronidazole, seul ou associé à la silymarine, chez des chiens sans signe dont le résumé ne donne pas l'effectif ; deux chiens du groupe métronidazole ont présenté une baisse d'appétit et des vomissements intermittents [457].
Fébantel-pyrantel-praziquantel. Chez quinze Beagles naturellement infectés, deux schémas laissaient 5 chiens sur 5 et 2 sur 5 négatifs, contre aucun témoin (effectifs par groupe : notre calcul) [458]. Dans l'étude du Kansas de 2002, tous les chiens traités sans bain ni changement de cage excrétaient de nouveau au jour 24 ; baignés et déplacés dans des cages propres, un seul a excrété, brièvement. Dans une troisième phase comparant deux durées, ni kystes ni antigène chez 2 chiens sur 4 et 4 sur 5 [136]. À Madrid, deux durées laissaient 6 chiens sur 8 et 5 sur 8 négatifs, contre aucun des huit témoins, la plus longue « was not statistically better » [459]. Chez quatorze chiens sans signe, 3 traités sur 7 n'ont plus excrété, trois autres ont réexcrété aux jours 8, 9 et 11, et « Four controls that had been consistently positive, changed to negative status on day 11 » : au dernier contrôle, il restait autant de positifs dans les deux groupes [460]. Une étude italienne de 2002 chez des chiens adultes n'a ni résumé ni texte accessible [461].
Albendazole, oxfendazole et les autres. L'albendazole négativait 5 chiens sur 7 contre 3 témoins sur 7 avec un premier schéma, puis 5 sur 5 contre 1 sur 5 et 18 sur 20 contre aucun sur 20 avec un second [462]. Dans quatre chenils d'élevage français, l'oxfendazole supprimait l'excrétion, qui reprenait là où l'hygiène était médiocre (voir § 10) [129]. Le ronidazole, avec désinfection et shampooings, tenait les chiens d'un chenil suisse négatifs un peu moins d'un mois avant une repositivation générale (voir § 10) [164]. À Sydney, un foyer de refuge a été maîtrisé par le secnidazole chez 14 adultes ou jeunes sevrés de plus de dix semaines sur 14 et 9 chiots sur 10, sans témoin, avec un critère associant antigène et signes [463]. Sous nitazoxanide, interdit chez l'animal dans l'Union, l'excrétion baissait par rapport aux témoins au Mexique (rapports de cotes, dont un de 0,559 assorti d'un intervalle de confiance « 0.00–0.78 », borne inférieure nulle impossible pour un rapport de cotes) et 21 chiens sur 25 étaient négatifs à une semaine au Brésil (84 %, notre calcul sur 25 chiens par bras), sans différence significative avec le fenbendazole [116, 117]. L'ipronidazole dans l'eau de boisson (deux lévriers traités, un témoin), la quinacrine (une publication de 1950 connue par son titre) et l'azithromycine (un cas) complètent une liste sans essai comparatif [464, 238, 465].
Ce que déclarent les praticiens. Une enquête de 2021 auprès de plus de 123 vétérinaires de 31 États américains rapporte que « 54% of respondents preferred using both fenbendazole and metronidazole simultaneously, 15% reported using fenbendazole only, and 20% reported using metronidazole only », et que 77,0 % disent avoir rencontré des cas réfractaires [219]. L'association simultanée n'a été comparée à chaque molécule seule dans aucun essai canin. Les études trouvées les comparent ou les enchaînent [454, 112].
Sécurité : ce qui est publié chez le chat
Neurotoxicité du métronidazole. Trois chats sont publiés dans PubMed, tous après des traitements prolongés : deux en 2001, l'un pris de convulsions généralisées après une augmentation de dose, l'autre d'ataxie et de troubles de la vigilance, leurs signes ayant régressé « within days of initiating supportive therapy and withdrawal of the drug » [123]. Un troisième, publié en 2005, recevait prednisone et métronidazole pour une entéropathie supposée ; euthanasié pour tétraparésie et tremblements, il présentait à l'histologie des foyers de nécrose du tronc cérébral, première description lésionnelle chez le chat selon les auteurs [124]. Une série de trois chats publiée en 1993 dans une revue de neurologie vétérinaire non indexée est citée par la littérature secondaire. Elle n'a été retrouvée ni dans Crossref ni dans PubMed et n'a pas été lue. Les séries canines sont plus fournies : cinq cas en 1989, signes vestibulo-cérébelleux, deux euthanasies [466] ; vingt et un cas en 2003, récupération plus rapide sous diazépam dans une comparaison rétrospective non randomisée [467] ; vingt-six cas de quatre centres britanniques en 2018, avec cette phrase : « We found evidence of neurotoxicity in dogs at much lower doses than previously reported » [468]. En 2021, la pharmacovigilance de l'ANSES-ANMV a décrit une neurotoxicité canine « susceptible d'apparaitre quelles que soient la race, l'âge ou le sexe de l'animal », dont le risque augmente avec l'utilisation prolongée [188]. Les RCP félins français rangent les signes neurologiques tantôt en « Très rare », tantôt en « Fréquence indéterminée » pour la même substance, et seul celui de Metrotab les détaille (ataxie, nystagmus) [100, 101, 102, 191]. Aucune fréquence ne peut se calculer à partir des séries publiées, qui n'ont pas de dénominateur. L'ESCCAP de 2025 demande une surveillance neurologique pendant le traitement [23].
Génotoxicité. Une équipe de Cornell a trouvé en 2009 le métronidazole génotoxique à toutes les concentrations testées sur des cellules mononucléées sanguines de chat et sur une lignée de lymphome T. Chez trois chats recevant du benzoate de métronidazole, le test des comètes montrait des lésions de l'ADN qui disparaissaient après l'arrêt [125]. Leur conclusion : la molécule « causes apparently reversible DNA damage in lymphocytes, but is unlikely to produce clinical signs of acute toxicity. Whether chronic therapy with metronidazole predisposes cats to lymphoid neoplasia is not known ». L'étude était soutenue par le Cornell Feline Health Center, et la première auteure par une bourse de Merck [125]. Le délai de disparition diffère d'un jour entre le résumé et la figure 5, sans conséquence sur la conclusion. Chez douze chiens sains, un essai randomisé à deux posologies n'a pas trouvé d'augmentation des lésions de l'ADN in vivo, la génotoxicité in vitro des cellules de chien et de chat n'apparaissant qu'à des concentrations supérieures à celles mesurées dans le sang [469]. Les RCP vétérinaires reprennent, pour la personne qui manipule les comprimés, des « propriétés mutagènes et génotoxiques confirmées chez les animaux de laboratoire ainsi que chez l'être humain » et un pouvoir cancérogène confirmé chez l'animal de laboratoire. Leurs précautions pour l'utilisateur imposent des gants imperméables et disent le métronidazole possiblement nocif pour le fœtus ; celles de Metrobactin interdisent en outre que l'animal lèche quelqu'un juste après l'administration, et celles de Metrotab et de Metronidavet ajoutent une mise en garde pour la femme enceinte [100, 126, 102].
Foie, interactions, gestation. Les cinq RCP félins qui citent Giardia contre-indiquent le métronidazole en cas de troubles hépatiques et citent une hépatotoxicité et une neutropénie parmi les effets indésirables [100, 101, 126, 102, 191]. Ils signalent qu'il peut ralentir la dégradation hépatique de la phénytoïne, de la ciclosporine et de la warfarine, et que la cimétidine augmente ses concentrations quand le phénobarbital les diminue [100]. Sur la gestation, deux textes officiels décrivent différemment les mêmes données de laboratoire : pour Metrobactin, des études aux « résultats contradictoires » concernant les effets tératogènes et embryotoxiques, d'où une utilisation « non recommandée » pendant la gestation, et une excrétion lactée qui la déconseille pendant la lactation ; pour le Stomorgyl, des études qui « n'ont pas mis en évidence d'effet tératogène ou fœtotoxique », l'usage en début de gestation restant soumis à l'évaluation du rapport bénéfice-risque [100, 113]. L'ABCD admet depuis juin 2020 que « Fenbendazole may be used in pregnant queens » et que le métronidazole « should not be used in pregnant queens » [98]. Quant au guide ESCCAP de 2025, il ne recommande pas de traiter les chattes gestantes ou allaitantes ni les chatons de moins de douze semaines [23]. Ni la chatte gestante ni le très jeune chaton n'ont fait l'objet, à notre connaissance, d'une étude de traitement. Sous fébantel-pyrantel-praziquantel, le seul essai disponible, mené sur des chatons achetés à douze semaines, n'a noté qu'une salivation transitoire [17].
Microbiote. L'effet du métronidazole sur le microbiote du chat n'a été mesuré par aucune étude trouvée (onze notices examinées). Chez 24 chiens sains, la richesse bactérienne baissait et l'indice de dysbiose montait, sans retour complet « 4 weeks after metronidazole discontinuation », et les auteurs plaident pour « a cautious approach to prescription of metronidazole in dogs ». Le laboratoire universitaire signataire vend ces analyses [470]. Chez cinq chiens sains, la diversité revenait à son niveau initial 28 jours après l'arrêt ; deux auteurs étaient salariés d'un fabricant de probiotiques [266]. Chez 22 chiens traités pour une giardiose supposée, la communauté bactérienne restait modifiée quatre à six semaines, dans une étude d'auteurs salariés de Mars Petcare [471]. Dans la colite aiguë non infectieuse du chien, Giardia exclu, la rémission était plus lente sous régime et métronidazole que sous régime seul (médianes de 8,5 et 5 jours) [472]. Dans la diarrhée aiguë, métronidazole et synbiotique ne différaient pas cliniquement [473]. Chez 49 chiots à giardiose aiguë suivis au moins douze mois, comparés à 50 témoins, un indice de sévérité élevé « combined with metronidazole treatment, increased the risk of developing chronic gastrointestinal signs (p = 0.04) », dans une étude rétrospective par questionnaire qui n'établit pas de lien causal [383]. Le fenbendazole, lui, modifie peu le microbiote du chien d'après deux études [474, 475]. Le seul signal félin est indirect : après fenbendazole, tous les chats du refuge norvégien portaient des Escherichia coli fécaux résistants à la tétracycline (16 sur 16, contre aucun avant), et la résistance à la streptomycine passait de 1 à 15 chats sur 16, sans groupe non traité, ce que les auteurs demandent de lire « with caution » [112].
Fenbendazole. Chez 28 chats sains de six à sept mois répartis en quatre groupes de sept, dont un sous placebo, trois niveaux de dose, le plus élevé bien au-dessus de celui autorisé chez le chien, et une durée plus longue n'ont provoqué aucun effet indésirable, avec des examens de laboratoire et des autopsies sans anomalie [110]. Cette étude de tolérance n'est connue que par son résumé. Un chat a présenté en 2008 une vascularite systémique à expression cutanée sévère, attribuée à une hypersensibilité idiosyncrasique au fenbendazole, cas unique connu par son titre [476]. Côté canin, deux hypoplasies ou aplasies médullaires réversibles ont été attribuées au fenbendazole, l'une avec le triméthoprime-sulfadiazine, et une troisième au fébantel, « metabolized to fenbendazole » [477, 478, 479]. Le RCP du Panacur canin juge son usage « possible » pendant la gestation et l'allaitement de la chienne, tout en rappelant des propriétés embryotoxiques et tératogènes chez l'animal de laboratoire. Il ne contient aucune donnée féline [109].
Albendazole, paromomycine, ronidazole. Un chien et un chat traités par albendazole pour une giardiose ont développé une toxicité médullaire avec pancytopénie, guérie sous soins de soutien, que les auteurs jugent « dose related in the dog and idiosyncratic in the cat » [120]. Un rapport de pharmacovigilance de 1998, signé de la Pharmacopée des États-Unis (US Pharmacopeia) d'après PubMed, porte sur les effets indésirables de l'albendazole et d'autres produits employés contre la giardiose du chien ; il n'a pas de résumé [480]. La fiche de l'université de l'Iowa écrivait dès 2012 que l'albendazole n'est plus recommandé à cause de cas de myélosuppression, et le CAPC écrit en 2026 qu'il « is not safe in cats and should not be used » [2, 1]. Chez quatre chats traités par paromomycine orale pour une entérite infectieuse, une insuffisance rénale aiguë a répondu à la fluidothérapie, mais trois sont devenus sourds et ont développé une cataracte. Les auteurs incriminent une posologie excessive et une absorption à travers une muqueuse lésée [121]. Une neurotoxicose a été décrite chez quatre chats sous ronidazole, article connu par son titre ; une revue le range parmi les traitements de T. foetus[119, 87]. Une élévation des enzymes hépatiques chez un chat sous secnidazole, des numérations normales dans les trois bras traités de l'essai turc, un vomissement chez un chien sous nitazoxanide complètent le tableau [122, 107, 116]. Les effets indésirables publiés sont repris en annexe (voir § 15).
Prise du comprimé. Sécables, les comprimés de métronidazole à usage vétérinaire contiennent de la levure ou un arôme, différents selon la spécialité (levure de bière et arôme poulet pour Metrobactin, arôme de bœuf pour Metrovis) [100, 191]. D'après l'équipe de Colorado State, la forme base « induces salivation and inappetence when administered orally to some cats », alors que le benzoate « is very well tolerated by cats » [106] ; sans AMM vétérinaire en France, ce sel n'existe que dans la suspension buvable humaine Flagyl [33, 444]. Aucune étude d'observance du traitement chez le chat n'a été trouvée.
Chat porteur sans signe et autres animaux du foyer
Aucune étude n'a mesuré le bénéfice de traiter un chat positif sans signe, ni pour lui, ni pour les autres animaux, ni pour les humains du foyer. Les textes ont pourtant beaucoup bougé, et leurs dates réelles sont souvent plus anciennes que celles que l'on cite.
En décembre 2012, la fiche de l'université de l'Iowa jugeait le traitement des porteurs « controversial » et le réservait d'ordinaire à la fin des signes, tout en demandant de traiter en même temps tous les animaux infectés d'une population [2]. Les adaptations suisses du guide ESCCAP allaient plus loin : « Behandlung aller Tiere in einem Haushalt/Bestand, unabhängig davon, ob klinische Symptome vorliegen oder nicht » en mai 2013, « Traiter tous les animaux, qu'ils présentent ou non des symptômes » en janvier 2015 [127, 86]. Outre-Rhin, l'adaptation de janvier 2017 renverse la règle : il n'est « nicht generell empfohlen, klinisch unauffällige Giardia-Träger zu behandeln », sauf risque zoonotique (jeunes enfants, personnes immunodéprimées) ou contagion d'autres animaux en élevage ou en refuge [77]. Cette logique d'évaluation du risque passe dans le guide européen de février 2018 [22].
La formulation la plus nette et la plus ancienne de l'ESCCAP se trouve dans sa fiche pour vétérinaires d'avril 2020, inchangée depuis : « When a healthy animal without clinical signs has tested positive for Giardia, therapy is not advised. This is generally considered a transient, insignificant finding. The exception is when treatment to control the parasite is part of an overall control programme in breeding or kennel establishments. » [24]. La version française de juin 2020 ajoute que le traitement « devra cependant être mis en place sur tous les animaux positifs dans le cadre d'un programme global de contrôle de G. duodenalis dans les élevages ou les chenils » [91]. L'ABCD a changé de position au même moment, et non en 2025 comme on le lit : sa fiche française de juin 2017 disait encore que « Le traitement des chats en bonne santé est controversé » [247]. Sa recommandation mise à jour en juin 2020 écrit qu'« it is not recommended to treat asymptomatic Giardia-positive cats, especially with metronidazole or fenbendazole », à cause d'un risque de résistances bactériennes et parasitaires, sauf dans les collectivités où des chats sont malades et pour les chats vivant avec des personnes immunodéprimées [98]. Révisée en mai 2025, la recommandation garde ces phrases [4]. Elle attribue la consigne de traiter tous les animaux d'une collectivité, chiens compris, à l'ESCCAP, dont le guide de 2025 parle en réalité d'environnements à haut risque (« kennels, catteries or breeding establishments ») [4, 23]. Ce guide de mars 2025 ajoute un critère nouveau, la détection de génotypes potentiellement zoonotiques [23].
Outre-Atlantique, le CAPC écrit depuis 2009 que la majorité de son conseil juge que les animaux sans signe « may not require treatment », et que les chats ne sont pas traités pour prévenir une transmission zoonotique [185, 1]. Sa ligne de synthèse « Treat all symptomatic and infected cats » (juin 2017 à février 2025) contredisait cette phrase sur la même page [190, 96]. La version du 3 août 2026 retire « and infected » mais ajoute un arbre de décision : les malades sont traités, les porteurs sans signe aussi quand l'assemblage est zoonotique (« Non-symptomatic patients with zoonotic assemblages should be treated »), ceux d'assemblage non zoonotique « may not require treatment », et tout animal vivant avec des humains ou des animaux vulnérables est traité [1]. Deux phrases de la page actuelle, l'une qui fait traiter un porteur d'assemblage zoonotique, l'autre qui exclut de traiter pour prévenir la zoonose, cohabitent sans être réconciliées (voir § 4). Pour les congénères, le CAPC admet que les animaux de la même espèce vivant avec un chat infecté « may also be treated », et précise que « Repeated courses of treatment are not indicated in cats without clinical signs » [1].
D'autres textes en vigueur gardent la consigne inverse. Les lignes directrices félines du TroCCAP (2018, 2019, traduction française de 2019) tiennent que « The most effective way to control Giardia infection is by treating all cats in the household or cattery at the same time », sans distinguer malades et porteurs [99, 75, 220]. Datée de février 2024, la fiche suisse se contredit d'une section à l'autre, l'encadré de prévention demandant de « Traiter tous les animaux du même ménage, qu'ils présentent ou non des symptômes » quand la section traitement écrit qu'« il n'est pas recommandé de traiter les porteurs de Giardia ne présentant aucun symptôme clinique » [92]. Le RCP espagnol du Drontal Plus pour chiens demande que « Todos los animales que convivan deben tratarse al mismo tiempo », puis juge un nettoyage soigneux, après le traitement, « especialmente importante en el caso de giardiasis » [212]. Le chapitre des collectivités reprend ces positions là où elles s'appliquent (voir § 10), et l'évolution d'ensemble est discutée avec les autres controverses (voir § 12).
Le vaccin, de l'essai au retrait
Le vaccin commercialisé aux États-Unis, GiardiaVax (Fort Dodge) [130, 204], était fait de trophozoïtes tués d'un isolat de mouton, « (unknown assemblage) » selon une équipe qui l'a décrit plus tard [269]. Son histoire publiée tient en quelques jalons. En 1996, à Calgary, vingt chatons vaccinés et dix témoins ont été éprouvés par une injection intraduodénale chirurgicale : au jour 56, aucun vacciné n'excrétait contre 4 témoins sur 10, et des trophozoïtes étaient trouvés à l'autopsie chez 1 vacciné sur 20 (notre calcul, d'après 5 %) contre 6 témoins sur 10 [11]. Les données préliminaires chez le chiot, l'année suivante, reposaient sur le même schéma (vingt vaccinés, dix témoins) et concluaient que « Immunization provided protection » [481]. Signée en 2000 par des auteurs liés à son développement, une revue annonçait que le vaccin « has become commercially available in the USA for prevention of clinical signs of giardiasis and reduction of cyst shedding in dogs and cats » [130]. Employé ensuite comme traitement, il a été suivi d'une résolution des signes chez treize chiens en échec de chimiothérapie, sans témoin [482], puis s'est montré inefficace dans les deux études contrôlées : chez seize chats inoculés, 5 vaccinés sur 8 et 7 témoins sur 8 excrétaient encore à la vingt-huitième semaine [16]. Dans un essai randomisé contre placebo chez vingt chiens porteurs sans signe, les vaccinés étaient même plus souvent positifs aux semaines 4, 8, 12 et 16 (10, 9, 9 et 8 sur 10, contre 7, 7, 8 et 4 sur 10), sans différence significative, les auteurs concluant : « Vaccination was, therefore, not an effective treatment for asymptomatic canine Giardia infections in this setting » [483]. Associé au fébantel-pyrantel-praziquantel, il n'empêchait pas la réexcrétion canine au jour 24 [136].
La WSAVA, qui listait le vaccin en 2007 d'après sa version de 2010, le disait alors « now no longer available », pour le chat comme pour le chien [131]. Les recommandations de vaccination lues ensuite, de l'AAFP (2013), de l'ABCD (2013, 2015), de la WSAVA (2016) et de l'AAHA avec l'AAFP (2020), ne mentionnent plus Giardia[131, 484, 485, 486, 487]. Dans sa partie consacrée au chien, la liste des médicaments essentiels de la WSAVA d'octobre 2023 tranche : « The WSAVA Vaccination Guidelines do not recommend the use of canine enteric coronavirus vaccine or Giardia vaccine » ; sa partie féline ne parle pas de Giardia[104]. L'ABCD répète depuis 2013 que le vaccin, « used in the USA but not in Europe », n'est plus disponible [3, 4]. Le CAPC a gardé jusqu'en février 2025 un paragraphe qui jugeait la vaccination préventive utile « in some specific control situations », avant de le retirer le 3 août 2026 [96, 1]. Dans l'Index français, médicaments immunologiques compris, aucun vaccin Giardia ne figure [33]. La date et le motif officiels de l'arrêt de commercialisation n'ont été trouvés dans aucune source primaire, et la seule trace américaine récente est une licence de fabrication décrite plus loin (voir § 11).
Une autre voie reste expérimentale. En Argentine, en 2016, un vaccin oral fait de protéines variables de surface (VSP) a protégé des chiots et des chatons de laboratoire contre l'épreuve. La vaccination de chiens et de chats d'un quartier défavorisé a été suivie d'une baisse de la giardiose chez les enfants, et un auteur déclare être consultant de Zoetis depuis 2015 [269]. Aucune autorisation de ce vaccin n'a été trouvée.
Probiotiques, alimentation, plantes
Probiotiques. Aucun probiotique n'a été évalué contre Giardia chez le chat. Le critère des essais félins trouvés est la diarrhée : dans un refuge du Colorado, Enterococcus faecium SF68 réduisait la proportion de chats à diarrhée de deux jours ou plus (7,4 % contre 20,7 %, sur 217 chats), dans un essai en double aveugle par salle financé par le fabricant, Giardia n'étant recherché que parmi les agents présents [132]. Un essai ouvert de synbiotique chez 63 chats à diarrhée chronique avait exclu les quatre chats positifs à Giardia[265] ; Enterococcus hirae d'origine féline réduisait la diarrhée de 130 chatons de refuge en famille d'accueil, mais « A significant impact of E. hirae was not observed on the presence or abundance of 30 different bacterial, viral, protozoal, fungal, algal, and parasitic agents », trois auteurs étant salariés d'un laboratoire d'analyses vétérinaires [133]. L'unique essai de Saccharomyces boulardii chez le chaton, sur 40 chatons sevrés en 2026, ne recherche pas Giardia et est cosigné par des salariés du fabricant de la souche et d'un fabricant d'aliments [276]. Chez vingt chiens à giardiose chronique subclinique, SF68 seul « fails to affect giardial cyst shedding or antigen content » [134]. Ajouté au métronidazole en refuge, il laissait 2 chiens positifs sur 2 négativés contre 1 sur 7 sous placebo, sur neuf chiens infectés seulement [488]. Une souche de Lactobacillus johnsonii (CNCM I-4884), étudiée à l'école d'Alfort et à l'INRAE sur fonds publics, a réduit le nombre moyen de kystes aux jours 7, 11 et 14 chez 40 chiots naturellement infectés, contre placebo, deux auteurs ayant cofondé une société. Ni la proportion de chiots négatifs ni la randomisation ne sont décrites [135]. Le mécanisme proposé passe par des hydrolases des sels biliaires, qui transforment des sels biliaires nécessaires à la croissance du parasite en formes déconjuguées toxiques pour lui, d'après une thèse de doctorat et un travail chez la souris cosignés par des salariés d'un groupe pharmaceutique [268, 267]. S. boulardii réduisait chez la gerbille d'environ 70 % les trophozoïtes attachés [489]. Chez l'adulte humain, ajouté au métronidazole, il laissait 0 patient sur 30 porteur de kystes à deux semaines contre 6 sur 35 sous placebo [490]. Aucune recommandation lue (ESCCAP de 2011 à 2025, ABCD de 2013 à 2025, CAPC 2026) ne parle de probiotique pour le chat dans sa section Giardia ; l'onglet Chien du CAPC de 2026 admet seulement, chez le chien malade porteur d'un assemblage non zoonotique, qu'« a high fiber diet with probiotics may be sufficient » [88, 23, 3, 4, 1]. Seule une revue allemande en évoque, avec la transplantation fécale et un régime hydrolysé, pour le cas qui reste malade malgré le traitement, en le présentant comme l'expérience de ses autrices [161].
Alimentation. La réduction des glucides n'a jamais reposé sur une étude citée. Elle apparaît en Suisse comme un ouï-dire, « Berichtet wird auch, dass eine kohlenhydratarme Ernährung die Therapie unterstützen soll » (mai 2013), « il est rapporté qu'une alimentation pauvre en hydrates de carbones favorise la guérison » (janvier 2015), puis en Allemagne (« soll », 2017) [127, 86, 77]. L'édition européenne de 2018 l'ignore [22]. En avril 2020, la fiche européenne la justifie par un effet sur le parasite (« Diet should also be low in carbohydrates and high in protein to inhibit excessive growth and replication of Giardia and Clostridium spp. »), effet qui disparaît en mars 2025 au profit des seules clostridies, avec la mention « case by case » [24]. À son tour, le guide de mars 2025 l'écrit : « reduction of carbohydrate intake in the diet is recommended, as excessive carbohydrates may promote growth of potentially pathogenic bacteria, such as clostridia », un régime riche en protéines très digestibles « may be preferable » [23]. Rien ne bouge dans la fiche française de mars 2026, qui garde la phrase de 2020 [91]. Ni l'ESCCAP Italie de 2011, ni la France de 2013, ni la fiche de l'Iowa, ni le CAPC n'en parlent [88, 41, 2, 1]. Dans PubMed, la requête croisant Giardia, chien ou chat et régime ne rend qu'une notice sans rapport. Ce qui existe est expérimental et ne porte pas sur les glucides : des fibres (cellulose) réduisent la colonisation chez la gerbille [491], des régimes carencés en protéines et en graisses réduisent les kystes mais aggravent les lésions chez le rat [492], une résine fixant la bile réduit l'excrétion sans réduire les trophozoïtes duodénaux chez la souris [493], un régime riche en graisses aggrave l'infection murine [494], et un supplément de germe de blé réduit l'excrétion de porteurs humains sans signe dans un essai contre placebo, sans écart notable chez les malades traités au métronidazole [495]. Hors giardiose, la colite aiguë non infectieuse du chien répondait mieux au régime seul qu'au régime associé au métronidazole [472].
Plantes et autres remèdes. Un seul travail a testé une plante chez un carnivore infecté : la silymarine, associée au métronidazole chez des chiens coréens sans signe, avec une efficacité à dix jours de « 91% » contre « 75% » pour le métronidazole seul, effectifs non donnés dans le résumé [457]. Aucun essai de plante, d'huile essentielle, de propolis, d'ail ou d'extrait de pépins de pamplemousse n'a été trouvé chez un chat ou un chien infecté (29 notices examinées). La thèse d'Alfort de 2025, revue « non exhaustive » des méthodes alternatives, juge ces pistes « prometteuses » sous réserve de « validations rigoureuses », les preuves cliniques restant « insuffisantes » [496]. Parmi elles, quatre constituants d'huiles essentielles de lamiacées actifs sur les trophozoïtes (γ-terpinène, oxyde de caryophyllène, carvacrol, thymol) ont, en 2026, des index de sélectivité de 1,3 à 2,4 au mieux, marge étroite entre l'effet sur le parasite et la toxicité pour les cellules de mammifère [497], alors que la toxicité féline des huiles essentielles est documentée par des séries de centres antipoison, dont 106 chats intoxiqués par l'huile d'arbre à thé [230, 231].
Le choix de la molécule selon les recommandations
Les textes ne disent pas la même chose, et ils ne le disent pas aux mêmes dates. En août 2011, la première édition anglaise du guide ESCCAP présente le fenbendazole comme « registered for the treatment of giardiosis in dogs in most European countries » et ajoute qu'il « can also be recommended for cats », alors que métronidazole et tinidazole « are also effective but are not licensed for veterinary use » [187, 88]. Deux ans plus tard, l'adaptation française juge le fenbendazole « efficace », le fébantel et l'oxfendazole « également efficaces », et écrit du métronidazole qu'il « est efficace mais n'a pas d'AMM vétérinaire pour cette indication » [41]. La même année, l'adaptation allemande précise que les chats disposent de spécialités au fenbendazole « jedoch nicht für die Behandlung der Giardiose zugelassen » et que le métronidazole relève d'une « Umwidmung aus der Humanmedizin » [252]. En janvier 2017, elle écrit que des spécialités au fenbendazole ou au métronidazole sont autorisées en Allemagne contre la giardiose « bei Hunden und Katzen » [77]. L'ESCCAP de 2018 dit le métronidazole « licensed in most European countries for dogs and cats » [22].
Dès avril 2020, la fiche européenne inverse l'ordre pour une raison de tolérance : « Neurological side effects from metronidazole can occur, especially in small cats and kittens therefore fenbendazole (or febantel in licensed preparations) should be the first line treatment », le métronidazole restant réservé aux giardioses réfractaires [24]. Traduite en juin 2020 et inchangée en mars 2026, sa version française garde au contraire le métronidazole en tête : « Seul le métronidazole possède une AMM pour le traitement de la giardiose chez le chien et le chat en France », le fenbendazole n'étant cité qu'« en cas de contre-indication de cette molécule » [91]. Le texte européen de mars 2025 ajoute un motif d'usage prudent des antibiotiques : « to prevent the development of antimicrobial resistance, its application should only be used in cases where fenbendazole does not provide sufficient efficacy » [23]. La version néerlandaise de ce guide, publiée en septembre 2025, présente le métronidazole « als antibioticum » enregistré contre Giardia chez le chien et le chat dans la plupart des pays européens, avec la même réserve [498]. En France, la seule substance dont l'AMM féline cite Giardia se trouve donc placée en seconde intention par le guide européen le plus récent, et la molécule mise en première intention n'y a aucune AMM pour le chat : les deux positions sont datées, elles coexistent en 2026, et la page n'a pas à choisir.
L'ABCD n'a jamais suivi ce mouvement : de 2013 à 2025, « Fenbendazole or metronidazole are regarded as the treatments of choice », avec une association pour les cas difficiles [3, 98, 4]. Le CAPC, lui, écrit que « No drugs are approved for treatment of giardiasis in cats in the United States », que le métronidazole est « the most commonly used extra-label therapy; however, efficacies as low as 50% to 60% are reported », sans référence pour ce chiffre, et que « Data on treatment of cats with Giardia are lacking » [1]. Une revue allemande de 2023, lue en texte intégral dans la thèse de son autrice, dit préférer le fenbendazole à cause de l'effet du métronidazole sur le microbiote et de sa neurotoxicité possible, préférence d'autrices et non donnée nouvelle [161]. Sans valoir recommandation de traitement, la liste WSAVA des médicaments essentiels d'octobre 2023 garde le métronidazole « recommended for management of selected bacterial and protozoal enteric infections » [104]. Les recommandations nationales d'usage des antibiotiques vont dans le même sens général sans viser Giardia : sur quinze textes européens recensés en 2021, quinze jugent les antibiotiques non indiqués dans la diarrhée aiguë [499], et la recommandation de l'ENOVAT de 2024, construite selon la méthode GRADE, s'appuie sur une méta-analyse où l'antimicrobien n'avait « not … a clinically relevant effect » chez le chien à diarrhée légère ou modérée [500, 501]. Son texte intégral, qui pourrait parler de Giardia dans sa partie diagnostique, n'a pas pu être lu.
La pratique suit mal ces textes. Dans une enquête internationale à dominante britannique (332 animaux traités au métronidazole, 285 chiens et 47 chats), 42 % des prescriptions (125 sur 300) visaient un effet non antimicrobien, ce que les auteurs disent « in contradiction to antimicrobial use guidelines » [218]. La giardiose motivait 36 prescriptions, dont 19 en seconde intention après le fenbendazole [218]. Aux États-Unis, en janvier 2025, 295 vétérinaires sur 1 626 (18 %) disaient prescrire souvent le métronidazole dans la diarrhée aiguë du chien, et 796 (49 %) pensaient que leurs clients l'attendaient [502]. Ces enquêtes, et ce qu'elles disent des pays, sont reprises avec les comparaisons internationales (voir § 11).
8. Échecs, réinfections et résistances
Ce qu'est un échec, selon qui le mesure
Il n'existe pas de définition commune de l'échec dans les études animales. Les critères publiés vont de la disparition des signes, dans le foyer de Persans de 1985, à l'absence de kystes sur une ou plusieurs flottations, à une immunofluorescence répétée, à une réduction de la charge moyenne d'au moins 90 %, ou, chez l'humain, à une PCR encore positive deux semaines après la fin du traitement [150, 105, 107, 106, 111, 137, 264, 503]. Le seuil de 90 % vient de la ligne directrice de la WAAVP de 2014 pour les protozoaires gastro-intestinaux non coccidiens, qui exige « a minimum efficacy of 90% » et, en complément, « a significant difference in the proportion of infected animals between treated and non-treated groups » [504]. Les sociétés savantes, elles, ont fixé l'objectif ailleurs : pour l'ESCCAP, « Treatment is aiming for cessation of clinical signs and not for complete elimination of the agent » en 2018, « Treatment focuses on resolving clinical signs and not the complete elimination of the agent » en 2025 [22, 23]. Les essais comptent des kystes, les textes visent la disparition des signes, et les taux d'échec publiés ne se comparent donc pas entre eux. Les délais de contrôle après traitement, qui varient de 24 heures à une semaine selon les versions, et les réserves sur l'antigène qui resterait positif après guérison relèvent du diagnostic (voir § 6). L'ABCD rappelle dès 2013 qu'une diarrhée peut durer après l'élimination du parasite, « Secondary gut changes may be slow to resolve » [3].
Les recommandations listent des causes sans les mesurer. L'ESCCAP de 2011 écrit : « Treatment failure does occur and may be due to re-infections, co-infections or other underlying disease […] or by incomplete parasite removal following treatment » [187]. En 2013, l'adaptation française ajoute le défaut d'observance [41]. La liste du CAPC comprend la réinfection, des concentrations insuffisantes, l'immunodépression, la résistance et une « Giardia sequestration in the gallbladder or pancreatic ducts », sans donnée féline à l'appui de cette dernière [1]. Les corticoïdes aggravaient les signes et augmentaient l'excrétion chez l'animal infecté expérimentalement, observait en 1990 une thèse japonaise [60]. Une seule cause d'échec a été étudiée chez le chat : la co-infection par Cryptosporidium parvum, dans l'essai de 2003 où l'élimination de Giardia allait de pair avec celle de C. parvum, sur huit chats [111]. Pour les chats à diarrhée de l'intestin grêle qui persiste après un traitement contre la giardiose, l'AAFP demande depuis 2019 une immunofluorescence ou une PCR à la recherche de Cryptosporidium[192]. D'autres échecs apparents sont des erreurs d'agent : un Tritrichomonas cf. foetus associé à Giardia dans une chatterie d'Ocicats, où le chaton traité pour giardiose avait pourtant guéri (résumé), et un Tritrichomonas foetus pris pour Giardia dans une colonie d'Abyssins traitée longtemps au fenbendazole « against Giardia » avant qu'une PCR trouve le trichomonadé chez cinq chats sur six [12, 138], ou une panleucopénie venue s'ajouter à la giardiose chez un chaton indonésien [375].
Échec, rechute ou nouvelle contamination
La prépatence sépare en partie les trois. Elle dure chez le chat de cinq à seize jours, autour de dix, d'après des infections expérimentales de 1984 à 2003 portant sur sept à vingt-six chats (voir § 2) [7]. Des kystes retrouvés avant la fin de cette période, après le traitement, signent une persistance ou un échec, non une réinfection. C'est l'argument de l'étude lyonnaise de 2022 : contrôlés deux à quatre jours après la fin du fenbendazole, avant toute recontamination possible, onze chiens sur vingt-trois excrétaient encore beaucoup, d'où « therapeutic failure or chemoresistance could be suspected » [137]. Le guide ESCCAP de 2025 ramène pour la même raison le contrôle à « no longer than 3 days », afin de distinguer « persistent infections and reinfections » [23]. Les réexcrétions tardives, à l'inverse, sont compatibles avec une réinfection sans la prouver : chiens sans signe redevenus positifs aux jours 8, 9 et 11 [460], chiens traités sans changement de cage tous excréteurs au jour 24 [136], chenil suisse entièrement repositif entre 33 et 61 jours [164], deux chiens sur douze de chaque bras positifs au jour 50 à Naples selon la Discussion, un par bras selon les Résultats [454]. L'équipe de Colorado State l'écrivait en 2004 pour le chat : « it is impossible to determine whether positive samples detected after that time are a repeat infection or a failure to eliminate infection » [106]. La thèse toulousaine de 2002 attribuait de même à une recontamination par le milieu la repositivation des jours 18 et 19, sans pouvoir l'en distinguer, faute de génotypage et de numération comparée [241].
La récidive chez le chien, mesurée en France. À VetAgro Sup, une étude cas-témoins rétrospective, lue en texte intégral, a suivi 82 chiens symptomatiques traités : 27 ont récidivé dans les six mois (32,9 %) [141]. En analyse univariée, vivre en chenil ou en milieu mixte concernait 19 cas sur 26 contre 24 témoins sur 54 (rapport de cotes 3,39 ; IC 95 % 1,22-9,40), et vivre avec au moins un autre chien 23 cas sur 26 contre 36 témoins sur 55 (rapport de cotes 4,05 ; 1,08-15,23), la présence d'autres espèces, que l'article ne détaille pas, n'étant pas associée à la récidive (rapport de cotes 0,59 ; 0,15-2,34) [141]. Le recalcul de 23 sur 26 donne 88,5 %, quand l'article écrit 85 % : écart signalé, non résolu. En multivarié, le logement sort du modèle, et les auteurs concluent que « multi-dog households have a strong influence on the risk of recurrence, rather than the housing environment itself ». Ils reconnaissent que les mesures d'environnement « were not standardised » et qu'elles pourraient être un facteur de risque sous-estimé [141]. Ils reconnaissent aussi ne pas pouvoir distinguer réinfection, infection chronique et chimiorésistance [141]. L'article a suscité une lettre et une réponse, connues par leur titre [505, 506]. Une cohorte belge de 2026 décrit des infections chroniques chez une « substantial proportion » de chiots, l'état à l'arrivée prédisant la chronicité [140]. Rien de comparable n'existe chez le chat.
Des échecs félins fréquents en collectivité, rarement expliqués. Cinq chats sur seize du refuge norvégien n'étaient pas guéris par la première cure, sans cause identifiée [112]. L'essai turc laissait 5 chats sur 12 positifs deux semaines après le métronidazole, contre 8 sur 12 sous placebo [107]. L'observance n'a été mesurée dans aucune étude féline, alors que le refus du comprimé figure parmi les causes évoquées par les auteurs norvégiens [112]. Les chats d'un refuge new-yorkais suivi cinq mois, une selle par mois, montrent combien la positivité fluctue chez un même animal : 61 selles positives chez 49 chats sur 302, et des chats positifs qui avaient fourni plus de selles que les négatifs (médiane 2,2 contre 1,7 ; p = 0,01), ce qui augmente mécaniquement leurs chances d'être trouvés [177].
La résistance documentée chez l'humain
Les données humaines servent de contexte : elles ne disent rien directement du chat. À l'Hospital for Tropical Diseases de Londres, l'échec des nitro-imidazolés est passé de 15,1 % des patients traités en 2008 à 20,6 % en 2011 et 40,2 % en 2013, 69,9 % des 73 cas réfractaires (51, notre calcul) ayant séjourné en Inde, et les vingt patients traités par un schéma contenant de la mépacrine ont guéri [139]. À Stockholm, de 2008 à 2020, 102 cas sur 4 285 étaient réfractaires (2,4 %), et 64 sur 545 parmi les infections contractées en Inde (11,7 %) [507]. À Hambourg, le métronidazole de première intention échouait chez 93 voyageurs sur 308 (30,2 %), avec un rapport de cotes de 8,73 pour l'Asie du Sud, et « A repeat course of metronidazole proved to be futile » [508]. En Tchéquie, sur 93 isolats génotypés, 32,9 % des infections étaient réfractaires, pourcentage qui ne tombe juste sur aucune fraction de 93 et dont le résumé ne donne pas la base (notre calcul), surtout des infections importées d'Asie du Sud et de sous-assemblage BIII [509]. À Londres encore, de 2020 à 2024, 49 patients sur 135 d'une cohorte de dépistage restaient positifs en PCR au moins deux semaines après le traitement (36,3 %) [503]. En 2022, une revue systématique conclut que « Retreatment with a nitroimidazole was not an effective therapy for refractory giardiasis » [510]. Les assemblages du chat, F et A surtout, ne sont pas ceux de ces cohortes réfractaires (voir § 2).
L'efficacité de référence des nitro-imidazolés chez l'humain repose elle-même sur des essais de qualité médiocre. La revue Cochrane de 2012 réunit 19 essais et 1 817 participants, « generally small, with poor methods reporting » [511]. Une méta-analyse en réseau de 2018 (60 essais, 6 714 patients) trouve le tinidazole supérieur au métronidazole pour la guérison parasitologique (risque relatif 1,23 ; IC 95 % 1,12-1,35) [512]. Une autre, sur 30 essais, rapporte une hétérogénéité I² de 72 % [513]. L'albendazole y paraît « equally as effective as metronidazole » (risque relatif 0,97) [514]. En 1997, sur 31 essais, un seul était exempt de défaut méthodologique sérieux [515]. D'après une mise au point de 2020, aucune étude contre placebo n'a tenu compte de l'évolution spontanément résolutive de la giardiose [516]. La quinacrine, efficace chez l'humain réfractaire, n'existe ni dans l'Index vétérinaire ni dans la base des médicaments humains en France [33, 443].
Ce que montre la culture
Les mécanismes restent mal compris : « Mechanisms of drug resistance are not known », écrivait une revue de 2020 [516]. En 2021, une synthèse décrit une résistance multifactorielle, où l'expression différenciée des gènes par des modifications épigénétiques et post-traductionnelles joue un rôle plus grand que les mutations de l'ADN du parasite [517]. Les enzymes d'activation du métronidazole (pyruvate:ferrédoxine oxydoréductase, nitroréductase 1) et celles de son inactivation (nitroréductase 2) sont mises en cause [518, 519], mais des lignées rendues résistantes en culture ne portaient aucune mutation des gènes d'activation [520]. Un coût adaptatif, attachement réduit et infectiosité moindre chez le souriceau, expliquerait la rareté des isolats cliniques résistants [521, 522]. Pour les benzimidazolés, des lignées résistantes à l'albendazole ne portaient pas de mutation de la β-tubuline au codon 200 en 1996 [523]. Une sélection de 2021 identifie une mutation E198K et ajoute que « AlbR lines were not cross-resistant to Mtz, but MtzR lines had enhanced survival in Alb » [524]. In vitro, l'association albendazole-nitazoxanide est antagoniste, l'association métronidazole-albendazole additive ou synergique selon les couples [525]. Une flavohémoglobine propre au parasite lie le métronidazole, le nitazoxanide et les benzimidazolés, piste de recherche sans donnée animale [288]. Toutes les éditions du guide ESCCAP mentionnent la résistance « in human isolates », celle de 2025 ajoutant l'albendazole au métronidazole [187, 22, 23].
Une résistance suspectée chez le chien
Chez le chien, la chute d'efficacité du fenbendazole entre les essais des années 1990 et les études de terrain récentes (voir § 7) a fait poser la question. L'étude lyonnaise de 2022 mesure une réduction d'excrétion de 84 % seulement, sous le seuil de la WAAVP, sur un site soumis à une forte pression de traitement, et conclut que « chemoresistance could be suspected ». Elle cite la définition de l'OMS, « the ability of a parasite strain to survive and/or multiply despite the administration and absorption of a drug in doses equal to or higher than those usually recommended but within the limits of tolerance of the subject » [137]. La thèse dont elle est issue, connue par son résumé, va dans le même sens [526]. À Gand, en 2026, le fenbendazole ne réduisait l'excrétion que de façon transitoire chez des chiens adultes vivant en groupe, d'après le résumé [140]. Le marqueur génétique de résistance n'a été recherché dans aucune de ces études, et la sensibilité des isolats n'y a pas été testée : la résistance reste une hypothèse compatible avec les données, qui n'exclut ni la réinfection ni l'élimination incomplète. Une thèse lyonnaise de 2017 sur les facteurs de récidive de la giardiose canine n'est connue que par sa notice [527].
Le chat, terrain inexploré
Aucune étude féline n'a cherché une résistance de Giardia : ni test de sensibilité, ni génotypage avant et après traitement, ni comparaison d'isolats sensibles et réfractaires. Aucun RCP vétérinaire du métronidazole ne parle d'une résistance du parasite [100, 101]. La formulation que les sources autorisent est donc celle-ci : résistance démontrée en culture, probable chez l'humain, où les échecs cliniques sont documentés, suspectée chez le chien, jamais étudiée chez le chat. La seule résistance mesurée chez des chats est bactérienne : des E. coli fécaux plus résistants après fenbendazole dans le refuge norvégien (voir § 7) [112]. L'ABCD cite ce résultat depuis juin 2017, en suggérant qu'une seconde cure de fenbendazole « may potentiate appearance of E.coli antibiotic resistance » [74], et justifie depuis juin 2020 son refus de traiter le porteur sans signe par le risque de résistances « anti-bacterial and parasiticide » [98].
9. Maîtrise de l'environnement et désinfection
Les chiffres de ce chapitre sont des conditions et des résultats d'essais de laboratoire ou des formulations de recommandations, jamais un mode d'emploi : pour un produit, sa fiche et l'avis du vétérinaire font foi. Presque tous viennent de l'hygiène de l'eau de boisson des années 1980 à 2000, et non de la médecine vétérinaire.
Comment on déclare un kyste mort
La valeur d'un chiffre dépend d'abord de la méthode qui juge le kyste « mort ». L'infection d'un animal de laboratoire (souris pour G. muris, gerbille de Mongolie pour G. duodenalis) est la seule à prouver qu'un kyste peut encore infecter, et la seule assez sensible pour mesurer des inactivations supérieures à 99,9 % [528, 245]. Les kystes de chat infectent la gerbille mais pas la souris : en 1987, seize gerbilles ont reçu un isolat félin suisse, et cinq l'ont excrété [290, 7]. L'exkystement in vitro reflète bien l'infectiosité après le chlore [289], mais il se trompe après les ultraviolets : des kystes de G. muris dont certains exkystaient encore après environ 200 mJ/cm² perdaient, chez la souris, de 0,3 à au moins 4,4 log d'infectiosité dès 1,4 à 2,3 mJ/cm² [246]. Les colorants vitaux surestiment la viabilité, celle mesurée par le diacétate de fluorescéine comme celle mesurée après ozone [529, 528], et l'iodure de propidium ne voit pas l'action du chlore ni des chloramines [153]. Une revue française de 2018 conclut que, pour les oxydants et les ultraviolets, la coloration « tends not to correlate with infectivity » [245], et la revue de référence de 2006 que colorants et exkystement « have produced underestimations of the effectiveness of these treatments » [530]. Les anciens chiffres de résistance mesurés par colorant ou par exkystement sont donc des bornes prudentes : le kyste est au moins aussi mort que ne le dit l'essai, souvent davantage.
L'origine des kystes change aussi le résultat. G. muris, le modèle murin le plus employé, est « somewhat more resistant to inactivation than G. lamblia cysts » face au chlore [143] ; des kystes humains multipliés chez la gerbille résistent mieux au chlore que les kystes recueillis chez des porteurs humains [531]. L'ozone, lui, ne distingue pas les deux espèces [532]. Aucun des essais d'inactivation publiés en revue n'emploie de kystes de chat. Soutenue en 1990 à l'université Azabu, une thèse connue par son résumé officiel et le rapport de son jury nuance ce constat : des kystes d'isolats de chien et de chat y ont été exposés à deux désinfectants, à l'eau chaude et à la dessiccation, leur viabilité étant jugée à l'éosine [60]. Aucun autre essai trouvé ne porte sur des kystes félins. Celui-ci, ancien, a été lu par une méthode imparfaite. Ses effectifs ne figurent pas dans le résumé.
Survie des kystes hors de l'hôte
Dans l'eau. Des kystes de G. muris enfermés dans des pelotes fécales et exposés dans un vrai lac et une vraie rivière du Minnesota, lus par colorant, morphologie et infection de souris, restaient viables jusqu'à 56 jours à neuf mètres de profondeur en automne, contre 28 jours à quatre mètres et demi, et 56 à 84 jours en hiver. En eau de robinet, le résumé décrit « no signs of viability after 14 days » à l'automne et une perte de viabilité au 14e jour en hiver [144]. Un essai canadien de 1999, non indexé dans PubMed et connu par une notice paraphrasée, situe la perte d'infectiosité à deux semaines à 25 °C et à une semaine de congélation à −4 °C, et la prolonge à 4 °C « about 11 weeks in water, 7 weeks in soil, and 1 week in cattle feces ». L'espèce de Giardia n'y est pas précisée, l'infection de souris laissant penser à G. muris[145]. Dans l'eau norvégienne de l'hiver, entre 1 et 7 °C et sans gel autour des kystes, aucun kyste de morphologie apparemment viable n'était retrouvé après un mois [533].
Sur les supports et au sol. Sur des feuilles de laitue laissées à température ambiante, près de la moitié des kystes mouraient dans les premières 24 heures, alors qu'ils survivaient bien au frais et à l'humide [146]. Aucun essai quantitatif n'a mesuré leur survie sur une surface sèche de maison, carrelage, inox, plastique ou tissu, ni pour G. duodenalis ni pour G. muris. Dans le sol norvégien exposé à l'hiver, les nombres baissaient partout, ce que les auteurs attribuent aux « shear forces generated during freeze-thaw cycles », les témoins réfrigérés sans gel ne déclinant pas [147]. Dans du lisier bovin stocké 90 jours, « only 3% of the cysts were viable » au colorant, et aucun trophozoïte n'était retrouvé chez les huit gerbilles inoculées, un kyste seulement dans les selles de l'une d'elles, alors que des kystes de 50 et de 90 jours donnaient encore une faible excrétion chez un agneau sur deux et un sur trois [534] : la matière fécale elle-même est hostile au kyste. Les kystes adhèrent aux particules et aux surfaces par des forces d'interaction qui gouvernent leur transport et leur rétention, d'après une revue française de 2012 [535], ce qui, selon nous, donne au nettoyage mécanique autant de poids qu'au produit. Ils sont infectieux dès leur émission, et la dose infectante est faible : 10 à 100 kystes chez l'humain, 1 à 15 chez la souris [536, 1, 245, 289].
Chaleur, ultraviolets, soleil. Chauffer l'eau à au moins 70 °C pendant dix minutes était « an acceptable alternative treatment » dans un essai de 1989 [158]. En bouteille exposée au soleil, 99,9 % des parasites (G. duodenalis et Entamoeba) étaient inactivés quand l'eau atteignait 56 °C, résultat lu au colorant vital [159]. Sous un soleil simulé, à 40 °C, des kystes de G. muris n'étaient plus infectieux après quatre heures [537]. L'ABCD retient en 2015 que « Temperatures of 56°C and above will kill 99% of Giardia cysts » [151]. Dans la thèse japonaise, l'eau à 65 °C tuait presque tous les kystes de chien et de chat en cinq minutes, l'eau bouillante en deux, et la dessiccation 78,8 % d'entre eux en deux minutes, presque tous en trente [60]. Les ultraviolets germicides sont très actifs quand on mesure l'infectiosité : plus de 2 log d'inactivation à 3 mJ/cm² pour G. lamblia et G. muris[538], environ 3 log à 1 mJ/cm² en moyenne pression sans réactivation observée [539], une réactivation in vivo possible sous 25 mJ/cm² mais jamais à 60 ou au-delà [540]. Ces mesures portent sur une eau claire en couche mince, jamais sur une surface ni avec une lampe d'usage domestique.
Ce qu'en disent les recommandations. Selon l'ESCCAP de 2025, les kystes « may survive in the environment for months, but are susceptible to desiccation and significantly reduced in numbers by seasonal freeze-thaw cycles » [23]. Un document de l'université Purdue avance qu'une pelouse peut rester contaminée sept à huit semaines après le passage d'un chien infecté, sans référence pour ce chiffre [541]. Le CAPC ne donne aucune durée de survie [1]. Dans sa recommandation sur les refuges de 2013, l'ABCD écrit des protozoaires que leurs « Oocysts survive months to years in environment », formule qui mêle Giardia, dont la forme de résistance est un kyste, aux coccidies [248].
Les désinfectants, dans leurs conditions d'essai
Chlore libre. Le chlore inactive les kystes, lentement, et d'autant moins qu'il fait froid. Dans l'étude de 1981 sur des kystes humains, lue par exkystement, une exposition à 1,5 mg/L pendant dix minutes tuait tous les kystes à 25 °C et à pH 6, 7 et 8, alors qu'à 5 °C 1 mg/L pendant soixante minutes « failed to kill all the cysts at any pH tested » [142]. Pour G. muris, les produits concentration-temps allaient de 50 mg·min/L à pH 5 à 218 à pH 9 à 25 °C, et jusqu'à 1 000 à 5 °C, plaçant ce parasite parmi « the microorganisms that are most resistant to inactivation by free chlorine » [143]. Avec des kystes multipliés chez la gerbille, à 15 °C, le produit nécessaire à 99 % d'inactivation montait d'environ 120 à près de 1 500 mg·min/L selon le pH [531]. Ceux de porteurs symptomatiques et asymptomatiques résistaient de la même façon [542]. Un unique essai inclut des kystes de chien, G. canis mêlés à G. lamblia, et trouve une N-chloramine organique plus active que le chlore libre à chlore total égal [543]. Dans des conditions de randonnée, à 10 °C, aucune préparation chimique n'atteignait 99,9 % en trente minutes ; après huit heures, toutes les préparations iodées y parvenaient, aucune chlorée [158]. À 3 °C en eau claire, l'eau de Javel faisait partie des méthodes qui échouaient, alors qu'à 20 °C toutes étaient efficaces [148]. Une étude des CDC jugeait en 2014 « unnecessarily high » la dose de Javel conseillée en urgence pour l'eau de boisson, au regard du produit concentration-temps nécessaire contre G. lamblia en une heure [544]. L'acide peracétique avait un pouvoir de réduction « nearly similar » à celui de l'hypochlorite sur les stades résistants de Giardia dans des eaux usées [545], et le dichloroisocyanurate de sodium réduisait de 100 % des kystes humains, mesure confirmée par infection animale [546]. Rien, dans ces études, ne mesure la Javel sur une surface souillée de selles de chat, où la matière organique consomme le chlore. Le seul usage décrit en chatterie, une solution d'hypochlorite à 1 % sur des cages en 1985, s'accompagne d'un succès clinique à deux mois sans aucune mesure de kystes [150].
Ozone, dioxyde de chlore, iode. L'ozone est bien plus actif : produits concentration-temps de 0,53 et 0,17 mg·min/L pour 99 % d'inactivation à 5 et 25 °C [547], mais 2,4 fois plus élevés que la valeur réglementaire américaine quand on mesure l'infectiosité animale [532]. Cryptosporidium est « 30 times more resistant to ozone and 14 times more resistant to chlorine dioxide than Giardia cysts » [149]. Le seul article sur le dioxyde de chlore et G. intestinalis est connu par son titre [548]. Les résines iodées abolissaient l'exkystement à 4 et 25 °C, avec un effet partiellement réversible par ajout de thiosulfate de sodium, surtout au froid, dans une étude du laboratoire qui les avait mises au point [549].
Ammoniums quaternaires. Dans PubMed, un seul essai expose des kystes de Giardia à un ammonium quaternaire, et pour valider un colorant : chez G. muris, à des concentrations de 0,1 à 10 mg/L, bien en dessous des dilutions d'emploi des produits ménagers, la coloration y allait de pair avec la perte d'exkystement, le critère de viabilité, mais le résumé, seul lu, ne donne aucun taux d'inactivation [153]. L'étude vétérinaire de 1988 dont viendrait le chiffre, souvent repris sans référence, d'une efficacité « jusqu'à 1:704 » est absente de PubMed et n'a pas été lue. Ce chiffre ne peut donc pas s'écrire comme un fait. Les positions divergent et ont changé. L'ESCCAP les citait dans son guide en 2011 (« There are indications that cysts on surfaces are killed by quaternary ammonium compounds but no disinfectants are registered for this purpose ») et en 2018, et les a retirés en mars 2025, ne gardant que le nettoyage à l'eau chaude sous pression au-delà de 65 °C [187, 22, 23]. En 2020, sa fiche européenne nommait l'eau de Javel, le chloroxylénol et les ammoniums quaternaires, et elle ne nomme plus aucun produit en 2025, quand la fiche française de mars 2026 garde les trois [24, 91]. L'ABCD leur prête en 2015 une « unusual ability to kill Giardia cysts at 4°C and room temperature », tout en les jugeant « not recommended, except possibly where there is Giardia infection », sur la foi d'un manuel où Scorza et Lappin disent un produit commercial efficace [151]. Elle juge depuis juin 2020 le chlorocrésol et les ammoniums quaternaires « efficient » en collectivité féline [98]. D'autres documents les retiennent aussi : une communication de congrès de la WSAVA en 2006, signée de l'université autonome de Barcelone, et un document de l'université Purdue en 2022 [550, 541]. Leur toxicité féline, elle, est documentée : sur 245 chats exposés au chlorure de benzalkonium et signalés à un centre antipoison britannique, 53,9 % présentaient une hypersalivation, 40,4 % une ulcération linguale, 40,4 % une hyperthermie, et trois sont morts (1,2 %) [154]. Un cas rapporté décrit des brûlures buccales et cutanées graves chez un chaton de quatre mois, causées par un antimoisissure à base de benzalkonium [155].
Crésols et phénols. L'ESCCAP renvoie, pour les stades parasitaires de l'environnement, à des produits certifiés en Allemagne, « Most of these commercial products contain cresols » [23]. Le chenil suisse de 2012 a désinfecté ses boxes au 4-chloro-m-crésol dans un protocole combiné, sans mesure propre du produit sur les kystes [164]. Les deux désinfectants à 2 % de la thèse japonaise, un dérivé probablement crésylique et un iodophore, ne tuaient que 50 à 70 % des kystes de chien et de chat en trente minutes, à l'éosine [60]. L'ABCD déconseille les désinfectants phénoliques autour des chats, « toxic and caustic » [151].
Les agents jamais testés. Aucun essai lu ne porte sur le peroxyde d'hydrogène, le monopersulfate de potassium, la chlorhexidine ou l'alcool face aux kystes de Giardia. Sur Cryptosporidium, seul le peroxyde d'hydrogène à 6-7,5 % dépassait 3 log, l'acide peracétique, l'hypochlorite, un phénolique, un ammonium quaternaire et deux aldéhydes n'y parvenant pas aux dilutions d'emploi [551]. Le vinaigre pur à 4 % d'acide acétique ne laissait aucun kyste viable après soixante minutes à 21 °C, mais ses dilutions en laissaient 1,8 à 56,4 %, et à 4 °C l'inactivation n'était jamais complète [162]. Un autre essai, à l'éosine, n'en tuait que 40,6 % en trois heures à 24 °C [552]. La vapeur n'a jamais été mesurée sur des kystes, pas plus que les huiles essentielles ou l'extrait de pépins de pamplemousse. L'hypochlorite de sodium (eau de Javel) libère des gaz toxiques au contact de l'ammoniaque ou d'un acide, vinaigre compris [152].
Nettoyer, sécher, chauffer : ce que demandent les textes
Toutes les recommandations lues placent le nettoyage avant la désinfection et le séchage au même rang. Dans son guide de 2025, l'ESCCAP tient pour préalables le nettoyage et le séchage du milieu, couvertures et couchages compris, des ustensiles propres et l'élimination des selles, et écrit : « Efficient chemical disinfection depends on dry and clean surfaces. Effective cleaning prior to disinfection is essential » [23]. Il demande des surfaces lisses, résistantes aux produits et aussi sèches que possible en collectivité, des gamelles et des bacs à litière lavés à l'eau bouillante puis bien séchés, et rappelle que « Disinfection of bare ground or grassed areas is not possible » : les selles se ramassent en sacs fermés vers les ordures ménagères, jamais au compost, et une cour contaminée se traite en retirant la terre de surface ou en la recouvrant [23]. Les consignes du CAPC sont le retrait quotidien des selles et un séchage complet des surfaces nettoyées, et il juge sols, herbe et eaux stagnantes « difficult to decontaminate » [1]. Pour Purdue, « Routine cleaning alone is not effective » [541]. Sur le sol, l'unique donnée de terrain vient de chenils de lévriers australiens, où les substrats d'herbe ou de sable allaient avec plus de parasitisme, tous parasites confondus (Giardia figure parmi les plus fréquents), et « constant reinfection the likely outcome » [163]. Dubey écrivait en 1993 que « Overcrowding and high humidity favour the survival and transmission of Giardia » en chatterie, surtout quand de jeunes chatons courent au sol [160].
Les températures de lavage ont des sources différentes, et aucune n'est appuyée sur une mesure faite avec des textiles. Les fiches ESCCAP pour vétérinaires, anglaise depuis avril 2020 et française depuis juin 2020, demandent de laisser sécher les locaux 48 heures avant de réintroduire les animaux et de laver la literie à 60 °C ou plus. Ces deux chiffres ne figurent pas dans le guide [24, 91]. Reproduite dans une revue de 2023, l'adaptation allemande de 2017 conseille un nettoyeur vapeur au-delà de 60 °C, des gamelles, litières et jouets à l'eau au-delà de 65 °C puis séchés, couvertures et coussins lavés au-delà de 65 °C, et la tonte de la région anale [161]. L'ABCD de 2015 demande au moins 60 °C en machine pour les textiles autour des chats, consigne générale qui ne vise pas Giardia[151]. L'eau chaude sous pression au-delà de 65 °C du guide de 2025 est présentée comme une indication, « There are indications that… », sans référence [23]. Le seul appui expérimental sur des kystes félins vient de la thèse japonaise de 1990 (65 °C, cinq minutes ; dessiccation), à l'éosine [60]. Le seul séchage chiffré d'une étude publiée est celui d'un protocole de colonie canine, 24 heures à 26,7 °C (voir § 10) [128].
Shampooing et bain du chat
Le raisonnement des recommandations est que des kystes restent sur le pelage et autour de l'anus, et que l'animal les réingère en se toilettant. Aucun travail n'a rapporté de kystes de Giardia sur le pelage, ni chez le chat ni chez le chien. L'unique étude de pelage trouvée, sur 174 pelages de chiens italiens, n'y rapporte que des œufs non viables de Toxocara chez cinq chiens (2,9 %), et aucun kyste de Giardia (résumé) [42]. En 2009, une équipe néerlandaise a prélevé les selles et le pelage de chiens et de chats, mais son résumé ne dit pas que des kystes de Giardia aient été cherchés sur le poil, et son texte n'a pas pu être lu [340]. Le pelage comme réservoir reste une hypothèse plausible, jamais mesurée.
Les preuves en faveur du bain sont indirectes et canines. L'étude du Kansas en donne l'exemple : tous les chiens traités sans bain ni changement de cage réexcrétaient au jour 24, alors qu'un seul chien baigné et logé dans une cage propre réexcrétait, brièvement. Les auteurs concluaient que « bathing and changing the environment after treatment may be more important in preventing recurrence than duration of treatment », le bain et la cage n'étant jamais séparés [136]. Au chenil suisse, deux shampooings à la chlorhexidine accompagnaient traitement et désinfection, et le groupe shampouiné et déplacé mais non traité comptait 1 à 5 chiens positifs sur 7 à chaque série : le shampooing seul ne suffisait pas, sans que sa part propre soit isolée [164]. En Virginie, les chiens baignés en cours de traitement et déplacés dans des boxes désinfectés n'ont plus excrété jusqu'au jour 209, à un kyste près [128]. Que la chlorhexidine tue un kyste de Giardia, aucune donnée ne le montre : le rôle plausible du shampooing est mécanique [23, 164].
Aucune donnée comparable n'existe pour le chat. « Shampooing dogs and perhaps cats », écrit l'ESCCAP, le « perhaps » étant dans le texte de 2018 comme dans celui de 2025 [22, 23]. Pour les animaux malades, la fiche européenne conseille plutôt de nettoyer le périnée et l'arrière-train [24]. En 2017, le texte allemand parle de shampouiner les chiens et, le cas échéant, les chats [161]. De 2009 à février 2025, le CAPC conseillait le bain du chat, d'abord dans sa page commune puis dans l'onglet consacré au chat, et l'a retiré dans sa version du 3 août 2026 : il ne le cite plus que pour le chien [185, 190, 96, 1]. La consigne est donc transposée du chien, son mécanisme présumé est mécanique, et sa tolérance chez le chat n'a pas été étudiée.
Eau de boisson et alimentation crue
L'eau du robinet est hostile au kyste : celle du Minnesota le rendait non viable en quatorze jours, à l'automne comme en hiver, contre deux à trois mois en lac ou en rivière en hiver [144]. Une revue situe dans la coagulation, la filtration puis la désinfection les barrières successives du traitement de l'eau, Cryptosporidium étant « particularly more resistant than Giardia lamblia cysts » [553], et une revue de l'ILSI écrit qu'aucun de ces protozoaires « has been shown to be a problem for heat processed food or tap water that has undergone appropriate treatment » [554]. Boire de l'eau non traitée est, chez le chien, un facteur de risque indépendant en Thaïlande [55], et la fréquence de la baignade et de la promenade sans laisse dans les parcs l'est au Canada, sur 860 selles [555]. L'eau extérieure n'a jamais été testée comme facteur de risque chez le chat, et le résumé d'une étude danoise ne cite ni l'eau ni l'extérieur parmi ses facteurs de risque [50]. Les fontaines à eau pour chats n'ont fait l'objet d'aucune étude. Pour rendre une eau sûre, les essais donnent le chauffage à 70 °C pendant dix minutes, une préparation iodée, plus fiable que le chlore à froid, et des filtres de randonnée inégaux, deux sur quatre retenant tous les kystes [158].
Aucune donnée ne relie l'alimentation crue ou la chasse à Giardia chez le chat, après cinq requêtes dans PubMed. Le commentaire du guide ESCCAP sur la viande crue ne cite que Toxoplasma, Neospora, Sarcocystis et, accessoirement, Cystoisospora[23]. En Roumanie, le type d'aliment ne changeait pas la positivité [339]. En Finlande, l'aliment fait maison était un facteur de risque de Toxocara, pas de Giardia, pour lequel le facteur retenu était d'être un chat de race [52]. Giardia n'a pas de stade tissulaire : une viande ou une proie ne peut le transmettre que par contamination fécale de surface, raisonnement et non donnée. Les risques documentés de l'alimentation crue chez le chat concernent d'autres agents, salmonelles, Toxoplasma ou virus de l'influenza aviaire H5N1 [234, 235, 556]. L'ANSES, dans sa fiche de danger sur Giardia duodenalis mise à jour en juillet 2020, dit le rôle des animaux de compagnie dans la transmission à l'humain « pas éclairci » (voir § 4) [35].
10. Collectivités : élevages et refuges
Deux foyers de chatterie, aucun témoin
Deux interventions en chatterie ont été publiées avec un minimum de détail. En 1985, aux États-Unis, sur quatorze Persans dont sept excréteurs, la désinfection des cages par une solution d'hypochlorite de sodium à 1 % et un traitement oral de furazolidone ont été suivis d'une disparition apparente du parasite, tous les chats étant cliniquement normaux deux mois plus tard. Aucun contrôle de kystes n'est décrit dans le résumé [150]. En 2016, dans un refuge associatif norvégien de transit, seize des vingt-six chats avaient une diarrhée et tous excrétaient Giardia, d'assemblage F sur les neuf isolats génotypés [112]. Le protocole associait l'isolement des chats infectés, l'arrêt des entrées et des sorties, l'interdiction des visites, surchaussures, gants et masque, une désinfection quotidienne des surfaces et des gamelles par un détergent ammoniacal et un nettoyage plus fréquent [112]. Après une première cure de fenbendazole, onze chats sur seize n'excrétaient plus. Les cinq autres ont reçu l'association fenbendazole-métronidazole, et aucun chat n'excrétait aux jours 21 et 27 de l'étude [112]. Pour les auteurs, « Controlling Giardia infections in dense cat populations can be challenging, and requires strict hygiene measures ». L'étude, financée par l'université vétérinaire norvégienne, a aussi trouvé les E. coli fécaux plus résistants après le fenbendazole [112]. Aucune des deux n'a de groupe témoin, ni de suivi au-delà de deux mois. Sur quinze notices croisant Giardia et chatterie dans PubMed, les autres sont épidémiologiques. Deux erreurs d'agent montrent ce qui peut passer pour un échec : chez des Ocicats d'une chatterie australienne, où Tritrichomonas cf. foetus accompagnait Giardia, puis dans une colonie allemande d'Abyssins, où c'est Tritrichomonas foetus qui expliquait la diarrhée [12, 138].
Les leçons des chenils
Les protocoles canins sont mieux documentés et souvent transposés. À Virginia Tech, en 2016, 34 chiens d'une colonie universitaire, tous positifs à un assemblage C, ont été traités ensemble au fenbendazole, baignés et déplacés en cours de traitement dans des boxes désinfectés, pendant que leurs boxes d'origine séchaient 24 heures à 26,7 °C. Aucun kyste n'a été vu aux jours 8 et 13, un seul kyste chez un chien au jour 20, puis toutes les analyses ont été négatives jusqu'au jour 209 [128]. L'étude n'a pas de témoin, et la routine d'enseignement continuait. À Zurich, en 2012, six chiens d'un chenil infectés par un assemblage C ont reçu du ronidazole avec une désinfection des boxes au 4-chloro-m-crésol et deux shampooings à la chlorhexidine, et sont restés négatifs en kystes et en antigène jusqu'à 26 jours. Dans le groupe témoin, déplacé et shampouiné mais non traité, 1 à 5 chiens sur 7 restaient positifs à chaque série [164]. Traités à leur tour, les témoins ont été négatifs aux jours 5, 12 et 19, puis « all animals had again positive results at later time points […] within 33-61 days after treatment », avec des épisodes de diarrhée [164]. Seul échec contrôlé publié d'un protocole complet, il survient entre un et deux mois, sans que l'on sache s'il vient du milieu, d'un animal non détecté ou d'une infection persistante.
En France, en 2000, quatre chenils d'élevage traités à l'oxfendazole par l'école de Lyon n'avaient plus d'excréteurs après traitement, mais « In kennels 1 and 2 where hygienic conditions were poor, dogs reexcreted cysts again after treatment », quand aucun chien ne réexcrétait là où les boxes avaient été désinfectés [129]. L'étude est probablement issue d'une thèse lyonnaise de 2000 sur l'oxfendazole, connue par sa seule notice [557]. Dans un élevage canin tchèque suivi dix-huit mois, 164 des 308 prélèvements de chiots étaient positifs (53,2 %), contre 7,0 % chez les mères et 3,4 % chez les mâles, avec un pic entre six et douze semaines [558]. En 2012, une thèse de Toulouse a suivi 271 chiots de quatre à dix semaines d'un grand élevage : 77 prélèvements positifs sur 439 (17,5 %), de 1 sur 22 à quatre semaines à 12 sur 39 à neuf semaines, l'unité étant le prélèvement et non le chiot, comme son résumé le laisse croire [243]. Chez des veaux belges de dix élevages, traiter tous les animaux en même temps qu'on assainissait le milieu supprimait l'excrétion pendant au moins deux semaines et la réduisait de 98 % ou plus jusqu'à quatre semaines [559]. Le foyer de refuge de Sydney de 2019 a été maîtrisé par le secnidazole chez 14 adultes ou jeunes sevrés sur 14 et 9 chiots de moins de dix semaines sur 10, selon l'antigène et les signes, sans témoin [463].
Les succès publiés reposent sur les mêmes gestes : traiter les animaux et changer ou désinfecter le lieu ; le séchage n'est décrit que dans le protocole de Virginia Tech [128, 129, 150, 559]. La récidive française à six mois, un chien sur trois, était associée à la cohabitation avec d'autres chiens en analyse univariée, les auteurs y voyant le facteur principal, alors que leur modèle multivarié retenait la race, une entéropathie et les probiotiques ; les mesures d'environnement n'étaient pas standardisées (voir § 8) [141]. En chatterie, nous n'avons trouvé aucune étude de maîtrise associant un protocole environnemental décrit et un groupe témoin.
Les collectivités félines décrites
Les prévalences en collectivité sont détaillées avec l'épidémiologie (voir § 3) ; quelques travaux disent ici ce qui compte pour la maîtrise. Par sous-groupe, la méta-analyse de 2025 estime la prévalence à 31 % en chatterie, 11 % en refuge, 8 % en foyer [43]. Flottation au sulfate de zinc, 934 chats, 27 collectivités : tel est le plan d'une thèse de doctorat catalane de 2018, où Giardia arrivait en tête des parasites intestinaux (207 chats sur 934, 22,2 %), avec 98 positifs sur 410 en refuge mixte chiens-chats, 84 sur 307 en refuge félin, 8 sur 48 en chatterie d'élevage et 17 sur 169 en colonie libre [175]. Une bonne part des chats positifs avaient des selles normales, mais les proportions données dans la discussion dépassent ensemble 100 % (35 et 38 des 68 chats positifs à selles molles ou liquides), si bien que le chiffre exact ne peut pas être repris [175]. L'auteur avance, sans mesure, le rôle du délai entre la défécation et le ramassage [175]. Dans un refuge de l'État de New York suivi d'avril à août, une selle par chat et par mois, 49 chats sur 302 ont été positifs au moins une fois (16,2 %), la plupart sans signe, l'assemblage F dominant (33 isolats typés sur 44) [177]. Au Japon, 64 des 342 chats de sept chatteries d'élevage étaient positifs en ELISA (18,7 %), Giardia étant trouvé dans six chatteries sur sept, et la thèse qui réunit ces travaux suppose que la contamination de l'environnement est le facteur principal, sans l'avoir mesurée [176, 560]. Chez 33 chats de chatteries danoises en difficulté digestive, 16 étaient positifs (48,5 %) [50]. Des chatons et des chiots de quatre mois au plus, issus d'élevage ou d'animalerie, présentant des signes trois à six jours après leur acquisition, sont décrits dès 1990 par la thèse japonaise, toutes leurs mères étant excrétrices de kystes [60].
La France manque de données. Sur Giardia en chatterie, en refuge ou chez le chat errant, aucune étude française n'a été trouvée : une thèse toulousaine de 2020 sur la gestion sanitaire des élevages félins n'a pas recherché Giardia[306], une thèse d'Alfort de 2019 sur le parasitisme du chaton autour du sevrage dans six élevages n'est connue que par son résumé [307], et la thèse toulousaine de 2002 sur les bonnes pratiques de trois chatteries, numérisée sans couche de texte, n'a pas pu être lue [561]. Inscrite à Toulouse en 2026, une thèse de doctorat porte sur les parasites intestinaux en élevage canin et félin, les pratiques de vermifugation et le risque de résistance [562].
Ce que recommandent les textes pour une collectivité
À l'arrivée. Toutes les versions du guide ESCCAP demandent depuis 2011 un examen des chiots et des chatons qui arrivent dans un foyer comptant d'autres animaux et des animaux qui entrent en élevage, et la mise en quarantaine des animaux diarrhéiques et des porteurs [187, 23]. Son édition de 2025 juge la quarantaine réaliste en refuge ou en chatterie, la prépatence des protozoaires étant plus courte que celle des helminthes, avec des prélèvements de selles rapprochés [23]. Depuis sa version de juin 2020, l'ABCD suggère un dépistage à l'admission en collectivité féline, réalisé durant la quarantaine [98, 4]. Ce dépistage à l'arrivée n'a jamais été évalué chez le chat, ni pour son rendement ni pour son bénéfice (voir § 6). Dans leurs éditions de 2010 et de 2022, les normes de l'Association of Shelter Veterinarians ne parlent pas de Giardia, hors une référence de 2010 sur l'inactivation des kystes par le chlore [563, 564]. Pour les refuges, l'ABCD demandait en 2013 un nettoyage régulier à la vapeur [248].
Le traitement de groupe. En 2012, la fiche de l'université de l'Iowa demandait de traiter en même temps tous les animaux infectés d'une collectivité, et proposait des bacs à litière jetables pendant le traitement, puis des bacs neufs une fois le parasite disparu [2]. Les éditions 2018 et 2025 du guide ESCCAP conseillent de traiter dans les environnements à haut risque, « like kennels, catteries or breeding establishments, particularly with a high incidence of diarrhoea in puppies » (2025 ; « or with breeders » en 2018) [22, 23]. Dans sa fiche de 2020, l'ESCCAP en fait l'exception à la règle de ne pas traiter le porteur sain, dans le cadre d'« an overall control programme » [24]. Traiter l'ensemble des animaux cohabitants, chiens inclus, « might be more efficient » selon l'ABCD depuis juin 2020 quand une collectivité compte des chats malades, recommandation qu'elle attribue à l'ESCCAP [98]. Les recommandations tropicales disent de traiter tous les chats de la chatterie en même temps [75]. Côté allemand, l'adaptation de 2017 admet qu'un risque de contagion en élevage ou en refuge peut justifier de traiter des porteurs [77]. Entre ces stratégies, aucune comparaison n'a été faite chez le chat (voir § 7).
Les règles des antimicrobiens. Traiter une chatterie au métronidazole, antibiotique et antiprotozoaire, tombe sous l'article 107 du règlement (UE) 2019/6, qui interdit l'usage systématique des antimicrobiens et leur emploi pour compenser une hygiène défaillante ou des conditions d'élevage inappropriées, et limite la métaphylaxie [108]. La classification AMEG réserve le traitement de groupe des substances de catégorie D aux situations où le traitement individuel n'est pas faisable [103]. Le fenbendazole, antiparasitaire, n'est pas un antimicrobien au sens du règlement, mais aucune spécialité féline n'existe en France (voir § 7). Une cure systématique ou périodique contre Giardia en élevage n'a été évaluée par aucune étude. Au Portugal, 41 vétérinaires de refuges interrogés déclaraient que 12 % seulement des refuges faisaient un examen avant de traiter [565]. Selon une étude de refuges, les traitements contre T. foetus, Cryptosporidium et Giardia « are often impractical in large populations » [21].
La sortie, la vente, l'adoption. Les recommandations lues ne donnent aucun critère de sortie, de vente ou d'adoption après une giardiose, pas plus que les huit notices croisant Giardia et adoption, vente ou élevage. La prépatence permet seulement une déduction : des kystes trouvés dans les cinq premiers jours après une arrivée signent une infection antérieure, au-delà le doute est permis ; c'est un raisonnement, non une donnée publiée (voir § 4). L'article R213-2 du Code rural ne retient que quatre vices rédhibitoires dans l'espèce féline, et la giardiose n'en fait pas partie [178].
11. Comparaisons internationales
Ce chapitre décrit des statuts. Une autorisation étrangère n'est jamais une invitation à importer le produit : l'article 112 du règlement (UE) 2019/6 n'ouvre ce recours qu'« à titre exceptionnel » et sous la seule responsabilité du vétérinaire, et chaque fois que c'est utile le texte rappelle ce qui n'est pas autorisé en France (voir § 7) [108].
Registres consultés et limites
Les registres ont été lus en direct le 21 octobre 2026 : la base de l'Union des médicaments vétérinaires et le fichier des médicaments de l'Agence européenne [195, 435], la base du VMD britannique et onze RCP [196, 210, 208], le fichier complet du CBG-MEB néerlandais et seize RCP [197, 211, 209], la base espagnole CIMAVet et huit fiches techniques [198, 212], la liste irlandaise de la HPRA [199], une notice belge [200], un RCP suédois [201], la base de la FDA [202, 214, 215], la liste des produits biologiques de l'USDA du 6 juillet 2026 [217], les listes canadiennes [203], PubCRIS en Australie [204], le registre néo-zélandais [205], la base japonaise du NVAL [206] et le fichier ouvert du ministère brésilien de l'Agriculture, qui ne recense que des établissements [207]. Sont restés fermés les RCP de la base de l'Union et les fiches produits australiennes (tests anti-robot, non contournés), les registres allemand, autrichien, danois et suisse (authentification, jeton ou serveur injoignable) [195, 204]. Italie, Corée du Sud, Chine, Afrique du Sud et Amérique latine hors Brésil n'ont pas été interrogées. Un registre dit ce qui est autorisé, sous le nom cherché, à la date de la consultation, et rien de l'efficacité. Dans la base de l'Union figurent les espèces cibles mais pas les indications, si bien que la présence du chat parmi les espèces ne dit pas que Giardia figure dans le RCP [195].
Le chat en Europe : le métronidazole seul
Aucune autorisation centralisée de l'Union ne vise Giardia : les seuls médicaments vétérinaires centralisés dont l'indication parle d'un protozoaire sont des anticoccidiens et anticryptosporidiens d'animaux de rente [435]. Tout passe donc par des autorisations nationales ou décentralisées. Sur 434 lignes de métronidazole dans la base de l'Union, 248 ont le chat pour espèce cible, dans 29 territoires sur 31 (Malte et le Liechtenstein exceptés). Ce sont pour l'essentiel les cinq familles de comprimés autorisées en France, Metrobactin dans 29 pays, Metrovis dans 25, Metrocare dans 20, Metrotab dans 15, Metronidavet dans 14 sous ce nom ou un autre (Protozoks, Metroclos) [195]. Au Royaume-Uni, Metrobactin porte depuis le 18 décembre 2015 la même phrase qu'en France, « Treatment of gastrointestinal tract infections caused by Giardia spp. and Clostridium spp. » [208]. En Espagne, Metrobactin est autorisé depuis le 6 mai 2016 avec la même indication, et en Suède Metronivet depuis 2021 [212, 201]. Les Pays-Bas ont la plus ancienne autorisation féline trouvée : Metrazol, demandé en 1987 et autorisé le 3 mars 1997, vise les « Infecties door protozoën en obligaat anaërobe bacteriën » sans nommer Giardia, formule reprise par deux génériques récents dont l'un a été autorisé le 29 juillet 2026 [209]. L'Index français ne montrant pas les autorisations retirées, une AMM française plus ancienne n'est pas exclue (voir § 7). Le chat n'est espèce cible d'aucune forme liquide de métronidazole dans l'Union : la suspension Eradia est autorisée dans 28 pays, toujours pour le chien seul [195].
Le fenbendazole, félin ailleurs mais contre les vers
La France, Chypre et l'Estonie sont, avec Malte et le Liechtenstein, qui n'ont aucune autorisation nationale au fenbendazole, les seuls territoires de la base de l'Union sans spécialité féline au fenbendazole ; 97 autorisations en vigueur ont le chat pour espèce cible dans 26 territoires, dont 21 avec du fenbendazole seul (comprimés, pâte orale, granulés, gel, suspension) [195]. Les RCP lus réservent pourtant Giardia au chien. Au Royaume-Uni, la pâte orale, les granulés et la suspension Panacur visent « puppies infected with protozoa (Giardia spp.) » et « dogs infected with lungworm Oslerus (Filaroides) osleri or protozoa Giardia spp. and cats infected with lungworm Aelurostrongylus abstrusus » : le chaton et le chat y sont espèces cibles pour les vers seulement [210]. Aux Pays-Bas, la pâte orale ajoute, chez le chien seul, un rôle d'« hulpmiddel bij de controle van de protozoa Giardia », aide au contrôle et non traitement, phrase que l'on retrouve en Espagne et en Irlande [211, 212, 199]. Le RCP irlandais prévient que l'élimination de Giardia chez le chien « can be incomplete in individual animals so that a potential risk of infection to humans remains » [199]. La notice belge des comprimés « für Hunde und Katzen » limite elle aussi la prévention et la lutte contre Giardia au chien [200]. Une seule exception apparente : en Espagne, les comprimés Panacur « para perros y gatos », autorisés depuis 1996, portent une ligne isolée « Tratamiento de la giardiosis » après les paragraphes du chien, sans dire l'espèce visée, et parlent d'« ooquistes » pour un parasite qui forme des kystes [212]. L'espèce de cette indication n'est pas écrite, et elle ne peut pas être tranchée ici.
L'Allemagne reste invérifiable. Son adaptation ESCCAP d'avril 2013 écrivait que les spécialités félines au fenbendazole n'y étaient « nicht für die Behandlung der Giardiose zugelassen » [252]. Celle de janvier 2017, puis une revue de 2023, disent des spécialités au fenbendazole ou au métronidazole autorisées contre la giardiose du chien et du chat [77, 161]. Le registre allemand n'a pas pu être ouvert, et les RCP harmonisés de la pâte Panacur, lus dans trois autres pays, réservent Giardia au chien [195, 211]. La phrase de 2017 est donc confirmée pour le métronidazole chez les deux espèces et pour le fenbendazole chez le chien, non pour le fenbendazole chez le chat. En Suisse, le compendium des médicaments vétérinaires est resté injoignable : les adaptations ESCCAP de 2013 et 2015 ne disaient le fenbendazole autorisé que chez le chien, quand la fiche suisse de février 2024 l'écrit « autorisé pour le traitement de la giardiose chez les chiens et les chats », affirmation non vérifiée au registre [127, 86, 92]. La phrase européenne « registered for the treatment of giardiosis in dogs in most European countries and can also be recommended for cats » se révèle donc exacte pour le chien, France exceptée, et sa partie féline correspond partout où le RCP a été lu à une recommandation en dehors de l'autorisation [23, 210, 211, 199, 200].
Fébantel, suspension de métronidazole et autres molécules
Aucune association au fébantel n'a le chat pour espèce cible dans aucun registre lu : dans la base de l'Union, toutes les spécialités Drontal qui en contiennent et déclarent une espèce visent le chien seul, comme les 24 spécialités espagnoles, les 25 néerlandaises qui déclarent une espèce et toutes les britanniques [195, 198, 197, 196]. Une même association n'a pas pour autant la même indication partout. Le Drontal Plus espagnol revendique depuis 1992 le « Tratamiento de las infestaciones causadas por el protozoo Giardia spp. en cachorros y perros adultos », et ses mises en garde demandent de traiter en même temps tous les animaux qui cohabitent et jugent le nettoyage qui suit le traitement « especialmente importante en el caso de giardiasis » [212]. En Australie, la recherche du mot « giardia » dans les ravageurs enregistrés rend onze comprimés au fébantel-pyrantel-praziquantel, tous « for dogs », dont le libellé exact n'a pas pu être lu [204]. Au Royaume-Uni, aux Pays-Bas, aux États-Unis, au Japon et en France, le même type de produit ne cite que nématodes et cestodes [208, 209, 215, 206, 216]. La fiche japonaise ajoute « 本剤は犬以外の動物に使用しないこと。 » (« Ne pas utiliser ce médicament chez un autre animal que le chien »), et son registre public d'effets indésirables compte, parmi quatorze déclarations de 2006 à 2026, la mort d'un chat en 2016, sans lien de causalité établi [206]. Une indication est une décision d'autorité, nationale ou de procédure, et non une propriété de la molécule.
Le parcours de la suspension buvable de métronidazole de Virbac montre comment une autorisation canine a voyagé : Eradia dans l'Union et au Royaume-Uni en 2018, au Japon le 24 novembre 2022 pour la « 犬のジアルジア症 » (giardiose du chien), et Ayradia aux États-Unis le 11 octobre 2023, seule demande de la base de la FDA qui cite Giardia, avec une exclusivité de cinq ans « for the treatment of Giardia duodenalis infection in dogs » jusqu'au 11 octobre 2028 [208, 206, 202, 214]. En 2025, l'essai de terrain présente les deux noms comme un seul produit (voir § 7) [264]. Le CFSPH écrivait en 2012 qu'il n'existait « currently no FDA-approved drug for treating animal giardiasis in the U.S. », phrase devenue fausse pour le chien en octobre 2023 et toujours vraie pour le chat [2, 214]. Le fabricant présente ce produit comme le « first » métronidazole liquide approuvé par l'EMA et la FDA, ce que les registres ne permettent pas de vérifier [264].
Les autres molécules n'ont nulle part d'autorisation pour le chat. Ronidazole, carnidazole et ornidazole ne sont autorisés dans l'Union que chez le pigeon et les oiseaux, et le dimétridazole aussi chez des poissons d'ornement et, en association, chez le lapin, le chinchilla et le hamster de compagnie, jamais chez le chat ni le chien, une association féline française de dimétridazole et de spiramycine figurant comme « Not authorised » [195]. Secnidazole et tinidazole n'ont d'autorisation vétérinaire dans aucun des registres où ils ont été cherchés, et la quinacrine est absente de la base de l'Union [195, 198, 202, 204, 206]. Une seule autorisation vétérinaire a existé pour le nitazoxanide, aux États-Unis, chez le cheval, contre la myéloencéphalite à Sarcocystis neurona, de novembre 2003 à son retrait volontaire en août 2009. Il est interdit chez l'animal dans l'Union depuis le 9 février 2023 [215, 114]. Une suspension australienne de benzoate de métronidazole a existé, aujourd'hui archivée [204]. Quelques spécialités roumaines et italiennes d'albendazole, de paromomycine et de furazolidone ont le chat parmi leurs espèces, sans que leur indication ait pu être lue. L'albendazole est jugé dangereux chez le chat (voir § 7) [195, 120]. Le secnidazole employé au Brésil chez le chat et en Australie dans un refuge canin, le nitazoxanide essayé au Brésil et au Mexique chez le chien, l'ont été hors de tout enregistrement vétérinaire trouvé [122, 463, 117, 116, 204].
Hors d'Europe, aucune autorisation féline trouvée
Aucun registre lu hors d'Europe ne montre de médicament autorisé contre Giardia chez le chat, mais ceux du Canada, de l'Australie et de la Nouvelle-Zélande n'ont pu être lus qu'en partie. Aux États-Unis, le CAPC le dit : « No drugs are approved for treatment of giardiasis in cats in the United States » [1]. Le Panacur américain n'est approuvé que chez le chien et, depuis un supplément du 31 mai 1994, chez des félidés et des ursidés de zoo, contre des helminthes, sans mention de Giardia[215]. Au Japon, l'Eradia canine est le seul métronidazole vétérinaire de la base, et aucun produit félin ne cite Giardia[206]. Au Canada, les spécialités Panacur visent le chien et le cheval. Le métronidazole vétérinaire n'a pas pu être vérifié produit par produit [203]. En Australie, aucun produit félin ne sort de la recherche « giardia », et l'indication de Metrobactin, enregistré, reste à lire [204]. En Nouvelle-Zélande, le registre ne compte aucun métronidazole vétérinaire seul [205]. La France et l'Europe ont donc, avec le métronidazole, une autorisation féline que les États-Unis et le Japon n'ont pas, et aucune autre ; pour le Canada, l'Australie et la Nouvelle-Zélande, la question reste ouverte.
Le vaccin dans les registres
La liste américaine des produits biologiques vétérinaires du 6 juillet 2026 ne contient plus aucun vaccin Giardia fini ; on n'y trouve que des tests antigéniques et, dans la section « For further manufacture: vaccines », une ligne « Giardia Lamblia Vaccine » (code A8G5.00, « Killed Protozoa ») au nom de l'établissement 190, Zoetis à Lincoln (Nebraska) [217]. Une telle licence autorise la production d'un composant destiné à un autre produit. Elle ne correspond à aucun vaccin vendu aux vétérinaires dans cette liste. Au Canada, la seule ligne Giardia est un test antigénique rapide homologué en 2006 [203]. En Australie, « GIARDIAVAX GIARDIA LAMBLIA VACCINE », rangé comme immunothérapie, figure avec le statut « Archived », seule trace d'enregistrement hors des États-Unis trouvée, dates non lues [204]. Aucune ligne n'existe dans la base de l'Union, et aucun vaccin n'est autorisé en France [195, 33]. Ces documents ne donnent ni la date ni le motif de l'arrêt de commercialisation (voir § 7).
Pratiques et recommandations nationales
États-Unis. Le CAPC décrit le métronidazole comme « the most commonly used extra-label therapy » chez le chat, avec des « Safety concerns » et le conseil de ne pas donner de benzoate de métronidazole aux chattes gestantes ou allaitantes ni aux chats atteints d'une maladie hépatique [1]. Il reconnaît chez le chien l'approbation américaine de la suspension et l'autorisation européenne du fenbendazole, « Fenbendazole is approved for Giardia treatment in dogs in Europe » [1]. Le benzoate, forme préparée à façon aux États-Unis (« available for formulation ») et sel de l'étude de 2004, n'a d'autorisation vétérinaire dans aucun des registres lus [195, 196, 202, 106].
Régions tropicales. En libre accès depuis septembre 2018 et traduites en français en 2019, les recommandations félines du TroCCAP concernent aussi les départements et régions d'outre-mer situés sous les tropiques [99, 75, 220]. Leur tableau des traitements du chat compte cinq molécules, dont la quinacrine et la furazolidone, que ni l'ESCCAP, ni l'ABCD, ni le CAPC ne proposent, avec deux mises en garde, « Neurological toxicity may develop following either chronic therapy or acute high doses » pour le benzoate de métronidazole et « Furazolidone causes inappetence and vomiting » [75]. Ces deux molécules n'ont aucune autorisation vétérinaire en France [33]. Elles disent de traiter tous les chats du foyer ou de la chatterie en même temps, et jugent que le chat, infecté surtout par l'assemblage F, n'est « not considered to play a role in the transmission of Giardia to humans » [75, 240].
Europe, pays par pays. Une seule adaptation française du guide ESCCAP existe, celle de mars 2013, jamais remplacée. Seule la fiche pour vétérinaires a été actualisée, avec un ordre des molécules inverse de celui de la fiche européenne (voir § 7) [41, 91, 24]. L'Allemagne a publié son adaptation en avril 2013, puis l'a révisée en janvier 2017 [252, 77]. Au Benelux, la traduction de l'édition de février 2018 n'a paru qu'en mai 2021, et celle de mars 2025 en septembre 2025 [566, 498] : un praticien belge néerlandophone lisait encore en 2021 un texte daté de 2018. La Pologne et la Hongrie ont traduit l'édition de 2025 dès l'été 2025 [567, 568]. Le Royaume-Uni et l'Irlande n'ont aucune adaptation nationale du guide n° 6, et leur branche diffuse les fiches européennes en anglais [24]. La Suisse a sa fiche de 2024, contradictoire sur le porteur sans signe (voir § 7) [92].
Ce que font les praticiens. La seule enquête internationale trouvée, en 2025, compte 80 % de répondants britanniques et écrit qu'une comparaison selon le pays a été impossible, « there was insufficient uptake in countries other than the United Kingdom » [218]. Pour la giardiose, 36 prescriptions sur 332 animaux traités (30 chiens, 6 chats) : 19 en seconde intention après échec du fenbendazole, 7 en première intention, dont 6 par des vétérinaires britanniques [218]. Leur article dit encore le métronidazole « licensed for the treatment of giardiasis in the United States », ce qui n'est vrai que du chien, et attribuent à Giardia un rôle « predominantly commensal » chez le chat, formule que contredisent les guides ESCCAP de 2018 et 2025 (voir § 5) [218, 214]. Un guide britannique d'usage des antimicrobiens qu'ils citent n'a pas pu être consulté. L'enquête américaine de 2021 auprès de plus de 123 vétérinaires compte 54 % de répondants préférant l'association simultanée fenbendazole-métronidazole chez le chien [219]. Au Portugal, seuls 12 % des refuges faisaient un examen avant de traiter [565]. Au Brésil et en Asie, la pratique n'est connue que par des essais et des cas (secnidazole chez le chat, nitazoxanide chez le chien et chez un chat) [122, 117, 118].
Tableau comparatif
Ce que disent les registres, pas ce qui marche. « Chat » et « chien » : spécialité dont le RCP ou l'étiquette lus citent Giardia pour cette espèce. Registres consultés le 21 octobre 2026 ; doses absentes.
Le tableau complet des autorisations françaises, spécialité par spécialité, et celui des statuts étrangers figurent en annexe (voir § 15).
12. Controverses et évolution des recommandations
Deux sortes de désaccords traversent le sujet. Des études se contredisent, ou mesurent des choses différentes sous le même mot. Des recommandations changent de position, parfois dans les deux sens, sans étude nouvelle à l'appui. Les uns et les autres sont exposés ici sans être tranchés. Cette section ne refait pas l'historique daté, qui figure dans la première partie : elle compare les versions entre elles et les sociétés entre elles.
Dix points disputés
Traiter le porteur sans signe. Quatre attitudes se sont succédé ou coexistent. La Suisse demandait en 2013 et 2015 de traiter tous les animaux du foyer, malades ou non [127, 86]. L'Allemagne en janvier 2017, puis le guide européen en février 2018, ne le conseillent plus en règle générale et réservent le traitement à une évaluation du risque (élevage, refuge, jeunes enfants, personnes immunodéprimées) [77, 22]. La formule la plus nette vient de la fiche européenne d'avril 2020, « therapy is not advised » [24], et l'ABCD le déconseille depuis juin 2020 au nom des résistances bactériennes et parasitaires [98]. L'ESCCAP y ajoute en mars 2025 une exception, le génotype potentiellement zoonotique [23]. À rebours, le TroCCAP (2018-2019) et la fiche suisse de février 2024 font traiter tous les chats du foyer ou de la chatterie, la seconde se contredisant dans sa propre section de traitement [99, 92]. Le CAPC dit depuis 2009 que le chat sans signe « may not require treatment », a pourtant porté de juin 2017 à février 2025 la ligne « Treat all symptomatic and infected cats », et ajoute en août 2026 que le porteur d'un assemblage zoonotique « should be treated » tout en maintenant que les chats ne sont pas traités pour prévenir la transmission à l'humain [185, 190, 1]. Aucune étude trouvée n'a mesuré ce que rapporte le traitement d'un porteur sans signe, pour lui-même, pour ses congénères ou pour son entourage humain (voir § 7).
Malade ou porteur ? L'ESCCAP a écrit que l'infection du chat reste « most often » asymptomatique (août 2011), qu'elle est « almost always pathogenic » (février 2018), puis qu'elle « usually » cause une maladie clinique (mars 2025) [187, 22, 23]. Ses éditions de 2018 et de 2025 gardent dans la même section la phrase « Infection mostly remains subclinical » [22, 23]. Pour l'ABCD, depuis 2013, l'importance de Giardia comme agent de diarrhée chez le chat « is not clear » [3, 4], et une enquête britannique de 2025 parle d'un rôle « predominantly commensal » [218]. Les données soutiennent les deux lectures. En méta-analyse, le chat symptomatique est environ deux fois plus souvent positif (rapport de prévalence 1,94, IC 95 % 1,47-2,56) [19]. Onze sources du volet EP et sept du volet DX décrivent pourtant une excrétion sans signe, et les chatons inoculés non traités d'un essai n'avaient de diarrhée que dans 0 à 8,5 % de leurs selles [20, 14, 15, 21, 17]. Le lien entre la quantité de kystes et les signes a changé de sens dans les textes : « no evidence of an association » en 2017 et 2018, animaux plus excréteurs « more frequently clinically affected » en 2025, sans référence, quand la seule donnée féline dans ce sens est danoise et connue par son résumé [77, 22, 23, 50]. La clinique est détaillée au § 5.
Risque pour l'humain. Faible ou rare, disent toutes les sociétés, mais chacune a déplacé ses mots, et pas dans le même sens. En 2011, l'ESCCAP rangeait Giardia parmi les « important zoonoses » dans son introduction tout en écrivant, dans sa partie de santé publique, « There is currently no evidence of transmission from cats to humans » [187]. Son adaptation française de 2013 parle de « zoonoses majeures » [41], la suisse de 2015 de souches qui « ne sont pas zoonotiques » [86], l'édition de 2018 de « potentially Giardia » [22], celle de 2025 d'une transmission « very rare » qu'un génotypage doit aider à évaluer [23]. Mouvement inverse à l'ABCD, passé de « not considered a zoonotic risk » dans sa mise à jour de juillet 2015 [73] à des biotypes zoonotiques « frequently found in cats » dès juin 2017 [74]. Pour l'AAFP, il paraissait « prudent to assume » en 2005 que les selles de tout chat infecté étaient un risque [184], alors qu'en 2019 Giardia n'est plus un agent zoonotique « significant » [192]. Côté américain, le CAPC est passé d'une transmission « rare, if it occurs at all » (2009) à « rare » (2013), puis « rare except with infection involving assemblage A1 » (juin 2017, phrase gardée en août 2026), tout en écrivant depuis 2009 que l'infection humaine d'origine canine ou féline « has not been conclusively demonstrated in North America », phrase devenue en août 2026 « Human infections with canine and feline assemblages of G. duodenalis have not been conclusively demonstrated in the United States » [185, 367, 190, 1]. Le CDC garde un risque faible de 2015 à 2023, mais ajoute en 2021 qu'un animal d'apparence saine peut excréter des kystes dangereux, puis admet en 2023 que les animaux « can spread Giardia to people » [368, 369, 370]. L'ANSES écrit « semble mineur » en janvier 2011 comme en juillet 2020. Entre ses deux versions, « la grande majorité » des infections animales dues à des génotypes non humains devient « la majorité », la précision « à ce jour » disparaît, et les animaux de compagnie sont nommés comme source potentielle de contamination des cours d'eau [186, 35]. Le TroCCAP, enfin, considère que le chat ne joue pas de rôle dans la transmission à l'humain [75]. En face, les données : l'assemblage A trouvé chez le chat dans de nombreux pays, une quinzaine de cas humains d'assemblage F publiés, aucune étude de foyer montrant le même parasite chez un chat et son humain, et une étude de crèches néerlandaise qui associe chats et bacs à sable à l'assemblage A chez l'enfant (OR 13,5, IC 95 % 1,8-101,3) [62, 56, 61, 36, 63, 64, 70]. Le détail est au § 4.
Les noms d'espèces.Giardia duodenalis reste un complexe d'au moins huit assemblages dont les noms ne font pas consensus. Une équipe proposait en 2009 de rétablir des noms liés à l'hôte, dont G. cati pour l'assemblage F [38, 36, 30]. Une autre a fait en 2022 du sous-assemblage AII une espèce nouvelle, Giardia hominis[282], quand la révision de 2023 propose au contraire G. intestinalis pour AII, G. lupus pour D et G. cati Deschiens 1925 pour F [39]. Adam rapportait en 2021 l'argument qui juge ces binômes « premature » [30], et Tibayrenc met en garde, en 2023, contre une multiplication d'espèces nouvelles [281]. L'ESCCAP a fait de G. duodenalis son nom principal en 2018, à la place de G. intestinalis[187, 22]. Dans cette revue, le nom retenu est G. duodenalis, assemblage F, et G. cati est signalé comme un nom proposé (voir § 2).
Le métronidazole, en premier ou en second. Avec sa fiche européenne d'avril 2020, l'ESCCAP place déjà le fenbendazole en premier, à cause de la neurotoxicité du métronidazole chez les petits chats et les chatons [24]. Son guide de mars 2025 réserve le métronidazole aux échecs du fenbendazole « to prevent the development of antimicrobial resistance » [23]. Inchangée en mars 2026, la fiche française de juin 2020 garde l'ordre inverse, parce que le métronidazole est seul autorisé en France contre Giardia chez le chat [91]. De 2013 à 2025, l'ABCD n'a jamais rétrogradé le métronidazole : fenbendazole ou métronidazole restent « the treatments of choice » [3, 4]. Il figure en 2023 parmi les médicaments essentiels de la WSAVA, pour les infections entériques protozoaires [104]. D'après le CAPC, il est le plus employé hors AMM chez le chat, avec des efficacités « as low as 50% to 60% » que la page ne référence pas [1]. Sur le marché français, la seule substance dont une AMM féline cite Giardia, depuis le 15 octobre 2015, est donc celle que la recommandation européenne la plus récente place en second, et la molécule qu'elle place en premier n'y a aucune spécialité féline [33, 100, 109]. Le contexte de 2025 est celui de l'usage prudent des antibiotiques. Quinze recommandations nationales et internationales sur quinze jugent les antibiotiques non indiqués dans la diarrhée aiguë du chien et du chat [499], et une recommandation construite selon la méthode GRADE sur la diarrhée aiguë du chien a paru en 2024 [500]. Aucune version lue n'appuie le choix de la molécule sur un essai félin contrôlé (voir § 7).
Le fenbendazole et la résistance suspectée chez le chien. Menés sur de petits groupes de laboratoire, les essais canins des années 1990 donnaient 90 à 100 % de chiens sans kystes [450, 453]. Sur le terrain, les études récentes donnent beaucoup moins : succès thérapeutique chez 8 chiens sur 23 et élimination complète chez 4 sur 23 en France en 2022 [137], réduction seulement temporaire de l'excrétion en Belgique en 2026 [140], 8 chiens négatifs sur 12 au septième jour en Italie [454]. Dès 2002, une thèse toulousaine concluait qu'aucun des quatre protocoles comparés n'éradiquait durablement l'infection [241]. Les auteurs français évoquent une chimiorésistance. Populations, méthodes de comptage et définitions du succès diffèrent pourtant d'une époque à l'autre, et aucune résistance n'a été recherchée chez le chat, où les deux seules séries donnent 4 chats sur 8 en co-infection avec Cryptosporidium parvum et 11 sur 16 en chatterie [111, 112]. La même série norvégienne soulève une autre inquiétude, bactérienne : des E. coli fécaux résistants à la tétracycline chez les 16 chats après traitement, contre aucun avant, donnée que l'ABCD cite depuis juin 2017 [112, 74]. Reste la phrase que l'ESCCAP répète depuis 2011, fenbendazole « registered for the treatment of giardiosis in dogs in most European countries and can also be recommended for cats » [187, 22, 23]. Dans les RCP lus, Giardia est réservé au chien, sauf un RCP espagnol qui ne nomme pas l'espèce [210, 211, 212], et aucune spécialité française au fenbendazole n'a le chat pour espèce cible [109]. Les échecs sont traités au § 8.
Contrôle après traitement. Sept positions datées coexistent. Certains textes ne prévoient aucun contrôle (guide de 2011, adaptation française de 2013, ABCD de 2013 à 2025) [187, 41, 3, 4]. D'autres le placent trois jours après la fin (Allemagne et Suisse en 2013, Suisse en 2015) [252, 127, 86], cinq à sept jours après (Allemagne 2017, fiche suisse 2024) [77, 92], vers le cinquième jour (guide de 2018) [22], dans les cinq jours (fiche européenne de 2020, fiche française jusqu'en 2026) [24, 91], au plus trois jours après (guide et fiche de 2025) [23]. Le CAPC de 2026 le veut à 24 ou 48 heures, par flottation centrifugée, et jamais par ELISA ni PCR [1]. Ces sept positions ne s'appuient sur aucune étude. L'idée que l'antigène reste positif des semaines après la guérison circule depuis 2010-2012 sans donnée primaire retrouvée [93, 2], et le CAPC parle depuis mars 2018 de « variable periods of time » [433]. La définition de l'échec a glissé elle aussi, des signes et des kystes ensemble (2011) aux kystes seuls (Suisse, 2015), puis au couple positif et signes persistants (Allemagne 2017, éditions européennes de 2018 et 2025) [88, 86, 77, 22, 23]. Voir § 6 et § 8.
Les glucides de la ration. L'affirmation naît au conditionnel, « Berichtet wird auch » en Allemagne et en Suisse en 2013, « il est rapporté » en Suisse en 2015 [252, 127, 86]. Absente de l'édition européenne de 2018 [22], elle entre dans la fiche d'avril 2020 avec un mécanisme, freiner la multiplication de Giardia et des clostridies [24], puis devient « recommended » en 2025, avec une préférence pour des protéines très digestibles [23]. La fiche, en mars 2025, retire l'effet sur Giardia, ne garde que l'effet supposé sur les clostridies et demande d'adapter au cas par cas [24]. Côté français, la fiche de mars 2026 conserve la phrase de 2020 [91]. Pas une étude n'a été trouvée chez le chat ni chez le chien, et aucun de ces textes n'en cite (voir § 7).
Les ammoniums quaternaires. Cités par le guide de l'ESCCAP en 2011 et en 2018, avec la réserve qu'aucun désinfectant n'est homologué pour cet usage, ils en sortent en 2025 sans explication dans le texte lu [187, 22, 23]. Sa fiche nommait en 2020 l'eau de Javel, le chloroxylénol et les ammoniums quaternaires et ne nomme plus aucun produit en 2025 [24], quand la fiche française de 2026 garde les trois [91]. L'ABCD, dans sa recommandation sur la désinfection de juillet 2015, leur prête une « unusual ability to kill Giardia cysts » tout en les disant « not recommended, except possibly where there is Giardia infection » [151], et sa recommandation sur la giardiose les associe au chlorocrésol depuis juin 2020 [98]. Derrière ces positions, peu de chose : une étude vétérinaire de 1988 non indexée et non lue, une affirmation de Scorza et Lappin reprise par l'ABCD, un seul essai indexé, de 1991, qui servait à valider un colorant et dont le résumé, seul lu, ne donne pas de taux d'inactivation [151, 153]. Leur toxicité chez le chat est en revanche documentée : 245 expositions au chlorure de benzalkonium rapportées à un centre antipoison britannique, dont 3 mortelles [154]. Voir § 9.
Le bain. En 2009, le CAPC conseillait déjà le bain avec le traitement, dans l'onglet commun puis dans l'onglet Chat jusqu'en février 2025, et le retire de l'onglet Chat le 3 août 2026 [185, 96, 1]. L'ESCCAP écrit « Shampooing dogs and perhaps cats » en 2018 comme en 2025 [22, 23], et sa fiche se limite au nettoyage du périnée et de l'arrière-train des animaux malades [24]. La consigne vient du chien, chez qui le bain et le changement de cage pesaient plus que l'allongement du traitement [136]. Quant au bain du chat, il n'a fait l'objet d'aucune étude trouvée, et aucune ne montre des kystes sur un pelage : la seule étude de pelage, sur 174 chiens italiens, n'en rapporte aucun [42]. Voir § 9.
D'autres désaccords sont plus étroits. L'ABCD cite le nitazoxanide depuis mai 2024 comme alternative chez le chien, quinze mois après son interdiction chez l'animal dans l'Union [95, 114], et présente depuis juin 2020 le ronidazole comme « proven » chez le chat sur la foi de deux chats co-infectés par Tritrichomonas foetus[98, 392]. Le CAPC mentionnait encore le vaccin en février 2025, quinze ans après qu'il eut cessé d'être disponible [96, 131]. Sur la culture InPouch, l'ESCCAP n'adopte qu'en 2025 une donnée de 2013 qui contredisait celle de 2003 [396, 397, 23]. Reprise par toutes les sociétés, la règle des trois selles ne repose chez le chat que sur une étude de sept chats positifs [89].
Les recommandations, version par version
Le tableau situe les versions lues. L'analyse qui suit porte sur la nature des changements.
Organisme
Versions lues
Ce qui a le plus bougé
Ce qui n'a pas bougé
Réf.
ESCCAP, guide n° 6
août 2011, février 2018 (réimpression de mars 2022 au texte identique), mars 2025 ; adaptations française (mars 2013), allemandes (avril 2013, janvier 2017), suisses (mai 2013, janvier 2015), Benelux, Pologne, Hongrie
pathogénicité, rang du métronidazole, porteur sans signe, ammoniums quaternaires, glucides, délai de contrôle, lien entre kystes et signes
trois selles en 3 à 5 jours, aucun désinfectant homologué, décision de traiter dissociée du test depuis 2018
dix versions datées de la page, de 2009 au 3 août 2026, et une brochure de 2010
tests (un ELISA de marque, plusieurs ELISA en 2016, PCR en septembre 2022, lecture par intelligence artificielle en février 2025), vaccin et bain retirés en août 2026, traitement selon l'assemblage
aucun médicament autorisé aux États-Unis, porteur qui « may not require treatment », pas de traitement pour prévenir la zoonose
article de juillet 2013 ; pages du 31 octobre 2015, de juin 2017, du 1er juin 2020, du 24 mai 2024, du 5 mai 2025 ; fiches de juin 2017, juin 2020, septembre 2024
zoonose (2017), porteur sans signe et gestation (2020), PCR de routine et nitazoxanide (2024)
fenbendazole ou métronidazole en premier choix, trois selles, importance diarrhéique « not clear »
L'ESCCAP bouge par sa fiche avant son guide. La fiche déconseille dès avril 2020 de traiter le porteur sans signe et place le métronidazole en second ; le guide ne rejoint la seconde position qu'en mars 2025, et pour un autre motif [24, 23]. Les changements de fond se concentrent dans l'édition de 2025, et plusieurs se font sans référence nouvelle : « almost always » devenu « usually », le lien entre quantité de kystes et signes, les glucides, le retrait des ammoniums quaternaires [22, 23]. Un praticien français ne lit pas le même texte qu'un praticien européen. L'adaptation française du guide, de mars 2013, écrit qu'aucune AMM n'existe, ce qui est faux depuis le 15 octobre 2015, et n'a jamais été remplacée. Entre juin 2020 et mars 2026, la fiche française n'a pas changé une phrase [41, 91, 100]. Les traductions accusent aussi des délais, l'édition de 2018 n'ayant paru en néerlandais qu'en mai 2021 [566].
Le CAPC change surtout ce qui touche aux tests. En dix-sept ans, les phrases sur l'absence de médicament autorisé, sur le porteur et sur la zoonose restent presque mot pour mot. Sa liste des examens suit l'offre : un seul ELISA nommé jusqu'en 2015, plusieurs en 2016, la PCR en septembre 2022, la lecture assistée par intelligence artificielle en février 2025 [185, 416, 94, 96]. Parmi ses soutiens nommés en 2010 figure un laboratoire d'analyses [253], rapprochement posé ici sans conclusion causale. Le retrait du vaccin et du bain, en août 2026, vient longtemps après les données qui le justifiaient [1].
Chez l'ABCD, les changements sont plus anciens qu'on ne le lit. Les volets thématiques les avaient datés de 2025 en comparant l'article de 2013 à la page de mai 2025. Les versions intermédiaires les placent en juin 2017, juin 2020 et mai 2024, et la version de 2025 n'ajoute que des vidéos et des sponsors [74, 98, 95, 4]. Le revirement sur la zoonose se situe entre juillet 2015 et juin 2017 [73, 74]. Deux ajouts heurtent des faits établis ailleurs : le nitazoxanide, interdit chez l'animal dans l'Union depuis février 2023, et le ronidazole dit prouvé chez le chat [95, 98, 114].
Hors d'Europe, les textes divergent davantage. Seul le TroCCAP propose la quinacrine et la furazolidone, seul aussi il fait traiter tous les chats sans distinguer malades et porteurs, et il concerne les départements français situés sous les tropiques [99, 220]. La WSAVA n'a aucune recommandation propre à la giardiose, mais garde le métronidazole parmi ses médicaments essentiels au moment où l'ESCCAP le recule [104]. Sur la zoonose, l'AAFP de 2019 rassure davantage que l'ABCD de la même période [192, 74]. Les autorités de santé publique bougent peu sur le fond et beaucoup sur le ton : nuances de la fiche de l'ANSES en 2020, aveu américain en 2023 que l'animal peut transmettre [35, 370].
Ce qui converge, ce qui diverge. Les textes lus jugent tous le risque humain faible, aucune ne fixe un nombre de tests négatifs pour déclarer un chat indemne, et les sociétés européennes depuis 2020, comme le CAPC depuis 2009, s'accordent pour ne pas traiter en règle générale le porteur sans signe [23, 98, 185, 1]. Elles divergent sur le rang du métronidazole, sur le traitement de tout le foyer, sur le délai et le test du contrôle, sur les désinfectants, sur le bain, sur l'accent mis sur la zoonose et sur l'assemblage dominant en Europe, A pour l'ABCD en 2025, F devant A dans les compilations mondiales [4, 18, 43]. Certains changements suivent une donnée avec retard, comme la culture InPouch, réévaluée douze ans après l'étude qui la contredisait [397, 23]. D'autres ne suivent aucune donnée publiée. À la WSAVA, à la BSAVA, à l'ISFM ou à l'AAHA, aucune recommandation propre à la giardiose du chat n'a été trouvée. Les standards de refuge de l'Association of Shelter Veterinarians ne mentionnent Giardia qu'une fois, dans une référence de l'édition de 2010, et plus du tout dans celle de 2022 [563, 564].
13. Niveau de preuve et limites de cette revue
Le niveau de preuve du sujet
Chez le chat, la preuve est mince à presque tous les étages. Aucun essai randomisé en double insu n'a été trouvé pour aucun traitement. Publié en 2026, le seul essai félin à bras placebo répartit les chats en alternance, compte douze chats par bras et ne décrit aucun insu [107]. Les autres données thérapeutiques félines tiennent dans une poignée de séries : 7 chats d'un foyer en 1987, 26 chats de laboratoire infectés par un isolat humain, 8 chats co-infectés, 5 ou 6 chatons par groupe, 16 chats d'un refuge [105, 106, 111, 17, 112]. Les infections expérimentales, presque toutes antérieures à 2007, ont employé des isolats non typés, des inoculums forts et quelques animaux [7, 16, 17]. Aucune cohorte de chats naturellement infectés suivis sans traitement n'existe dans les sources lues, ni aucune revue systématique du traitement chez le chat ou le chien.
Le diagnostic n'a pas d'étalon absolu. L'immunofluorescence directe sert de référence de fait sans avoir été validée chez le chat, et la seule analyse féline en classes latentes fixe a priori sa sensibilité à 100 %, ce qui contient en partie sa conclusion [79]. Plusieurs études présélectionnent leurs chats sur le résultat d'un des tests comparés ou sur l'aspect des selles, et les grands jeux de données de laboratoire ignorent l'état clinique et ne testent pas tous les échantillons par toutes les méthodes [79, 83, 258, 26]. Les méta-analyses de prévalence affichent une hétérogénéité de l'ordre de 98 à 99 % (I²), et celle de Bouzid détecte un biais de publication [19, 43]. La règle des trois selles n'a qu'une étude féline, de sept chats [89].
Pour l'environnement, presque tous les chiffres viennent de l'hygiène de l'eau de boisson des années 1980 à 2000 : essais in vitro, souvent sur G. muris, kyste de souris, lus par des méthodes qui sous-estiment l'effet des oxydants [245, 143]. Un seul essai a porté sur des kystes d'isolats de chat, une thèse japonaise de 1990 par coloration vitale [60]. Pour la zoonose, le génotypage repose souvent sur un seul locus, les loci se contredisent, les faibles charges ne se typent pas, et aucun génome complet de l'assemblage F n'a été trouvé (voir § 2).
Les données françaises sont rares et ne se comparent pas entre elles. Selon deux thèses toulousaines, environ un chat sur deux est positif par une seule flottation chez des chats présentés à l'école, 103 sur 202 et 247 sur 498, et une thèse de la même école trouve le même ordre de grandeur chez le chien [44, 34, 45]. Deux enquêtes anciennes, 8,8 % de 34 chats parisiens et 10 % de 80 chats diarrhéiques lyonnais, ne sont connues que par la thèse qui les cite [46, 47]. La part française de l'étude européenne d'Epe (2010), 15,3 % des chats testés, n'est connue que par la reproduction de son tableau dans un mémoire portugais, sans effectif [48, 49]. Ce même mémoire décrit cinq chats positifs sur dix chats suspects dans une clinique de l'Ain, ce qui n'est pas une prévalence [49], et une étude européenne multicentrique incluant Maisons-Alfort et Nantes trouve 48 chats positifs sur 1 519 par flottation [275]. En chatterie, en refuge ou en colonie, aucune étude française n'a été trouvée, et aucun isolat félin français n'a été génotypé.
Les limites de méthode de cette revue
328 des 576 sources citées ne sont connues que par leur résumé, et plusieurs textes déterminants en font partie. La proposition de révision taxonomique de 2023 [39], la seule étude d'exactitude féline publiée en revue à comparer plusieurs tests à l'immunofluorescence avant 2019, un mémoire de 2017 en comparant deux [83, 81] et la seule étude féline du secnidazole avant 2026 [122], dont le CAPC tire des effets indésirables absents du résumé, en font partie. S'y ajoutent les essais publiés dans les revues de l'AVMA [111, 16, 110, 450, 462, 458, 136, 128], l'étude européenne d'Epe [48], la revue de référence sur l'inactivation des protozoaires [530], les articles d'hygiène de l'eau scannés sans texte [143] et la recommandation GRADE de l'ENOVAT [500]. L'étude de Kirkpatrick et Farrell (1984) n'est connue, pour ses chiffres d'excrétion, que par une source qui la cite [7], et l'article de Decock (2003) dans la Revue de médecine vétérinaire par son seul titre, sa thèse de 2002 ayant été lue à sa place [455, 241].
Sont restés fermés, sans contournement, les dépôts protégés par une page anti-robot, SciELO, les pages de PMC protégées par un reCAPTCHA, plusieurs éditeurs et plusieurs registres (voir § 1). Il en résulte des trous précis. Aucune thèse suisse n'a été lue, ni les thèses de la Freie Universität de Berlin sur les foyers chien-chat-humain et sur les chats harets. Les thèses françaises antérieures à DUMAS, à Lyon, Nantes et Alfort, ne sont connues que par leur notice, et deux thèses toulousaines ne sont que des images sans texte [381, 561]. Les RCP allemands et suisses n'ont pas été lus, si bien que l'autorisation féline du fenbendazole contre Giardia que déclarent l'adaptation allemande de 2017 et la fiche suisse de 2024 reste invérifiée [77, 92]. Ni la date ni la raison officielles du retrait du vaccin n'ont été trouvées dans une source primaire. CNKI, ProQuest et Google Scholar n'ont pas été interrogés, les publications chinoises ne sont connues que par leurs résumés anglais [571], et aucune base coréenne n'a été consultée.
Quelques lectures portent une réserve propre. La fiche allemande de l'ESCCAP de février 2026 a été lue sur l'image de la page, avec un risque d'erreur de lecture [570]. Dix fichiers de l'ESCCAP sont tronqués dans l'archive du web, dont des fiches nationales illisibles, et une capture du CAPC d'octobre 2026 n'a pas pu être décodée. La datation des positions de l'ABCD et du CAPC repose sur des captures archivées : une version intermédiaire que l'archive n'aurait pas gardée pourrait avancer la date d'un changement, sans en changer le sens. Une erreur de nos propres dossiers a encore été relevée à la rédaction, sur la mise à jour de 2020 de la fiche de l'ANSES, et corrigée sur le texte relu [35]. Le choix des lignes du tableau des prévalences (voir § 15) est une sélection par continent et par méthode, pas un échantillon tiré au sort.
Biais de publication et de financement
Les grands jeux de données de prévalence viennent de laboratoires qui vendent les tests qu'ils comparent, et ils portent sur des chats dont les selles ont été envoyées, plus souvent malades que la population [26, 53, 258, 274]. Côté diagnostic, la plupart des évaluations de tests récentes sont signées ou financées par leur fabricant [79, 257, 165, 80]. Côté traitement, le seul essai randomisé en double insu du métronidazole est canin, conduit par les salariés du titulaire, sur un critère de réduction de charge moyenne plutôt que sur une proportion de chiens négatifs, et 21 chiens inclus en ont été retirés a posteriori [264]. L'essai de l'association fébantel-pyrantel-praziquantel chez le chaton était financé par son fabricant [17]. Les recommandations elles-mêmes sont soutenues par des fabricants de médicaments et de tests (voir § 1). Les données qui ne passent pas par une revue indexée se perdent : la seule étude de refuge qui prélève ses chats chaque mois pendant leur séjour n'a jamais été publiée en article [177], la plus grande étude européenne de collectivités félines est une thèse [175], et la méta-analyse de Bouzid, limitée aux articles en texte intégral publiés depuis 2001, ne contient aucune des thèses françaises [19]. Le ton des résumés penche vers le positif : la thèse de Decock dit le métronidazole efficace quand ses tableaux montrent une repositivation générale [241], et l'essai de 2026 juge l'oméprazole « promising » alors que le test global n'est significatif à aucun des deux contrôles [107].
Des sources qui se contredisent elles-mêmes
Ces incohérences sont exposées telles quelles, et les chiffres de la revue sont ceux du texte lu, avec la réserve. Elles ne disqualifient pas les sources, mais imposent de lire leurs chiffres avec prudence.
Source
Ce qui ne concorde pas
Réf.
Henry et Huck, thèse de 2017
« aucune différence significative » assortie de p = 0,014 ; citation de la thèse de 2006 à 51,6 % au lieu de 51,0 %
1 579 chats annoncés, 615 et 994 dans les sous-groupes, soit 1 609 ; 81 chats positifs au tableau 1 (48 + 33), 82 au tableau 2 ; densité de la solution de flottation de 1,32 dans le résumé, de 1,24 dans les Méthodes
un kyste qui libère « two trophozoites », contre quatre dans les revues de biologie ; infection « usually » clinique et « mostly » subclinique dans la même section
effets indésirables du secnidazole chez le chat absents du résumé de la seule étude féline citée ; porteur à assemblage zoonotique à traiter, mais chats non traités pour prévenir la zoonose
ammoniums quaternaires efficaces mais non recommandés ; fenbendazole appelé « imidazole » ; Giardia dit « coccidian flagellate » depuis 2013 ; phrase sur l'endoscopie dont la référence change en 2015
Établi. Les assemblages F et A dominent chez le chat à l'échelle mondiale, dans des proportions que le lieu, le locus et la charge parasitaire font varier [18, 43, 61]. Toute prévalence féline dépend de sa méthode et de sa population, comme de l'âge des chats [19] : sur les mêmes selles, l'antigène trouve près de quatre fois plus de positifs que la flottation [26]. Aucun facteur de risque n'est aussi régulier que le jeune âge [19, 26]. Nombreux sont les chats qui excrètent sans signe, si bien qu'un positif chez un chat diarrhéique n'en établit pas la cause [5, 3]. En droit, le métronidazole porte seul en France une indication féline contre Giardia, et le nitazoxanide est exclu chez l'animal dans l'Union [100, 114]. La neurotoxicité du métronidazole est documentée chez le chat, sans fréquence calculable [123, 124].
Débattu. Le pouvoir pathogène divise. L'ESCCAP a dit l'infection « most often » asymptomatique en 2011 puis « usually » clinique en 2025, quand l'ABCD juge depuis 2013 son rôle diarrhéique « not clear » [187, 23, 3, 4]. Le sort du porteur sans signe a basculé plusieurs fois, du traitement de tout le foyer en Suisse en 2015 à l'abstention européenne de 2020, puis aux exceptions zoonotiques de l'ESCCAP en 2025 et du CAPC en 2026 [86, 24, 98, 23, 1]. Le rang du métronidazole oppose le guide européen de 2025, qui le place en second, à la fiche française comme à l'ABCD [23, 91, 4]. Ont aussi bougé sans étude nouvelle le délai et la méthode du contrôle, les ammoniums quaternaires, le bain, la réduction des glucides [22, 23, 24, 1]. Faible pour toutes les sociétés, le risque humain change de mots d'une version à l'autre, sans accord sur l'assemblage dominant en Europe [23, 74, 192, 4, 43]. Suspectée chez le chien, la résistance au fenbendazole n'y a jamais été prouvée [137, 140].
Sans réponse. Les données disponibles ne disent pas avec sûreté combien de temps un chat naturellement infecté excrète sans traitement : une seule série de 1984, connue par son résumé, situe l'élimination quatre à cinq semaines après l'exposition [8, 16, 23]. Qu'un porteur traité cesse de contaminer ses congénères ou son entourage reste une supposition. Aucun taux de guérison ne se compare à un autre, chaque étude ayant son critère, sa méthode de détection et sa date de contrôle [107, 106, 112]. On ignore combien de temps l'antigène et l'ADN restent détectables une fois le chat guéri [93, 2], combien de selles négatives suffiraient à le déclarer indemne, ce que valent les tests rapides hors des études de leurs fabricants [79, 81]. La résistance de Giardia chez le chat n'a jamais été mesurée. Son microbiote sous métronidazole non plus. Le poids de l'assemblage F en santé humaine, connu par une quinzaine de cas sans dénominateur, échappe à toute estimation [61, 36].
À étudier. En tête vient un essai félin randomisé, en insu, dont le critère de succès et la date du contrôle seraient arrêtés avant l'inclusion. Le même schéma, appliqué au porteur sans signe, dirait si le traiter protège ses congénères et son foyer. Suivre sans traitement des chats naturellement infectés, en génotypant chaque prélèvement, montrerait la durée naturelle de l'excrétion et séparerait la réinfection de la persistance. La lacune française la plus nette appelle une prévalence par méthode sensible, du foyer au refuge, avec un génotypage multilocus des isolats. Trancher la question zoonotique supposerait de séquencer l'assemblage F en entier et de génotyper au sous-type les chats et les humains d'un même foyer. Une cinétique de l'antigène après guérison et une évaluation indépendante des tests rapides, ceux des propriétaires compris, serviraient le diagnostic. Les désinfectants gagneraient à être éprouvés sur des kystes félins et des surfaces souillées plutôt que sur des kystes de G. muris en eau claire, avec une courbe de survie sur une surface sèche de maison et une étude du bain et du pelage du chat. Restent enfin sans aucune donnée féline la chatte gestante et le très jeune chaton, l'alimentation et les probiotiques, et le lien entre Giardia et les entéropathies chroniques du chat avec leurs marqueurs, cobalamine et folates [28].
15. Annexe : tableaux récapitulatifs
Abréviations des colonnes d'accès : TI, texte intégral ; LP, lecture partielle du texte intégral ; R, résumé seul ; T, titre seul ; C, connu par une source qui le cite. Méthodes : MIC, microscopie (frottis, flottation, sédimentation) ; Ag, antigène fécal (ELISA ou test rapide) ; IFD, immunofluorescence directe. « Notre calcul » signale un effectif ou un pourcentage reconstitué à partir des chiffres publiés.
Prévalences publiées chez le chat
Une sélection par continent et par méthode, tirée des volets EP et BI : chaque ligne dépend de sa méthode, de sa population, de l'âge des chats et du nombre de selles examinées, et les séries ne se comparent pas entre elles. Les lignes d'une même étude montrent, quand elles existent, l'effet de la méthode ou de la population sur les mêmes animaux.
Zone ou pays
Années
Population
n
k
%
Méthode
Accès
Réf.
Monde (méta-analyse, articles publiés depuis 2001, deux bases)
avant 2015
68 articles félins
248 195 échantillons
5 807
2,3 brut ; 12 poolé (IC 95 % 9,2-15,3), I² 99,3 %
toutes ; Ag, IFD, PCR de 2,6 à 3,7 fois la microscopie
Les proportions dépendent du locus génotypé, du nombre de loci, de la charge parasitaire (les faibles charges ne se typent pas) et de la population. Un résultat à un seul locus ne prouve pas qu'un chat porte un parasite humain. Les séries ne se comparent pas entre elles.
Lieu
n génotypés
F
A
B
C ou D
Autres, mixtes, discordances
Loci
Accès
Réf.
Monde (méta-analyse des génotypes, avant novembre 2015)
Aucun étalon absolu n'existe : chaque sensibilité se lit contre l'étalon de sa ligne, dans sa population, et une ligne sans étalon donne un accord, pas une sensibilité. L'unité est le chat sauf mention. Les lignes ne se comparent pas d'une étude à l'autre.
Méthode
Étude
Pays, année
n et population
Étalon
Sensibilité (k/n)
Spécificité (k/n)
Limite majeure
Accès
Réf.
Flottation centrifugée au sulfate de zinc
Saleh
États-Unis, 2019
127 chats, 40 positifs en IFD
IFD
37/40 (92,5 %)
86/87 (98,9 %)
recrutement sur le résultat de la flottation ; financement d'un fabricant de tests
Aucune dose, aucune fréquence ni durée de traitement n'est reproduite : elles diffèrent d'une étude à l'autre et figurent dans les sources. Un « succès » est, sauf mention, une proportion d'animaux sans kystes détectés au contrôle indiqué. Critères, délais et méthodes de détection varient, si bien qu'aucune ligne ne se compare à une autre. Le chat n'a fait l'objet d'aucun essai randomisé en double insu.
Traitement
Étude
Pays
Modèle
Plan
n traités (témoins)
Critère
Résultat
Contrôle
Financement relevé
Accès
Réf.
Chat
Métronidazole
Kirkpatrick et Farrell, 1984
États-Unis
infections naturelles et provoquées
série
4 selon une source qui la cite
kystes, signes
« eliminated » ; 4/4 selon cette source
suivi de quatre à cinq semaines selon cette source
Fébantel-pyrantel-praziquantel, avec ou sans bain et cage propre
Payne, 2002
États-Unis
infection naturelle
avant-après en trois phases
6 ; 6 ; 4 et 5
kystes, antigène
rechute de tous les chiens de la phase 1 ; avec bain et cage propre, 5/6 sans excrétion (le sixième au seul 17e jour), puis 2/4 et 4/5 sans kystes ni antigène selon la durée du traitement
D'après l'Index des médicaments vétérinaires de l'ANSES-ANMV mis à jour le 21 octobre 2026 et la base publique des médicaments humains du 29 septembre 2026. Une autorisation dit ce qui est permis, pour quelle espèce et quelle indication, pas ce qui est démontré. Les spécialités sont nommées sans leur dosage.
Substance
Spécialités
Espèces cibles
Indication
Giardia cité
Chat espèce cible
Réf.
Métronidazole
Metrobactin, Metrocare, Metronidavet, Metrotab, Metrovis (comprimés ; dix spécialités félines au total, la plus ancienne AMM en vigueur datée du 15 octobre 2015)
chiens et chats
infections gastro-intestinales dues à Giardia spp. et Clostridium spp. ; infections à anaérobies stricts de l'appareil urogénital, de la cavité buccale, de la gorge et de la peau
Statuts réglementaires comparés (registres lus le 21 octobre 2026)
Ce tableau dit ce que chaque registre autorise, pas ce qui est efficace. « Contre Giardia » désigne une spécialité dont le RCP ou l'étiquette lus citent Giardia pour l'espèce indiquée, et « non lu » signale un registre ou un document resté fermé.
Pays
Registre
Contre Giardia chez le chat
Contre Giardia chez le chien
Fenbendazole avec le chat pour espèce cible
Vaccin
Réf.
France
Index ANSES-ANMV
métronidazole, dix spécialités en comprimés, depuis 2015
Les cas cliniques et les séries de centres de référence n'ont pas de dénominateur : ils montrent qu'un effet existe, pas sa fréquence. Les données canines sont des comparateurs, et les fréquences des RCP, issues d'une pharmacovigilance déclarative, ne figurent pas ici.
Chaque numéro entre crochets dans le texte renvoie à l'une de ces 576 sources. Nous indiquons pour chacune si nous l'avons lue en entier ou seulement en résumé.
1Companion Animal Parasite Council (CAPC). Giardia ; Dog et Cat guidelines, page web « Last updated: Aug 3, 2026 ». capcvet.org/guidelines/giardia/ Accès : texte intégral (page du 3 août 2026, comparée mot à mot à la version de février 2025)
2Center for Food Security and Public Health. Giardiasis. Fiche technique, Iowa State University College of Veterinary Medicine, « Last Updated: December 2012 » (12 p.) Accès : lecture partielle (Clinical Signs, Diagnostic Tests, Treatment)
3Gruffydd-Jones T, Addie D, Belák S, Boucraut-Baralon C, Egberink H, Frymus T, et al. Giardiasis in cats: ABCD guidelines on prevention and management. J Feline Med Surg 2013;15(7):650-2. doi:10.1177/1098612X13489232. PMID 23813834. PMCID PMC11148947 ; et la page web de l'ancien site, abcd-vets.org/Guidelines/Pages/EN/Protozoal/enteric/infections/Giardiasis.aspx (captures du 3 juil. 2013 au 10 mars 2015) Accès : texte intégral (par DX et TP) ; page web archivée : sommaire seulement relu
4European Advisory Board on Cat Diseases (ABCD). Guideline for Giardiasis (mise à jour par C. Boucraut-Baralon et coll.), page « Published: 01/01/2013 ; Last updated: 05/05/2025 », abcdcatsvets.org/guideline-for-giardiasis/ Accès : texte intégral (page du 5 mai 2025, comparée mot à mot à la version du 24 mai 2024)
5Tzannes S, Batchelor DJ, Graham PA, Pinchbeck GL, Wastling J, German AJ. Prevalence of Cryptosporidium, Giardia and Isospora species infections in pet cats with clinical signs of gastrointestinal disease. J Feline Med Surg 2008;10(1):1-8. doi:10.1016/j.jfms.2007.05.006. PMID 17706446. PMCID PMC10911146 Accès : texte intégral (page PMC publique)
6Kurnosova OP, Panova OA, Arisov MV. Prevalence of Giardia duodenalis in dogs and cats: Age-related predisposition, symptomatic, and asymptomatic cyst shedding. Vet World 2024;17(2):379-383. doi:10.14202/vetworld.2024.379-383. PMID 38595671. PMCID PMC11000481 Accès : lecture partielle du texte intégral (Méthodes, tableau 2, Discussion)
7Kirkpatrick CE, Farrell JP. Feline giardiasis: observations on natural and induced infections. Am J Vet Res 1984;45(10):2182-2188. PMID 6497121 (pas de DOI) Accès : résumé seul
8Belosevic M, Faubert GM, Guy R, MacLean JD. Observations on natural and experimental infections with Giardia isolated from cats. Can J Comp Med 1984;48(3):241-4. (pas de DOI). PMID 6478295. PMCID PMC1236053 Accès : résumé seul (page PMC : images scannées)
9Vasilopulos RJ, Mackin AJ, Rickard LG, Pharr GT, Huston CL. Prevalence and factors associated with fecal shedding of Giardia spp. in domestic cats. J Am Anim Hosp Assoc 2006;42(6):424-9. doi:10.5326/0420424. PMID 17088388 Accès : résumé seul
10Barutzki D, Schaper R. Age-dependant prevalence of endoparasites in young dogs and cats up to one year of age. Parasitol Res 2013;112 Suppl 1:119-131. doi:10.1007/s00436-013-3286-6. PMID 23779224 Accès : résumé seul
11Olson ME, Morck DW, Ceri H. The efficacy of a Giardia lamblia vaccine in kittens. Can J Vet Res 1996;60(4):249-56. (pas de DOI). PMID 8904660. PMCID PMC1263845 Accès : résumé seul (page PMC scannée)
12Bissett SA, Gowan RA, O'Brien CR, Stone MR, Gookin JL. Feline diarrhoea associated with Tritrichomonas cf. foetus and Giardia co-infection in an Australian cattery. Aust Vet J 2008;86(11):440-3. doi:10.1111/j.1751-0813.2008.00356.x. PMID 18959533 Accès : résumé seul
13Weissenböck H, Ondrovics M, Gurtner S, Schiessl P, Mostegl MM, Richter B. Development of a chromogenic in situ hybridization for Giardia duodenalis and its application in canine, feline, and porcine intestinal tissues samples. J Vet Diagn Invest 2011;23(3):486-491. doi:10.1177/1040638711404151. PMID 21908276. PMCID PMC3173878 Accès : texte intégral (efetch db=pmc)
14Aoki LRS, de Souza Rodrigues F, Aoki GCJS, Nino LM, Pyles MS, Dos Santos Pinto M, et al. High prevalence of Giardia spp. in cats without diarrhea and agreement between diagnostic techniques in the municipality of Londrina, Paraná, Brazil. Vet Res Commun 2026;50(5):467. doi:10.1007/s11259-026-11409-8. PMID 42474547. PMCID PMC13384987 Accès : texte intégral (Europe PMC XML ; annexes non lues)
15Fayer R, Santín M, Trout JM, Dubey JP. Detection of Cryptosporidium felis and Giardia duodenalis Assemblage F in a cat colony. Vet Parasitol 2006;140(1-2):44-53. doi:10.1016/j.vetpar.2006.03.005. PMID 16621289 Accès : résumé seul
16Stein JE, Radecki SV, Lappin MR. Efficacy of Giardia vaccination in the treatment of giardiasis in cats. J Am Vet Med Assoc 2003;222(11):1548-1551. doi:10.2460/javma.2003.222.1548. PMID 12784960 Accès : résumé seul
17Scorza AV, Radecki SV, Lappin MR. Efficacy of a combination of febantel, pyrantel, and praziquantel for the treatment of kittens experimentally infected with Giardia species. J Feline Med Surg 2006;8(1):7-13. doi:10.1016/j.jfms.2005.04.004. PMID 16011902. PMCID PMC10832941 Accès : texte intégral (page PMC publique)
18Sun J, Qin Z, Fu Y, Qin H, Sun M, Dong H, Chao L, Zhang L, et al. (9 auteurs). Assessment of potential zoonotic transmission of Giardia duodenalis from dogs and cats. One Health 2023;17:100651. doi:10.1016/j.onehlt.2023.100651. PMID 38116451. PMCID PMC10728314 Accès : lecture partielle du texte intégral (résumé ; « Molecular epidemiology in cats » ; tableaux 5 et 6)
19Bouzid M, Halai K, Jeffreys D, Hunter PR. The prevalence of Giardia infection in dogs and cats, a systematic review and meta-analysis of prevalence studies from stool samples. Vet Parasitol 2015;207(3-4):181-202. doi:10.1016/j.vetpar.2014.12.011. PMID 25583357 Accès : texte intégral (article en accès ouvert, licence CC BY-NC-ND)
20Sabshin SJ, Levy JK, Tupler T, Tucker SJ, Greiner EC, Leutenegger CM. Enteropathogens identified in cats entering a Florida animal shelter with normal feces or diarrhea. J Am Vet Med Assoc 2012;241(3):331-7. doi:10.2460/javma.241.3.331. PMID 22812469 Accès : résumé seul
21Andersen LA, Levy JK, McManus CM, McGorray SP, Leutenegger CM, Piccione J, et al. Prevalence of enteropathogens in cats with and without diarrhea in four different management models for unowned cats in the southeast United States. Vet J 2018;236:49-55. doi:10.1016/j.tvjl.2018.04.008. PMID 29871750. PMCID PMC7110508 Accès : lecture partielle du texte intégral (Méthodes, tableau 2, Discussion)
22ESCCAP. Control of Intestinal Protozoa in Dogs and Cats. ESCCAP Guideline 06, Second Edition – February 2018. ISBN 978-1-907259-53-1 ; fichier « 0701_ESCCAP_Guideline_GL6_v7_1p.pdf », créé le 10 janv. 2019 ; page archivée : web.archive.org (capture de esccap.org/uploads/docs/xnqpgri2_0701_ESCCAP_Guideline_GL6_v7_1p.pdf) Accès : texte intégral (§2.1)
23ESCCAP. Control of Intestinal Protozoa in Dogs and Cats. ESCCAP Guideline 06, Third Edition – March 2025. ISBN 978-1-913757-63-2 ; esccap.org/uploads/docs/82qb4jhx_1477_ESCCAP_GL6_Update_v3_1p.pdf (créé le 24 mars 2025) Accès : texte intégral (§Introduction, §2.1)
25Gates MC, Nolan TJ. Endoparasite prevalence and recurrence across different age groups of dogs and cats. Vet Parasitol 2009;166(1-2):153-158. doi:10.1016/j.vetpar.2009.07.041. PMID 19709815. PMCID PMC2783654 Accès : lecture partielle du texte intégral par l'outil de lecture web (phrases demandées mot pour mot ; page PMC brute en reCAPTCHA, non contournée)
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31Bhetwal A, Stenlund E, Svärd SG. Pathogenicity and virulence of Giardia intestinalis. Virulence 2026;17(1):2745308. doi:10.1080/21505594.2026.2745308. PMID 42836554. PMCID PMC13671459 Accès : lecture partielle du texte intégral (« Biology, life cycle and intestinal colonization » ; « Host-parasite interplay » : adhésion, barrière, apoptose, bordure en brosse, malabsorption, microbiote, motilité)
32DRONTAL CHAT (embonate de pyrantel, praziquantel ; sans fébantel). Vetoquinol S.A. FR/V/0272772 1/1996, du 08/07/1996. RCP mis à jour le 07/10/2025. Et DRONTAL CHAT DUO, FR/V/3593150 8/2013 (mêmes substances, liste de l'Index) Accès : texte intégral (rubriques 3.1-3.7, 4.2, 9)
33ANSES-ANMV. Index des médicaments vétérinaires autorisés en France (iRCP), www.ircp.anmv.anses.fr, page d'accueil « Dernière mise à jour le 21/10/2026 ». Recherche avancée du 21 oct. 2026 : texte dans les RCP (« giardia », « giardiose », « lamblia », « duodenalis », « intestinalis », « protozo ») sur les deux formats de RCP (« Reg 2019/6 » et « Dir 2001/82 »), médicaments chimiques puis immunologiques ; recherche par substance active (18 substances) ; recherche par nom (DRONTAL, PANACUR, STOMORGYL). Accès : texte intégral des pages de résultats
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35Anses. Avis relatif à la mise à jour des fiches de description de danger biologique transmissible par les aliments (saisine n° 2016-SA-0078 ; saisine liée n° 2010-SA-0230), Maisons-Alfort, 26 mai 2021, et annexe : Fiche de description de danger biologique transmissible par les aliments : Giardia duodenalis, mise à jour juillet 2020 (6 p.) Accès : texte intégral (fiche mise à jour en juillet 2020 et publiée avec l'avis du 26 mai 2021, comparée phrase à phrase à la fiche de janvier 2011)
36Feng Y, Xiao L. Zoonotic potential and molecular epidemiology of Giardia species and giardiasis. Clin Microbiol Rev 2011;24(1):110-40. doi:10.1128/CMR.00033-10. PMID 21233509. PMCID PMC3021202 Accès : lecture partielle du texte intégral (« Prevalence » chez le chat ; « Giardia taxonomy » et tableau 5 ; « G. duodenalis assemblages » ; « Epidemiologic / Genetic evidence for zoonotic transmissions » ; « Companion animals »)
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61Barbosa AD, Egan S, Feng Y, Xiao L, Ryan U. Cryptosporidium and Giardia in cats and dogs: What is the real zoonotic risk?. Curr Res Parasitol Vector Borne Dis 2023;4:100158. doi:10.1016/j.crpvbd.2023.100158. PMID 38089689. PMCID PMC10714218 Accès : lecture partielle du texte intégral (résumé ; §prévalence et assemblages ; §excrétion ; §risque zoonotique ; tableau 3)
62Pipiková J, Papajová I, Majláthová V, Šoltys J, Bystrianska J, Schusterová I, et al. First report on Giardia duodenalis assemblage F in Slovakian children living in poor environmental conditions. J Microbiol Immunol Infect 2020;53(1):148-156. doi:10.1016/j.jmii.2018.04.007. PMID 29907537 Accès : résumé seul
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64de Lucio A, Bailo B, Aguilera M, Cardona GA, Fernández-Crespo JC, Carmena D. No molecular epidemiological evidence supporting household transmission of zoonotic Giardia duodenalis and Cryptosporidium spp. from pet dogs and cats in the province of Álava, Northern Spain. Acta Trop 2017;170:48-56. doi:10.1016/j.actatropica.2017.02.024. PMID 28235458 Accès : résumé seul
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151Addie DD, Boucraut-Baralon C, Egberink H, Frymus T, Gruffydd-Jones T, Hartmann K, et al. Disinfectant choices in veterinary practices, shelters and households: ABCD guidelines on safe and effective disinfection for feline environments. J Feline Med Surg 2015;17(7):594-605. doi:10.1177/1098612X15588450. PMID 26101311. PMCID PMC11148928. Accès : texte intégral (outil de lecture web, 100 000 caractères sur 104 843 : fin des références non lue)
152Santé Canada. Réduisez votre risque associé aux gaz toxiques : ne mélangez jamais de javellisant avec d'autres produits nettoyants. Avis public, Rappels et avis de sécurité, dernière mise à jour 2021. https://recalls-rappels.canada.ca/fr/avis-rappel/reduisez-votre-risque-associe-gaz-toxiques-ne-melangez-jamais-javellisant-avec-autres (pas de PMID ; la page porte deux dates contradictoires, « dernière mise à jour 2021-02-08 » et « publication originale 2021-12-06 ») Accès : texte lu (outil de lecture web)
153Sauch JF, Flanigan D, Galvin ML, Berman D, Jakubowski W. Propidium iodide as an indicator of Giardia cyst viability. Appl Environ Microbiol 1991;57(11):3243-3247. doi:10.1128/aem.57.11.3243-3247.1991. PMID 1723585. PMCID PMC183955 Accès : résumé seul
154Bates N, Edwards N. Benzalkonium chloride exposure in cats: a retrospective analysis of 245 cases reported to the Veterinary Poisons Information Service (VPIS). Vet Rec 2015;176(9):229. doi:10.1136/vr.102653. PMID 25217381 Accès : résumé seul
155Rubini S, Rubini R, Bertocchi S, Zordan S, Magri A, Barsi F, et al.. A case of severe benzalkonium chloride intoxication in a cat. Acta Vet Scand 2024;66(1):18. doi:10.1186/s13028-024-00737-x. PMID 38622748. PMCID PMC11020912 Accès : résumé seul (déposé sur PMC, non lu)
156Court MH, Greenblatt DJ. Molecular genetic basis for deficient acetaminophen glucuronidation by cats: UGT1A6 is a pseudogene, and evidence for reduced diversity of expressed hepatic UGT1A isoforms. Pharmacogenetics 2000;10(4):355-69. doi:10.1097/00008571-200006000-00009. PMID 10862526 Accès : résumé seul
157Shrestha B, Reed JM, Starks PT, Kaufman GE, Goldstone JV, Roelke ME, et al.. Evolution of a major drug metabolizing enzyme defect in the domestic cat and other felidae: phylogenetic timing and the role of hypercarnivory. PLoS One 2011;6(3):e18046. doi:10.1371/journal.pone.0018046. PMID 21464924. PMCID PMC3065456 Accès : résumé seul (déposé sur PMC, non lu)
158Ongerth JE, Johnson RL, Macdonald SC, Frost F, Stibbs HH. Back-country water treatment to prevent giardiasis. Am J Public Health 1989;79(12):1633-1637. doi:10.2105/ajph.79.12.1633. PMID 2817191. PMCID PMC1349767 Accès : résumé seul
159Mtapuri-Zinyowera S, Midzi N, Muchaneta-Kubara CE, Simbini T, Mduluza T. Impact of solar radiation in disinfecting drinking water contaminated with Giardia duodenalis and Entamoeba histolytica/dispar at a point-of-use water treatment. J Appl Microbiol 2009;106(3):847-852. doi:10.1111/j.1365-2672.2008.04054.x. PMID 19191972 Accès : résumé seul
160Dubey JP. Intestinal protozoa infections. Vet Clin North Am Small Anim Pract 1993;23(1):37-55. doi:10.1016/s0195-5616(93)50003-7. PMID 8421888 Accès : résumé seul
161Kanski S, Busch K, Hailmann R, Weber K. Performance of the Vetscan Imagyst in point-of-care detection of Giardia duodenalis in canine fecal samples. J Vet Diagn Invest 2025;37(1):63-70. doi:10.1177/10406387241279177. PMID 39267440. PMCID PMC11559838 Accès : texte intégral (PDF du dépôt LMU) ; la revue de 2023 y est reproduite en entier et a été lue (chapitre II)
162Costa AO, Thomaz-Soccol V, Paulino RC, Alcântara de Castro E. Effect of vinegar on the viability of Giardia duodenalis cysts. Int J Food Microbiol 2009;128(3):510-512. doi:10.1016/j.ijfoodmicro.2008.10.001. PMID 18986724 Accès : résumé seul
163Ash A, Lymbery A, Godfrey S, Shiel R, Paul A. Substrate type and age are risk factors for gastrointestinal parasitism in greyhound kennels. Vet Parasitol 2019;265:7-14. doi:10.1016/j.vetpar.2018.11.013. PMID 30638523 Accès : résumé seul
164Fiechter R, Deplazes P, Schnyder M. Control of Giardia infections with ronidazole and intensive hygiene management in a dog kennel. Vet Parasitol 2012;187(1-2):93-98. doi:10.1016/j.vetpar.2011.12.023. PMID 22240238 Accès : résumé seul
165Meggiolaro MN, Roeber F, Kobylski V, Higgins DP, Šlapeta J. Comparison of multiplexed-tandem real-time PCR panel with reference real-time PCR molecular diagnostic assays for detection of Giardia intestinalis and Tritrichomonas foetus in cats. Vet Parasitol 2019;266:12-17. doi:10.1016/j.vetpar.2018.12.009. PMID 30736943. PMCID PMC7115774 Accès : texte intégral (Europe PMC XML)
166Kuehner KA, Marks SL, Kass PH, Sauter-Louis C, Grahn RA, Barutzki D, et al. Tritrichomonas foetus infection in purebred cats in Germany: prevalence of clinical signs and the role of co-infection with other enteroparasites. J Feline Med Surg 2011;13(4):251-8. doi:10.1016/j.jfms.2010.12.002. PMID 21288749. PMCID PMC10832821 ; article repris au chapitre III de la thèse de Kühner KA, LMU München, 2012 (edoc.ub.uni-muenchen.de/14021) Accès : lecture partielle du texte intégral de l'article (page PMC) ; thèse téléchargée, non relue
167Bell ET, Gowan RA, Lingard AE, McCoy RJ, Slapeta J, Malik R. Naturally occurring Tritrichomonas foetus infections in Australian cats: 38 cases. J Feline Med Surg 2010;12(12):889-98. doi:10.1016/j.jfms.2010.06.003. PMID 20817588. PMCID PMC11135540 Accès : résumé seul (texte intégral récupéré, non lu au-delà)
168Walden HS, Dykstra C, Dillon A, Rodning S, Givens D, Bird R, et al. A new species of Tritrichomonas (Sarcomastigophora: Trichomonida) from the domestic cat (Felis catus). Parasitol Res 2013;112(6):2227-35. doi:10.1007/s00436-013-3381-8. PMID 23525691 Accès : résumé seul
169Tolbert MK, Gookin J. Tritrichomonas foetus: a new agent of feline diarrhea. Compend Contin Educ Vet 2009;31(8):374-81, 390; quiz 381. (pas de DOI). PMID 19866444 Accès : résumé seul
170Bastos BF, Almeida FM, Brener B. What is known about Tritrichomonas foetus infection in cats?. Rev Bras Parasitol Vet 2019;28(1):1-11. doi:10.1590/S1984-29612019005. PMID 30892464 Accès : résumé seul
171Morelli S, Di Cesare A, Traversa D, Astuti C, Lallone I, Tsokana CN, et al. Occurrence of Cystoisospora spp. and other intestinal parasites in dogs and cats with diarrhea. Vet Parasitol 2025;338:110546. doi:10.1016/j.vetpar.2025.110546. PMID 40690864 Accès : résumé seul
172Ballweber LR, Panuska C, Huston CL, Vasilopulos R, Pharr GT, Mackin A. Prevalence of and risk factors associated with shedding of Cryptosporidium felis in domestic cats of Mississippi and Alabama. Vet Parasitol 2009;160(3-4):306-10. doi:10.1016/j.vetpar.2008.11.018. PMID 19117680 Accès : résumé seul
173Fruchter B, Kuzi S, Pe'er O, Ofri R, Sebbag L. Clinicopathological findings in cats with haws syndrome. Vet Rec 2024;195(10):e4646. doi:10.1002/vetr.4646. PMID 39267365 Accès : résumé seul
174Fruchter B, Kuzi S, Soueid Y, Pe'er O, Ofri R, Sebbag L. Management of Haws Syndrome in Cats With Gastrointestinal Diet: A Case Series. Vet Ophthalmol 2026;29(2):e70097. doi:10.1111/vop.70097. PMID 41152147. PMCID PMC12966629 Accès : texte intégral (Europe PMC XML)
175Blasco Suñé X. Parasitosis en colectivos felinos: análisis de factores de riesgo. Tesis doctoral, Universitat Autònoma de Barcelona, septembre 2018, dir. A.M. Ortuño, 200 p. hdl:10803/666007 (ddd.uab.cat/record/203678 ; licence Creative Commons) Accès : lecture partielle du texte intégral (résumé, Résultats §4, tableaux 7-8, génotypage, Discussion relus)
176Ito Y, Itoh N, Kimura Y, Kanai K. Prevalence of intestinal parasites in breeding cattery cats in Japan. J Feline Med Surg 2016;18(10):834-7. doi:10.1177/1098612X15597023. PMID 26208865. PMCID PMC11112212 Accès : lecture partielle du texte intégral (Results, tableau 2, Discussion)
177Janeczko SD. Prevalence of, risk factors for, and zoonotic potential of Giardia spp. infection in cats housed in an animal shelter. Master of Science thesis, Cornell University, mai 2009, 78 p. hdl:1813/13592 (eCommons) Accès : lecture partielle du texte intégral (dépôt de l'université Cornell ; relus : résumé, résultats, tableaux 1 à 6) ; aucun article publié n'en est issu d'après PubMed, qui ne donne que la revue de Janeczko et Griffin (2010)
178Code rural et de la pêche maritime, partie réglementaire, livre II, titre I, chapitre III, section 1 « Les vices rédhibitoires », articles R213-1 et R213-2 ; R213-2 créé par le décret n° 2003-768 du 1er août 2003, en vigueur depuis le 7 août 2003. Légifrance, LEGISCTA000006168826, version en vigueur au 21 oct. 2026. https://www.legifrance.gouv.fr/codes/section_lc/LEGITEXT000006071367/LEGISCTA000006168826/ Accès : texte lu (outil de lecture web ; liste féline recopiée mot pour mot)
179Kirkpatrick CE, Green GA. Susceptibility of domestic cats to infections with Giardia lamblia cysts and trophozoites from human sources. J Clin Microbiol 1985;21(5):678-680. doi:10.1128/jcm.21.5.678-680.1985. PMID 3998096. PMCID PMC271756 Accès : résumé seul (page PMC : images scannées)
180Woo PT, Paterson WB. Giardia lamblia in children in day-care centres in southern Ontario, Canada, and susceptibility of animals to G. lamblia. Trans R Soc Trop Med Hyg 1986;80(1):56-59. doi:10.1016/0035-9203(86)90195-1. PMID 3726998 Accès : résumé seul
181Thompson RC, Meloni BP, Lymbery AJ. Humans and cats have genetically-identical forms of Giardia: evidence of a zoonotic relationship. Med J Aust 1988;148(4):207-9. (pas de DOI). PMID 3340050 Accès : titre seul (pas de résumé)
182Meloni BP, Lymbery AJ, Thompson RC. Isoenzyme electrophoresis of 30 isolates of Giardia from humans and felines. Am J Trop Med Hyg 1988;38(1):65-73. doi:10.4269/ajtmh.1988.38.65. PMID 3341523 Accès : résumé seul (deux phrases)
183Monis PT, Andrews RH, Mayrhofer G, Ey PL. Genetic diversity within the morphological species Giardia intestinalis and its relationship to host origin. Infect Genet Evol 2003;3(1):29-38. doi:10.1016/s1567-1348(02)00149-1. PMID 12797970 Accès : résumé seul
184Brown RR, Elston TH, Evans L, Glaser C, Gulledge ML, Jarboe L, et al. Feline zoonoses guidelines from the American Association of Feline Practitioners. J Feline Med Surg 2005;7(4):243-74. doi:10.1016/j.jfms.2004.11.001. PMID 16130211. PMCID PMC10822331. Accès : lecture partielle du texte intégral (page PMC publique, sans captcha le 21 oct. 2026 ; passages Giardia)
186Anses. Fiche de description de danger biologique transmissible par les aliments : Giardia duodenalis, « Janvier 2011 » (saisine 2010-SA-0230 ; PDF de 3 p., créé le 13 janv. 2012), anses.fr/fr/system/files/MIC2010sa0230Fi.pdf (HTTP 404 en octobre 2026) ; page archivée : web.archive.org/web/20180426144243/https://www.anses.fr/fr/system/files/MIC2010sa0230Fi.pdf (identique à la capture du 19 juin 2024) Accès : texte intégral (page archivée)
188Bietrix J, Moriceau MA, Laurentie S. Neuro-toxicité induite par le métronidazole chez le chien. Comité de suivi du médicament vétérinaire et département pharmacovigilance de l'Anses-ANMV ; « version auteur » hébergée par anses.fr (PDF de 8 p., créé le 6 sept. 2021 ; revue de publication non indiquée dans le fichier) Accès : lecture partielle du texte intégral (résumé, introduction, partie « Utilisation et disponibilité actuelle »)
189ABCD. Giardiasis, abcdcatsvets.org/giardiasis/, « Edited October 31, 2015 » (« this update has been compiled by Corine Boucraut-Baralon ») ; page archivée : web.archive.org/web/20151107043004/http://www.abcdcatsvets.org:80/giardiasis/ Accès : page archivée lue (texte intégral de la recommandation)
190CAPC. Giardia for Cat, page « guidelines/giardia/ », onglet Chat « Last updated: 2017-06-23 » (premier onglet propre au chat) ; page archivée : web.archive.org/web/20171127040336/https://www.capcvet.org/guidelines/giardia/ Accès : page archivée lue ; onglet Chat comparé mot à mot à la version suivante
191METROVIS … COMPRIMES POUR CHIENS ET CHATS (deux dosages) et METROVIS … COMPRIMES POUR CHIENS (un dosage). Industrial Veterinaria S.A. FR/V/7713509 8/2019, FR/V/9771603 1/2019 (chiens et chats) ; FR/V/6220362 3/2019 (chiens), du 23/05/2019, DCP. RCP mis à jour le 06/02/2026 Accès : texte intégral (rubriques 3.1-3.11, 9)
192Lappin MR, Elston T, Evans L, Glaser C, Jarboe L, Karczmar P, et al. 2019 AAFP Feline Zoonoses Guidelines. J Feline Med Surg 2019;21(11):1008-1021. doi:10.1177/1098612X19880436. PMID 31613173. PMCID PMC10814210. (en ligne le 2019-10-15) Accès : lecture partielle du texte intégral (page PMC publique ; passages Giardia)
193ABCD. Giardia infection in cats. Fact sheet (anglais), juin 2020 (fichier « FS_Giardia_June-2020.pdf », créé le 7 juil. 2020) ; page archivée : web.archive.org/web/20210421072949/http://www.abcdcatsvets.org/wp-content/uploads/2020/07/FS_Giardia_June-2020.pdf Accès : texte intégral
194ABCD. Giardia infection in cats. Fact sheet (anglais), « September 2024 » (fichier « FS_Giardia_design_241003 », créé le 22 avr. 2025, mis en ligne en juillet 2025) ; page archivée : web.archive.org/web/20260129031938/https://www.abcdcatsvets.org/wp-content/uploads/2025/07/FS_Giardia_2024_EN.pdf Accès : texte intégral
195Commission européenne et EMA (réseau européen des agences du médicament). Union Product Database (UPD), site « Veterinary Medicines Information website », medicines.health.europa.eu/veterinary. Recherche par mot clé (champ nom et substance) et export xlsx de chaque recherche, 21 oct. 2026 : « giardia » (0 fiche), « lamblia » (0), « duodenalis » (0), « metronidazole » (434 lignes), « fenbendazole » (459), « ronidazole » (35), « carnidazole » (7), « secnidazole » (0), « tinidazole » (0), « nitazoxanide » (0), « quinacrine » (0), « ipronidazole » (0), « albendazole » (183), « oxfendazole » (38), « paromomycin » (189), « furazolidone » (11), « ornidazole » (4), « dimetridazole » (12), « drontal » (151) ; « febantel » : export refusé (HTTP 504 puis 500), remplacé par « drontal ». Une ligne = une autorisation nationale (ou une autorisation centralisée, une seule ligne pour tous les pays). Colonnes : nom, substances, statut, espèces cibles, forme, voie, ATCvet, délivrance, pays, date de mise à jour de la fiche, conditionnement, titulaire. Fiche produit lue en direct pour PANACUR 250 comprimés pour chiens (France, n° FR/V/5508921 0/1985). L'indication n'est pas dans l'export ni sur la fiche ; les RCP se téléchargent derrière un test « This question is for testing whether or not you are a human visitor » (non contourné)Accès : fiche de registre lue en direct (exports complets ; fiches produit) ; RCP non lus (test anti-robot)
196Veterinary Medicines Directorate (VMD, Royaume-Uni). Product Information Database, www.vmd.defra.gov.uk/productinformationdatabase, recherche par substance active (formulaire), 21 oct. 2026 : « fenbendazole » (39 autorisations, Grande-Bretagne, Irlande du Nord, Royaume-Uni), « metronidazole » (34), « febantel » (≥ 40 ; pages au-delà de la 2e : HTTP 500), « ronidazole » (le moteur cherche une sous-chaîne : il ne rend que des spécialités au métronidazole, aucune au ronidazole) Accès : fiche de registre lue en direct (listes complètes des pages 1-2)
197College ter Beoordeling van Geneesmiddelen (CBG-MEB, Pays-Bas). Diergeneesmiddeleninformatiebank (DIB), www.diergeneesmiddeleninformatiebank.nl : fichier complet des métadonnées metadatadib.csv (3 395 autorisations, numéro REG NL, nom, date d'inscription, date de retrait, titulaire, substances, espèces cibles, adresse du RCP, date de modification du RCP), téléchargé le 21 oct. 2026 (page d'accueil : « P0_EXTRACTBEHINDDATE » = 21-10-2026). Sélection de 104 autorisations aux substances étudiées Accès : fiche de registre lue en direct (fichier complet)
198Agencia Española de Medicamentos y Productos Sanitarios (AEMPS). CIMAVet, Centro de Información online de Medicamentos Veterinarios, interface REST publique cimavet.aemps.es/cimavet/rest/medicamentos?practiv1=…, 21 oct. 2026 : fenbendazol (17 autorisations), metronidazol (20), febantel (24), ronidazol (le moteur cherche une sous-chaîne : 20 résultats, tous au métronidazole), carnidazol, secnidazol, tinidazol, nitazoxanida (0 chacun), albendazol (16, toutes pour ruminants), oxfendazol (1, ruminants), paromomicina (8, veau, ovins, caprins, porc) Accès : fiche de registre lue en direct (réponses JSON complètes)
199Health Products Regulatory Authority (HPRA, Irlande). XML product list des médicaments vétérinaires (latestAnimallist.xml, « datePublished="2026-10-21T02:40:04" », 1 984 produits : numéro, nom, titulaire, date, statut, substances, espèces) ; fiche Panacur PetPaste … oral paste for dogs and cats, Intervet Ireland Limited, VPA10996/188/001, autorisée le 23 sept. 2005, et son RCP national (« Date of the last revision … 22 January 2024 »), hpra.ie, fiche n° 2344 Accès : fichier complet lu ; RCP de la pâte orale : rubriques 3.1, 3.2, 3.9 (lue, non citée), 4.2, 7-9 ; le moteur de recherche du site exige JavaScript (autres RCP non ouverts)
200Agence fédérale des médicaments et des produits de santé (AFMPS/FAGG, Belgique). Notice (Packungsbeilage, version allemande) de Panacur … Tabletten für Hunde und Katzen, Intervet International B.V., BE-V143981, « Datum der letzten Überarbeitung der Packungsbeilage : November 2024 », fichier servi par l'application de l'AFMPS (app.fagg-afmps.be/pharma-status/api/files/62bc64221e5c015ab3d7a7f1 ; adresse trouvée par recherche web) Accès : texte intégral de la notice (rubriques 1-4, 6, 14-16 lues ; posologie non citée) ; le RCP belge n'a pas été ouvert (l'application de l'AFMPS répond HTTP 401 à la navigation)
201Läkemedelsverket (Agence suédoise des produits médicaux). Produktresumé de Metronivet … tabletter för hund och katt, godkännande n° 60476, première autorisation 2021-02-11, « Datum för senaste översyn av produktresumén : 2026-06-29 », serveur documentaire de l'agence (docetp.mpa.se/LMF/…SmPC_09001bee81734e7b.pdf ; adresse trouvée par recherche web ; certificat refusé par curl, fichier obtenu par un outil de lecture web et converti localement) Accès : lecture partielle (rubriques 1, 3.1, 3.2, 7-9)
202U.S. Food and Drug Administration, Center for Veterinary Medicine. Animal Drugs @ FDA (animaldrugsatfda.fda.gov ; le « Green Book » en est la liste), interface publique du site : recherche simple (basicSearch) « fenbendazole » (22 demandes), « metronidazole » (1), « febantel » (6), « giardia » (1), « ronidazole » (4 ; sous-chaîne : ipronidazole et métronidazole), « tinidazole » (0), « secnidazole » (0), « nitazoxanide » (1) ; fiches détaillées (retrievePreviewBean) des demandes NADA 141-572, 141-007, 141-178, 121-473, 21 oct. 2026 Accès : fiche de registre lue en direct (JSON : espèces, indications, approbations, exclusivités ; posologies non recopiées)
203Agence canadienne d'inspection des aliments (ACIA/CFIA), Centre canadien des produits biologiques vétérinaires. Veterinary biologics licensed in Canada, fichier CSV (vetbioe.aspx?download=csv), lu par un outil de lecture web le 21 oct. 2026 (environ 524 lignes, sans date de mise à jour dans le fichier) ; Santé Canada, Base de données sur les produits pharmaceutiques (DPD), interface publique health-products.canada.ca/api/drug/ (activeingredient « fenbendazole » : 10 produits ; drugproduct « panacur » : 5 produits, classe « Veterinary » ; veterinaryspecies des codes 6886 et 78239), lue par un outil de lecture web Accès : fiche de registre lue par un outil de lecture web, réponses demandées mot pour mot ; base complète non téléchargée
204Australian Pesticides and Veterinary Medicines Authority (APVMA). PubCRIS (Public Chemical Registration Information System), portal.apvma.gov.au/pubcris, catégorie « Any VET product », recherche dans le nom, les constituants actifs, les hôtes et les ravageurs (« pests »), 21 oct. 2026 : « giardia » (12 produits « Registered » ; 24 avec les statuts « Cancelled », « Suspended », « Archived »), « giardiasis » (0), « metronidazole » (6 enregistrés ; 10 tous statuts), « fenbendazole » (23), « ronidazole » (3), « secnidazole », « tinidazole », « nitazoxanide » (0 chacun). Les fiches produits (onglets constituants, hôtes et ravageurs, étiquette) sont désormais derrière un test « What code is in the image? » : non ouvertes ; la 2e page des 24 résultats « giardia » n'a pas été rendue Accès : fiche de registre lue en direct (listes de résultats) ; fiches produits non lues (test anti-robot)
205Ministry for Primary Industries (MPI, Nouvelle-Zélande). ACVM Register (Agricultural Compounds and Veterinary Medicines), fichier CSV « Entire register » (eatsafe.nzfsa.govt.nz, document 73021), 58 541 lignes (numéro, nom, type, titulaire, identifiant de condition, ingrédient, teneur, date d'enregistrement), téléchargé le 21 oct. 2026 ; ni espèces cibles ni indications dans le fichier Accès : fichier complet lu (recherche par ingrédient et par nom)
206農林水産省 動物医薬品検査所 (MAFF, National Veterinary Assay Laboratory, Japon). 動物用医薬品等データベース (base des médicaments vétérinaires), www.vm.nval.go.jp, 21 oct. 2026 : recherche dans les « 効能効果 » (efficacité/indications) « ジアルジア » (Giardia : 3 fiches) et « 原虫 » (protozoaires : 9) ; par principe actif メトロニダゾール (métronidazole : 1), フェンベンダゾール (fenbendazole : 5), フェバンテル (fébantel : 3), ロニダゾール (ronidazole : 1, sous-chaîne), チニダゾール (tinidazole), セクニダゾール (secnidazole), ニタゾキサニド (nitazoxanide) (0 chacun) ; fiches lues : エラディア (Eradia), 日本ビルバック株式会社 (Virbac Japon), n° 19172, approbations du 2022/11/24, 2023/05/30, 2024/07/04, cession du 2026/07/01 ; ドロンタールプラス錠 (Drontal Plus comprimés), エランコジャパン株式会社 (Elanco Japon), n° 3820, approbations de 1998/01/08 à 2022/04/21 (lignes « 用法・用量 », posologie, écartées par le script) Accès : fiche de registre lue en direct
207Ministério da Agricultura e Pecuária (MAPA, Brésil). Portail de données ouvertes, jeu « sipeagro », ressource « Produto Veterinário » (CSV, 11,1 Mo, mise à jour du 3 oct. 2026), téléchargée le 21 oct. 2026 Accès : fichier complet lu : il recense les établissements (raison sociale, activité, classification), pas les produits ni leurs indications
208VMD. RCP de Metrobactin … tablets for dogs and cats, Dechra Regulatory B.V., Vm 50406/4016, 18 déc. 2015, rubrique 9 « October 2024 », « Revised: February 2025 » ; Metrotab vet. Flavoured … Tablets for dogs and cats, CP Pharma, Vm 20916/4039, 20 mai 2021, « June 2026 » ; Eradia oral suspension for dogs, Virbac, Vm 05653/5044, 10 avril 2018, « August 2026 » ; Drontal Plus Flavour Bone Shaped Tablets for Dogs, Vetoquinol UK, Vm 08007/5045, 8 juin 2000, « September 2026 » ; Drontal Dog Tasty Bone tablets, Vm 08007/5003, 21 oct. 2014, « April 2026 » ; Stomorgyl … Film-coated Tablets, Boehringer Ingelheim Animal Health UK, Vm 08327/5062, 30 juin 1993, « Revised: August 2025 » (fiches A009223, A010641, A009826, A004960, A008905, A000526) Accès : lecture partielle (rubriques 1, 3.1, 3.2, 6-9 ; mot « Giardia » cherché dans tout le texte)
209CBG-MEB. RCP de Metrazol … tabletten voor honden en katten, Aesculaap B.V., REG NL 5757, demande du 23 avril 1987, première autorisation 3 mars 1997, renouvelée le 3 mars 2007 (format ancien, rubrique 4.2) ; Metrosan … tabletten voor honden en katten, Alfasan Nederland B.V., REG NL 131232, 24 avril 2023, RCP révisé le 17 avril 2024 ; Metronidazol PRS … tabletten voor honden en katten, Pharma Regulatory Services B.V., REG NL 136783, 29 juillet 2026 ; Metrobactin … tabletten voor honden en katten, Dechra Regulatory B.V., REG NL 116425 ; Drontal Dog Tasty … tabletten, Vetoquinol S.A., REG NL 114213 (11 sept. 2014, 18 déc. 2024) Accès : lecture partielle (rubriques 1, 3.1/4.1, 3.2/4.2, pharmacodynamie, 6-9 ; mot « Giardia »)
210VMD. RCP (SPC) de Panacur … Oral Paste for Dogs and Cats, Intervet International B.V., Vm 06376/4079, première autorisation 15 avril 1998, « Revised: November 2025 », rubrique 9 « September 2025 » ; Panacur Granules …, Vm 06376/4075, 23 janv. 1998, « April 2026 » ; Panacur Small Animal … Oral Suspension, Vm 06376/4077, 29 janv. 1993, rubrique 9 « July 2025 », « Revised: October 2025 » ; Parazole Dog/Cat Oral Suspension, Foran Healthcare, Vm 18576/4000, 22 août 2018, « May 2025 » ; Johnson's Veterinary Easy Round Wormer Granules for Cats & Kittens, Chanelle, Vm 08749/5112, 15 août 1995. PDF « SPC_Documents » de chaque fiche produit (A003057, A003130, A002460, A009864, A002093) Accès : texte intégral du RCP de la pâte orale (A003057) ; rubriques 1, 3.1, 3.2, 6-9 et recherche du mot « Giardia » dans tout le texte pour les quatre autres
211CBG-MEB. RCP (Samenvatting van de productkenmerken) de Panacur PetPaste … pasta voor oraal gebruik voor honden en katten, Intervet Nederland B.V., REG NL 10294, première autorisation 12 avril 2005, RCP révisé le 16 février 2024 ; No Worm Diacur PetPaste, REG NL 124053, 12 déc. 2018, révisé le 22 avril 2025 ; Panacur KH … tabletten voor honden en katten, REG NL 9422 (16 juin 1999, 18 sept. 2023) et REG NL 8472 (3 avril 1995, 18 sept. 2023) ; Panacur tabletten KH, REG NL 5311 (29 avril 1992, 4 janv. 2024) ; No Worm Diacur … tabletten voor honden en katten, REG NL 124018 (13 nov. 2018, 21 janv. 2025) ; Panacur Puppy … suspensie voor oraal gebruik voor honden, REG NL 9437 (révisé le 20 mai 2026) Accès : texte intégral de 10294 (rubriques 1-10, 4.2 pharmacodynamie lue) ; rubriques 1, 3.1, 3.2, 6-9 et mot « Giardia » pour les autres
212AEMPS, CIMAVet. Fichas técnicas (RCP) de Panacur … comprimidos para perros y gatos, Merck Sharp & Dohme Animal Health S.L., n° 1085 ESP, première autorisation 26/04/1996, révision « 12/2023 » ; Panacur pasta oral … para perros y gatos, n° 1624 ESP, 25/05/2005, « 03/2024 » ; Panacur … suspensión oral, n° 706 ESP (bovins, ovins, caprins, équins) ; Drontal Plus comprimidos con aroma para perros, Vetoquinol S.A., n° 3124 ESP, 24 oct. 2014, « 06/2024 » ; Drontal Plus sabor comprimidos, n° 539 ESP, 14 nov. 1992, « 07/2026 » (non commercialisé selon CIMAVet) ; Cenfentel comprimidos (fébantel, chiens), n° 2530 ESP ; Metrobactin … comprimidos para perros y gatos, n° 3393 ESP, 6 mai 2016, « 12/2024 » ; Metrozenil … comprimidos para perros y gatos, Vet-Agro, n° 4008 ESP, 25/05/2021, « 01/2025 » Accès : lecture partielle (rubriques 1, 3.1, 3.2, 3.4, 3.7, 4.2, 8, 9 ; mot « Giardia » dans tout le texte)
213ERADIA … SUSPENSION BUVABLE POUR CHIENS (métronidazole). Virbac. FR/V/3092401 7/2018, du 08/03/2018, DCP. RCP mis à jour le 24/07/2026 Accès : texte intégral (rubriques 3.1-3.11, 9)
214FDA, Animal Drugs @ FDA. AYRADIA™ (métronidazole, suspension buvable, Rx), Virbac AH, Inc., NADA 141-572, approbation d'origine (« Original ») du 10/11/2023 (11 octobre 2023), espèce « Dog, No Use Class Stated Or Implied », exclusivité de 5 ans « granted for the treatment of Giardia duodenalis infection in dogs », expirant le 10/11/2028 ; résumé FOI N-141572-G-0006-OT-AA_foi.pdf (non ouvert) Accès : fiche de registre lue en direct
215FDA, Animal Drugs @ FDA. Drontal™ Plus / Drontal™ Plus Taste Tabs™ / Quad Dewormer (fébantel, pyrantel, praziquantel), Elanco US Inc., NADA 141-007, approbation d'origine 05/19/1994, suppléments 1996, 2003, 2006 ; Panacur® C / Safe-Guard® Canine / Panacur® Granules … (fenbendazole), Intervet, Inc., NADA 121-473 (supplément du 31 mai 1994 pour Felidae et Ursidae de zoo ; passage en vente libre le 19 mars 2002) ; Navigator® (nitazoxanide, pâte orale), IDEXX Pharmaceuticals, NADA 141-178, approbation 11/18/2003, cheval, retrait volontaire le 3 août 2009 (date de la base) ; Ipropran (ipronidazole, Roche Vitamins), NADA 43-477, retiré le 27 janv. 1989 Accès : fiche de registre lue en direct
216DRONTAL CHIEN … (embonate de pyrantel, fébantel, praziquantel). Vetoquinol S.A. FR/V/0871727 6/2014, du 19/09/2014. RCP mis à jour le 16/09/2024. Et la liste des 30 spécialités au fébantel de l'Index (toutes « Chien ») Accès : texte intégral (rubriques 3.1-3.7, 4.2, 9) ; les 29 autres : rubriques 3.1-3.2 extraites par l'Index
217U.S. Department of Agriculture, APHIS, Center for Veterinary Biologics. Veterinary Biological Products. Licensees and Permittees, « Prepared July 6, 2026 » (« This quarterly publication lists all licensed establishments, licensees, and permittees […] as well as the biological products they are authorized to produce or import »), 87 p., currentprodcodebook.pdf (miroir aphis.prod.usda.gov ; l'adresse www.aphis.usda.gov a répondu 403) Accès : texte intégral (recherche de « Giardia » et lecture des sections concernées)
218Ng J, Steffensen N, Battersby I, Weese JS, Timofte D, Toutain PL, et al. Understanding the rationale for metronidazole use in dogs and cats. J Small Anim Pract 2025;66(12):909-917. doi:10.1111/jsap.13910. PMID 40588816. PMCID PMC12686258 (PMID vérifié par le volet TP) Accès : lecture partielle du texte intégral (Méthodes, Résultats « Respondent characteristics », giardiose, Discussion, Limites ; fichier Europe PMC réuni par TP)
219Eppler ME, Hanzlicek G, Londoño-Renteria B, Jesudoss Chelladurai JRJ. Survey of U.S. based veterinarians' knowledge, perceptions and practices about canine giardiasis. Vet Parasitol Reg Stud Reports 2022;34:100768. doi:10.1016/j.vprsr.2022.100768. PMID 36041803 Accès : résumé seul
220TroCCAP. Directives concernant le diagnostic, le traitement et le contrôle des endoparasites félins dans les régions tropicales. « Première édition, 17 mars 2019 » (traduction française de la 2e édition anglaise ; PDF créé le 20 déc. 2021, mis en ligne en janv. 2022) ; page archivée : web.archive.org/web/20220723025350/https://www.troccap.com/2017press/wp-content/uploads/2022/01/TroCCAP-Feline-Endo-Guidelines-French-v1.pdf Accès : texte intégral de la section Giardia
221Takeoka G, Dao L, Wong RY, Lundin R, Mahoney N. Identification of benzethonium chloride in commercial grapefruit seed extracts. J Agric Food Chem 2001;49(7):3316-20. doi:10.1021/jf010222w. PMID 11453769 Accès : résumé seul
222von Woedtke T, Schlüter B, Pflegel P, Lindequist U, Jülich WD. Aspects of the antimicrobial efficacy of grapefruit seed extract and its relation to preservative substances contained. Pharmazie 1999;54(6):452-6. PMID 10399191 Accès : résumé seul
223Ganzera M, Aberham A, Stuppner H. Development and validation of an HPLC/UV/MS method for simultaneous determination of 18 preservatives in grapefruit seed extract. J Agric Food Chem 2006;54(11):3768-72. doi:10.1021/jf060543d. PMID 16719494 Accès : résumé seul
224Sugimoto N, Tada A, Kuroyanagi M, Yoneda Y, Yun YS, Kunugi A, et al.. [Survey of synthetic disinfectants in grapefruit seed extract and its compounded products]. Shokuhin Eiseigaku Zasshi 2008;49(1):56-62. doi:10.3358/shokueishi.49.56. PMID 18344660 Accès : résumé seul (article en japonais)
225Brandin H, Myrberg O, Rundlöf T, Arvidsson AK, Brenning G. Adverse effects by artificial grapefruit seed extract products in patients on warfarin therapy. Eur J Clin Pharmacol 2007;63(6):565-70. doi:10.1007/s00228-007-0289-1. PMID 17468864 Accès : résumé seul
226Harris JC, Plummer S, Turner MP, Lloyd D. The microaerophilic flagellate Giardia intestinalis: Allium sativum (garlic) is an effective antigiardial. Microbiology (Reading) 2000;146 Pt 12:3119-3127. doi:10.1099/00221287-146-12-3119. PMID 11101670 Accès : résumé seul
227Argüello-García R, de la Vega-Arnaud M, Loredo-Rodríguez IJ, Mejía-Corona AM, Melgarejo-Trejo E, Espinoza-Contreras EA, et al.. Activity of Thioallyl Compounds From Garlic Against Giardia duodenalis Trophozoites and in Experimental Giardiasis. Front Cell Infect Microbiol 2018;8:353. doi:10.3389/fcimb.2018.00353. PMID 30374433. PMCID PMC6196658 Accès : résumé seul (déposé sur PMC, non lu)
228Robertson JE, Christopher MM, Rogers QR. Heinz body formation in cats fed baby food containing onion powder. J Am Vet Med Assoc 1998;212(8):1260-6. PMID 9569166 Accès : résumé seul
229Lee KW, Yamato O, Tajima M, Kuraoka M, Omae S, Maede Y. Hematologic changes associated with the appearance of eccentrocytes after intragastric administration of garlic extract to dogs. Am J Vet Res 2000;61(11):1446-50. doi:10.2460/ajvr.2000.61.1446. PMID 11108195 Accès : résumé seul
230Khan SA, McLean MK, Slater MR. Concentrated tea tree oil toxicosis in dogs and cats: 443 cases (2002-2012). J Am Vet Med Assoc 2014;244(1):95-9. doi:10.2460/javma.244.1.95. PMID 24344857 Accès : résumé seul
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232Fournier Q, Serra JC, Williams C, Bavcar S. Chemotherapy-induced diarrhoea in dogs and its management with smectite: Results of a monocentric open-label randomized clinical trial. Vet Comp Oncol 2021;19(1):25-33. doi:10.1111/vco.12631. PMID 32562450 Accès : résumé seul
233Hornfeldt CS, Westfall ML. Suspected bentonite toxicosis in a cat from ingestion of clay cat litter. Vet Hum Toxicol 1996;38(5):365-6. PMID 8888544 Accès : résumé seul
234Davies RH, Lawes JR, Wales AD. Raw diets for dogs and cats: a review, with particular reference to microbiological hazards. J Small Anim Pract 2019;60(6):329-339. doi:10.1111/jsap.13000. PMID 31025713. PMCID PMC6849757 Accès : résumé seul (déposé sur PMC, non lu)
235Burrough ER, Magstadt DR, Petersen B, Timmermans SJ, Gauger PC, Zhang J, et al.. Highly Pathogenic Avian Influenza A(H5N1) Clade 2.3.4.4b Virus Infection in Domestic Dairy Cattle and Cats, United States, 2024. Emerg Infect Dis 2024;30(7):1335-1343. doi:10.3201/eid3007.240508. PMID 38683888. PMCID PMC11210653 Accès : résumé seul (déposé sur PMC, non lu)
236Guadano Procesi I, Carnio A, Berrilli F, Montalbano Di Filippo M, Scarito A, Amoruso C, et al. Giardia duodenalis in colony stray cats from Italy. Zoonoses Public Health 2022;69(1):46-54. doi:10.1111/zph.12894. PMID 34492169. PMCID PMC9290339 Accès : résumé (texte intégral récupéré)
237Crowley J, Del Río L, Lawlor A, Zintl A, Mulcahy G. Characterisation of Giardia duodenalis assemblages from veterinary clinical cases in Ireland. Vet Parasitol 2026;347:110865. doi:10.1016/j.vetpar.2026.110865. PMID 42485862 Accès : résumé seul
238Choquette LP. Canine giardiasis and its treatment with atebrin. Can J Comp Med Vet Sci 1950;14(7):230-5. (pas de DOI). PMID 15427020. PMCID PMC1791145 Accès : titre seul (pas de résumé ; page PMC en images)
239Rendtorff RC. The experimental transmission of human intestinal protozoan parasites. II. Giardia lamblia cysts given in capsules. Am J Hyg 1954;59(2):209-220. doi:10.1093/oxfordjournals.aje.a119634. PMID 13138586 Accès : titre seul (pas de résumé) ; le chiffre classique de la dose infectante est connu par les revues qui citent ce travail
241Decock C. Essai de traitement de la giardiose canine par le febentel, le fébendazole, l'oxfendazole et le métronidazole. Thèse d'exercice vétérinaire (type MEM dans HAL), ENV Toulouse, 2002 (dir. M. Franc). DUMAS dumas-04651817 (notice et résumé vérifiés par l'API HAL) Accès : texte intégral (archive de l'ENVT, OATAO 1035, 82 p. ; relu : partie III en entier, tableaux 1-7, discussion) ; posologies présentes dans le texte, non recopiées
242Deguilhem C. Les techniques de coprologie chez les carnivores domestiques et les lagomorphes : évaluation du kit URANOTEST COPRO®. Thèse d'exercice vétérinaire, ENV Alfort, soutenue le 5 nov. 2015 (dir. J. Guillot). DUMAS dumas-05447188 (notice et résumé complets vérifiés par l'API HAL) Accès : texte intégral (PDF de la thèse ; relus : introduction, partie Giardia, matériel et méthodes, résultats, discussion)
243Debouchaud M. Prévalence et implication de Giardia dans les diarrhées de sevrage du chiot. Thèse d'exercice vétérinaire, ENV Toulouse, 2012, dir. S. Chastant. DUMAS dumas-04551262 Accès : texte intégral (archive de l'ENVT, OATAO 8636, 63 p. ; relu : Matériel et méthodes, Résultats A, tableau 3)
244Barutzki D, Schaper R. Endoparasites in dogs and cats in Germany 1999-2002. Parasitol Res 2003;90 Suppl 3:S148-50. doi:10.1007/s00436-003-0922-6. PMID 12928886 Accès : résumé seul
245Rousseau A, La Carbona S, Dumètre A, Robertson LJ, Gargala G, Escotte-Binet S, Favennec L, Villena I, Gérard C, Aubert D. Assessing viability and infectivity of foodborne and waterborne stages (cysts/oocysts) of Giardia duodenalis, Cryptosporidium spp., and Toxoplasma gondii: a review of methods. Parasite 2018;25:14. doi:10.1051/parasite/2018009. PMID 29553366. PMCID PMC5858526 Accès : lecture partielle du texte intégral (résumé ; §infectivité ; §Giardia duodenalis ; §exkystement ; §colorants ; tableau 3 ; conclusion)
246Hayes SL, Rice EW, Ware MW, Schaefer FW 3rd. Low pressure ultraviolet studies for inactivation of Giardia muris cysts. J Appl Microbiol 2003;94(1):54-59. doi:10.1046/j.1365-2672.2003.01805.x. PMID 12492923 Accès : résumé seul
247ABCD. La giardiose féline. Fiche maladie (français), « L'ABCD est un groupe indépendant d'experts en santé féline soutenu par Boehringer Ingelheim. Juin 2017 » (fichier « FS_Giardia_FR », créé le 19 août 2018) ; page archivée : web.archive.org/web/20181125193432/http://www.abcdcatsvets.org:80/wp-content/uploads/2018/09/FS_Giardia_FR.pdf (le fichier « FACTSHEET_Giardia_June_2020_FR.pdf » mis en ligne en 2022 a la même empreinte : c'est encore la fiche de 2017) Accès : texte intégral
248Möstl K, Egberink H, Addie D, Frymus T, Boucraut-Baralon C, Truyen U, et al. Prevention of infectious diseases in cat shelters: ABCD guidelines. J Feline Med Surg 2013;15(7):546-54. doi:10.1177/1098612X13489210. PMID 23813812. PMCID PMC11148948. Accès : lecture partielle du texte intégral (tableau, ligne protozoaires)
249Hill SL, Cheney JM, Taton-Allen GF, Reif JS, Bruns C, Lappin MR. Prevalence of enteric zoonotic organisms in cats. J Am Vet Med Assoc 2000;216(5):687-692. doi:10.2460/javma.2000.216.687. PMID 10707683 Accès : résumé seul
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251Kanski S, Weber K, Busch K. [Feline and canine giardiosis: An Update]. Tierarztl Prax Ausg K Kleintiere Heimtiere 2023;51(6):411-421. doi:10.1055/a-2191-1723. PMID 38056479 Accès : texte intégral (article reproduit dans la thèse cumulative de l'autrice, chapitre II)
252ESCCAP Deutschland. Bekämpfung von intestinalen Protozoen bei Hunden und Katzen. Deutsche Adaption der ESCCAP-Empfehlung Nr. 6, April 2013 (fichier « ESCCAPGuideline_Protozoenfinal.pdf », 31 p., créé le 26 avr. 2013, modifié le 8 avr. 2014) ; page archivée : web.archive.org/web/20170711224817/http://www.esccap.org/uploads/docs/2288kox1_ESCCAPGuideline_Protozoenfinal.pdf Accès : lecture partielle du texte intégral (§2.1.4 « Bekämpfung »)
254Vrhovec MG, Alnassan AA, Pantchev N, Bauer C. Is there any change in the prevalence of intestinal or cardiopulmonary parasite infections in companion animals (dogs and cats) in Germany between 2004-2006 and 2015-2017? An assessment of the impact of the first ESCCAP guidelines. Vet Parasitol 2022;312:109836. doi:10.1016/j.vetpar.2022.109836. PMID 36335832 Accès : résumé seul
255de Waal T, Aungier S, Lawlor A, Goddu T, Jones M, Szlosek D. Retrospective Survey of Dog and Cat Endoparasites in Ireland: Antigen Detection. Animals (Basel) 2022;13(1):137. doi:10.3390/ani13010137. PMID 36611746. PMCID PMC9817875 Accès : résumé seul
256Burton KW, Michael H, Drake C. The utility of coproantigen testing in screening populations. Vet Parasitol 2025;336:110459. doi:10.1016/j.vetpar.2025.110459. PMID 40199151 Accès : résumé seul
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435European Medicines Agency. Medicines output ; medicines report (fichier xlsx « Output automatically generated from content on www.ema.europa.eu on: 21/10/2026 - 18:00 »), page « Download medicine data » ; 397 lignes « Veterinary » (308 « Authorised », 57 « Withdrawn »…). Recherche dans toutes les colonnes : giardi, lamblia, protozo, metronidazol, fenbendazol, febantel, ronidazol, nitazox, secnidaz Accès : texte intégral du fichier (mais colonnes « Species » vides pour 330 lignes et « Therapeutic indication » vides pour 336 : complété par l'UPD)
436SPIZOBACTIN … COMPRIMES A CROQUER POUR CHIENS (spiramycine + métronidazole, trois dosages). Le Vet. Beheer B.V. FR/V/3257943 1/2017, FR/V/5705913 4/2017, FR/V/0556981 8/2017, du 28/08/2017, DCP. RCP du premier dosage mis à jour le 13/02/2026 Accès : texte intégral (premier dosage, rubriques 3.1-3.7, 9) ; les deux autres : rubriques 3.1-3.2 extraites par l'Index
437CESTEM F COMPRIMES POUR CHIENS (pyrantel, fébantel, praziquantel). Ceva Santé Animale. FR/V/1525879 9/2012. RCP mis à jour le 04/02/2026 Accès : texte intégral (rubriques 3.1-3.7)
438DRONSTOP CHIOT … SUSPENSION BUVABLE (embonate de pyrantel, fébantel). Vetoquinol S.A. FR/V/1134599 0/2008, du 06/05/2008. RCP mis à jour le 21/11/2025 Accès : rubriques 3.1-3.2 lues
439DOLTHENE CHIEN S SUSPENSION BUVABLE (oxfendazole). Dopharma France. FR/V/3505794 9/2000, du 25/05/2000. RCP mis à jour le 12/02/2025. Et la liste des 10 spécialités à l'oxfendazole de l'Index (Dolthène chien S, M, L ; bovins, ovins, caprins) Accès : texte intégral (rubriques 3.1-3.7, 4.2, 9)
440FLUBENOL PATE (flubendazole). Elanco. FR/V/1709197 6/1991, du 01/08/1991. RCP mis à jour le 16/04/2025. Et FELIVERS BIOCANINA … COMPRIMES POUR CHATS (flubendazole, Domes Pharma, FR/V/9772216 6/2005, liste de l'Index) Accès : texte intégral (rubriques 3.1-3.7) ; Felivers : 3.2 extraite par l'Index
441ALAZOL (dimétridazole). M. Arrigoni Patrice. FR/V/7709833 5/1992, du 24/07/1992. RCP mis à jour le 24/07/2025 Accès : texte intégral (rubriques 3.1-3.7)
442GABBROVET MULTI … SOLUTION POUR ADMINISTRATION DANS L'EAU DE BOISSON OU LE LAIT POUR DES BOVINS PRE-RUMINANTS ET DES PORCINS (sulfate de paromomycine). Ceva Santé Animale. FR/V/0083295 9/2022, du 20/06/2022. RCP mis à jour le 18/04/2024. Et les 3 autres spécialités à la paromomycine de l'Index (Gabbrovet, Parofor, bovins pré-ruminants et porcs) Accès : texte intégral (rubriques 3.1-3.7)
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446FASIGYNE … comprimé enrobé (tinidazole), Teofarma, CIS 66090799, AMM du 06/05/1986, commercialisé ; « Date de mise à jour du texte : 2 novembre 2017 ». RCP de la BDPM, rubrique 4.1 Accès : lecture partielle (4.1, 10)
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538Mofidi AA, Meyer EA, Wallis PM, Chou CI, Meyer BP, Ramalingam S, Coffey BM. The effect of UV light on the inactivation of Giardia lamblia and Giardia muris cysts as determined by animal infectivity assay (P-2951-01). Water Res 2002;36(8):2098-2108. doi:10.1016/s0043-1354(01)00412-2. PMID 12092585 Accès : résumé seul
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557Villeneuve V. Essai de l'oxfendazole dans le traitement de la giardiose canine. Thèse d'exercice vétérinaire, Lyon 1, 2000, 120 p. SUDOC PPN 053723317 Accès : notice SUDOC seule ; probablement l'étude que Decock 2002 cite comme « étude récente (52, 53) » à 100 % d'efficacité de l'oxfendazole (hypothèse non vérifiée)
558Horejs R, Koudela B. [Giardiasis in dogs in a breeding kennel]. Vet Med (Praha) 1994;39(2-3):93-101. PMID 8184530 Accès : résumé seul (article en tchèque)
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560Ito Y (伊藤洋一). 日本国内の繁殖施設で飼育されている猫におけるクリプトスポリジウム（Cryptosporidium spp.）とジアルジア（Giardia spp.）感染の疫学に関する研究 [Study on epidemiology of Cryptosporidium spp. and Giardia spp. infections among breeding cattery cats in Japan]. Thèse de doctorat vétérinaire (乙第1537号), université Kitasato, diplôme du 8 mars 2018 (année universitaire 平成29年度 = 2017, CiNii Dissertations), 59 p. kitasato.repo.nii.ac.jp/records/422 Accès : lecture partielle du texte intégral (résumé général relu, chapitre 3 parcouru) ; la thèse réunit deux articles d'Ito et al. (2016 et 2017)
561Bafaro Charnay C. Pratique de l'élevage du chat : comment obtenir une bonne qualité sanitaire. Thèse d'exercice vétérinaire, ENV Toulouse, 2002, dir. G. Bodin, 162 p. DUMAS dumas-04650357 Accès : pDF obtenu par l'archive de l'ENVT (OATAO 858) : images scannées sans couche texte ; résumé HAL seul ; Giardia absent du résumé
562Rousseau [prénom non relevé]. Parasites intestinaux dans l'élevage canin et félin : pratiques de vermifugation, risque des résistances et l'intérêt du lombricompostage pour la sanitation et la bioremédiation des déchets organiques. Thèse de doctorat en cours (inscription 2026), université de Toulouse, dir. H. Mila, A. Grellet. theses.fr s435198 Accès : notice de theses.fr seule, consultée le 20 octobre 2026
563Association of Shelter Veterinarians. Guidelines for Standards of Care in Animal Shelters, 1re édition, 2010 (PDF « shelter-standards-oct2011-wforward.pdf », 67 p., créé le 14 oct. 2011 ; page archivée : web.archive.org/web/20150714051123/http://www.sheltervet.org:80/assets/docs/shelter-standards-oct2011-wforward.pdf) et sa traduction française d'avril 2014 (web.archive.org/web/20150911082238/http://www.sheltervet.org/assets/docs/asv_shelter_standards_french_april_2014.pdf) Accès : texte intégral cherché par mot : Giardia n'apparaît qu'une fois, dans une référence (inactivation de G. muris par le chlore)
564Association of Shelter Veterinarians. The Guidelines for Standards of Care in Animal Shelters. Second Edition. J Shelter Med Community Anim Health 2022;1(S1). doi:10.56771/asvguidelines.2022 (vérifié par Crossref ; mis en ligne le 29 déc. 2022 ; PDF de 84 p., jsmcah.org/index.php/jasv/article/download/42/19) Accès : texte intégral cherché par mot : aucune occurrence de Giardia
565Martins AL, Mourão J, Amorim I, Cardoso L, Mesquita JR. Antiparasitic practices in Portuguese animal shelters: A survey of veterinarians. Res Vet Sci 2026;202:106073. doi:10.1016/j.rvsc.2026.106073. PMID 41581467 Accès : résumé seul
567ESCCAP Polska. Przewodnik ESCCAP 06 wydanie trzecie – marzec 2025, ISBN 978-1-913757-68-7 (fichier « Przewodnik_GL6_06_2025.pdf », créé le 4 juil. 2025 ; même texte, empreinte identique, republié en mai 2026 sous « GL6_Zwalczanie_…_05_2026.pdf ») Accès : lecture partielle (passage métronidazole)
568ESCCAP Magyarország. 06. számú Irányelv (GL6), 3. kiadás – 2025. március, ISBN 978-1-913757-72-4 (fichier créé le 19 juin 2025) Accès : notice (page de titre lue)
569Même document, réimpression « v8 » (fichier « 0701_ESCCAP_Guideline_GL6_v8_1p.pdf », créé le 16 mars 2022) ; page archivée : web.archive.org/web/20220702144741/https://www.esccap.org/uploads/docs/5hk9fztt_0701_ESCCAP_Guideline_GL6_v8_1p.pdf Accès : texte intégral (comparé mot à mot à l'édition de février 2018 : aucune différence de texte, seulement la mise en page d'un tableau)
571Zhang J, Qin Y, Shen Y, Wang Y, Cao J, Su Y, et al. [Prevalence and genotyping of Cryptosporidium spp. and Giardia lamblia in dogs and cats from a pet hospital in Shanghai Municipality]. Zhongguo Xue Xi Chong Bing Fang Zhi Za Zhi 2023;35(3):258-262. doi:10.16250/j.32.1374.2023098. PMID 37455096 Accès : résumé seul (anglais)
572Iturbe Cossío TL, Montes Luna AD, Ruiz Mejia M, Flores Ortega A, Heredia Cárdenas R, Romero Núñez C. Risk factors associated with cat parasites in a feline medical center. JFMS Open Rep 2021;7(2):20551169211033183. doi:10.1177/20551169211033183. PMID 34422278. PMCID PMC8377321 Accès : résumé seul
573López J, Abarca K, Paredes P, Inzunza E. [Intestinal parasites in dogs and cats with gastrointestinal symptoms in Santiago, Chile]. Rev Med Chil 2006;134(2):193-200. doi:10.4067/s0034-98872006000200009. PMID 16554927 Accès : résumé seul (anglais)
574Yun CS, Moon BY, Lee K, Kang SM, Ku BK, Hwang MH. The detection and phylogenetic characterization of Cryptosporidium, Cystoisospora, and Giardia duodenalis of cats in South Korea. Front Cell Infect Microbiol 2023;13:1296118. doi:10.3389/fcimb.2023.1296118. PMID 38029266. PMCID PMC10663360 Accès : lecture partielle du texte intégral (Results)
575Bayou K, Terefe G, Kumsa B. Gastrointestinal parasites of owned cats in three districts of Central Ethiopia: Prevalence and risk factors. Vet Parasitol Reg Stud Reports 2024;52:101053. doi:10.1016/j.vprsr.2024.101053. PMID 38880580 Accès : résumé seul
576Jaros D, Zygner W, Jaros S, Wedrychowicz H. Detection of Giardia intestinalis assemblages A, B and D in domestic cats from Warsaw, Poland. Pol J Microbiol 2011;60(3):259-63. (pas de DOI). PMID 22184934 Accès : résumé seul
Historique de cet article
Rédaction à partir de huit dossiers de recherche (dont traitements à l'étranger et recommandations à jour, version par version), audit de chaque référence et revue scientifique.
Cet article décrit l'état des connaissances publiées au 22 octobre 2026. Il ne remplace pas une consultation : le diagnostic d'une giardiose, le choix et la lecture d'un examen de selles, et tout traitement relèvent du vétérinaire qui examine votre chat.
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