L'anesthésie du chat : le jeûne, la sonde, le réveil, les risques, ce que disent les études

Santé À jour au 24 octobre 2026 · 1357 sources citées, dont 112 lues en texte intégral

Un chat blanc et roux, allongé et endormi sur un champ blanc, la tête dans un masque transparent relié à un tuyau. — Photo : Anja, Wikimedia Commons, CC BY-SA 4.0.

Demain matin, votre chat part pour une stérilisation, un détartrage ou une radio, et ce soir la clinique vous a demandé de retirer sa gamelle. Faut-il aussi enlever l'eau ? Ou bien il vient de rentrer : il titube, ses pupilles sont immenses, il miaule sans arrêt et refuse de manger. L'anesthésie fait partie de la vie de la plupart des chats, et elle inquiète beaucoup. Le chat n'est pas un petit chien. Il cache sa douleur, se refroidit vite, a un larynx fragile et ne supporte pas certains médicaments humains. Nous avons rassemblé ce qu'en disent les études vétérinaires, les recommandations des sociétés savantes avec leurs versions successives, l'index officiel des médicaments autorisés en France et, pour comparer, les registres d'autres pays. Nous partons de ce que vous voyez le soir du retour, nous donnons chaque chiffre avec ce qu'il mesure, et nous disons ce qui reste inconnu. Pour les vétérinaires, le détail des études se trouve dans la revue scientifique qui suit les questions fréquentes.

En bref

Le soir du retour, somnolence, démarche instable, miaulements et petit appétit sont fréquents, et les pages destinées aux propriétaires les disent passagers, d'une heure à deux jours, sans étude à l'appui. Une respiration difficile, de l'air sous la peau, un chat qui ne voit plus ou n'urine pas justifient d'appeler.
Depuis 2018, les recommandations félines jugent que le jeûne traditionnel de 6 à 12 heures ne repose pas sur des preuves. Les consignes varient d'une école à l'autre : celle de votre clinique prime.
Le risque de mourir d'une anesthésie est faible chez le chat sain, environ une anesthésie sur 895 dans l'étude britannique de référence. Il dépend surtout de l'état de santé, et les trois heures qui suivent l'intervention sont les plus délicates.
L'âge seul n'interdit pas une anesthésie : ce sont les maladies qui l'accompagnent qui comptent.
« Gazeuse » et « piqûre » se suivent le plus souvent dans la même anesthésie, et aucune étude lue ne place l'une au-dessus de l'autre.
Une sonde glissée dans la trachée fait partie du déroulé ordinaire. Ce tube peut irriter la gorge et, rarement, déchirer la trachée, surtout après un détartrage.
Le chat cache sa douleur, qui se lit pourtant sur son visage ; ses antidouleurs sont ceux que prescrit le vétérinaire, et le paracétamol lui est toxique.
Rien ici ne tient lieu de consultation : la préparation, le choix des produits et la surveillance appartiennent au vétérinaire qui voit le chat.

Le soir du retour : ce qui est normal, et ce qui ne l'est pas

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 9. Réveil, retour à la maison et suivi »

La plupart des chats rentrent le soir même. Aux États-Unis, 1 150 des 1 324 vétérinaires interrogés pour une enquête publiée en 2023 rendaient la chatte stérilisée à son propriétaire le jour de l'opération, soit 86,9 % ^[1]. La fin du réveil se passe donc souvent à la maison, sous vos yeux, et c'est le soir que naissent la plupart des inquiétudes. Pour chaque situation, voici ce qu'en disent les publications, puis ce qui justifie d'appeler. Les consignes écrites que vous a remises la clinique restent la référence : elles tiennent compte de l'acte, des produits employés et de votre chat.

Il tremble, titube, miaule ou ne dort pas

Rien de cela n'est rare. L'association vétérinaire américaine (AVMA) écrit qu'un animal qui frissonne au réveil n'a pas forcément froid, et que certains miaulent ou gémissent pendant cette phase ^[2]. Pour l'AAHA, l'association des hôpitaux vétérinaires américains, un animal peut ne pas paraître « normal » pendant les 12 à 24 premières heures, sembler groggy ou confus, marcher de travers et rater ses sauts quelques heures ^[3]. International Cat Care, une organisation britannique consacrée au chat, décrit un chat calme et instable sur ses pattes, parfois au contraire agité et plus alerte, et des changements de comportement passagers ^[4].

Pour combien de temps ? Les pages destinées aux propriétaires ne s'accordent pas. Une page de l'université Cornell parle d'un retour aux activités dans l'heure qui suit le réveil ^[5] ; la Blue Cross, de chats debout quelques heures après l'opération ^[6]. L'AAHA compte 12 à 24 heures de somnolence, avec un animal qui doit pourtant se réveiller facilement ^[7]. Le dispensaire britannique PDSA estime que les produits s'estompent en 12 à 48 heures ^[8], et l'association américaine des praticiens félins (AAFP) prévient que le chat peut dormir davantage les deux jours suivants ^[9]. Ces durées ne reposent sur aucune étude citée. Elles varient avec l'acte, les produits et le chat.

Le froid peut ralentir le réveil. Un chat anesthésié se refroidit vite : dans une série espagnole de 275 dossiers d'anesthésie de chats, presque tous, environ 97 %, finissaient l'anesthésie au-dessous de 38,5 °C ^[10]. Les recommandations félines de l'AAFP, publiées en 2018, citent l'hypothermie parmi les causes d'un réveil prolongé ^[11].

L'agitation, elle, a d'autres causes possibles. Ces mêmes recommandations rangent le réveil retardé, la dysphorie (un malaise agité) et le délire de réveil parmi les complications courantes des premières heures, et en attribuent une partie à certains médicaments, une autre à la douleur, qu'elles jugent la première cause à envisager devant un chat qui se débat ^[11]. Certains antidouleurs dérivés de la morphine rendent le chat euphorique. Le résumé des caractéristiques du produit (RCP, la notice officielle destinée au vétérinaire) d'une buprénorphine autorisée en France décrit, de façon fréquente, des ronronnements, des frottements et une augmentation des déplacements, qui disparaissent habituellement en 24 heures ^[12]. L'AAHA qualifie pourtant de « mythe persistant » l'idée que ces produits rendraient le chat excessivement agité aux doses habituelles ^[13].

Un chat « qui ne vous reconnaît plus » : la question revient souvent. Nous n'avons trouvé aucune étude qui décrive un changement durable de caractère dû à l'anesthésie elle-même. Une thèse de l'école vétérinaire de Toulouse a interrogé des propriétaires avant une stérilisation, 48 heures après et 15 jours après, chez des chiens et des chats jeunes et sains, sans montrer, après une analyse descriptive, de déficit cognitif cliniquement handicapant ; seul son résumé a pu être lu ^[14]. Une revue portant sur le chien et le chat relie les changements observés après une opération au stress et à la douleur : somnolence, appétit en baisse, léchage de la plaie, vocalises ^[15].

Il vomit, ne mange pas, n'a pas fait ses besoins

Des vomissements légers après le réveil figurent parmi les incidents mineurs que cite l'AVMA ^[2]. Ils sont fréquents dès la prémédication avec certains calmants : chez 21 chats ayant reçu de la dexmédétomidine seule, 16 ont vomi, soit 76 % ^[16], et dans un essai sur 12 chats de laboratoire en bonne santé, où l'on cherchait justement à provoquer le vomissement, 9 vomissaient avec un dérivé de la morphine, l'hydromorphone, contre 7 avec la dexmédétomidine ^[17]. Ces vomissements survenaient surtout dans les deuxième et troisième minutes après l'injection, donc à la clinique, dans une étude japonaise sur 80 chats ^[18].

L'appétit revient à des vitesses différentes. Chez 50 chats castrés lors d'un essai, 88 % de ceux dont le protocole d'anesthésie reposait sur l'alfaxalone mangeaient dans l'heure, contre 65 % avec un protocole à base de kétamine, les autres produits étant les mêmes dans les deux groupes ^[19]. Pendant 12 à 24 heures, le chat peut bouder sa gamelle, selon l'AAHA ^[20]. Ses recommandations de 2024 sur les fluides conseillent de reprendre l'alimentation et la boisson dès que possible après l'anesthésie ^[21]. À Nantes, l'école vétérinaire propose de redonner le soir même une petite partie de la ration habituelle, en pâtée, puis une autre petite partie plus tard dans la soirée si le premier repas est bien toléré ^[22]. Aucune étude féline n'a comparé deux moments de reprise du premier repas.

Pas de selles pendant 24 à 48 heures, c'est décrit comme courant ^[3], et le PDSA évoque même quelques jours ^[23]. Les pages lues n'en donnent pas la raison. L'urine, en revanche, se surveille : une difficulté à uriner fait partie des signes qui, pour le PDSA, justifient d'appeler tout de suite ^[23].

Privé de nourriture plusieurs jours, un chat court un risque propre à son espèce, la lipidose hépatique, une surcharge du foie en graisse. International Cat Care demande de faire voir rapidement un chat qui n'a rien mangé depuis 2 jours, ou qui mange moins de 80 % de ses besoins depuis 5 jours ^[24]. Une revue consacrée à cette maladie décrit une perte d'appétit de plusieurs jours à plusieurs semaines chez les chats atteints, sans citer l'anesthésie parmi les déclencheurs ^[25]. Le lien entre un repas sauté après une opération et cette maladie n'est donc pas démontré. Le délai de 2 jours ne doit pas pour autant devenir une attente : les seuils pour appeler sont plus courts, et ils figurent plus bas.

Sa langue pend, ses pupilles restent grandes, une paupière blanche se voit

Ces trois signes reviennent souvent dans les questions des propriétaires. Aucune des pages vétérinaires grand public que nous avons lues ne les mentionne. Les notices des médicaments, elles, parlent des pupilles et de la paupière, pas de la langue.

Les pupilles dilatées s'expliquent souvent par les médicaments. Les opioïdes, cette famille d'antidouleurs puissants dérivés de la morphine, dilatent la pupille du chat, comme le rappellent les recommandations de l'ISFM sur la douleur aiguë ^[26]. Pour la méthadone, les notices autorisées en France préviennent que chez le chat la dilatation persiste longtemps après la fin de l'effet antidouleur ^[27] ; pour la buprénorphine, elle est fréquente et, dans cinq des huit notices, disparaît habituellement en 24 heures ^[12]. La kétamine peut laisser des yeux ouverts, des pupilles dilatées et des mouvements rapides des yeux ^[28]. Un chat aux pupilles larges n'est donc pas forcément un chat qui souffre ou qui ne voit pas. S'il se cogne aux meubles et ne trouve plus sa gamelle, en revanche, appelez : la cécité après une anesthésie existe, rarement, et elle est détaillée plus loin.

La « paupière blanche » qui couvre en partie l'œil est la troisième paupière, ou membrane nictitante. Elle peut remonter sous l'effet de certains calmants. La notice d'un calmant ancien, l'acépromazine, cite cette remontée parmi ses effets, de façon très rare ^[29], et une revue systématique de la gabapentine, souvent donnée avant une visite, la range parmi ses effets indésirables, qui avaient disparu en 8 à 10 heures dans l'une des études incluses ^[30].

Un œil mi-clos, le soir, peut venir de la pommade posée pour protéger ses yeux pendant l'anesthésie. Une étude allemande l'a montré sur 41 chats : 38 plissaient l'œil deux heures après l'anesthésie du côté de la pommade, et aucun du côté traité par un gel ^[31]. La protection reste utile : au Canada, malgré une lubrification toutes les 15 minutes, 14 chats sur 42 avaient de petites érosions de la cornée, et la production de larmes de l'ensemble des chats restait diminuée pendant au moins quatre heures ^[32].

Pour la langue qui reste sortie, nous n'avons trouvé aucune publication qui décrive ce signe au réveil ni sa durée. Une langue qui gonfle, un chat qui bave beaucoup, avale mal ou respire bruyamment relèvent de l'appel à la clinique, sans attendre le lendemain.

Il tousse un peu : la sonde

Pendant une anesthésie générale, le vétérinaire glisse le plus souvent une sonde souple dans la trachée, le conduit de l'air. Par elle passent l'oxygène et le gaz anesthésique ^[2], elle garde le passage de l'air ouvert ^[5], et son petit ballonnet gonflable protège les poumons si le chat régurgite ^[11]. C'est le déroulé habituel d'une anesthésie générale, pas le signe d'une intervention plus lourde. La sonde est retirée quand le chat avale à nouveau ^[2].

Elle peut irriter la gorge. Selon l'AAHA, une petite toux pendant un à deux jours est possible ; une toux humide, qui s'aggrave ou qui ramène des sécrétions, justifie d'appeler ^[20]. Le PDSA est plus strict : une toux qui dure plus de 24 heures se montre au vétérinaire ^[23]. Sa fréquence n'a pas été mesurée chez le chat dans les publications lues. Dans un petit essai sur 20 chats, le bruit respiratoire du réveil était plus fréquent avec une sonde qu'avec un masque posé au-dessus du larynx ^[33], et les recommandations de l'AAFP notent moins d'inconfort et une meilleure prise alimentaire avec ce type de masque ^[11].

Une complication rare se cache parfois derrière une toux : la déchirure de la trachée. Dans une série américaine de 20 chats, les chats ont été vus de 5 heures à 12 jours après l'anesthésie, et 14 de ces chats sortaient d'un détartrage ^[34]. Une autre série en décrit les signes : air sous la peau, qui crépite au toucher, toux, haut-le-cœur, gêne respiratoire, perte d'appétit et fièvre ^[35]. La plupart guérissent avec un traitement médical ^[34]. Nous y revenons dans la partie consacrée aux complications.

Les autres chats le rejettent

Il revient, et son compagnon de toujours crache, souffle ou l'attaque. Les organismes vétérinaires britanniques donnent la même explication : le chat rapporte les odeurs de la clinique, qui inquiètent les autres et masquent son odeur habituelle ^{[4, 23]}. Pour International Cat Care, mieux vaut garder les chats dans des pièces séparées de quelques heures à un ou deux jours, laver la literie de la caisse, mettre en commun celle des pièces partagées, puis les réunir peu à peu, sous surveillance ^[4]. Le PDSA ajoute d'empêcher l'autre chat de lécher la plaie ^[23].

Une revue espagnole sur le stress du chat décrit ce conflit au retour d'un chat séparé pour un problème médical, et une réintroduction progressive, par l'odeur d'abord, par la vue ensuite ^[36]. Elle ne donne aucun chiffre : la durée de ce rejet n'a pas été mesurée.

Quand appeler la clinique

La consigne de votre clinique passe avant ce tableau. Les seuils sur le réveil, l'appétit, les selles, la toux et les cris viennent de pages destinées aux propriétaires (AAHA, PDSA, International Cat Care) et de la fiche de sortie de l'AAHA : aucune étude ne les a établis. Ils ne s'accordent pas toujours entre eux, et nous les donnons côte à côte. En cas de doute, appelez, même pour une question qui vous paraît petite.

Signe observé	Ce que disent les pages citées	Sources
Encore très endormi, difficile à réveiller	Somnolence possible 12 à 24 h, mais réveil facile ; appeler si, après 24 h, une caresse ne le réveille pas	^{[20, 3]}
Titube encore, se cogne aux murs	Démarche instable quelques heures ; appeler si elle persiste après 24 h	^[3]
Très fatigué, ne tient pas debout	Motif d'appel (PDSA)	^[23]
Ne mange pas	Appeler après 12 h (AAHA, page propriétaires), 24 h (PDSA, AAHA sortie), 2 jours (International Cat Care)	^{[3, 23, 20, 24]}
Ne boit pas	Appeler après 12 h (AAHA, page propriétaires)	^[3]
Vomit, diarrhée	Motif d'appel	^{[3, 23]}
Pas de selles	Appeler après 48 h, ou s'il pousse sans résultat	^[3]
N'arrive pas à uriner	Appeler tout de suite	^[23]
Tousse	Toux légère possible 1 à 2 jours ; appeler si elle est humide, s'aggrave ou dure plus de 24 h	^{[20, 23]}
Respire vite ou difficilement, les jours suivants	Décrit dans des séries de chats en insuffisance cardiaque ou en œdème pulmonaire après une anesthésie	^{[37, 38, 39, 40]}
Air sous la peau, qui crépite	Signe d'une déchirure de la trachée	^{[35, 34]}
Crie, se plaint plus d'une heure	Motif d'appel	^[3]
Plaie rouge, gonflée, qui coule ou s'ouvre	Motif d'appel	^{[23, 4]}
Changement de comportement qui vous inquiète	Motif d'appel	^[20]
Chaton anormalement calme après sa stérilisation	Motif d'appel	^[41]

La respiration mérite une attention à part. Aux Pays-Bas, 15 chats jugés sains à l'examen ont fait une insuffisance cardiaque après leur stérilisation ^[37], et dans une série européenne de 21 chats atteints d'un épaississement passager du cœur, une anesthésie précédait l'épisode chez 7 ^[38]. Le centre de pharmacovigilance vétérinaire de Lyon, qui travaille avec l'agence française du médicament vétérinaire, a de son côté recensé une soixantaine de déclarations d'œdème pulmonaire après une anesthésie chez le chat, survenu dans 7 cas sur 10 entre 24 et 72 heures après ^[40]. Ces déclarations n'ont pas de dénominateur : on ne sait pas sur combien d'anesthésies elles portent, et sa fréquence reste inconnue. La respiration rapide ou difficile dans les jours qui suivent se montre sans attendre.

La veille et le matin : le jeûne, l'eau, le bilan

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 3. Évaluation préanesthésique et préparation »

L'anesthésie commence à la maison. C'est la formule des recommandations de l'AAHA de 2020, qui décrivent un parcours allant de la maison à la clinique, puis de nouveau à la maison ^[20]. La veille compte, et ce que vous dites à l'équipe aussi.

Le jeûne et l'eau : pourquoi les consignes diffèrent

On demande un estomac vide pour une raison : sous anesthésie, le contenu de l'estomac peut remonter dans l'œsophage, le tube qui mène à l'estomac, et dans le pire des cas passer dans les poumons. Chez le chat, ce reflux est fréquent mais rarement visible. Dans une étude américaine sur 27 chats à jeun depuis au moins 12 heures, anesthésiés pour des soins dentaires, 9 ont eu au moins un reflux, détecté par une sonde de mesure, sans qu'aucune régurgitation ne se voie ^[42]. Une étude grecque sur 50 chats à jeun depuis la veille en comptait 7, et un seul chat a régurgité ^[43]. Des complications existent, rares : deux chats sains ont développé une inflammation sévère de l'œsophage dans les jours suivant une anesthésie ^[44].

Quelle durée de jeûne, alors ? En 2018, les recommandations félines de l'AAFP écrivent que les 6 à 12 heures longtemps conseillées ne reposent pas sur des preuves. Elles notent l'absence de données chez le chat et admettent, au choix du vétérinaire, un jeûne plus court, de 3 à 4 heures, après un petit repas de pâtée, l'eau restant disponible jusqu'à la prémédication ^[11]. L'AAHA constate en 2020 que la durée conseillée pour un adulte sain a diminué ^[20], et la recommandation de 2022 sur l'environnement du chat demande un jeûne pas plus long que nécessaire, avec des consignes claires au propriétaire ^[45].

Les études qui fondent ces durées portent sur le chien, et elles se contredisent. Sur 120 chiens répartis au hasard, un repas de pâtée donné 3 heures avant réduisait les reflux par rapport à un jeûne de 10 heures (3 chiens sur 60 contre 12 sur 60) ^[46]. Dans un autre essai, sur 82 chiens opérés des os, le même repas les augmentait par rapport à une nuit de jeûne (25 sur 41 contre 18 sur 41) ^[47]. Une revue systématique qui a réuni ces essais n'a pas pu conclure, et relève que les preuves sont encore plus rares chez le chat ^[48]. Une seule thèse, brésilienne, a comparé chez le chat deux durées de jeûne, 4 et 8 heures, sur sept chattes qui n'étaient pas opérées : après des croquettes, l'estomac de 5 d'entre elles en contenait encore à 8 heures ; après de la pâtée, il était vide dès 4 heures ^[49].

Sur le terrain, les écoles ne disent pas la même chose. Celle d'Alfort demande de ne plus nourrir après 22 heures et de retirer l'eau le matin au réveil ^{[50, 51]}. Celle de Nantes arrête la nourriture après le repas de 21 heures et laisse l'eau jusqu'au matin ^{[22, 52]}. Au Royaume-Uni, le même dispensaire donne minuit sur une page et 22 heures sur une autre ^{[53, 8]}, tandis qu'International Cat Care laisse l'eau toute la nuit ^[24]. Votre clinique connaît l'heure de passage, les produits qu'elle emploiera et votre chat : sa consigne est la bonne.

Deux cas changent la règle. Pour le chaton de moins de 8 semaines ou de moins de 2 kg, l'AAHA limite le jeûne à 1 ou 2 heures et conseille de le passer en premier dans la journée ^[54]. Chez 75 chatons de 8 à 16 semaines stérilisés après une nuit de jeûne, aucun n'a fait d'hypoglycémie après l'opération, d'après le résumé de l'étude ^[55]. Le chat diabétique, lui, a besoin d'un jeûne abrégé et d'un plan pour l'insuline, décidé avec le vétérinaire ^{[20, 54]}. L'école de Nantes et le PDSA demandent de garder le chat à l'intérieur la nuit précédente, pour qu'il ne trouve pas à manger dehors ^{[22, 8]}.

Le bilan sanguin, l'examen du cœur, la pesée

L'examen clinique vient d'abord. L'AAHA demande qu'il soit fait et noté dans les 12 à 24 heures qui précèdent l'anesthésie ^[20], et l'AAFP rappelle que le chat a tendance à cacher ses maladies ^[11]. La pesée du jour sert à calculer les doses ^[20] ; les doses se calculent sur le poids idéal chez le chat en surpoids ^[11].

La prise de sang est souvent proposée, rarement imposée. L'AAFP veut des examens choisis selon le chat ^[11], l'AAHA une base pouvant comprendre une numération, une biochimie et une analyse d'urine, et juge raisonnable un bilan de moins de 3 à 6 mois s'il était normal chez un chat en bonne santé ^[20]. Que change-t-elle ? Chez 333 chats et chiens de plus de 8 ans, examinés puis testés sans cible particulière, le bilan a modifié la classe de risque de 4 animaux (1,2 %), dont un seul chat, et le protocole de 7 (2,1 %), sans annuler aucune anesthésie ^[56]. Dans un hôpital universitaire espagnol, 57 actes sur 350 ont été annulés après l'évaluation, et dans 26 cas le déclencheur était un résultat anormal qu'aucun signe à l'examen ne laissait prévoir ^[57]. Les deux études ne portent pas sur les mêmes animaux : la seconde comptait beaucoup de chats et de chiens sans historique connu. En 2026, une étude turque a trouvé au moins une valeur hors des normes chez 84,1 % de 414 chats sains avant leur stérilisation, le plus souvent une urée un peu haute ; une valeur hors norme n'est pourtant pas une maladie, et le résumé de l'étude ne dit rien des complications ^[58].

Le cœur pose une question propre au chat. Environ un chat apparemment sain sur sept a une cardiomyopathie hypertrophique, un épaississement du muscle cardiaque : dans une étude, 16 chats sur 103 avaient une cardiomyopathie, hypertrophique chez 15 ^[59], 14,7 % de 780 chats de refuge dans une autre ^[60]. Le consensus américain de cardiologie (ACVIM) parle de jusqu'à 29 % chez les chats âgés ^[61]. L'auscultation ne suffit pas à les repérer. Dans la première étude, le souffle n'a signalé que 5 des 16 chats atteints ^[59], et l'ACVIM écrit que beaucoup de chats malades n'ont aucun bruit anormal ^[61]. Dans un laboratoire de l'Ontario, sur 90 chats autopsiés après une mort survenue autour d'une anesthésie, 21 avaient une cardiomyopathie, et 4 seulement étaient connus comme malades du cœur auparavant ^[62].

Ce consensus propose d'envisager un bilan cardiaque chez le chat de 9 ans ou plus avant une anesthésie, avec un niveau de preuve faible ^[61]. L'échographie du cœur est l'examen de référence. Chez 40 chats présentant une anomalie à l'examen, le plus souvent un souffle, trois anesthésistes ont refait leur plan une fois l'échographie connue : selon l'anesthésiste, le plan changeait pour 16 à 38 chats sur 40, d'après le résumé de l'étude ^[63]. Le test sanguin rapide du NT-proBNP, un marqueur de souffrance du cœur, a manqué plus de la moitié des chats malades dans une étude menée en clinique généraliste ^[64] ; l'ACVIM demande qu'un test positif soit toujours suivi d'une échographie ^[61].

Le transport, le stress, et les calmants donnés à la maison

Le stress change ce que mesure le vétérinaire. Il peut faire monter la tension, le rythme cardiaque, la respiration, la température et la glycémie du chat ^[65]. Parmi 185 chats de 10 ans ou plus, au moins 5,4 % avaient une tension élevée seulement à cause de la visite ^[66]. Un chat très anxieux demande aussi plus de calmant, avec les effets qui vont avec ^[20].

Le voyage compte. En Espagne, 31 chats transportés dans une caisse préparée, couverte et stable, avec une phéromone de synthèse, atteignaient plus vite la sédation et demandaient moins de propofol à l'induction que 36 chats dont les propriétaires n'avaient pas suivi tout le protocole ; chacun choisissait de le suivre ou non, sans tirage au sort ^[67]. Les recommandations de 2022 sur la manipulation du chat demandent d'éviter la contention forte et la prise par la peau du cou, et préfèrent reporter un acte non urgent plutôt que de forcer un chat très agité ^[68].

Un médicament donné à la maison avant de partir est d'usage courant, selon l'AAHA ^[20]. L'AAFP le recommande fortement pour beaucoup de chats, avec la gabapentine ^[11], et l'AAHA juge qu'un anxiolytique est indispensable pour les chats craintifs ou agressifs ^[20]. Vingt chats habitués à mal vivre les consultations ont reçu tour à tour gabapentine et placebo : sous gabapentine, leurs scores de stress baissaient au transport et à l'examen ^[69]. Chez 47 chats hyperthyroïdiens, une sédation complémentaire a été nécessaire chez 2 des 22 chats sous gabapentine et 6 des 25 sous placebo, une différence non significative ^[70]. Ses effets indésirables, démarche instable, salivation, troisième paupière visible, vomissements, ne durent que quelques heures, comme nous l'avons vu ^[30]. En France, aucune gabapentine vétérinaire n'est autorisée : le vétérinaire qui la prescrit emploie un médicament humain ^[71]. La prégabaline existe, elle, sous forme vétérinaire pour le chat depuis 2021 ^{[71, 72]}. Un essai italien publié en 2026 lui trouve un bénéfice de plus : chez 54 chattes stérilisées, celles qui l'avaient reçue à la maison avant l'admission avaient moins mal pendant l'heure suivant le réveil que celles sous placebo, sans écart de leurs constantes ^[73]. Le suivi s'arrêtait à une heure. En Iran, sur 573 chats stérilisés, ceux qui avaient reçu de la gabapentine avant demandaient moins d'anesthésiant, dans une étude rétrospective ^[74]. L'acépromazine, à l'inverse, calme sans apaiser la peur, et les recommandations de 2022 écrivent qu'elle n'est pas un anxiolytique ^{[68, 75]}. La gabapentine s'accumule chez le chat insuffisant rénal ^[76]. Le choix d'un médicament, son heure et sa dose reviennent au vétérinaire.

Ses traitements en cours

Toute modification d'un traitement se décide avec le vétérinaire du chat, et la plupart se poursuivent le jour de l'anesthésie ^[20]. Parmi les traitements qu'elle maintient, l'AAHA range ceux de la thyroïde, du comportement et de la douleur, la plupart des traitements cardiaques, les antibiotiques et les corticoïdes, dont l'arrêt brutal est déconseillé ; parmi ceux qu'elle suspend le jour même, certains médicaments de la tension, surtout les inhibiteurs de l'enzyme de conversion ; l'insuline, elle, suit une consigne précise ^[20]. L'AAFP garde les traitements de l'asthme jusqu'au matin de l'anesthésie ^[11]. L'école d'Alfort demande de ne pas interrompre les traitements et fait trancher l'anesthésiste pour un chat cardiaque ou diabétique ^[50] ; celle de Nantes demande d'apporter l'insuline ^[22]. Depuis 2026, l'AAHA range aussi parmi les prises à sauter le jour de l'anesthésie celle d'une nouvelle classe d'antidiabétiques oraux, les inhibiteurs du SGLT2, en s'appuyant sur la médecine humaine, sans étude féline citée ^[77]. La liste de tout ce que reçoit le chat, compléments et produits « naturels » compris, aide l'équipe ^[20].

Ce que vous pouvez demander à la clinique

Les recommandations invitent le vétérinaire à expliquer l'anesthésie et ses risques avant de recueillir un consentement écrit ^[20]. En France, le consentement éclairé figure dans le code de déontologie vétérinaire depuis 2015 ^[78]. Posez vos questions : un site de l'AAFP destiné aux propriétaires en propose plusieurs ^[79] :

Un bilan sanguin est-il prévu, et sinon pourquoi ?
Mon chat aura-t-il un cathéter, une perfusion ?
Qui le surveille pendant l'anesthésie, et pendant le réveil ?
À quelle heure pourrai-je le reprendre ?
Quels médicaments devrai-je lui donner à la maison ?

D'autres questions découlent des publications lues : signaler comment s'est passée sa dernière anesthésie ^[20] ; quels signes doivent vous faire rappeler ; à qui téléphoner la nuit. L'AAHA de 2011 demandait déjà des consignes écrites pour les médicaments du retour ^[80].

Une anesthésie, étape par étape

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 5. Induction et entretien de l'anesthésie »

Une anesthésie générale se déroule en plusieurs temps : on calme et on soulage, on endort, on entretient le sommeil, on surveille, puis on réveille. Le vétérinaire adapte chaque temps au chat, à l'acte et à ce que la clinique possède. Ce qui suit décrit le principe, jamais un protocole.

Calmer et soulager avant : la prémédication

La prémédication est l'injection donnée avant l'endormissement. L'AAHA la décrivait déjà en 2011 comme un mélange de calmant et d'antidouleur ^[80]. Elle apaise le chat, diminue la quantité des produits nécessaires ensuite, et donc leurs effets indésirables ^[20]. Plusieurs de ces calmants ont un antidote : les opioïdes, les alpha-2 (une famille de sédatifs puissants) et les benzodiazépines peuvent être « renversés » ^[11]. Au Canada, chez 44 chattes, avec l'antidote d'un alpha-2, les chattes se tenaient de nouveau couchées sur le ventre en 15 minutes environ, contre 60 sans lui ^[81].

Ces produits ont des effets visibles. Les alpha-2 font souvent vomir, nous l'avons vu, et ralentissent le cœur ^{[16, 11]}. Dans des essais américains, un antivomitif donné avant réduisait ces vomissements : 1 chatte sur 32 vomissait contre 20 sur 34 sans lui, dans l'un d'eux ^[82]. Selon le résumé de la grande cohorte internationale publiée en 2024, l'emploi d'un alpha-2, d'un opioïde pur en prémédication et d'une anesthésie locale allait de pair avec moins de morts ^[83].

« Gazeuse ou piqûre » : deux étapes d'une même anesthésie

C'est la question que les propriétaires se posent entre eux. Elle oppose souvent deux choses qui se suivent. Le plus souvent, le chat est endormi par une injection dans la veine, puis maintenu endormi par un gaz qu'il respire à travers la sonde, ou par de nouvelles injections ^[20]. Les pages vétérinaires grand public décrivent ces étapes ensemble, sans placer l'une au-dessus de l'autre ^{[5, 2]}, et l'école d'Alfort parle d'un état « produit par l'administration de médicaments par une perfusion, et/ou par la respiration » ^[50].

Chaque voie a ses limites. Les gaz anesthésiques, isoflurane et sévoflurane, font baisser le débit du cœur et la tension de 50 à 70 % aux concentrations nécessaires pour opérer, selon l'AAFP ^[11]. Chez 1 019 chats sains stérilisés au Royaume-Uni, presque tous maintenus à l'isoflurane, la tension a baissé chez 22,6 % ^[84]. Les produits injectables, de leur côté, peuvent prolonger le réveil quand on les donne longtemps : l'AAFP compte une à deux heures avant que le chat ne se lève après une perfusion d'alfaxalone ^[11]. Endormir un chat directement au masque ou dans une boîte remplie de gaz n'est plus recommandé, sauf en dernier recours : le stress, la quantité de gaz nécessaire et la pollution de la salle y sont plus grands ^{[11, 20]}.

Aucune étude ne tranche, parmi celles que nous avons lues, en faveur de l'une ou de l'autre. Dans la grande enquête britannique CEPSAF, aucun médicament ni aucune famille de médicaments n'était lié aux décès une fois l'état de santé pris en compte ^[85]. Aucun essai randomisé comparant directement, chez le chat, l'entretien par injections et l'entretien par gaz sur la qualité du réveil n'a été trouvé. La croyance selon laquelle « la piqûre abîme les reins » est traitée plus bas, avec les idées reçues. Le choix revient au vétérinaire, selon le chat, l'acte et le matériel. Les deux gaz, le propofol et l'alfaxalone sont autorisés en France pour le chat ^{[86, 87, 88, 89]}.

La sonde dans la trachée, ou un masque posé sur le larynx

Un chat tigré endormi, couché sur une table ; une main lui tient la tête relevée pendant qu'une autre glisse un tube transparent dans sa gueule. — La pose de la sonde : le chat endormi a la tête maintenue relevée, et le tube souple est glissé dans la trachée. Son petit ballonnet, gonflé ensuite, protège les poumons. Photo : Bill Rhodes, Wikimedia Commons (Flickr), CC BY 2.0.

Sous anesthésie générale, le chat perd les réflexes qui protègent ses poumons et respire moins bien ^[11]. Une sonde munie d'un petit ballonnet gonflable, glissée dans la trachée, reste la façon la plus courante de garder le passage de l'air ouvert et protégé ^[11]. L'AAHA demande ce contrôle des voies respiratoires pour les actes longs, invasifs ou douloureux, dont les soins dentaires et la stérilisation, et admet une sédation sans sonde pour un acte court chez un animal sain ^[20]. L'association américaine des vétérinaires de refuge juge acceptable de ne pas intuber pour un acte court, à condition de pouvoir le faire à tout moment ^[90]. Le larynx du chat est petit et réagit vivement. Il se contracte facilement quand on le touche, ce qui peut gêner la pose de la sonde ^[11]. En France, un spray de lidocaïne, un anesthésique local, est autorisé depuis 2018 pour l'insensibiliser chez le chat ^[91].

La sonde a aussi ses risques. Dans CEPSAF, les chats intubés mouraient un peu plus souvent que les autres, à état de santé et acte égaux. Le lien est à la limite de la signification statistique : significatif dans l'article, tout juste non significatif dans la thèse de l'auteur ^{[85, 92]}. Les auteurs y voyaient la fragilité de la trachée et du larynx du chat, et proposaient, pour les actes mineurs, un apport d'oxygène sans sonde ^[85]. Une étude britannique plus récente, sur 1 019 chats sains, n'a pas trouvé de lien entre la sonde et la baisse de tension, le ralentissement du cœur ou le refroidissement ; la sonde s'est bouchée chez 1,1 % des chats ^[84].

Un dispositif posé au-dessus du larynx, sans entrer dans la trachée, existe sous le nom de v-gel. L'AAFP le juge une alternative valable à la sonde ^[11]. Comparé à la sonde chez 20 chats, il entraînait moins de bruit respiratoire au réveil ^[33]. Chez 40 chatons anesthésiés deux fois, le reflux de l'estomac était en revanche plus fréquent avec un masque laryngé, chez 20 d'entre eux, qu'avec une sonde, chez 9 ^[93].

Qui surveille, et quoi

La surveillance est l'un des rares gestes associés, dans les études, à moins de décès. Quand on suivait leur pouls ou l'oxygénation de leur sang, par un petit capteur posé sur la langue ou l'oreille, les chats de CEPSAF avaient trois à quatre fois moins de risque de mourir ^[85]. L'auteur demandait lui-même d'autres travaux avant de conclure à une relation de cause à effet ^[92]. En Ontario, la présence d'un technicien pendant l'anesthésie allait de pair avec moins d'arrêts cardiaques chez le chat ^[94], et l'AAFP retient qu'une personne dédiée à l'anesthésie réduit la mortalité ^[11].

Ce que les spécialistes demandent a changé. En 2025, le collège américain d'anesthésie vétérinaire (ACVAA) a fait de la mesure du gaz carbonique expiré, de la tension et de l'électrocardiogramme un minimum, et demande que l'anesthésiste reste en permanence auprès de l'animal ^[95]. Il rappelle que les trois heures qui suivent l'arrêt de l'anesthésie sont les plus risquées ^[95]. Il ne veut rendre le chat que réchauffé, orienté, capable de marcher, sans nausée ni douleur, tout en précisant que son texte ne fixe pas un standard de soins obligatoire ^[95]. L'AAHA veut de même un chat observé de près jusqu'à ce qu'il soit éveillé, à température normale et capable de marcher ^[20].

La pratique ne suit pas toujours. Une personne dédiée surveillait la chirurgie de routine pour 24 % des 131 vétérinaires québécois qui ont répondu à une enquête de 2016, et pour 69 % des répondants d'une enquête canadienne anglophone de la même période ^{[96, 97]}. Une enquête néo-zélandaise publiée en 2018 en comptait habituellement une dans 92 % des 113 cliniques répondantes, mais les questionnaires n'étaient pas identiques ^[98]. Cette même enquête canadienne ne trouve que 11 répondants sur 109 à surveiller le réveil avec la même attention que l'anesthésie ^[97]. En Suède, une étude avant-après a vu les complications passer de 52 animaux sur 300 sans liste de contrôle à 15 sur 220 avec, chiens et chats confondus ^[99]. En France, la loi permet depuis 2025 de déléguer certains actes aux auxiliaires spécialisés vétérinaires, et la liste de ces actes restait en projet la même année ^{[100, 101]}.

Garder la chaleur, la pression, et la perfusion

Le chat se refroidit vite sous anesthésie. À Toulouse, 34 chattes sans autre chauffage que des liquides de perfusion, réchauffés ou non, perdaient en une heure de 3,4 à 3,6 °C ^[102]. Isoler les pattes et le thorax change beaucoup : dans un essai néo-zélandais sur 16 chattes, la température de fin d'anesthésie était de 37,2 °C avec isolation contre 36,0 °C sans, et les chattes isolées se levaient en 26 minutes au lieu de 47 ^[103]. Réchauffer seulement les liquides de perfusion ne suffisait pas dans l'essai toulousain ^[102], alors qu'une étude viennoise y trouvait un effet ^[104]. Le froid n'est pas anodin : chez les chats refroidis de l'étude britannique, la tension baissait deux fois plus souvent, 39,8 % contre 21,0 % ^[84].

La tension se surveille et se corrige. En dessous d'une pression moyenne de 60 à 65 mmHg, l'ACVAA demande d'évaluer le chat et d'agir ^[95]. Certains calmants y jouent : avec l'acépromazine en prémédication, la tension baissait bien plus souvent dans l'étude britannique ^[84].

La perfusion, enfin, est moins évidente qu'il n'y paraît chez le chat. Son volume de sang est petit, de 50 à 60 ml par kilo, contre 80 à 90 chez le chien ^[11]. Perfusés, les chats de CEPSAF mouraient plus souvent ; les auteurs y voyaient surtout le reflet de chats plus malades, avec une part possible de surcharge en liquide ^[85]. Les débits conseillés ont baissé depuis 2013, et l'AAHA admet depuis 2024 qu'une perfusion n'est pas obligatoire pour une courte anesthésie par injection chez un chat sain ^{[105, 21]}. Pour le chat âgé, l'AAFP demandait en 2009 une perfusion à chaque anesthésie, et ses recommandations de 2021 ne reprennent pas cette formule et indiquent un débit plus bas chez le chat que chez le chien ^{[106, 107]}.

Sédation ou anesthésie générale : une radio, un examen, un chat qui a peur

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 4. Prémédication et sédation »

« On l'endort juste pour une radio » : la phrase rassure, mais elle dit moins qu'il n'y paraît. La sédation est un état où le chat reste conscient, plus calme, moins sensible ; l'AAFP y voit moins de contention, moins de stress et un réveil rapide ^[11]. La frontière avec l'anesthésie est pourtant floue. Une revue féline de 2020 rappelle que certains protocoles dits de sédation font perdre conscience et réflexes protecteurs, c'est-à-dire produisent une anesthésie générale, et qu'une sédation n'est pas toujours plus sûre : on la choisit souvent pour sa commodité ^[108].

Les chiffres vont dans ce sens. Dans CEPSAF, la sédation semblait moins risquée au premier abord, mais l'écart disparaissait une fois pris en compte l'état de santé du chat et l'acte prévu ^[85]. L'AAHA écrit qu'une sédation lourde peut même augmenter le risque, et qu'une anesthésie générale brève est souvent préférable chez un chat âgé ou fragile, parce qu'elle est mieux contrôlée ^[20]. En 2025, l'ACVAA distingue pour la première fois trois niveaux de sédation et demande, dès la sédation modérée, une surveillance du cœur et de la respiration, un cathéter dans la veine et le matériel d'intubation à portée de main ^[95].

Sans oxygène, un chat sédaté peut manquer d'air. Chez 222 chattes errantes anesthésiées par injection pour une stérilisation en Suisse, la moitié environ avaient une oxygénation trop basse au début ^[109], et une étude conclut que tout chat sédaté devrait recevoir de l'oxygène ^[110]. La sédation protège aussi, parfois. Sur 29 201 dons de sang de chats au Royaume-Uni, les effets indésirables étaient rares, 2,9 pour 1 000 dons, mais 4,4 fois plus fréquents quand le chat n'était pas sédaté ^[111].

Pourquoi sédater alors ? Pour un chat terrorisé, une contention forte est pire. Éviter la contention forte, c'est justement ce que demandent les recommandations de 2022 sur la manipulation du chat, et une thèse d'Alfort, lue en résumé, relie le stress du chat à l'examen radiographique lui-même, la contention chimique donnant de meilleurs clichés au prix d'un examen plus long ^{[68, 112]}. L'université Cornell rappelle qu'une anesthésie peut servir pour un soin simple chez un chat très agité, et qu'elle protège aussi l'équipe ^[5]. La sédation ne dispense pas de soulager la douleur : la WSAVA, l'association mondiale des vétérinaires des animaux de compagnie, range parmi les idées fausses l'idée qu'un animal sédaté ne ressent pas la douleur, la sédation ne faisant qu'en masquer les signes ^[113]. Le jeûne peut être demandé aussi pour un examen d'imagerie : à Nantes, l'imagerie sous anesthésie suit les mêmes consignes qu'une chirurgie ^[52]. Votre clinique vous le dira.

La douleur : la reconnaître, la soulager

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 8. Analgésie et évaluation de la douleur »

La douleur du chat a longtemps été oubliée. Au Canada en 1994, seuls 9,3 % des chats castrés recevaient un antidouleur après l'opération ; ils étaient 30,0 % en 2001 ^[114]. En France, en 1999, 8,1 % des vétérinaires interrogés donnaient des opioïdes au chat, contre 16,1 % au chien ^[115]. En 2022 encore, l'ISFM, la société internationale de médecine féline, constatait que beaucoup de vétérinaires ne prescrivent pas d'antidouleur pour le retour à la maison après un acte courant comme la stérilisation ^[26].

Un chat qui a mal se cache

Le chat ne crie pas toujours sa douleur. Il se cache, se toilette moins ^[116], se tient voûté, ne veut plus qu'on le touche, mange moins ou devient agressif, selon le guide d'International Cat Care destiné aux propriétaires ^[117]. Pour une revue britannique, observer son comportement reste le meilleur moyen de juger sa douleur, les mesures du rythme cardiaque ou des hormones n'y parvenant pas ^[118]. La douleur l'empêche aussi de manger : dans un essai canadien chez des chatons, elle réduisait la prise alimentaire ^[119]. Chez le chaton, la plaie est aussi sensible que chez l'adulte, mais les scores de douleur sont plus bas et la part émotionnelle de la douleur semble moindre, d'après une étude sur 145 chattes ^[120].

Lire la douleur sur son visage

Des chercheurs de Montréal ont mis au point, en 2019, une échelle de grimace du chat. Elle note cinq éléments du visage : la position des oreilles, le plissement des yeux, la tension du museau, les moustaches et le port de la tête, chacun de 0 à 2 ^[121]. À partir d'un score de 0,4 sur 1, les recommandations de l'ISFM proposent de soulager ^[26]. L'ISFM la présente comme le premier outil de douleur aiguë utilisable à la maison ^[26].

Les propriétaires s'en servent bien. Dans une enquête mondiale, 1 262 propriétaires ont noté des photos de chats, et leurs scores ne différaient pas de ceux de vétérinaires, sauf pour le museau ^[122]. Propriétaires, étudiants, infirmiers et vétérinaires s'accordent bien dans une autre étude, où les femmes donnaient des scores plus élevés que les hommes ^[123]. Son usage à la maison, après la sortie, n'a pas encore été validé. Une oreille rabattue et des yeux plissés comptent chacun dans le score de l'échelle, et un changement de comportement qui vous inquiète figure parmi les motifs d'appel du tableau plus haut.

Les médicaments contre la douleur, et le paracétamol, toxique pour le chat

Deux grandes familles servent après une opération. Les opioïdes d'abord, dont trois sont autorisés en France pour le chat : la méthadone, la buprénorphine et le butorphanol ^{[27, 12, 124]}. Le butorphanol agit peu de temps, une à deux heures selon l'ISFM, et ne suffit pas seul ^[26]. La réputation d'un chat « rendu fou » par ces produits vient surtout d'anciens rapports où l'on donnait des doses vingt à quarante fois trop fortes, explique une revue ^[118].

Les anti-inflammatoires non stéroïdiens viennent ensuite. Le méloxicam et le robénacoxib ont des spécialités vétérinaires pour le chat en France ^{[125, 126]}. L'ISFM les juge très efficaces et demande de ne pas s'en priver par crainte ^[26]. L'injection de robénacoxib, testée contre placebo chez 349 chats, divisait par deux environ le besoin d'un antidouleur de secours, 34 chats sur 173 contre 73 sur 175 sous placebo ^[127]. Ils demandent des précautions avec le rein : une série australienne a décrit 18 chats en atteinte rénale aiguë après une injection de méloxicam, 12 d'entre eux à l'occasion d'une anesthésie ou d'une sédation ^[128], et les recommandations de 2024 déconseillent ces produits chez un chat dont la tension est basse ^[129].

La durée compte. Dans une thèse allemande sur 80 chats, ceux qui n'étaient soulagés que le jour de l'opération avaient plus mal pendant trois jours que ceux traités plus longtemps ^[130]. À la maison, la difficulté est réelle : dans une enquête mondiale de 2 507 réponses, 77,0 % des propriétaires disaient que leur chat avait déjà tenté de les mordre ou de les griffer en le soignant, et 35,4 % n'avaient pas terminé un traitement ^[131]. Si vous n'y arrivez pas, dites-le à la clinique, d'autres formes existent parfois.

Le paracétamol, lui, est un poison pour le chat. Il lui manque une enzyme du foie, faute d'un gène devenu inactif, qui permet à l'humain d'éliminer ce produit ^[132]. Le produit abîme alors ses globules rouges, qui ne transportent plus l'oxygène, et peut tuer ^{[26, 133]}. Les recommandations nord-américaines de 2015 l'ont écrit noir sur blanc : il est contre-indiqué chez le chat ^[134]. L'université Cornell demande de ne jamais donner d'aspirine, d'ibuprofène ni de paracétamol à un chat sans l'accord du vétérinaire ^[5], et l'AAHA, aucun médicament humain sans avis vétérinaire ^[3].

Les anesthésies locales

Une anesthésie locale endort un nerf ou une zone, en plus de l'anesthésie générale, pour que la douleur n'atteigne pas le cerveau. Dans des soins dentaires chez 29 chats, des blocs nerveux de la mâchoire abaissaient les scores de douleur deux et quatre heures après ^[135]. Après une stérilisation, chez 45 chattes, un anesthésique local versé dans le ventre faisait passer le besoin de secours de 12 chattes sur 15 à 4 sur 15 ^[136]. Les blocs ne suffisent pas toujours : après des extractions nombreuses, 11 chats sur 12 ont eu besoin d'un secours, contre aucun quand les lésions étaient minimes ^[137]. La lidocaïne et la procaïne ont, en France, des spécialités vétérinaires pour le chat ; la bupivacaïne n'en a aucune ^{[91, 71]}.

Le risque : ce que disent les chiffres

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 2. Mortalité anesthésique et facteurs de risque »

« Et s'il ne se réveille pas ? » La peur est légitime, et souvent bien plus grande que le risque mesuré. Dans un centre de référé britannique, 432 réponses de propriétaires estimaient le risque de mort d'un chien ou d'un chat sain anesthésié à 16,2 % en moyenne ; une fois les chiffres publiés montrés, 63 % les trouvaient rassurants, d'après le résumé de l'étude ^[138]. Voici ces chiffres, avec ce qu'ils mesurent et leurs limites.

Combien de chats meurent d'une anesthésie

L'étude de référence reste britannique. Entre 2002 et 2004, l'enquête CEPSAF a suivi 79 178 anesthésies et sédations de chats dans 117 cliniques : 189 décès, dont 175 classés comme liés à l'anesthésie ou à la sédation et 14 sans information suffisante pour les écarter, ont été comptés dans les 48 heures, soit 0,24 %, environ une anesthésie sur 419 ^{[85, 139]}. Chez les chats en bonne santé, le risque était de 0,11 %, environ une anesthésie sur 895 ; chez les chats malades, de 1,40 %, environ une sur 71 ^{[139, 92]}. Ces deux derniers chiffres sont des estimations, calculées à partir d'un échantillon, et l'auteur les dit lui-même moins précis pour les chats malades ^[92].

D'autres études donnent d'autres chiffres, parce qu'elles ne comptent pas la même chose. Dans une clinique américaine de stérilisation à grande échelle, 34 chats sont morts dans les 24 heures sur 71 557 opérés, soit 0,048 % ^[140]. Dans trois cliniques britanniques, une seule mort a été relevée chez 1 019 chats sains stérilisés ^[84]. La grande cohorte internationale COMPLRED, publiée en 2024, compte 94 morts pour 14 964 anesthésies, soit 0,63 % ; elle comptait 23 % de chats des classes ASA III à V (3 442 sur 14 845, notre calcul), et la France en était le deuxième pays contributeur, avec 3 072 de ces anesthésies ^{[83, 141]}. Une revue de 2026 estime que le chiffre le plus juste, d'après les études menées dans plusieurs établissements, se situe entre 0,1 et 0,3 % ^[62].

Ces taux ne se comparent pas directement. Certaines études comptent les morts pendant l'anesthésie seulement, d'autres jusqu'à 24 heures, 48 heures ou sept jours ^[62]. Et dire qu'une mort est « liée à l'anesthésie » reste un jugement : devant les mêmes 432 décès de chiens et de chats, trois anesthésistes en ont attribué à l'anesthésie 12,5 %, 61,1 % et 68,5 % ^[142].

Le chat est plus exposé que le chien dans la plupart des études. Chez les animaux sains de CEPSAF, le risque du chat était plus du double de celui du chien, 0,11 % contre 0,05 % ^[139]. La cohorte COMPLRED, elle, trouve des chiffres voisins pour les deux espèces ^{[83, 143]}. Comparé à l'anesthésie humaine, le risque félin était environ dix fois plus élevé, selon les auteurs de CEPSAF, qui y voyaient surtout une différence de pratiques entre les deux médecines ^{[85, 92]}.

Quand cela arrive : surtout après l'intervention

Le moment le plus délicat n'est pas celui que l'on croit. Dans CEPSAF, 106 des 175 morts félines classées sont survenues après l'opération, et 66 d'entre elles dans les trois premières heures ^[92]. C'était le cas de 74,5 % des morts dans la cohorte internationale ^[83]. L'AAFP en retient que 60 % des morts liées à l'anesthésie surviennent pendant le réveil, surtout les trois premières heures ^[11]. Une revue avance des explications : besoin accru en oxygène au réveil, voies respiratoires qui se bouchent après le retrait de la sonde, moins de matériel de surveillance en service ^[62].

Le début compte aussi. Parmi 54 chats morts dans des programmes new-yorkais de stérilisation, plus de la moitié, 28, n'avaient même pas encore été opérés : ils avaient reçu leurs calmants et venaient d'être endormis ^[144]. Plus tard, le risque ne disparaît pas tout à fait : dans CEPSAF, 22 des 175 morts sont survenues entre 12 et 48 heures après l'opération ^[92].

Les causes restent souvent inconnues. Le cœur ou la respiration étaient en cause pour 126 des 175 morts de CEPSAF, et la cause restait inconnue pour 35 ^[92]. À l'autopsie des 54 chats de New York, 34 ne présentaient aucune lésion, et 18 avaient une maladie passée inaperçue, du poumon le plus souvent ^[144].

Ce qui augmente le risque

L'état de santé pèse le plus lourd. Les vétérinaires le notent sur une échelle de I (animal sain) à V (animal en danger de mort), appelée classe ASA. Dans la cohorte internationale, la mortalité passait de 4 morts sur 6 106 anesthésies en classe I à 17 sur 51 en classe V ^[141]. Une méta-analyse de cinq études félines trouve un risque multiplié par 4,8 chez les chats de classe III ou plus ^[145].

L'âge joue moins qu'on ne le croit. À 12 ans ou plus, les chats de CEPSAF avaient un risque environ deux fois plus élevé que ceux de 6 mois à 5 ans, une fois pris en compte leur état de santé ^[85]. Deux études plus petites, sur 138 chats américains et sur une clinique française, n'ont trouvé aucun effet de l'âge ^{[146, 147]}. Il n'existe pas, chez le chat âgé, de pourcentage de risque publié par tranche d'âge.

D'autres facteurs ressortent de CEPSAF : un poids très faible, sous 2 kg, ou élevé, de 6 kg et plus ; l'urgence ; une intervention importante plutôt que mineure ^[85]. L'auteur prévient que le poids très faible reflète peut-être en partie le très jeune âge ^[92]. Une anesthésie commencée le soir ou la nuit était aussi plus risquée, sans ajustement sur les autres facteurs ^[92], et l'AAHA cite les actes tardifs, quand l'équipe est réduite ou fatiguée ^[20]. La surveillance du pouls et de l'oxygénation allait, elle, de pair avec un risque plus faible ^[85].

La race reste discutée. CEPSAF ne trouvait aucun lien avec la race ^[85]. La cohorte internationale trouve chez le Persan 8 morts sur 479 anesthésies, un risque un peu plus du double de celui des chats européens, mais l'article contient des incohérences de chiffres ^[141], et un mémoire de l'université vétérinaire de Vienne, sur 3 364 premières anesthésies, ne trouve aucune race plus sujette aux complications que l'européen, Persans compris ^[148]. Les femelles mouraient deux fois plus souvent que les mâles dans la clinique de stérilisation de Floride ^[140] ; à Séoul, les 4 chats morts sur 1 261 étaient des femelles, dont 3 gestantes ^[149].

Après un décès

Perdre son chat pendant ou après une anesthésie laisse des questions, et la première est souvent : « était-ce évitable ? ». Les publications ne permettent pas de répondre pour un chat donné. Elles montrent surtout combien la cause reste souvent cachée. Dans des laboratoires canadiens, la cause de la mort n'a été confirmée que chez 50 des 147 chats examinés ^[150]. Certaines complications ne laissent aucune trace à l'autopsie, comme une obstruction des voies respiratoires ou une sonde mal placée ^[144], et des maladies du cœur n'étaient découvertes qu'à ce moment-là ^[62].

Une autopsie peut aider. Seuls 10 % des cas de décès de CEPSAF, toutes espèces confondues, en ont eu une ^[62], et une équipe canadienne propose une liste de contrôle pour la rendre plus utile ^[151]. Vous pouvez la demander à la clinique, qui peut vous orienter vers un laboratoire vétérinaire, et demander aussi le compte rendu de l'anesthésie.

Si un médicament est soupçonné, l'agence française du médicament vétérinaire demande de déclarer l'effet indésirable même en cas de doute, notamment quand il a entraîné une mort ^[152]. Une déclaration ne prouve pas que le médicament soit en cause : elle permet de repérer des signaux ^[153].

Chaton, chat âgé, chat malade : ce qui change

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 11. Populations et situations particulières »

Le chaton

Ses organes sont immatures : un chaton élimine moins vite les médicaments, réagit plus fort à leurs effets, compense mal une baisse de tension et se refroidit très vite, résume une revue britannique ^[154]. Son jeûne est raccourci, comme nous l'avons vu, et aucune mesure de la glycémie n'existe chez les chatons de moins de 8 semaines ^{[54, 55]}.

La stérilisation précoce, vers 8 à 12 semaines, a fait l'objet de plusieurs études. Dans un essai belge, aucun des 448 chatons et jeunes chats opérés n'est mort de l'anesthésie ^[155]. Aux États-Unis, sur près de 2 000 chiens et chats répartis par âge, les complications graves étaient aussi rares avant 12 semaines qu'après 24 semaines, autour de 3 % ^[156]. Chez 1 660 chats suivis jusqu'à 11 ans, une stérilisation avant 5 mois et demi n'augmentait ni la mortalité ni les maladies graves ^[157]. Au sein de CEPSAF, les chats de moins de six mois ne se distinguaient pas des jeunes adultes, mais avec 6 morts seulement, trop peu de cas pour conclure à l'absence de surrisque ^[85]. Une enquête française, où 516 éleveurs ont répondu à la question sur les suites de la stérilisation précoce, rapporte que 22 d'entre eux avaient connu un « accident », terme que les auteurs réservent aux événements mettant la vie en danger ; ce chiffre compte des éleveurs, pas des chatons, et le nombre de chatons opérés n'est pas connu ^[158].

Peut-on vacciner le même jour ? Chez 32 chatons, stérilisés à 7, 8 ou 9 semaines ou non stérilisés, la réponse aux vaccins vivants n'était pas altérée ^[159]. À Toulouse, l'école vétérinaire a travaillé en deux temps. Une thèse, sur 25 jeunes chattes en bonne santé, n'a pas trouvé de différence de la réponse inflammatoire précoce au vaccin entre chattes éveillées et chattes tout juste anesthésiées, d'après son résumé ^[160]. L'article publié en 2026 a mesuré les anticorps : des chattes de 6 à 12 mois vaccinées contre la rage à la fin de leur stérilisation ont toutes répondu au vaccin, sans différence avec celles vaccinées hors anesthésie, sur 35 chattes d'après le résumé ^[161]. Rien n'a été publié sur le chat adulte malade.

Le chat âgé

L'âge, à lui seul, n'interdit pas l'anesthésie. L'AAHA l'écrit dans ses recommandations de 2023 pour l'animal âgé : un âge avancé n'est pas une contre-indication, et un animal âgé peut subir plusieurs anesthésies si nécessaire ^[162]. Pour les soins dentaires, l'AAFP ajoute en 2021 que l'âge ne doit pas limiter les soins sous anesthésie ^[107]. Le PDSA et la Blue Cross disent de même pour la stérilisation d'un chat âgé ^{[8, 6]}.

Ce qui change, ce sont les maladies qui accompagnent l'âge. À l'école d'Alfort, sur 220 chats âgés suivis, la moitié environ avaient une hypertension, et presque autant une insuffisance rénale chronique ^[163]. L'AAFP compte une hyperthyroïdie chez 10 % des chats de plus de 10 ans ^[107], et les cardiomyopathies, souvent muettes à l'auscultation, ont été chiffrées plus haut ^[61]. Ces maladies justifient un bilan plus poussé avant l'anesthésie. Le vieux chat demande aussi moins d'anesthésiant, et se refroidit plus facilement ^[164].

Les troubles cognitifs après une anesthésie générale sont décrits chez l'humain, et la seule pièce trouvée chez l'animal porte sur des chiens et des chats jeunes et sains, non sur le chat âgé ^[14]. La surdité après une anesthésie, rare, toucherait davantage les animaux âgés, d'après une série de 62 cas, chiens et chats confondus ^[165].

Le chat cardiaque

Une maladie du cœur connue ne rend pas l'anesthésie impossible ; elle la rend plus délicate. L'ACVIM, en 2020, cite l'anesthésie générale, la perfusion et certains corticoïdes parmi les événements qui peuvent déclencher une insuffisance cardiaque, et propose une évaluation du cœur avant ces actes chez le chat de 9 ans ou plus ^[61]. Elle contre-indique la perfusion chez un chat dont les poumons ou la cavité thoracique contiennent déjà du liquide ^[61]. L'AAFP juge discuté l'emploi des alpha-2 chez le chat atteint de cardiomyopathie hypertrophique, et en admet un palier faible quand le bénéfice sur le stress et l'accélération du cœur l'emporte ^[11].

Aucune étude n'a mesuré la mortalité anesthésique chez des chats cardiaques connus. Une forme particulière d'insuffisance cardiaque suit parfois une anesthésie chez un jeune chat jusque-là sain : un épaississement passager du muscle cardiaque. Aux Pays-Bas, 15 chats l'ont présenté en médiane 5 jours après leur stérilisation, et 10 ont survécu ^[37]. Les 21 chats d'une série européenne ont, eux, tous survécu ^[38].

Le chat insuffisant rénal, diabétique ou hyperthyroïdien

L'insuffisance rénale chronique est fréquente : de 28 à 81 % des chats de plus de 12 ans selon les études, rappelle le consensus d'iCatCare de 2026 ^[76]. Ce texte demande de ne refuser ni l'anesthésie ni les antidouleurs à un chat parce qu'il est insuffisant rénal, en tenant compte de ses reins dans le choix des produits ^[76]. Pour les chats les plus atteints, l'AAFP mentionne une perfusion avant l'anesthésie, suggérée par certains cliniciens aux stades 3 et 4 de la maladie rénale, et demande de la maintenir au réveil jusqu'à ce que le chat mange et boive ^[11]. Chez eux, la gabapentine s'accumule ^[76].

Le chat diabétique demande un plan. L'AAFP veut un chat bien équilibré avant tout acte programmé, opéré en premier dans la journée, avec des glycémies avant et pendant l'anesthésie ^[11]. Pour les nouveaux antidiabétiques oraux, les inhibiteurs du SGLT2, l'AAHA demande depuis 2026 de sauter la prise du jour de l'anesthésie ^[77]. Les essais de l'un d'eux ont décrit des acidocétoses, plus fréquentes chez les chats déjà sous insuline, 7 sur 38, que chez les chats qui n'en recevaient pas ou depuis quatre jours au plus, 11 sur 214 ^[166].

Le chat hyperthyroïdien a souvent un cœur qui travaille trop ^[167]. Pour un acte programmé, l'AAFP cherche à rétablir d'abord une thyroïde normale ^[11], et l'AAHA demande de poursuivre le traitement le jour même ^[20].

Le chat à nez écrasé

Persan, exotic, himalayen : ces chats respirent moins bien au quotidien. Une enquête américaine a comparé 194 chats brachycéphales à 1 003 autres : les premiers avaient environ cinq fois plus de chances d'être décrits comme essoufflés par leur propriétaire ^[168]. Sous anesthésie, les données sont rares et discordantes. Nous l'avons vu à propos de la race : la cohorte COMPLRED trouve chez le Persan un risque de mort un peu plus du double, avec des causes respiratoires dans 62 % des morts des chats au nez le plus court contre 30 % chez les autres ^[141], quand ni CEPSAF, ni la série britannique de 1 019 chats, ni le mémoire viennois ne voient de différence ^{[85, 92, 84, 148]}.

L'association des vétérinaires de refuge compte tous les chats brachycéphales parmi ceux qui gagnent à être intubés ^[90], et l'AAFP conseille de leur donner de l'oxygène avant l'endormissement, surtout s'ils sont en surpoids ^[11]. Le risque au moment du retrait de la sonde, selon la forme du crâne, n'a pas été mesuré chez le chat. Des narines trop étroites s'opèrent : à Paris, 37 chats opérés respiraient tous mieux ensuite ^[169].

La chatte gestante et la césarienne

En fin de gestation, la tension de la chatte est plus basse et elle saigne davantage pendant une stérilisation ^{[170, 171]}. À Séoul, 3 des 4 chattes mortes sur 1 261 opérées étaient gestantes ^[149].

La césarienne a été peu étudiée chez la chatte. À Bologne, sur 14 césariennes d'urgence, 29 chatons sur 30 naissaient vivants quand la mère avait été endormie à l'alfaxalone, contre 16 sur 20 avec le propofol, une différence non significative ^[172]. À Giessen, sur 153 chattes en mise bas difficile, 4 sont mortes, toutes arrivées dans un état critique ^[173]. Les recommandations RECOVER de 2025, les premières consacrées à la réanimation du nouveau-né, conseillent de donner l'antidote des calmants reçus par la mère au chaton qui doit être réanimé, et déconseillent de le balancer pour vider ses voies respiratoires ^[174]. Certaines races mettent bas plus difficilement. Sur 2 928 portées britanniques, la mise bas difficile allait de 0,4 % dans une colonie de chats croisés à 18,2 % chez le Devon Rex ^[175].

Les complications propres au chat

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 10. Complications propres au chat »

Certaines complications ne se voient presque que chez le chat, ou bien plus souvent que chez le chien. Leur fréquence est le plus souvent inconnue ; seule la fièvre du réveil est courante, avec certains opioïdes. Les connaître aide à reconnaître un signe le soir du retour. L'œdème pulmonaire, évoqué plus haut à propos de la respiration, peut survenir tôt comme tard : en Finlande, sur 61 cas suspects déclarés de 2003 à 2013 après un alpha-2, les premiers signes apparaissaient en médiane un quart d'heure après l'injection, et parfois jusqu'à deux jours plus tard ^[39] ; à Lyon, le centre de pharmacovigilance l'a vu différé de 24 à 72 heures dans 7 cas sur 10 ^[40].

Ne plus voir après un soin des dents

En 2012, une équipe américaine a décrit 20 chats devenus aveugles après une anesthésie. Treize avaient eu des soins dentaires, et un ouvre-bouche, l'outil qui maintient la gueule grande ouverte, avait été utilisé chez 16 des 20 ^[176]. Quatorze des 20 chats ont retrouvé la vue ; 4 sont restés aveugles, 2 ont été perdus de vue sans l'avoir retrouvée ^[176]. L'explication a été cherchée sur des chats anesthésiés : bouche ouverte au maximum, l'artère maxillaire, qui irrigue chez le chat la rétine et le cerveau, peut se trouver comprimée, et son flux s'est montré altéré chez certains d'entre eux, sans qu'aucun devienne aveugle ^{[177, 178, 179]}.

Les recommandations dentaires en ont tiré une règle. L'AAHA en 2019 et la WSAVA en 2020 demandent d'éviter les ouvre-bouche à ressort, et de limiter le temps de bouche grande ouverte ^{[181, 182]}. L'AAFP, dans ses recommandations félines de 2018, n'en parle pas ^[11]. Une surdité après anesthésie a aussi été décrite, surtout après des soins dentaires ou un nettoyage d'oreilles, et semblait définitive ; le nombre de chats parmi ces cas n'est pas connu ^[165].

Une autre complication rare touche l'œil lui-même. En Australie et en Nouvelle-Zélande, 13 chats ont eu une blessure de l'œil après une extraction dentaire de la mâchoire supérieure, dont certains avec un bloc nerveux fait par la bouche, et 7 ont dû être opérés de l'œil ^[183].

La fièvre au réveil

Après s'être refroidi pendant l'anesthésie, un chat peut se mettre à chauffer dans les heures qui suivent. Les publications mettent surtout en cause certains opioïdes, et les recommandations félines de 2018 citent aussi la kétamine parmi les produits qui élèvent la température ^[11]. Entre 16 et 20 heures après l'opération, dans un essai américain sur 94 chattes, 27 sur 43 dépassaient 39,2 °C avec une buprénorphine à palier élevé, contre 21 sur 44 avec la morphine ^[184]. La même équipe trouvait, dans une autre étude, la fréquence la plus haute à ce moment-là, dernier temps de mesure, quand beaucoup de chattes étaient déjà rentrées chez elles ^[185]. Les RCP de la méthadone citent aussi l'hyperthermie parmi ses effets très fréquents chez le chat ^[27].

Cette chaleur est en général passagère. L'AAFP précise qu'elle ne justifie pas de priver un chat d'antidouleur, et que son traitement est surtout un soutien ^[11]. Les auteurs de l'essai préviennent qu'elle peut égarer le diagnostic d'une fièvre d'origines diverses ^[184]. Les seuils employés diffèrent d'une étude à l'autre, de 39,2 à 40 °C, ce qui empêche de comparer leurs fréquences. Un chat chaud, abattu, qui ne mange pas le lendemain se signale à la clinique.

Les reins

Aucune étude lue n'a mesuré, chez le chat, la fréquence d'une atteinte aiguë des reins après une anesthésie. Ce que l'on sait passe par trois chemins. D'abord la tension : dans un essai sur 60 chattes, le système rénine-angiotensine, qui défend la tension, s'activait pendant l'anesthésie, peut-être à cause d'une tension trop basse ou de la chirurgie, et une chatte, qui avait reçu du méloxicam à l'induction, a présenté une atteinte rénale aiguë suspectée ^[186]. Ensuite les anti-inflammatoires injectés pendant une anesthésie, en cause dans la série australienne de 18 chats ^[128]. Enfin certains produits éliminés par les reins : les RCP de la kétamine la contre-indiquent en cas d'insuffisance rénale ^[28], et une étude ancienne chez le chat a vu l'élimination de la kétamine tendre à ralentir, sans différence significative, avec un diurétique qui réduit la filtration du rein ^[187].

Les recommandations insistent donc sur la surveillance de la tension pendant l'anesthésie ^[11], et déconseillent les anti-inflammatoires chez un chat dont la tension est basse ^[129]. Dès 2010, l'ISFM et l'AAFP relevaient des preuves d'innocuité du méloxicam chez le chat sain anesthésié, à condition d'éviter la baisse de volume sanguin et de tension ^[188].

La trachée abîmée par la sonde

Le chat est surreprésenté parmi les animaux dont la trachée se déchire après une intubation ^[189]. Sur 16 chats d'une série américaine, la plupart sortaient de soins dentaires, et un ballonnet de sonde trop gonflé reproduisait la déchirure sur des cadavres ^[35]. Sur les 20 chats de la série décrite plus haut, 18 se sont améliorés, la plupart avec un traitement médical seul, et deux sont morts ^[34].

La prévention tient à deux gestes : gonfler le ballonnet juste assez, ce que la main fait mal sans manomètre ^{[190, 189]}, et débrancher la sonde du circuit quand on retourne le chat, pour qu'elle ne tourne pas dans la trachée, comme le demandent l'AAHA, la WSAVA et les recommandations dentaires félines de 2025 ^{[20, 182, 191]}.

Le détartrage : pourquoi sous anesthésie

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 6. Voies aériennes, intubation et ventilation »

Pour beaucoup de propriétaires, le détartrage est l'anesthésie de trop, surtout chez le chat âgé. La réponse des textes vétérinaires que nous avons lus est unanime : un soin dentaire complet se fait sous anesthésie générale, avec une sonde. Le collège américain de dentisterie vétérinaire (AVDC) l'écrit depuis 2004. Sans anesthésie, il est impossible d'atteindre le dessous de la gencive de chaque dent, l'effet est seulement esthétique, et le moindre mouvement de tête peut blesser le chat ou faire mordre l'opérateur ^[192]. Le manuel vétérinaire Merck, dans sa version destinée aux propriétaires, résume : la dent peut paraître plus propre, mais la plaque sous la gencive, le vrai problème, n'est pas traitée ^[193].

La sonde à ballonnet protège les poumons de l'eau, du tartre et du sang ^{[192, 182]}. L'AAHA en a fait une exigence en 2013, jugeant le nettoyage sans anesthésie « inacceptable » ^[194], et le collège américain d'anesthésie l'a soutenue par écrit la même année ^[195]. La WSAVA s'y oppose fortement ^[182], et sa version de 2026 qualifie la dentisterie sans anesthésie d'inefficace au mieux, de nuisible au pire ^[196]. Même position dans les recommandations dentaires félines de 2025, qui demandent en plus un examen de la bouche du chat éveillé avant l'anesthésie ^[191].

Ce soin a ses risques propres, et ils ont été décrits plus haut : la trachée abîmée par la sonde, surtout après un détartrage ^[34], la cécité liée à une bouche ouverte trop longtemps ^{[176, 180]}, le refroidissement par l'eau dans la bouche ^[11]. Dans CEPSAF, une anesthésie pour soins dentaires était plus risquée qu'une stérilisation, sans ajustement sur l'âge ni sur l'état de santé des chats ^[92].

Soigner a aussi un prix pour le chat. Après des extractions nombreuses, les chats d'une étude canadienne avaient des scores de douleur élevés jusqu'au quatrième jour de l'étude, le jour de l'opération comptant pour le premier, malgré des anesthésies locales ^[137]. L'AAFP écrit que l'âge ne doit pas empêcher un soin dentaire sous anesthésie ^[107], et le consensus de 2026 sur l'insuffisance rénale, que les reins ne justifient pas de renoncer à des extractions douloureuses ^[76].

Les médicaments de l'anesthésie autorisés en France

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 12. Médicaments et cadre réglementaire en France »

Un médicament vétérinaire « autorisé » a reçu une autorisation de mise sur le marché (AMM) pour une espèce, une indication et une voie d'administration. L'index officiel de l'agence française du médicament vétérinaire les recense ; nous l'avons consulté le 21 octobre 2026 ^[71]. Le tableau ci-dessous dit ce qui existe pour le chat. Il ne conseille rien : le choix appartient au vétérinaire.

Rôle	Autorisé pour le chat en France	Sans spécialité vétérinaire pour le chat en France
Calmer, préparer	acépromazine ^[29], médétomidine ^[197], dexmédétomidine ^[198], diazépam ^[199], et leur antidote, l'atipamézole ^[200]	midazolam ^[71]
Endormir par injection	propofol ^[86], alfaxalone, par la veine seulement ^[87], kétamine ^[28], tilétamine et zolazépam ^[201]	étomidate, thiopental ^[71]
Entretenir par le gaz	isoflurane ^[88], sévoflurane ^[89]	halothane, desflurane, protoxyde d'azote ^[71]
Soulager : opioïdes	méthadone ^[27], buprénorphine injectable ^[12], butorphanol ^[124]	morphine, fentanyl, tramadol ^[71]
Soulager : anti-inflammatoires	méloxicam ^[125], robénacoxib ^[126], carprofène injectable ^[202]	aucun relevé
Anesthésie locale	lidocaïne ^[91], procaïne ^[91]	bupivacaïne ^[71]
Apaiser avant la visite	prégabaline ^{[71, 72]}	gabapentine, trazodone ^[71]
Prévenir les vomissements	maropitant ^[203]	aucun relevé

Quelques précisions éclairent ce tableau. L'alfaxalone n'est autorisée que par la veine ^[87], et aucun sédatif ni opioïde n'est autorisé par voie nasale chez le chat, malgré les essais qui l'étudient, la seule spécialité intranasale relevée étant un doxapram pour les chatons ^{[71, 204]}. L'acide tolfénamique a des spécialités pour le chat, mais aucune pour la douleur ^[205]. Le pentobarbital n'est autorisé que pour l'euthanasie ^[206]. Une AMM n'est pas une garantie de commercialisation : certaines présentations peuvent ne pas être vendues ^[71].

Certains produits relèvent d'un régime strict. La kétamine est un stupéfiant depuis le 24 avril 2017, comme la méthadone ; la buprénorphine et le diazépam sont des psychotropes ^{[207, 208, 209]}. La clinique doit les conserver sous clé et tenir un registre ^{[210, 211]}.

Un médicament non autorisé pour le chat n'est pas interdit. Quand aucun médicament vétérinaire autorisé ne convient, le droit européen, appliqué depuis le 28 janvier 2022, permet au vétérinaire, sous sa responsabilité, d'employer un médicament autorisé pour une autre espèce, puis un médicament humain ^{[212, 213]}. C'est ainsi que la gabapentine est prescrite. Le code de déontologie demande au vétérinaire d'informer le propriétaire et de recueillir son consentement éclairé depuis 2015 ^[78].

Ce qui a changé, et quand

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 14. Recommandations et consensus : versions et évolution »

Chaque publication récente, résumée et datée : la veille

L'anesthésie du chat de 2026 ne ressemble plus à celle de 1980. Les produits ont changé, la surveillance aussi, et surtout la façon de penser le chat : on parle désormais de stress, de douleur, de réveil, et plus seulement de sommeil. Voici les étapes, datées.

1977. Une enquête britannique compte 35 morts pour 11 227 anesthésies de chats, d'après deux publications qui la citent ^{[149, 92]}.
1980-1985. Les plus anciennes autorisations françaises encore valides de calmants et d'anesthésiants du chat : la xylazine en 1980, la kétamine en 1982, l'association tilétamine-zolazépam en 1985 ^{[71, 214, 28, 201]}.
1990. Une seconde enquête britannique, menée dans les années 1980 sur 20 103 chats, mesure une mortalité anesthésique de 0,29 % ^{[85, 145]}.
1991. La médétomidine est autorisée en France ; une thèse d'Alfort date son arrivée de 1992 ^{[71, 197, 215]}.
1995. Parution des premières suggestions de surveillance du collège américain d'anesthésie, connues par la version qui les a remplacées ^[216].
1997. Classement de la kétamine parmi les stupéfiants en France, sauf ses préparations injectables ^{[207, 217]}.
1998-1999. Mesures de complications chez le chat en clinique : 1,3 % chez 8 702 chats en Ontario, et une série d'un an au Colorado ^{[94, 218]}.
2002. La dexmédétomidine reçoit une autorisation européenne pour le chien et le chat ^{[71, 72]}.
2004. L'AVDC prend position contre le détartrage sans anesthésie ^[192].
2007. L'enquête CEPSAF chiffre le risque félin à 0,24 % et associe la surveillance du pouls à moins de décès ^{[85, 139]}. L'AAHA et l'AAFP publient des recommandations communes sur la douleur, qu'elles présentent comme leurs premières ^[116].
2009. Révision des règles de surveillance du collège américain, qui recommande la mesure du gaz carbonique expiré ^{[216, 219]}. L'AAFP demande alors une perfusion pour toute anesthésie du chat âgé ^[106].
2011. Recommandations d'anesthésie de l'AAHA, chien et chat ensemble ^[80]. Une méthadone vétérinaire, COMFORTAN, est autorisée en France, la plus ancienne encore valide à l'Index ^{[71, 27]}.
2012. Une série de 20 chats aveugles après anesthésie désigne l'ouvre-bouche ^[176], et le mécanisme est montré l'année suivante ^[177]. Paraît la version initiale des recommandations RECOVER de réanimation vétérinaire ^[220].
2013. L'AAHA rend l'anesthésie générale avec sonde obligatoire pour les soins dentaires ^{[194, 195]}. Les débits de perfusion conseillés pendant l'anesthésie baissent ^[105].
2015. Une échelle validée chez le chat entre dans les recommandations nord-américaines sur la douleur, qui contre-indiquent aussi le paracétamol ^[134]. Le consentement éclairé entre dans le code de déontologie vétérinaire français ^[78].
2017. Toute kétamine, injectable comprise, devient stupéfiant en France le 24 avril ^{[209, 207]}. Le sévoflurane obtient le chat comme espèce autorisée en Europe ^[221].
2018. L'AAFP publie des recommandations d'anesthésie qui se présentent comme les premières consacrées au seul chat et rédigées par un groupe d'experts, et jugent le jeûne de 6 à 12 heures non fondé sur des preuves ^[11]. Un spray laryngé de lidocaïne pour le chat est autorisé en France ^{[71, 91]}.
2019. L'échelle de grimace du chat est publiée ^[121]. L'AAHA demande d'éviter les ouvre-bouche à ressort ^[181].
2020. L'AAHA réorganise l'anesthésie en un parcours de la maison à la maison, raccourcit le jeûne et donne aux propriétaires un risque chiffré ^[20]. Côté cardiologie, l'ACVIM propose une évaluation du cœur avant anesthésie dès 9 ans ^[61]. La WSAVA proscrit à son tour les ouvre-bouche à ressort ^[182].
2021. La prégabaline est autorisée dans l'Union pour le chat, pour l'apaiser avant un transport, d'après le texte américain de la FDA ^{[71, 72, 222]}. L'AAFP ne reprend plus la perfusion pour tous chez le chat âgé, indique un débit félin plus bas et met en avant la réduction du stress ^[107].
2022. L'ISFM publie ses recommandations sur la douleur aiguë du chat, avec trois échelles validées ^[26]. Le nouveau règlement européen sur les médicaments vétérinaires s'applique le 28 janvier ^{[212, 213]}. Les recommandations sur la manipulation du chat écartent la contention forte et font de la gabapentine avant la visite l'anxiolytique de référence ^[68]. L'AAHA range parmi les mythes l'agitation excessive des chats sous opioïdes ^[13].
2023. L'AAHA écrit que l'âge avancé, à lui seul, ne contre-indique pas l'anesthésie ^[162]. La liste des médicaments essentiels de la WSAVA fait passer les gaz anesthésiques, le propofol et l'alfaxalone dans sa liste de base ^{[223, 224]}.
2024. Publication de la cohorte internationale COMPLRED : 0,63 % de mortalité, 94 morts pour 14 964 anesthésies ^{[83, 141]}. L'AAHA admet qu'une courte anesthésie par injection se passe de perfusion chez le chat sain ^[21]. Les textes sur les anti-inflammatoires au long cours ajoutent un encadré pour l'anesthésie du chat déjà traité ^[129]. Mise à jour des recommandations RECOVER ^{[225, 226]}. L'AAFP prend le nom de FelineVMA ^[227]. Côté sédation, une étude britannique portant sur 29 201 dons de sang de chats trouve les effets indésirables 4,4 fois plus fréquents sans sédation ^[111].
2025. Les anesthésistes américains de l'ACVAA font de la capnographie, de la tension et de l'électrocardiogramme un minimum, et distinguent pour la première fois trois niveaux de sédation ^[95]. Paraissent aussi des recommandations dentaires propres au chat, les premières que nous ayons trouvées ^[191], et les recommandations RECOVER de réanimation du nouveau-né, qui se présentent comme les premières fondées sur les preuves et un consensus ^[174]. En France, une loi ouvre la délégation d'actes aux auxiliaires spécialisés vétérinaires ^{[100, 101]}. Sur l'appareil urinaire, le consensus d'iCatCare laisse l'état du chat décider entre sédation et anesthésie pour lever une obstruction ^[228]. Une étude canadienne relève des érosions de la cornée chez 14 chats sur 42 malgré une lubrification régulière des yeux ^[32].
2026. La WSAVA met à jour ses recommandations dentaires ^[196]. Le consensus d'iCatCare sur l'insuffisance rénale refuse que la maladie prive le chat d'anesthésie ou d'antidouleur ^[76]. En avril, l'AAHA demande de suspendre les inhibiteurs du SGLT2 le jour de l'anesthésie ^[77]. Une analyse par race de la cohorte COMPLRED signale un risque plus élevé chez le Persan ^[141]. Chez 54 chattes, en Italie, une prégabaline donnée à la maison diminue la douleur du réveil dans un essai contre placebo ^[73]. À Toulouse, des chattes vaccinées contre la rage en fin d'anesthésie répondent au vaccin comme celles vaccinées éveillées (article en ligne fin décembre 2025, numéro d'octobre 2026) ^[161]. Une étude turque relance le débat du bilan sanguin chez le chat sain, sans montrer qu'il change l'issue ^[58].

Et à l'étranger ?

Pour les vétérinaires : la revue scientifique, partie « 13. Comparaisons internationales »

En octobre 2026, nous avons interrogé les registres officiels des médicaments vétérinaires des États-Unis, du Royaume-Uni, du Canada, de l'Union européenne, de l'Espagne, de la Suisse, de l'Australie et de la Nouvelle-Zélande ^{[229, 230, 231, 232, 233, 234, 235, 236]}. Cette rubrique décrit ce qui existe ailleurs. Elle ne conseille jamais d'aller chercher un produit à l'étranger. Un produit autorisé dans un autre pays ne l'est pas pour autant en France, et seul le vétérinaire du chat décide d'un traitement, dans le cadre que la loi lui donne.

L'Europe se ressemble. Pour les substances étudiées, la France ne diffère pas de ses voisins : même alfaxalone par la veine, mêmes buprénorphines injectables, même absence de bupivacaïne et de fentanyl vétérinaires pour le chat ^{[232, 230, 234]}.

En Australie, l'alfaxalone en intramusculaire. L'Australie autorise l'alfaxalone en injection dans le muscle pour sédater le chat, sur l'étiquette d'un produit enregistré en 2000, et d'une forme concentrée enregistrée en décembre 2025. La Nouvelle-Zélande partage l'étiquette du premier ^{[235, 237, 236]}. En France, cette voie n'est pas autorisée ^[87].

Aux États-Unis, trois produits absents des registres européens lus. Une buprénorphine concentrée en injection sous la peau, autorisée en 2014, une buprénorphine qui passe à travers la peau, en 2022, et une bupivacaïne à libération prolongée pour un bloc nerveux après dégriffage, en 2018 ^{[229, 238, 239, 240]}. Aucune n'est autorisée en France ^[71]. Le dégriffage de convenance, lui, est interdit en France, en application d'une convention européenne, comme en Angleterre et au pays de Galles et, depuis 2019, dans l'État de New York ^{[241, 242, 243, 244]}.

L'inverse surprend. Aux États-Unis et au Canada, ni l'isoflurane ni le sévoflurane n'ont le chat sur leur étiquette, ni la médétomidine ; les États-Unis n'ont aucune méthadone vétérinaire, le Canada aucun propofol pour le chat depuis 2012, et la Suisse réserve l'association tilétamine-zolazépam aux animaux de zoo et de la faune sauvage ^{[229, 231, 234]}. L'isoflurane reste pourtant l'agent d'entretien le plus cité par les vétérinaires américains interrogés pour la stérilisation de la chatte, 668 sur 1 324 dans une enquête de 2023 auprès de membres d'un réseau professionnel ^[1].

Personne n'a de gabapentine vétérinaire. Aucun des registres lus n'en contient, alors que les recommandations la placent en tête des calmants donnés avant la visite ^{[229, 230, 232, 68]}.

Le statut des stupéfiants varie plus que l'offre. Stupéfiant en France, au Canada et au Japon, la kétamine n'est que psychotrope en Espagne ^{[207, 231, 245, 233]}. Le butorphanol injectable échappe à ces régimes en France, en Espagne et en Suisse, mais figure en Australie parmi les produits les plus contrôlés ^{[208, 233, 234, 235]}.

L'accès aux antidouleurs reste inégal. En Afrique, la morphine, l'opioïde le plus disponible, ne l'était que pour 90 des 249 vétérinaires interrogés ^[246]. Aux États-Unis, la pénurie d'opioïdes de 2018 a gêné l'anesthésie de 44,8 % des répondants d'une enquête ^[247].

Qui endort le chat. Au Royaume-Uni, l'infirmier vétérinaire inscrit peut, sur délégation et dans les limites fixées par le vétérinaire, conduire l'induction de l'anesthésie ^[248]. Chez nous, la loi de 2025 ouvre la délégation d'actes aux auxiliaires spécialisés vétérinaires, mais la liste de ces actes restait en projet la même année, et elle ne prévoit pas les médicaments réservés au vétérinaire ^{[100, 101]}.

Idées reçues, et ce que disent les études

Nous les avons relevées dans une soixantaine de fils de discussion entre propriétaires, en français et en anglais. Les fils nous ont donné les croyances ; les réponses viennent des études et des recommandations.

« Les vieux chats ne supportent pas l'anesthésie. »

L'âge seul n'est pas une contre-indication, écrit l'AAHA dans ses recommandations de 2023 pour l'animal âgé ^[162]. Le risque mesuré par CEPSAF doublait environ passé 12 ans, à santé égale, et deux études plus petites ne trouvaient aucun effet de l'âge ^{[85, 146, 147]}. Ce qui pèse, ce sont les maladies, plus fréquentes avec les années : la classe ASA reste le premier facteur de mortalité dans la cohorte internationale ^[141], et aucune publication féline ne donne un pourcentage de risque par âge.

« La gazeuse est sans risque, la piqûre est dangereuse. »

Aucune page vétérinaire destinée aux propriétaires ne classe l'une au-dessus de l'autre ^{[2, 5]}, et le plus souvent les deux se suivent dans la même anesthésie ^[20]. Le gaz fait baisser la tension ^[11]. Dans CEPSAF, aucune famille de produits n'était liée aux décès une fois l'état de santé pris en compte ^[85]. L'idée que « la piqûre abîme les reins » ne s'appuie sur aucune étude que nous ayons trouvée : ce que les publications évoquent pour le rein, nous l'avons vu, c'est une tension trop basse et certains médicaments ^{[186, 128, 28]}.

« Le détartrage peut se faire sans anesthésie. »

Gratter les dents d'un chat éveillé les blanchit en surface sans toucher la plaque sous la gencive, le vrai problème ^{[192, 193]}. Tous les textes de dentisterie vétérinaire que nous avons lus s'y opposent, et la WSAVA le dit inefficace au mieux, nuisible au pire ^{[191, 196]}.

« Un chat qui ne mange pas le soir, c'est grave. »

Pas forcément. Un appétit diminué pendant 12 à 24 heures est décrit comme habituel ^[20]. Pour appeler, les organismes fixent des seuils de 12 heures à 2 jours ^{[3, 24]}. Les mêmes pages citent aussi comme motifs d'appel les vomissements, un refus de boire de plus de 12 heures ^[3] et une fatigue extrême ^[23].

« Une petite anesthésie pour un petit acte, c'est sans risque. »

Une sédation n'est pas toujours plus sûre qu'une anesthésie générale, rappelle une revue féline ^[108] ; dans CEPSAF, l'écart apparent disparaissait à santé et acte égaux ^[85]. Le risque d'un chat sain reste faible, nous l'avons chiffré plus haut ^[139], mais l'école d'Alfort le dit simplement : le risque zéro n'existe pas ^[50].

« Si on l'intube, c'est que l'anesthésie est lourde. »

La sonde fait partie du déroulé ordinaire d'une anesthésie générale ^{[5, 2]}. Elle protège les poumons et permet de donner de l'oxygène. L'AAHA la demande pour une stérilisation, des soins dentaires et, plus largement, les actes longs, invasifs ou douloureux, en admettant de s'en passer pour un acte court chez un animal sain ^[20].

« Le bilan sanguin, c'est pour la facture. »

Il sert à adapter l'anesthésie. Chez des chats et chiens de plus de 8 ans, il change rarement le plan, 7 fois sur 333 ^[56] ; dans un hôpital espagnol, un résultat d'examen complémentaire a pourtant motivé 26 annulations sur 57, alors que l'examen clinique ne montrait rien ^[57]. Les recommandations le veulent adapté à chaque chat, sans le rendre obligatoire ^{[11, 20]}.

« Les pupilles dilatées, c'est que le produit ne s'élimine pas. »

Les opioïdes dilatent la pupille du chat, et pour la méthadone cette dilatation dure plus longtemps que l'effet antidouleur lui-même, préviennent ses notices ^{[27, 26]}. Une pupille large ne signale donc pas, à elle seule, un surdosage. Se cogner aux meubles, ne plus trouver sa gamelle, voilà en revanche des signes à signaler.

« Un antidouleur pour l'homme, à petite dose, ça le soulagera. »

Le paracétamol est à proscrire chez le chat, qui ne sait pas l'éliminer comme nous ^{[132, 249]}. L'aspirine et l'ibuprofène ne se donnent pas non plus sans avis vétérinaire ^[5]. Ses antidouleurs, c'est son vétérinaire qui les prescrit.

À retenir

Le soir du retour, un chat somnolent, instable, qui miaule ou mange peu est le plus souvent dans la norme ; certains signes, listés plus haut, justifient d'appeler, et la consigne de votre clinique prime.
Le jeûne de 6 à 12 heures ne repose sur aucune preuve chez le chat ; les recommandations le raccourcissent depuis 2018, et l'heure qui compte est celle que donne la clinique.
Mourir d'une anesthésie reste rare : de l'ordre d'une anesthésie sur 895 chez le chat sain dans l'étude de référence, et surtout lié à l'état de santé.
Les heures les plus délicates sont les trois premières après l'intervention, période que les recommandations de 2025 demandent de surveiller de près.
Un chat âgé peut être anesthésié ; les maladies qui accompagnent l'âge se recherchent avant.
Gazeuse ou piqûre : le plus souvent, les deux se suivent, et aucune étude lue ne les classe.
Sa douleur, le chat la cache ; elle se lit sur son visage et dans son comportement, et le paracétamol lui est toxique.

Questions fréquentes

Qu'est-ce qui a changé ces dernières années sur l'anesthésie du chat ?

Surtout la surveillance, la préparation à la maison et quelques consignes précises. Depuis mars 2025, les anesthésistes vétérinaires américains tiennent pour un minimum la mesure continue du gaz carbonique expiré et du rythme du cœur, celle de la tension au moins toutes les 5 minutes, et ne veulent rendre un chat que réchauffé, capable de marcher sauf si sa maladie ou l'intervention l'en empêche, sans nausée ni douleur. En 2026, un essai mené sur 54 chattes a observé que des chattes ayant reçu avant le départ un calmant, la prégabaline, avaient moins mal pendant l'heure suivant le réveil ; la même année, une équipe toulousaine a vu des chattes vaccinées contre la rage à la fin de leur anesthésie répondre au vaccin aussi bien que des chattes éveillées. Côté diabète, l'AAHA demande depuis avril 2026 que le propriétaire soit invité à ne pas donner, le jour de l'anesthésie, la prise d'une nouvelle classe d'antidiabétiques oraux, les inhibiteurs du SGLT2. Selon le consensus de 2026, l'insuffisance rénale ne justifie pas de priver un chat d'anesthésie ni d'antidouleur, et les recommandations dentaires propres au chat, fin 2025, reprennent la consigne de débrancher la sonde à chaque retournement. Un peu plus tôt, en 2024, l'AAHA a cessé de tenir la perfusion pour indispensable lors d'une anesthésie courte chez un chat sain. Quant au jeûne long, les recommandations félines le jugent sans fondement depuis 2018.

Développé dans la partie « Ce qui a changé, et quand »

Mon chat est rentré et il n'est pas normal : combien de temps ça dure ?

Les durées publiées vont d'une heure à deux jours, sans étude pour les établir. Les textes vétérinaires décrivent une somnolence de 12 à 24 heures, des effets qui s'estompent en 12 à 48 heures, et un chat qui peut dormir davantage les deux jours suivants. Frissons, miaulements, démarche instable et petit appétit sont décrits comme habituels. Un chat qu'on ne réveille pas facilement après 24 heures, ou qui titube encore, se signale. Et certains signes ne relèvent pas du « contrecoup » : une respiration difficile dans les jours qui suivent, de l'air sous la peau, un chat qui ne voit plus, ou une agitation que la douleur explique souvent.

Développé dans la partie « Il tremble, titube, miaule ou ne dort pas »

Il doit être à jeun : depuis quand, et l'eau ? Faut-il encore douze heures ?

La bonne réponse est celle de votre clinique. Les écoles vétérinaires françaises elles-mêmes ne disent pas la même chose : arrêt de la nourriture à 21 heures ou à 22 heures, eau laissée jusqu'au matin ou retirée au réveil. Le jeûne vise à éviter que le contenu de l'estomac remonte pendant l'anesthésie. Les 6 à 12 heures longtemps conseillées ne reposent pas sur des preuves, écrivent depuis 2018 les recommandations félines de l'AAFP, qui admettent, au choix du vétérinaire, un petit repas de pâtée 3 à 4 heures avant ; l'AAHA a constaté en 2020 que la durée conseillée avait diminué. Les études menées chez le chien se contredisent, et chez le chat une seule thèse a comparé 4 et 8 heures de jeûne, sur sept chattes qui n'étaient pas opérées. Le chaton et le chat diabétique ont des consignes à part. Si vous avez oublié la consigne, appelez la clinique plutôt que de deviner.

Développé dans la partie « Le jeûne et l'eau : pourquoi les consignes diffèrent »

À son âge, l'anesthésie est-elle trop risquée ?

L'âge seul ne l'interdit pas, selon les recommandations récentes. Le risque des chats de 12 ans ou plus est environ le double de celui des jeunes adultes dans la grande étude britannique, à santé égale, et ce sont les maladies associées qui pèsent le plus. Un bilan avant l'anesthésie sert à les repérer. Les textes lus demandent de ne pas renoncer à une extraction douloureuse à cause de l'âge.

Développé dans la partie « Le chat âgé »

Quel est le risque qu'il ne se réveille pas ?

Dans l'étude britannique de référence, environ une anesthésie sur 895 chez un chat en bonne santé, et une sur 71 chez un chat malade. Une revue récente situe le chiffre le plus juste entre 0,1 et 0,3 %, d'après les études menées dans plusieurs établissements. Le risque dépend surtout de l'état de santé, de l'urgence et de l'importance de l'acte.

Développé dans la partie « Combien de chats meurent d'une anesthésie »

Faut-il un bilan sanguin avant ? Est-ce obligatoire ?

Aucune recommandation ne le rend obligatoire ; elles demandent des examens adaptés à chaque chat, selon son âge et son état. Le bilan aide à adapter l'anesthésie, change rarement le plan chez l'animal âgé sans signe à l'examen, et son effet chez le jeune chat sain n'a pas été mesuré. L'examen du cœur se discute dès 9 ans.

Développé dans la partie « Le bilan sanguin, l'examen du cœur, la pesée »

Il vomit ou ne mange pas depuis qu'il est rentré : quand lui redonner à manger ?

Selon la consigne de la clinique. Une école vétérinaire, celle de Nantes, propose de redonner le soir même une petite partie de la ration, et aucune étude féline n'a comparé deux moments de reprise du repas. L'AVMA cite les vomissements légers parmi les incidents mineurs, et un appétit diminué pendant 12 à 24 heures est décrit comme habituel. Les seuils pour appeler sont dans le tableau plus haut.

Développé dans la partie « Il vomit, ne mange pas, n'a pas fait ses besoins »

Le détartrage se fait-il forcément sous anesthésie ?

Oui, selon toutes les recommandations de dentisterie vétérinaire que nous avons lues. Sans anesthésie, on ne nettoie pas sous la gencive, là où se trouve le problème, et la sonde protège les poumons de l'eau et du tartre. Règle de l'AAHA depuis 2013, cette position a été redite par la WSAVA en 2026.

Développé dans la partie « Le détartrage : pourquoi sous anesthésie »

Anesthésie gazeuse ou piqûre : laquelle est la plus sûre ?

Les études ne les classent pas. En général, une injection endort le chat, puis le gaz le maintient endormi : ce sont deux étapes de la même anesthésie. Chacune a ses effets, et le vétérinaire choisit selon le chat et l'acte.

Développé dans la partie « « Gazeuse ou piqûre » : deux étapes d'une même anesthésie »

Combien de temps reste-t-il à la clinique ? Faut-il le garder la nuit ?

La plupart des chats rentrent le jour même, nous l'avons vu. Retour le soir même ou nuit à la clinique : nous n'avons trouvé aucune étude qui compare les deux. Un chat ne sort, pour les anesthésistes américains, que réchauffé, orienté et capable de marcher : c'est son état qui décide, et la clinique qui tranche.

Développé dans la partie « Le soir du retour : ce qui est normal, et ce qui ne l'est pas »

Terrorisé chez le vétérinaire, mon chat doit-il être endormi pour un examen ou une prise de sang ?

Parfois, oui, pour lui épargner une contention forte, que les recommandations demandent d'éviter. Une sédation n'est pas pour autant anodine : elle peut aller jusqu'à une vraie perte de conscience, et demande une surveillance. Donné à la maison avant de partir, un calmant a réduit les scores de stress dans des essais, sans effet démontré sur le besoin de sédation.

Développé dans la partie « Sédation ou anesthésie générale : une radio, un examen, un chat qui a peur »

Peut-on lui donner un calmant à la maison avant de partir ?

Oui, sur prescription. Depuis les recommandations de 2022 sur la manipulation du chat, un anxiolytique donné à la maison avant la visite, surtout la gabapentine, est la pratique de référence pour les chats craintifs. La gabapentine n'existe en France qu'en médicament humain, et une prégabaline vétérinaire est autorisée depuis 2021. La clinique fixe le produit, la dose et l'heure.

Développé dans la partie « Le transport, le stress, et les calmants donnés à la maison »

Il se cogne, il ne voit plus depuis l'anesthésie : que se passe-t-il ?

C'est rare, et à signaler sans attendre. Des cécités après anesthésie ont été décrites, surtout après des soins dentaires où un ouvre-bouche avait servi. Dans la série de référence, la vue est revenue chez 14 chats sur 20. Des pupilles dilatées sans gêne visuelle, elles, viennent souvent des médicaments.

Développé dans la partie « Ne plus voir après un soin des dents »

La langue de mon chat pend, une paupière blanche couvre son œil : est-ce normal ?

La paupière blanche est la troisième paupière, qui peut remonter sous l'effet de certains calmants. Quant à la langue qui reste sortie, aucune publication ne décrit ce signe au réveil : si elle gonfle, si le chat bave beaucoup ou respire mal, appelez.

Développé dans la partie « Sa langue pend, ses pupilles restent grandes, une paupière blanche se voit »

Il tousse depuis l'anesthésie : est-ce la sonde ?

C'est possible si elle est légère et brève, un à deux jours selon l'AAHA. Une toux humide, qui s'aggrave ou qui dure, ou qui s'accompagne d'air sous la peau ou d'une gêne respiratoire, se montre au vétérinaire.

Développé dans la partie « Il tousse un peu : la sonde »

Mes autres chats l'agressent depuis son retour : que faire ?

Les organismes britanniques l'expliquent par l'odeur de la clinique, et conseillent de séparer les chats de quelques heures à un ou deux jours, de laver la literie de la caisse et de les réunir peu à peu. La durée de ce rejet n'a pas été mesurée.

Développé dans la partie « Les autres chats le rejettent »

Peut-on anesthésier un chat cardiaque ?

Un cœur malade ne l'exclut pas, mais rend l'anesthésie plus délicate, et la mortalité de ces chats n'a pas été mesurée. Les cardiologues de l'ACVIM citent l'anesthésie et la perfusion parmi les déclencheurs possibles d'une insuffisance cardiaque. Une respiration rapide dans les jours qui suivent se signale.

Développé dans la partie « Le chat cardiaque »

L'anesthésie risque-t-elle d'aggraver son insuffisance rénale ?

Le consensus de 2026 sur l'insuffisance rénale demande de ne pas lui refuser une anesthésie utile, en tenant compte des reins dans le choix des produits et le plan d'anesthésie. Parmi les publications lues, ce qui est évoqué pour le rein pendant l'anesthésie, c'est une tension trop basse et certains médicaments. La fréquence des atteintes rénales après une anesthésie, chez le chat, n'a pas été mesurée dans les publications lues.

Développé dans la partie « Le chat insuffisant rénal, diabétique ou hyperthyroïdien »

Mon chat diabétique prend un antidiabétique en comprimé : faut-il le lui donner le matin de l'anesthésie ?

La consigne vient du vétérinaire du chat, pour ces comprimés comme pour l'insuline : si vous ne l'avez pas, appelez-le. Pour une classe précise, les inhibiteurs du SGLT2, les recommandations de l'AAHA sur le diabète du chat, parues en avril 2026, rangent la dose du jour de l'anesthésie parmi celles que le vétérinaire fait sauter. Elles s'appuient sur la médecine humaine, faute d'étude chez le chat, et rappellent que ces chats font plus souvent une acidocétose, même sans glycémie très haute. L'AAFP veut aussi l'opération en premier dans la journée, avec des glycémies avant et pendant.

Développé dans la partie « Le chat insuffisant rénal, diabétique ou hyperthyroïdien »

Mon chat sera-t-il perfusé ?

Pas forcément. Depuis 2013, les débits conseillés ont été abaissés pour éviter la surcharge chez un animal au petit volume de sang ; depuis 2024, l'AAHA admet qu'une courte anesthésie par injection chez un chat sain s'en passe, et l'AAFP ne demande plus une perfusion à chaque anesthésie du chat âgé.

Développé dans la partie « Garder la chaleur, la pression, et la perfusion »

Il est mort pendant ou après l'anesthésie : était-ce prévisible ?

Impossible de le dire pour un chat donné, d'après les publications. La cause reste souvent inconnue, même à l'autopsie, et certaines maladies du cœur ne se découvrent qu'à ce moment-là. Une autopsie et le compte rendu de l'anesthésie peuvent éclairer, sans garantie de réponse.

Développé dans la partie « Après un décès »

Puis-je lui donner du paracétamol ou un autre antidouleur pour l'homme ?

Non. Le paracétamol est toxique pour le chat, et l'aspirine ou l'ibuprofène ne se donnent pas sans avis vétérinaire. Les antidouleurs du chat lui sont prescrits par la clinique ; si vous n'arrivez pas à les lui donner, dites-le.

Développé dans la partie « Les médicaments contre la douleur, et le paracétamol, toxique pour le chat »

Comment savoir s'il a mal ?

Caché, voûté, il refuse qu'on le touche ou mange moins. Son visage parle aussi : oreilles rabattues, yeux plissés, museau tendu, moustaches raides, tête basse. Les propriétaires notent ces signes comme les vétérinaires sur photos, sauf pour le museau, et l'usage à la maison n'est pas validé.

Développé dans la partie « Lire la douleur sur son visage »

Peut-on le vacciner le jour de l'anesthésie ?

En partie, oui : à Toulouse, des chattes vaccinées contre la rage en fin de stérilisation ont répondu au vaccin comme celles vaccinées éveillées, et de très jeunes chatons stérilisés répondaient normalement aux vaccins vivants. Ces travaux portent sur des animaux jeunes et sains, un vaccin à la fois ; le chat adulte malade n'a pas été étudié, et la décision revient au vétérinaire.

Développé dans la partie « Le chaton »

Soigne-t-on autrement à l'étranger ?

Les produits autorisés diffèrent d'un pays à l'autre. L'Australie autorise un anesthésiant en injection dans le muscle que la France n'autorise que par la veine ; les États-Unis ont des formes de buprénorphine et de bupivacaïne que nous n'avons pas trouvées dans les registres européens lus, mais aucun gaz anesthésique ni aucune méthadone autorisés pour le chat. Les registres consultés ne contiennent aucune gabapentine vétérinaire. Autorisé ailleurs, un produit ne l'est pas pour autant ici.

Développé dans la partie « Et à l'étranger ? »

Revue scientifique

Anesthésie générale et sédation du chat : risque, préparation, techniques, surveillance, analgésie et populations particulières, état des preuves

Revue de littérature à l'usage des vétérinaires : sédation et anesthésie générale du chat domestique, de l'évaluation préanesthésique au retour à la maison, avec les autorisations en France et à l'étranger et les recommandations version par version. À jour au 24 octobre 2026. Rédaction VetoDossier.

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Note méthodologique

Cet article constitue une synthèse documentaire critique de la littérature scientifique vétérinaire disponible à la date de sa rédaction.

Les données présentées proviennent de publications scientifiques identifiées et référencées. Leur analyse tient compte des limites méthodologiques, des divergences entre études et des restrictions d'accès à certaines publications.

Ce document ne constitue ni une recommandation clinique officielle, ni une ligne directrice thérapeutique, ni une publication ayant fait l'objet d'une évaluation par les pairs. Il n'a pas bénéficié d'une validation clinique indépendante par un vétérinaire.

Les informations sont présentées à des fins scientifiques et documentaires. Leur application à une situation clinique relève de l'appréciation du vétérinaire responsable de l'animal.

Résumé structuré

Contexte. Dans la plupart des séries qui comparent les deux espèces, l'anesthésie tue davantage le chat que le chien, et l'écart porte d'abord sur les animaux sains ^{[139, 250, 140, 62]}. Petit format exposé au refroidissement et à la surcharge liquidienne, larynx réactif, glucuronidation hépatique déficiente, cardiomyopathie souvent muette à l'examen : l'espèce cumule des particularités que décrivent les recommandations et les études de prévalence ^{[20, 11, 132, 61]}. Peur et manipulation pèsent sur la préparation ^[68]. L'offre de spécialités autorisées pour le chat reste étroite en France comme chez ses voisins ^{[71, 232]}, et les textes de consensus consacrés au seul chat datent de 2018 pour l'anesthésie, de 2022 pour la douleur aiguë, de 2025 pour les soins dentaires ^{[11, 26, 191]}.

Méthode. Travail narratif et non systématique, sans protocole enregistré ni méta-analyse, mené par une seule équipe à partir de quatorze volets de recherche ouverts entre le 20 et le 24 octobre 2026, dont l'un recensait les questions des propriétaires. Les requêtes ont porté sur PubMed, PubMed Central, Europe PMC, OpenAlex, J-STAGE, SciELO, les dépôts de thèses français et étrangers, l'Index des médicaments vétérinaires de l'ANSES-ANMV, dont 144 RCP ont été téléchargés le 21 octobre ^[71], les registres de huit autorités, dont la base de l'Union, ceux du Japon et du Brésil, interrogés aussi, n'ayant rien rendu (voir § 12, § 13 et § 16). Aucune langue n'a été écartée : des textes allemands, espagnols, portugais, italiens et japonais ont été traduits et lus. Regroupés par PMID, DOI ou titre, les dossiers comptent 1 390 sources distinctes, et la page en cite 1 357 : 112 lues en texte intégral, 244 en lecture partielle, 945 en résumé seul, les autres connues par leur titre ou par une source qui les rapporte. Tous les PMID ont été contrôlés, les pourcentages recalculés sur leur effectif, et le statut de chaque substance chez le chat lu dans l'Index puis dans le RCP. Aucune posologie n'est reproduite.

Résultats. La mortalité publiée dépend de la définition et de la fenêtre retenues : 0,048 % dans une clinique de stérilisation à haut volume, 0,24 % (189 sur 79 178) dans l'enquête britannique CEPSAF, 0,63 % (94 sur 14 964) dans la cohorte multinationale COMPLRED ^{[140, 85, 141]}. Les risques de 0,11 % chez le chat sain et de 1,40 % chez le malade, dans CEPSAF, reposent sur des dénominateurs estimés ^[92]. Par classe ASA, COMPLRED passe de 0,07 % en classe I à 33,33 % en classe V, et une méta-analyse multiplie le risque par 4,83 à partir de la classe III ^{[141, 145]}. Les morts postopératoires représentent 61 % des morts félines de CEPSAF et 74,5 % de celles de COMPLRED ^{[139, 83]}, et trois anesthésistes relisant 432 morts ne s'accordaient que sur 128 (kappa 0,17) ^[142]. Le souffle n'a, chez le chat apparemment sain, qu'une sensibilité de 31 % pour la cardiomyopathie ^[59], le test rapide de NT-proBNP 43 % en clientèle générale ^[64], et un bilan non ciblé n'a modifié le protocole que de 7 animaux âgés sur 333 ^[56]. Chez le chat, une seule thèse de sept chattes a comparé deux durées de jeûne, 4 et 8 heures, sans acte chirurgical ^{[49, 11]}. Sous agoniste alpha-2, la fréquence des vomissements va de 7 à 100 % selon l'étude ^{[251, 252]}, et 52 ± 10 % de 222 chattes errantes anesthésiées sans oxygène pour une stérilisation étaient hypoxémiques au départ ^[109]. D'une étude à l'autre, la MAC de l'isoflurane s'étale de 1,20 à 2,22 % ^[253], et une ventilation manuelle a été nécessaire chez 8 chattes sur 10 sous propofol contre 2 sur 10 sous alfaxalone ^[254]. Le dispositif supraglottique supprimait le stridor (aucun chat sur 10 contre 6 sur 11 avec la sonde) mais n'obturait complètement l'œsophage que chez 7 chats sur 20 ^{[255, 256]}. Sur 1 019 chats sains stérilisés, l'hypotension touchait 22,6 % des chats d'après les auteurs (193 sur 857 au tableau 6, soit 22,5 %, notre calcul), la bradycardie 16,7 %, l'hypothermie 13,8 %, et les arythmies relevées à l'auscultation 0,2 %, quand un essai de 2000 sous ECG continu en trouvait chez 6 chats sur 46 ^{[84, 257]}. Sensibles à 91 à 100 % sur vidéo, les échelles de douleur ne le sont plus qu'à 74,28 à 83,25 % en clinique, mais les deux séries ne mesurent pas la même situation (ovariectomies standardisées revues en différé, chats tout-venant notés en temps réel) ^{[258, 259, 260, 261, 262]}. Un secours a été nécessaire chez 13 chattes sur 25 après buprénorphine standard sous-cutanée, contre 4 sur 25 en intramusculaire ^[263], et dix-huit lésions rénales aiguës ont suivi une injection sous-cutanée de méloxicam, série sans dénominateur ^[128]. Dans l'enquête britannique, 66 des 175 morts félines sont survenues dans les trois heures suivant la procédure ^[92]. Un ouvre-bouche avait servi chez 16 des 20 chats devenus aveugles d'une série, et 14 ont retrouvé la vue ^[176]. Douze chats sur 458 réanimés sont sortis vivants dans le registre RECOVER ^[264]. Après une nuit de jeûne, aucun des 75 chatons mesurés n'était hypoglycémique ^[55], et les Persans de COMPLRED avaient un risque relatif de mort de 2,22 ^[141]. Cardiopathe connu, insuffisant rénal stable ou diabétique, le chat n'a fait l'objet d'aucune cohorte anesthésique publiée (voir § 11). En France, l'alfaxalone n'est autorisée que par voie intraveineuse, ni la gabapentine ni la morphine n'ont de spécialité vétérinaire, aucun sédatif ni opioïde n'a la voie intranasale, et la kétamine est stupéfiante depuis le 24 avril 2017 ^{[71, 87, 204, 209]}. Parmi les registres lus, une buprénorphine concentrée ou transdermique et une bupivacaïne liposomale n'ont le chat qu'aux États-Unis, l'alfaxalone intramusculaire qu'en Australie et en Nouvelle-Zélande ^{[229, 237, 236]}. De 2024 à 2026 sont apparus la capnographie, la pression oscillométrique et l'ECG continu dans le minimum de surveillance de l'ACVAA ^[95], un essai de 54 chattes où la prégabaline donnée à la maison abaisse les scores de douleur au réveil ^[73], et une étude française où l'anesthésie n'empêchait pas la réponse au vaccin antirabique de 35 chattes d'après son résumé (groupes de 25 et de 11) ^[161]. Nulle recommandation française sur l'anesthésie du chat n'a été trouvée (voir § 14).

Conclusions. Mesurer le risque anesthésique du chat bute sur les définitions, les fenêtres et le jugement de l'expert ^{[141, 142, 62]}. Les grandes cohortes ne se comparent pas à population égale. Les facteurs les plus constants restent l'état de santé, l'urgence et la nature de l'acte, et la plupart des morts surviennent après l'intervention ^{[85, 92, 83, 141]}. L'intubation et la fluidothérapie sont deux associations de l'enquête CEPSAF, la revue de la portée citant pour l'intubation une seconde étude ^{[85, 62]}. Personne ne les a retestées en mortalité. Pour l'essentiel, les comparaisons de molécules reposent sur de petits essais ou des chats de laboratoire. Les recommandations, toutes d'experts, divergent sur le jeûne du chaton, l'antagonisation des alpha-2, le seuil d'hypotension ou la place de la gabapentine ^{[154, 90, 54, 20, 68, 11]}. Plus étroit que le cadre américain pour certaines formes de buprénorphine ou de bupivacaïne, plus large pour les agents volatils ou la médétomidine, le cadre français laisse une partie des molécules étudiées hors des termes de l'AMM ou dans la cascade ^{[71, 212, 229]}.

1. Méthode de la revue

Nature du travail. Revue narrative et non systématique : aucun protocole enregistré, sélection et extraction par une seule équipe, aucune méta-analyse. Quatorze volets de recherche ont été menés du 20 au 24 octobre 2026, chacun consigné dans un dossier qui garde ses requêtes, y compris celles restées sans résultat, et les références lues avec leur mode d'accès.

Questions de départ. Ce qui augmente ou diminue le risque d'une anesthésie chez le chat, ce que valent l'évaluation et la préparation qui la précèdent, ce que chaque famille de molécules apporte et coûte, quand et comment les voies aériennes sont protégées, ce qui se surveille et selon quelles normes, comment la douleur se mesure et se traite, ce qui change selon l'âge, l'état de santé ou la situation, ce qui est autorisé en France et ailleurs, et comment les recommandations ont évolué. Un volet distinct a relevé les questions que se posent les propriétaires, pour la première partie de la page.

Bases et dépôts interrogés. PubMed par les E-utilities (esearch, esummary, efetch), PubMed Central et Europe PMC (texte intégral en libre accès), OpenAlex, Crossref, Semantic Scholar et Google Scholar. Pour les littératures nationales : J-STAGE (Japon), SciELO (Brésil et Amérique latine), Dialnet (Espagne). Pour les thèses : l'API de HAL, DUMAS (métadonnées), theses.fr, OATAO, le catalogue de la Bibliothèque nationale allemande pour les dissertations vétérinaires, MatheO et ORBi (Liège), BORIS et ZORA (Berne et Zurich), ProQuest pour les résumés. Pour les médicaments et la réglementation : l'Index des médicaments vétérinaires de l'ANSES-ANMV (144 RCP téléchargés le 21 octobre 2026), la base de l'Union des médicaments vétérinaires, Légifrance, EUR-Lex, et les registres de sept autorités étrangères, FDA, VMD, Santé Canada, APVMA, ACVM, CIMAVET et Swissmedic, soit huit registres avec la base de l'Union ; ceux du Japon (NVAL) et du Brésil (SIPEAGRO) ont été interrogés sans rien rendre (voir § 12, § 13 et § 16). Les sites des sociétés savantes (AAFP, AAHA, ISFM, WSAVA, ACVAA, RECOVER, ASV) ont donné les recommandations, version par version (voir § 14). Plusieurs centaines de requêtes sont consignées dans les quatorze journaux. Les fils de forums de propriétaires n'ont servi qu'à formuler les questions de la première partie, jamais de preuve.

Langues. Les travaux en allemand, espagnol, portugais, italien et japonais ont été lus dans leur langue, traduction à l'appui, et sont cités comme les autres. Un volet entier a cherché les thèses étrangères et la littérature non anglophone pour les sujets que les premiers dossiers avaient couverts surtout en anglais.

Critères. Aucune borne de date : les travaux cités vont des années 1970 au 24 octobre 2026. Entrent les essais, cohortes, études cas-témoins et transversales, séries, études expérimentales, enquêtes, revues, recommandations, thèses et documents réglementaires portant sur le chat domestique, plus quelques données canines ou humaines quand une source féline manque, signalées comme telles. Sites commerciaux, notices de fabricants et forums ont été vus puis exclus comme preuves.

Sélection. Les quatorze dossiers comptent 1 390 sources distinctes une fois les doublons regroupés (une même publication figure souvent dans trois ou quatre volets) par PMID, DOI ou, à défaut, titre. La revue et la première partie en citent 1 357, numérotées dans l'ordre de première citation. Celles qui ne sont pas citées le sont pour une raison dite dans la liste de travail : doublon, hors sujet, aucun fait exploitable, lecture impossible. Un travail connu seulement par la source qui le rapporte est attribué à celle-ci (« connu par »).

Accès. Sur les 1 357 sources citées, 112 ont été lues en texte intégral, 244 en lecture partielle du texte intégral, 945 en résumé seul et 56 n'étaient connues que par leur titre, leurs métadonnées ou une autre source. Le mode d'accès de chacune figure dans la liste finale, et une affirmation tirée d'un résumé est écrite comme telle. Aucun défi anti-robot ni aucun accès payant n'a été contourné : les PDF de DUMAS, plusieurs pages de PMC et de Thieme, les RCP de la base de l'Union, le registre australien depuis le 24 octobre 2026, les registres japonais et brésilien sont restés fermés ou muets, et les textes de Wiley et d'Elsevier sont lus en résumé (voir § 16).

Contrôles. Chaque PMID a été vérifié (existence, auteurs, année, revue, volume, pages, DOI). Chaque pourcentage repris a été recalculé sur son effectif. Un écart est signalé comme « notre calcul », et une source qui se contredit voit ses deux chiffres donnés sans arbitrage de notre part. Pour chaque substance, l'autorisation chez le chat a été lue à l'Index ANSES-ANMV et dans le RCP, jamais déduite. Une date réglementaire ou de recommandation est donnée à deux sources, ou dite « à une seule source ».

Niveaux de preuve. Du plus faible au plus fort : avis d'expert ou recommandation, revue narrative, cas isolé, série de cas, étude expérimentale sur petit effectif de chats de laboratoire, étude transversale ou cas-témoins, cohorte, essai contrôlé randomisé, revue systématique. Chaque série de l'annexe dit son plan. Les RCP, l'Index et les registres forment une catégorie à part : ils disent ce qui est autorisé, pas ce qui est démontré. Le facteur de risque le plus cité de la discipline vient d'une étude cas-témoins de grande taille (voir § 2), et la plupart des comparaisons de molécules reposent sur des essais croisés de moins de vingt chats.

Dépendances entre sources. Plusieurs ensembles de publications viennent des mêmes cohortes ou des mêmes équipes et ne comptent pas comme des voix indépendantes.

L'enquête britannique CEPSAF a produit un article sur les facteurs de risque chez le chat, un article sur ceux du chien, un article sur le risque de décès toutes espèces, une thèse et deux synthèses de son auteur principal ^{[85, 139, 92, 265, 266, 267]} : une seule cohorte, dont les chiffres reviennent dans la plupart des recommandations.
La base multicentrique COMPLRED a donné en 2024 et 2026 l'analyse mondiale de la mortalité féline, celle des races et un travail sur l'accord entre observateurs, signés par la même équipe espagnole ^{[83, 141, 142]}.
Deux signataires sont communs aux recommandations de l'AAFP en 2018 et de l'AAHA en 2020, et celles de l'ISFM en 2022 sur la douleur aiguë partagent un troisième avec l'AAFP ^{[11, 20, 26]}.
La Feline Grimace Scale a été construite, validée et éprouvée chez les propriétaires et les chatons par une même équipe de Montréal ^{[121, 268, 269, 123, 122, 270, 271]}, et l'échelle multidimensionnelle de Botucatu par une équipe brésilienne ^[272].

Liens d'intérêt. Un financement par le fabricant, ou des signataires salariés ou consultants de celui-ci, ont été relevés pour plusieurs études d'alfaxalone, de prégabaline, de robénacoxib, de tilétamine-zolazépam, de dosage du NT-proBNP et d'associations orales d'analgésiques, et pour cinq textes de l'AAHA. Chacun est dit à l'endroit où l'étude est citée. Les dossiers n'ont pas relevé ces liens de façon systématique : n'en avoir rien noté ne prouve pas leur absence.

Ce que la revue ne contient pas. Aucune posologie, aucun débit, aucune durée d'administration, aucun protocole, même quand la source en donne : le RCP et la recommandation citée font foi. Les paliers de dose comparés par une étude sont écrits « palier faible » et « palier élevé ». Les valeurs de MAC, les seuils de définition et les pourcentages de réduction sont repris. L'historique daté destiné aux propriétaires figure dans la première partie.

2. Mortalité anesthésique et facteurs de risque

Les 63 sources réunies sur la mortalité ont été lues en texte intégral pour 8 d'entre elles, en partie pour 8, en résumé seul pour 40, et 7 ne sont connues que par d'autres publications qui les citent. Les deux grandes séries félines n'ont pas le même statut. Parmi elles, l'enquête britannique CEPSAF a été lue dans son article de 2007 et dans la thèse de doctorat qui en porte toutes les données, la cohorte multinationale COMPLRED par le résumé de son article principal et par le texte intégral d'une analyse secondaire parue en 2026. Trois documents de langue allemande s'y ajoutent : une casuistique bernoise de 1985 en deux parties et une thèse munichoise dont seule la table des matières est accessible. Cinq publications de 2024 à 2026, lues en résumé, complètent l'ensemble.

Définitions et fenêtres d'observation

Aucune définition commune de la mort anesthésique n'existe, et chaque taux publié dépend de celle que son étude a choisie. CEPSAF (Confidential Enquiry into Perioperative Small Animal Fatalities), conduite dans 117 centres britanniques de 2002 à 2004, retient toute mort ou euthanasie survenue dans les 48 heures suivant la fin de la procédure, sauf quand l'intervention ou la maladie préexistante l'expliquent à elles seules, si bien que l'anesthésie ou la sédation ne peut pas être raisonnablement écartée comme facteur contributif. Chaque cas était classé par un comité indépendant de trois anesthésistes et d'un chirurgien, tous spécialistes ^{[85, 139]}. L'enquête sépare l'anesthésie, contention chimique suffisante pour permettre l'intubation, de la sédation, qui ne l'aurait pas permise ^[85]. Cette définition, appelée ici mort anesthésique, est reprise par la plupart des études récentes. Les séries nécropsiques comptent au contraire toute mort survenue dans une fenêtre donnée, quelle qu'en soit la cause : c'est la mort périanesthésique.

Les fenêtres vont de la seule durée de l'anesthésie à sept jours. La cohorte française de 2012 ne compte que les morts survenues pendant l'anesthésie, close au retour de la conscience quand la température rectale dépasse 36 °C et que le décubitus sternal se maintient ^[147], la série grecque de 2023 de l'induction à l'arrêt des agents ^[273]. La seconde étude française pousse jusqu'au réveil complet ^[274]. Vingt-quatre heures après le premier agent administré servent de borne à la clinique de stérilisation de Floride ^[140] et à la série nécropsique new-yorkaise ^[144], la prémédication et les 24 heures suivant l'anesthésie à la série nécropsique ontarienne ^[275]. Le programme de Séoul suivait les mâles 24 heures et les femelles 72 heures ^[149]. COMPLRED va de la prémédication à 48 heures après l'extubation ^{[83, 141]}. Sept jours, sédation seule comprise, forment la fenêtre du réseau Banfield ^[250], comme celle des quatre laboratoires de diagnostic canadiens ^[150]. Outre ces fenêtres (de « jusqu'au réveil » à 14 jours), une revue de la portée publiée en 2026 relève des critères d'anesthésie variables, et rappelle que les études anciennes reposaient sur des questionnaires rétrospectifs renvoyés par 18 à 45 % des destinataires ^[62].

L'attribution d'une mort à l'anesthésie reste un avis d'expert, peu reproductible. Trois anesthésistes ont relu les 432 morts de la cohorte COMPLRED (83 chats, 349 chiens) : l'un en a classé 296 comme liées à l'anesthésie (68,5 %), le deuxième 264 (61,1 %), le troisième 54 (12,5 %). Ils ne s'accordaient tous les trois que sur 128 cas (29,6 %), kappa de Light 0,17, et l'accord n'était pas meilleur chez le chat (23 sur 83, 28 %) que chez le chien (105 sur 349, 30 %, p = 0,77) ^[142]. Comparer des taux d'une étude à l'autre revient donc à comparer aussi des jugements, ce que la cohorte reconnaît dans ses limites ^[141].

Les taux publiés, étude par étude

Avant 2000. La plus ancienne enquête britannique, celle de Dodman (1977), comptait 35 morts sur 11 227 chats (0,3 %), chiffre connu par une publication coréenne qui la cite [connu par S149]. Le rapport de Clarke et Hall, recueilli dans les années 1980 et publié en 1990, donnait 0,29 % (IC 95 % 0,22-0,37) sur 20 103 chats, rapport qui n'a pas été lu et n'est connu que par CEPSAF et par une méta-analyse [connu par S85, S145]. Une cohorte prospective de 66 cliniques de l'Ontario relevait en 1993 une mort chez 0,1 % des 8 702 chats anesthésiés ^[94]. Brodbelt note que cette série définissait la mort par l'arrêt cardiaque périopératoire, et n'en captait vraisemblablement qu'une partie ^[92]. Sur un an, dans un hôpital universitaire du Colorado, 0,43 % des 683 chats sont morts pendant la période périanesthésique, effectif non écrit, aucun effectif entier ne redonnant exactement ce pourcentage (2 chats feraient 0,29 %, 3 chats 0,44 %) ^[218]. Un hôpital universitaire canadien a perdu 2 chats et en a euthanasié 1 sur 1 459 opérés pour convenance (0,14 % sans l'euthanasie, 0,21 % avec, notre calcul) ^[276]. Ces trois séries ont été lues en résumé, comme celle de Hosgood et Scholl (2002), cohorte prospective de 138 chats de plus de 6 mois anesthésiés par inhalation au moins 30 minutes dans un hôpital universitaire américain, où 7 chats sont morts ou ont été euthanasiés dans les 24 heures (5 %) ^[146].

CEPSAF. Pendant l'enquête, 79 178 anesthésies et sédations félines ont été suivies, et le risque de mort anesthésique y vaut 0,24 % (IC 95 % 0,20-0,27), soit 1 sur 419 ^{[85, 139]}. Son numérateur, 189, additionne 175 morts classées comme anesthésiques et 14 morts pour lesquelles l'information manquait pour écarter l'anesthésie, que la thèse découpe autrement, en 179 morts et 10 euthanasies ^{[85, 92]}. Sans les 14 cas indéterminés, le risque serait de 0,22 % (175/79 178, notre calcul). Toutes causes confondues, la thèse dénombre à 48 heures 248 morts (0,31 %) et 1 306 euthanasies (1,65 %) sur les mêmes procédures : la mortalité anesthésique n'est qu'une fraction de la mortalité périopératoire ^[92]. Selon le type de centre, le risque médian allait de 0,14 % dans les pratiques mixtes à 0,19 % dans les cliniques pour petits animaux et 0,60 % dans les établissements d'enseignement, au moins deux fois plus, écart que l'auteur rattache aux populations plus malades des centres de référé. Le standard de pratique ne changeait presque rien : 0,16 % dans les hôpitaux agréés par le RCVS, 0,19 % ailleurs ^[92].

France. La seule cohorte française, menée au centre hospitalier vétérinaire des Cordeliers de 2008 à 2010, chiens et chats confondus, trouvait 48 morts sur 3 546 anesthésies (1,35 %, IC 0,96-1,75), ni l'espèce ni l'âge n'ayant d'effet détectable ^[147]. Trois recommandations introduites ensuite dans ce centre ont précédé une période 2010-2011 à 21 morts sur 2 685 (0,8 %, IC 0,6-1,2) ^[274]. Lus en résumé, ces deux articles ne donnent aucun taux félin séparé, et leurs fenêtres diffèrent, l'anesthésie seule dans le premier, le réveil complet dans le second. Une équipe étrangère les cite pourtant comme « 0,1 % des chats et des chiens en France » : ce chiffre est le 0,12 % des classes ASA 1 et 2, toutes espèces réunies ^[140].

Amérique du Nord. Dans 822 hôpitaux américains de premier recours du réseau Banfield, une étude cas-témoins appariée sur dossiers électroniques (89 chats cas, 92 témoins) estimait le risque à 11 pour 10 000 épisodes anesthésiques félins (0,11 %), contre 5 pour 10 000 chez le chien, d'après le résumé ^[250]. Son dénominateur, 273 684 chats, n'est connu que par la série grecque qui la cite ^[273]. Le même réseau a publié en 2022, chiens et chats réunis (dont 350 410 chats), une baisse de 7,4 à 6,24 morts pour 10 000 dans les six mois suivant l'adoption de standards de qualité, 16 % de moins ^[277]. En Floride, la clinique de stérilisation à haut volume étudiée de 2010 à 2016 (cohorte rétrospective lue en texte intégral) a compté 34 morts en 24 heures sur 71 557 chirurgies félines : 0,048 % au tableau, arrondi à 0,05 % dans le résumé ^[140].

COMPLRED. Cette cohorte prospective de 198 centres dans plusieurs pays (21 d'après l'analyse secondaire ^[141]), publiée en 2024, trouve 0,63 % chez 14 962 chats, d'après le résumé ^[83]. L'analyse secondaire de 2026, lue en texte intégral, précise 94 morts sur 14 964 anesthésies (IC 95 % 0,51-0,77), après exclusion de 98 euthanasies sans rapport et de 21 morts non anesthésiques ^[141]. L'Espagne y apporte 7 483 cas (50,5 %), la France 3 072 (20,7 %), l'Argentine 2 660 (17,9 %), le Royaume-Uni 557 et les États-Unis 325 : la France en est le deuxième contributeur ^[141].

Autres séries. À Thessalonique, dans un hôpital universitaire (2018-2019, série rétrospective lue en texte intégral), 2 chats sur 250 sont morts pendant l'anesthésie (0,8 %) et 7 ont fait un arrêt cardiaque (2,8 %), l'effectif final étant tantôt 249, tantôt 250 ^[273]. Au Brésil, un hôpital universitaire comptait 3 morts sur 92 chats (3,26 %), dont 48 opérés en urgence (52,17 %) ^[278]. À Séoul, un programme de capture, stérilisation et relâcher (2017-2022) a perdu 4 de ses 1 261 chats (0,3 %) ^[149]. Trois cliniques britanniques de premier recours (2017-2021) n'ont perdu qu'un chat sur 1 019 opérés pour stérilisation (0,10 %), devenu dyspnéique au réveil puis en arrêt, dans une étude que ses auteurs disent ni conçue ni dimensionnée pour mesurer la mortalité ^[84]. Un audit prospectif d'hôpital universitaire britannique relevait 6 morts peranesthésiques sur 1 386 anesthésies (0,43 %), dont 387 félines, sans séparer les espèces ^[279]. Deux enquêtes sud-africaines par questionnaire, chiens et chats confondus, donnaient 1 mort pour 1 243 anesthésies en 2000 ^[280] et 1 pour 1 004 en 2005, le résumé de la seconde écrivant pourtant que le taux « has remained unchanged at 1:1004 » ^[281]. Ces trois dernières sources ont été lues en résumé.

Enfin, le centre de référé universitaire de la Saskatchewan (2015-2021) rapporte que 68 chats sur 1 343 anesthésies (5,1 %) sont morts ou ont été euthanasiés dans les 7 jours, dont 24 morts non assistées (1,8 %) ^[151]. C'est un taux toutes causes, euthanasies comprises, que la revue de la portée met à part ^[62], et qui ne mesure pas une mortalité anesthésique. Son numérateur se confond avec l'effectif total de l'étude (45 chats de pratique générale et 23 de référé), coïncidence que la lecture partielle de l'article n'a pas permis d'expliquer.

Synthèses. Sur quarante ans, la revue de la portée situe l'incidence féline entre 0,06 et 0,43 %, et juge la fourchette de 0,1 à 0,3 % des études multicentriques la plus juste ^[62]. Brodbelt l'estimait en 2009 à environ 0,1 à 0,2 % chez les chiens et chats sains, 0,5 à 2 % chez les malades, d'après le résumé ^[265]. CEPSAF, COMPLRED et la série grecque n'ont ni la même fenêtre, ni la même population, ni le même mode de recueil, si bien que ces taux ne se placent pas sur une même échelle. Consacrée aux accidents d'anesthésie du petit animal, une thèse munichoise de 1999 annonce une étude propre des décès, mais son texte n'est pas diffusé et aucun chiffre n'en est connu ^[282].

La classe ASA, premier facteur de risque

Sains et malades. CEPSAF estime le risque à 0,11 % chez les chats sains, classes ASA 1 et 2 (1 sur 895, IC 0,09-0,14), et à 1,40 % chez les malades, classes 3 à 5 (1 sur 71, IC 1,12-1,68) ^{[139, 92]}. Ces deux chiffres sont des estimations, non des comptes. Leurs numérateurs sont exacts (81 et 94 cas), mais les dénominateurs, 72 473 et 6 705 anesthésies, ont été extrapolés de la proportion de témoins classés 3 à 5 (8 %), et la thèse écrit elle-même que le risque des malades est intrinsèquement moins précis ^[92]. Les intervalles de confiance publiés ne traduisent pas cette incertitude.

Par classe. La cohorte COMPLRED donne pour la première fois des comptes complets par classe chez le chat : 4 morts sur 6 106 en classe I (0,07 %), 13 sur 5 297 en II (0,25 %), 27 sur 2 920 en III (0,92 %), 33 sur 471 en IV (7,01 %) et 17 sur 51 en V (33,33 %), soit 94 morts pour 14 845 anesthésies après exclusions, chiffres que nos recalculs retrouvent ^[141]. La cohorte française, chiens et chats confondus, trouvait 3 morts sur 2 602 en classes 1 et 2 (0,12 %, IC 0,02-0,34) et 45 sur 944 à partir de la classe 3 (4,77 %, IC 3,36-6,18), avec 2,90 % en classe 3, 7,58 % en 4 et 17,33 % en 5, ces trois derniers taux sans effectif dans le résumé ^[147]. Dans la seconde période, le taux des classes 3 et plus est tombé de 4,8 % (45/944) à 2,2 % (18/834, p = 0,002) ^[274]. Les petites séries vont dans le même sens. À Thessalonique, l'arrêt cardiaque touchait 4 chats sur 203 en classes I-II et 3 sur 46 en classes III-V (p = 0,125 pour ce regroupement, p = 0,008 sur les cinq classes ASA), la mort 1 sur 203 et 1 sur 46 (p = 0,341 pour le regroupement, p = 0,07 sur les cinq classes) ^[273]. Les trois morts brésiliennes étaient toutes en classe III (1/26) ou IV (2/16), aucune sur 31 chats de classe I et 19 de classe II ^[278]. Une classe 3 ou plus multipliait presque par quatre le risque de complication périanesthésique grave, même après ajustement sur la durée de l'anesthésie, dans la cohorte de 138 chats de Hosgood et Scholl ^[146].

En modèle multivariable. Le facteur le plus fort, dans CEPSAF, est la classe ASA : rapport de cotes de tendance de 3,2 (IC 2,0-5,0, p < 0,001) par catégorie (I-II, puis III, puis IV-V), sur 81 cas pour 508 témoins en I-II, 42 pour 39 en III et 52 pour 8 en IV-V ^[85]. En analyse univariable, la classe 3 comparée aux classes 1 et 2 donnait un OR de 6,8 (4,0-11,4) et les classes 4 et 5 un OR de 40,8 (16,3-101,9). Une maladie cardiopulmonaire préexistante était associée à un OR de 29,2 (12,5-68,3), urogénitale à 22,2 (8,8-56,2), digestive à 12,2 (6,2-24,6), neurologique à 10,1 (1,7-61,6) ^[92]. Dans le modèle restreint aux chats malades (94 cas, 113 témoins), les classes 4 et 5 restaient associées à un OR de 7,7 (3,0-19,9) face à la classe 3 ^[92]. Le texte de la thèse écrit à cet endroit « ASA 5 contre ASA 3-4 », alors que son tableau compare les classes 4-5 à la classe 3 : nous suivons le tableau. Dans les classes 3 et plus, la cohorte française tient le mauvais état de santé pour le principal facteur associé à la mort ^[147], et la seconde période retient le mauvais état de santé et l'âge avancé, toutes classes confondues dans son résumé ^[274]. COMPLRED associe une mortalité plus élevée aux classes ASA plus hautes et à la cachexie, d'après le résumé ^[83].

La méta-analyse de 2018. Portier et Ida, de VetAgro Sup, ont combiné cinq études félines : les chats de classe III ou plus avaient un risque de mort anesthésique 4,83 fois plus élevé que les autres (IC 3,10-7,53), sans hétérogénéité significative (I² = 24,34 %) ^[145]. Les rapports de risque par étude vont de 2,99 (IC 1,63-5,49) dans une étude espagnole sur l'hypothermie (275 chats, 2,2 % de mortalité à 72 heures) à 16,43 dans une série de 37 chats en chirurgie urétérale, en passant par 3,24 (IC 1,60-6,55) pour les deux études françaises réunies, 6,42 (IC 5,58-7,38) pour CEPSAF à 48 heures et 11,3 (IC 8,31-15,3) pour Clarke et Hall ^[145]. Le 6,42 attribué à CEPSAF ne se retrouve ni à partir des taux publiés (1,40/0,11 = 12,7) ni à partir des comptes de la thèse (12,5, notre calcul), et le mode de calcul de la revue n'a pas été lu. Le nombre d'études diffère entre le résumé (15 études, 258 298 animaux) et le corps du texte (14 études, 241 509 animaux), l'écart venant d'une étude comptée deux fois et de deux publications utilisées pour le seul risque de biais ^[145]. Le sens de la conclusion n'en dépend pas : toutes les études félines montrent un risque significativement plus élevé à partir de la classe III.

Ce qu'en retiennent les recommandations. L'AAHA (2020) écrit que le passage des classes 1-2 à la classe 3, ou de la classe 3 aux classes 4-5, augmente la cote de mort anesthésique chez le chien et le chat, avec un OR plus élevé chez le chat ^[20]. L'AAFP (2018) rapporte à la fois une étude qui fait de la classe ASA un meilleur prédicteur des complications que l'âge et une autre où l'âge de plus de 12 ans reste un facteur indépendant de la classe ^[11]. Sa reproductibilité entre praticiens est traitée avec l'évaluation préanesthésique (voir § 3).

Le chat face au chien, et face à l'humain

Dans CEPSAF, le risque global était de 0,24 % chez le chat, 0,17 % chez le chien (1 sur 601) et 1,39 % chez le lapin (1 sur 72). L'écart tient aux animaux sains, 0,11 % contre 0,05 %, quand les malades se rejoignent, 1,40 % contre 1,33 % ^[139]. Brodbelt en conclut en 2010 que le chat sain meurt d'une cause anesthésique plus de deux fois plus souvent que le chien sain (1 sur 895 contre 1 sur 1 849), d'après le résumé ^[266]. Sa thèse avance deux explications sans trancher : une évaluation préopératoire moins performante chez le chat, ou un risque propre à l'espèce, en citant une étude de 2004 qui trouvait au moins 7 % de cardiopathie subclinique chez des chats apparemment sains ^[92]. Les hôpitaux Banfield trouvent le même rapport, 0,11 % contre 0,05 % ^[250], et la clinique de stérilisation de Floride un rapport de cotes de 5,0 (IC 1,8-14,2, p = 0,0007) entre 34 morts sur 71 557 chirurgies félines (0,048 %) et 4 sur 42 349 canines (0,009 %) ^[140]. Pour la revue de la portée, le risque félin est constamment supérieur, en partie à cause du petit format ^[62].

Deux séries contredisent ce constat. COMPLRED trouve 0,63 % chez le chat et 0,69 % chez 55 022 chiens de la même équipe, l'état ASA pesant de la même façon dans les deux espèces ^{[83, 143, 141]}. Les Cordeliers ne détectaient, eux, aucun effet de l'espèce ^[147]. Les populations ne sont pas les mêmes : les classes III à V forment 23 % des chats de COMPLRED (3 442 sur 14 845, notre calcul), contre 8 % des témoins de CEPSAF ^{[141, 92]}. La comparaison des deux cohortes n'est donc pas faite à population égale, et l'écart chat-chien de CEPSAF tient justement aux animaux sains.

Rapporté à l'humain, le risque de CEPSAF était près de dix fois plus élevé que les 0,02 à 0,05 % cités pour l'anesthésie humaine dans l'article de 2007 ^[85]. La thèse donne, pour les études humaines de définition comparable, une fourchette de 0,02 à 0,005 %, et attribue l'écart aux standards d'anesthésie plus qu'à l'espèce ^[92]. Aux États-Unis, entre 1999 et 2005, les certificats de décès donnaient 8,2 morts liées à l'anesthésie par million de sorties d'hospitalisation chirurgicale (0,0008 %), l'anesthésie étant la cause initiale dans 10,9 % de ces 2 211 décès, d'après le résumé ^[283]. L'analyse de 2026 écrit qu'en médecine humaine les morts dues à la seule anesthésie se comptent désormais par quelques dizaines par million de procédures dans les pays à haut revenu ^[141]. Levy rapproche le taux de 0,9 pour 10 000 de ses chiens stérilisés de celui d'une hystérectomie pour indication bénigne chez la femme, sans faire la comparaison pour le chat ^[140].

L'âge et le poids

L'âge. Le modèle final de CEPSAF, construit sur 723 observations, associe un âge de 12 ans ou plus à un OR de 2,1 (IC 1,1-3,9) face aux chats de 6 mois à 5 ans. Les 5 à 12 ans ont un OR de 1,7 (0,9-3,0), les moins de 6 mois un OR de 0,4 (0,1-2,4), et la valeur de p globale est de 0,058 : les auteurs ont gardé la variable pour des raisons biologiques et parce qu'elle améliorait l'ajustement du modèle ^[85]. En univariable, l'OR des 12 ans et plus atteignait 3,5 (2,2-5,6) ^[92]. L'article présente cet effet comme jamais rapporté chez le chat et attribue son absence dans les séries antérieures à leur faible puissance ^[85]. Il est moins marqué que chez le chien, où l'OR des 12 ans et plus valait 9,8, peut-être parce que les procédures canines duraient plus longtemps (59,3 minutes contre 36,6) ^[92]. Restreint aux chats malades, le modèle n'intègre pas l'âge en classes, et une forme polynomiale (âge⁻², p = 0,04) y montre au contraire une tendance à un risque plus élevé aux âges bas ^[92]. L'avancée en âge s'associe à une cote de mort plus élevée dans les deux espèces du réseau Banfield ^[250], la seconde période française retient l'âge avancé ^[274], et la revue de la portée résume CEPSAF ainsi : un chat de 12 ans ou plus a deux fois plus de risque de mourir qu'un chat de 6 mois à 5 ans ^[62]. Aucun effet de l'âge n'apparaît dans la cohorte de 138 chats de Hosgood et Scholl ^[146] ni dans la première période française ^[147]. Chez les chatons, la clinique de Floride comptait 1 mort sur 7 486 chats de moins de 6 mois et 5 sur 7 996 adultes (p = 0,12), sur la seconde période seulement ^[140]. Un essai américain dit randomisé, aux groupes formés selon l'âge estimé à la stérilisation (775 chats, 1 213 chiens), ne trouvait pas de différence de complications majeures entre moins de 12 semaines, 12 à 23 semaines et 24 semaines ou plus (2,9, 3,2 et 3,0 %), sans chiffrer la mortalité dans son résumé ^[156]. Chaton et chat âgé ont leur propre développement (voir § 11).

Le poids. Le même modèle donnait aux chats de moins de 2 kg un OR de 15,7 (IC 2,9-83,6) et à ceux de 6 kg ou plus un OR de 2,8 (1,1-7,4) face aux 2 à 6 kg (p = 0,002), sur 9 cas pour 5 témoins, 144 pour 518 et 19 pour 17 ^[85]. L'analyse univariable ne donnait aux moins de 2 kg qu'un OR de 6,5 (2,1-19,9), aux 6 kg et plus 4,0 (2,0-8,0), et à un surpoids jugé à l'examen 2,4 (1,4-4,1). Le modèle des chats malades garde le poids de 6 kg ou plus, avec un OR de 7,1 (1,0-50,2) ^[92]. L'auteur met lui-même en garde : une part de l'effet du faible poids pourrait être une confusion résiduelle par l'âge, liée aux nouveau-nés, aucun gradient n'est démontré, et d'autres travaux sont nécessaires avant de conclure à un rôle causal du poids ^[92]. Chez Banfield, la cote de mort du chat augmentait avec le poids, mais pas avec un état corporel de surpoids, alors que chez le chien c'est la maigreur qui multipliait le risque par près de quinze ^[250]. COMPLRED associe la cachexie à une mortalité plus élevée ^[83], et la revue de la portée parle d'extrêmes de poids ^[62]. L'AAFP traduit l'OR de 2,8 en « trois fois plus » ^[11]. À Séoul, où les chats n'étaient pas pesés mais estimés à l'œil, ceux qui ont eu besoin d'une dose supplémentaire pesaient en moyenne 3,69 kg contre 3,42 kg (p = 0,000141) ^[149].

L'intervention : urgence, nature, durée, heure

CEPSAF retient deux variables liées à l'intervention. Le degré d'urgence (programmée, urgente, urgence vitale) porte un OR de tendance de 1,6 (IC 1,0-2,5, p = 0,050), une intervention majeure comparée à une mineure un OR de 2,7 (1,4-5,4, p = 0,005) ^[85]. Les associations univariables sont bien plus fortes : OR de 4,2 (2,8-6,3) pour l'urgence et de 17,2 (7,1-42,0) pour l'urgence vitale, de 53,6 (16,4-175,2) pour la chirurgie majeure des tissus mous face à la stérilisation, de 12,5 pour l'orthopédie et la neurochirurgie, 7,0 pour les tissus mous mineurs, 6,4 pour la dentisterie, 5,9 pour les actes diagnostiques. Une procédure jugée difficile ou très difficile atteignait 11,5 (5,5-24,1), une durée de 90 minutes ou plus 3,3 (1,8-6,1), et une induction entre 17 heures et 8 heures 9,2 (3,4-24,3) face au matin, contre 3,0 (2,1-4,5) entre 12 et 17 heures ^[92]. Trente et un chats sont morts avant toute procédure. La durée sort du modèle final, peut-être parce que les procédures félines sont courtes, et le décubitus dorsal (OR 3,9, IC 2,4-6,5 face au décubitus latéral) n'est qu'une association brute ^[92]. Le statut stérilisé, associé à un OR univariable de 3,1 (2,1-4,7), n'est pas commenté par la thèse, et le lire comme un marqueur d'âge et de maladie est une interprétation de cette revue, les témoins entiers étant surtout des chats venus pour une stérilisation (261 témoins entiers, 228 témoins opérés pour une stérilisation) ^[92].

COMPLRED trouve une mortalité plus élevée pour les procédures abdominales, orthopédiques ou neurochirurgicales et thoraciques ^[83], et le réseau Banfield pour les procédures non électives, dans les deux espèces ^[250]. L'équipe espagnole y ajoute, chez le chien, les anesthésies non programmées sans urgence et les procédures courtes ^[143]. Les deux périodes françaises vont à l'encontre : la nature de l'intervention n'y était pas corrélée à la mort, ni, dans la seconde, son urgence ^{[147, 274]}. L'AAHA rattache le risque des actes tardifs ou hors des heures ouvrables à une stabilisation insuffisante, à un personnel réduit et à la fatigue ^[20]. Sur 244 chiens en abdomen aigu, une thèse d'Alfort de 2021, lue en résumé, rappelle en introduction, sans en citer l'origine, qu'une même chirurgie faite en urgence multiplie par 1,6 le risque de complications anesthésiques, et trouve elle-même l'hypotension peropératoire associée à la mortalité ^[284]. L'AAFP lit la faible mortalité des stérilisations de jeunes chats sains comme une confirmation du rôle de la procédure et de l'urgence ^[11]. En Géorgie, une cohorte rétrospective de chats hospitalisés par un service de chirurgie des tissus mous de référé (2015-2020, publiée en 2024, d'après le résumé) compte 6,1 % de morts pendant l'hospitalisation, sans en donner l'effectif, et y associe une classe ASA plus élevée et la chirurgie d'urgence ^[285]. C'est une mortalité toutes causes, pas une mortalité anesthésique.

L'intubation endotrachéale : ce que CEPSAF écrit

Le résumé de l'article de 2007 range l'intubation endotrachéale, avec la fluidothérapie, parmi les facteurs associés à une cote de mort anesthésique accrue ^[85]. Vingt-sept cas et 195 témoins n'étaient pas intubés, 148 cas et 360 témoins l'étaient, ce qui donne dans le modèle final un OR de 1,9 (IC 1,0-3,7, p = 0,042) ^[85]. Le même modèle, dans la thèse, donne p = 0,06, et la variable y est dite juste non significative au seuil de 5 % et conservée « on biological grounds » ^[92]. L'OR univariable était de 3,0 (1,9-4,7), le même que celui de l'oxygénothérapie (3,0, IC 1,7-5,2) ^[92]. Les effectifs de témoins imprimés pour l'intubation dans la thèse (419 intubés contre 135) sont ceux de l'oxygène et redonneraient 1,8, quand ceux de l'article (360 contre 195) redonnent 3,0 ^{[85, 92]}. L'article souligne que l'association persistait après ajustement sur les principaux facteurs de confusion, la classe ASA et l'intervention prévue, si bien que des OR accrus s'observaient aussi chez les patients les plus sains et pour les actes les plus mineurs ^[85]. L'interaction avec la procédure n'était pas significative (OR 2,3 pour les actes mineurs, 0,6 pour les majeurs, p = 0,08) ^[85].

Les auteurs proposent un mécanisme. Les voies aériennes du chat, petites, seraient plus sensibles au traumatisme, au spasme et à l'œdème que celles du chien ou du cheval, et les chats intubés qui sont morts l'ont fait plus souvent après l'opération que les non intubés (63 % contre 48 %), ce qui leur fait soupçonner un traumatisme, un spasme ou un œdème laryngés plus souvent qu'une obstruction de la sonde ^[85]. Leur conclusion reste conditionnelle : l'intubation pourrait augmenter le risque, elle appelle plus de soin, et pour les actes mineurs un apport d'oxygène sans sonde pourrait être plus approprié ^[85]. La thèse s'avance davantage. Tout bien pesé, écrit-elle, les éléments réunis plaident pour un lien causal, et la décision d'intuber un chat donné doit mettre en balance les risques de la technique et le besoin d'une voie aérienne libre ^[92]. En 2010, Brodbelt écrit que l'intubation et la fluidothérapie pourraient refléter des techniques plus risquées chez le chat que chez le chien, d'après le résumé ^[266].

Aucune étude postérieure n'a testé l'intubation en mortalité. Une cohorte ontarienne de 1998 l'associait aux complications félines, avec un OR de 1,7 ^[94]. Deux études concordantes sont recensées par la revue de la portée, qui propose deux lectures, l'inexpérience de l'opérateur ou une confusion par la durée ou le caractère invasif de la procédure ^[62]. L'intubation n'était associée ni à la bradycardie, ni à l'hypotension, ni à l'hypothermie chez les 1 019 chats sains stérilisés au Royaume-Uni. La sonde s'est obstruée chez 1,1 % des chats (10 réintubés), et les trois cliniques intubaient respectivement 100, 96 et 45 % de leurs chats ^[84]. Ces auteurs rappellent que, dans l'étude à la mortalité féline la plus faible, la série américaine de stérilisation à grande échelle, tous les chats n'étaient pas intubés ^[84]. La clinique de Floride, par exemple, entretenait l'isoflurane au masque ou par sonde, sans comparer les deux ^[140]. Pour l'AAFP, les problèmes de voies aériennes sont une cause importante de mort et de morbidité anesthésiques, et la plupart des morts félines tiennent à l'obstruction de ces voies petites et fragiles ^[11]. L'AAHA signale les déchirures trachéales du chat intubé ^[20]. Les techniques, les masques laryngés et les lésions de la trachée relèvent des voies aériennes (voir § 6) et des complications (voir § 10).

La fluidothérapie intraveineuse : ce que CEPSAF écrit

Dans le modèle final, 65 cas et 439 témoins n'avaient reçu aucun fluide, 5 cas et 33 témoins un cathéter seul (OR 0,7, IC 0,2-2,5), 105 cas et 83 témoins des fluides intraveineux : OR 3,9 (2,2-7,1, p < 0,001) ^[85]. Ces fluides avaient été donnés à 15 % des témoins et à 60 % des cas ^[85]. L'OR univariable atteignait 8,5 (5,5-13,2), celui du modèle des chats malades 8,2 (2,4-28,0) ^[92]. Les auteurs qualifient eux-mêmes ce quadruplement de surprenant, jamais rapporté chez l'animal et contre-intuitif, et le disent susceptible de refléter une confusion résiduelle par l'état de santé, l'âge, le type et la durée de l'intervention ^[85]. Une part de l'effet, ajoutent-ils, pourrait tenir à des apports excessifs et à une surcharge, compte tenu du faible volume sanguin du chat et du petit nombre de cliniques qui mesuraient la pression veineuse centrale ou employaient une pompe ^[85]. Leur conclusion envisage que la fluidothérapie périopératoire, telle qu'elle était pratiquée, nuise aux chats, et appelle une meilleure surveillance des apports, avec des perfuseurs pédiatriques à burette ou des pompes ^[85]. La thèse se montre plus réservée : l'association était forte, mais les fluides reflétaient aussi l'intervention et l'état du patient, la confusion résiduelle pourrait en expliquer une grande partie, et le résultat se lit avec prudence tant que d'autres travaux ne l'ont pas confirmé ^[92].

Ce facteur surprend aussi la revue de la portée ^[62], une série nécropsique de 2026 le cite comme un apport excessif de fluides ^[151], et l'AAFP rappelle que le volume sanguin du chat, rapporté au poids, est nettement inférieur à celui du chien ^[11]. Depuis, aucune étude lue ne le retrouve ni ne l'infirme, et le résumé de COMPLRED ne le mentionne pas parmi ses facteurs ^[83]. Les apports et la surcharge sont traités avec la surveillance peranesthésique (voir § 7).

Ventilation contrôlée et surveillance

La ventilation contrôlée concernait 2 % des témoins et 15 % des cas de CEPSAF ^[85]. Son OR univariable de 10,6 (IC 4,7-23,7) tombait à 3,5 (1,4-8,9) après ajustement sur la classe ASA, et chez les chats malades de 3,0 (1,3-6,6) à 1,6 (0,7-3,6). Elle n'entre dans aucun modèle final ^[92]. COMPLRED l'associe à une mortalité accrue, d'après le résumé, sans qu'on puisse dire si elle signale la gravité des cas ou un risque propre ^{[83, 62]}.

Côté surveillance, le modèle de CEPSAF compare aux chats sans pouls suivi ni oxymètre (49 cas, 100 témoins) ceux dont le pouls était suivi (OR 0,3, IC 0,2-0,6), ceux qui avaient un oxymètre de pouls (0,2, IC 0,1-0,5) et ceux qui avaient les deux (0,2, IC 0,1-0,4, p < 0,001) ^[85]. Surveillés de l'une ou l'autre façon, les chats avaient trois à quatre fois moins de chances de mourir selon l'article et une réduction des cotes de 4 à 5 fois selon la thèse, le second moniteur ajoutant moins quand le premier était déjà en place ^{[85, 92]}. Chez les malades, l'OR des deux réunis valait 0,1 (0-0,5) ^[92]. L'article avance, à titre de spéculation, que la diffusion de l'oxymètre, absent des cliniques lors de l'enquête précédente, a pu contribuer à la baisse du risque. Capnographie, pression artérielle et électrocardiogramme concernaient moins de 10 % des témoins et n'ont pas pu être évalués ^[85]. Les associations brutes déroutent si on les lit au premier degré : stéthoscope (OR 1,6), pression artérielle indirecte (2,1, puis 1,4 après ajustement), feuille d'anesthésie écrite (1,7), température postopératoire prise (2,5), quand une surveillance postopératoire à intervalles de 5 minutes ou plus, donc moins serrée qu'une observation continue, était associée à des cotes de décès plus basses (0,5, IC 0,3-0,8). L'ajustement sur la classe ASA, qui ramène la pression artérielle indirecte de 2,1 à 1,4, suggère que les patients les plus malades sont les plus surveillés ^[92]. La personne qui surveillait comptait peu : un infirmier plutôt qu'un vétérinaire, OR 0,8, l'absence de surveillant, 2,8 (0,4-21,4), une qualification du vétérinaire en anesthésie, 1,0 (0,5-2,1), une qualification générale, 1,7 (1,1-2,6) ^[92]. L'auteur demande d'autres travaux avant de conclure à un lien causal, l'effet protecteur n'ayant été retrouvé ni chez le chien de la même enquête ni dans les travaux antérieurs ^[92].

L'absence d'enregistrement de la saturation pulsée en oxygène augmentait, dans le réseau Banfield, la cote de mort du chat, d'après le résumé ^[250]. L'AAHA en tire qu'un défaut de surveillance multiplie la cote de mort par 5 à 35, chiffre emprunté à cette étude dont le texte intégral n'a pas été lu ^[20]. L'arrêt cardiaque félin était associé, dans la même cohorte ontarienne, aux classes ASA 3 à 5 (OR 21,6), et la présence d'un technicien protégeait (OR 0,19) ^[94]. L'AAFP en déduit que pouls et oxymétrie devraient être surveillés en routine et qu'un anesthésiste dédié réduit la mortalité ^[11]. Les cliniques britanniques de 2017-2021 employaient l'oxymètre chez 93 % des chats, alors que ces auteurs citent 72 % pour CEPSAF, chiffre identique à la part des centres utilisant un oxymètre en routine dans l'enquête par questionnaire de la thèse de Brodbelt, et que 42 % des chats témoins de l'enquête en avaient un ^{[84, 92, 85]}. Après l'introduction de standards, la mortalité a baissé de 16 % dans le réseau Banfield et de 1,35 à 0,8 % à la clinique des Cordeliers, dont les auteurs reconnaissent que d'autres facteurs non suivis ont pu jouer ^{[277, 274]}. Les normes de surveillance sont détaillées avec la surveillance peranesthésique (voir § 7).

Agents anesthésiques, et sédation seule

Une fois ajustées sur l'état de santé, aucune molécule ni classe de molécules n'était associée à la mort dans CEPSAF ^[85]. Les tendances restaient non significatives : acépromazine OR 0,6 (0,3-1,1), association benzodiazépine et opioïde 0,5 (0,2-1,4), médétomidine 1,1 (0,3-3,4) face à l'absence de prémédication. L'hypothèse posée d'avance d'un surrisque de la médétomidine, que les études anciennes attachaient à la xylazine, n'était pas confirmée ^[85]. En univariable, une benzodiazépine ou un opioïde seuls portaient un OR de 2,7 (1,4-5,3), une anesthésie injectable seule 0,5 (0,3-0,7) face à l'injectable suivie d'isoflurane ^[92]. Une cote réduite restait associée au protoxyde d'azote chez les malades dans le modèle final (OR 0,1, IC 0-0,6), résultat que l'auteur dit inédit et à évaluer ^[92]. L'enquête trouvait chez le chien, d'après le résumé, un risque accru après une induction injectable suivie d'halothane ou une inhalation seule ^[267], ce qui n'était pas le cas chez le chat d'après les tableaux de la thèse ^[92].

COMPLRED s'écarte de cette neutralité. Les agonistes alpha-2, les opioïdes purs en prémédication et les techniques locorégionales y réduisent la cote de mort, sans OR dans le résumé, le texte intégral n'ayant pu être obtenu ^[83]. La cohorte ontarienne de 1998 associait les complications félines au diazépam (OR 4,1), et les trouvait moins fréquentes avec le butorphanol (0,45) ou la kétamine (0,17) ^[94]. La série grecque relève des associations brutes entre l'arrêt cardiaque et l'absence de prémédication, une induction à l'isoflurane ou à la kétamine, l'absence d'analgésie complémentaire et les inotropes, que ses auteurs invitent à lire avec prudence faute d'ajustement sur la classe ASA ^[273]. Les trois cliniques britanniques associaient la médétomidine à la bradycardie face à l'acépromazine (OR 3,56, IC 1,21-14,40) et l'acépromazine à l'hypotension (OR 17,07, IC 7,28-42,56), sans lien mesurable avec la mortalité puisqu'un seul chat est mort ^[84]. La péridurale morphine-bupivacaïne, puis le régime anesthésique pris dans son ensemble, n'étaient pas associés à la mort dans les deux périodes françaises ^{[147, 274]}. Les molécules sont examinées une à une avec la sédation (voir § 4) et l'induction (voir § 5).

La cohorte des chats survivants de CEPSAF comptait 9 625 sédations (12 %) et 67 999 anesthésies générales (88 %), et 55 des 555 témoins (10 %) avaient été sédatés ^[92]. La sédation semblait protectrice en univariable, OR 0,6 (0,3-1,2, p = 0,14), et chez les malades 0,4 (0,1-1,1, p = 0,05), mais l'association disparaissait après ajustement sur l'état de santé et l'intervention prévue ^{[92, 85]}. L'impression d'un moindre risque de la sédation venait, concluent les auteurs, de cette confusion ^[85]. Une anesthésie générale brève est préférable, selon l'AAHA, chez le patient âgé ou fragile, à une sédation lourde qui pourrait augmenter la cote de mort ^[20]. Aucune source ne donne de taux félin propre à la sédation seule. Pour le chien, une étude britannique sur dossiers de premier recours trouve 0,10 % de morts à 48 heures et 0,14 % à deux semaines, anesthésies et sédations réunies, d'après le résumé ^[286]. Les séries de Banfield et des laboratoires canadiens incluent les morts sous sédation sans les chiffrer à part ^{[250, 150]}. Le choix entre sédation et anesthésie générale est discuté avec la sédation (voir § 4).

Race, morphologie, sexe et gestation

CEPSAF ne trouvait aucune association avec la race : les européens à poil court formaient 82 % des témoins, et ni les Persans (OR 1,2) ni les autres races pures (1,5) ne s'en distinguaient significativement ^{[85, 92]}. COMPLRED, ajustée sur la seule classe ASA et exprimée en risques relatifs, compte au contraire 8 morts sur 479 Persans (1,67 %), soit un RR de 2,22 (IC 1,11-4,46, p = 0,024) face aux européens (64 sur 10 007, 0,64 %). Croisés (14 sur 2 165, 0,65 %), British Shorthair (7 sur 965, 0,73 %) et Siamois (1 sur 372, 0,27 %) ne s'en écartaient pas, et aucune mort n'a été comptée chez 211 Maine Coon, 84 Sphynx, 64 Ragdoll, 50 Sacrés de Birmanie, 39 Norvégiens et 31 Exotic Shorthair ^[141]. Les brachycéphales extrêmes avaient un RR de 2,33 (1,17-4,63, p = 0,016), les modérés de 0,83 (0,40-1,73). Les causes respiratoires représentaient 30 % des morts chez les non-brachycéphales, 43 % chez les modérés et 62 % chez les extrêmes, causes attribuées par les cliniciens et pas toujours confirmées par une nécropsie ^[141]. La race y est attribuée sur le phénotype, l'ajustement ne porte que sur la classe ASA, et les effectifs par race sont petits, limites que l'article écrit lui-même ^[141]. Notre lecture y ajoute des incohérences internes : 303 brachycéphales extrêmes alors que les Persans seuls sont 479, 3 morts chez les extrêmes pour 8 chez les Persans, des catégories de brachycéphalie qui totalisent 15 505 chats pour 14 964 anesthésies, des lignées génomiques qui ne réunissent que 89 morts sur 94. Elles peuvent tenir à l'article ou à notre extraction, et aucun taux par morphologie n'en sort solide. Aucun excès de complications n'apparaissait dans les trois cliniques britanniques chez les chats de race ou les brachycéphales ^[84]. Le chat brachycéphale est traité avec les populations particulières (voir § 11).

Le sexe n'avait pas d'effet dans CEPSAF (femelle, OR 0,8, IC 0,6-1,2) ^[92]. À la clinique de Floride, 24 chattes sur 38 026 opérées sont mortes (0,063 %), contre 10 mâles sur 33 531 (0,030 %), OR 2,1 (1,0-4,4) ^[140]. Ses 34 chats morts présentaient notamment une gestation (6), une infection respiratoire haute (5), une gale (3) ou une hernie diaphragmatique suspectée (2) ^[140]. À Séoul, les 4 chats morts étaient des femelles, 3 gestantes et 1 allaitante, seul facteur que les auteurs relient aux décès ^[149]. Le cas de la chatte gestante relève des populations particulières (voir § 11).

Le moment des décès

Les grandes cohortes placent la majorité des morts après l'intervention, dans des proportions qui varient. Des 175 morts félines de CEPSAF, la thèse en situe 2 (1 %) après la prémédication, 14 (8 %) à l'induction, 53 (30 %) pendant l'entretien et 106 (61 %) après l'intervention, dont 66 dans les trois premières heures ^[92]. Ces 66 morts représentent 62 % des morts postopératoires et 37,7 % de l'ensemble (notre calcul). La part postopératoire était de 47 % chez le chien et de 64 % chez le lapin ^{[139, 92]}. COMPLRED en trouve davantage, 74,5 % chez le chat et 81 % chez le chien ^{[83, 143]}. Soixante pour cent des morts félines surviennent au réveil, surtout dans les trois premières heures, pour l'AAFP, 47 à 60 % chez le chien et le chat pour l'AAHA, toutes deux citant CEPSAF ^{[11, 20]}. Dans les quatre laboratoires canadiens, 113 des 173 chats dont l'heure de la mort était connue étaient morts entre la prémédication et la sixième heure suivant la procédure, 49 d'entre eux dans les six premières heures du réveil ^[150].

Autre profil dans les programmes de stérilisation de masse. Sur les 54 chats autopsiés de New York, 28 étaient morts après la prémédication et l'induction, avant la chirurgie, 1 après la seule prémédication, 4 pendant l'intervention et 21 après, et 52 (96 %) avaient fait un arrêt cardiopulmonaire entre quelques minutes et 24 heures après la prémédication ^[144]. En Floride, 10 des 34 morts étaient préopératoires, 3 peropératoires, 20 postopératoires et 1 postérieure à la sortie, l'induction et la préparation chirurgicale formant la deuxième période à risque ^[140]. La série ontarienne, toutes espèces, compte 19 morts après la prémédication ou la sédation, 22 à l'induction, 73 pendant l'entretien et 93 dans les 24 heures suivantes. Ses pourcentages (9, 11, 35 et 45 %) se rapportent aux 207 cas dont la phase est connue, non aux 221 cas de l'étude, qui donneraient 8,6, 10,0, 33,0 et 42,1 % (notre calcul) ^[275]. La série grecque, qui ne recueillait pas les morts postopératoires, situe ses deux décès 25 et 95 minutes après l'induction ^[273]. Vu par la revue de la portée, l'ensemble traduit un déplacement, des phases d'induction et d'entretien dans les études anciennes vers les trois premières heures après l'anesthésie dans les récentes ^[62]. Les signes de réveil difficile qui séparaient les cas de leurs témoins sont décrits avec le réveil (voir § 9).

Causes présumées et nécropsies

Dans CEPSAF, la cause primaire présumée des 175 morts félines était cardiorespiratoire pour 126 (72 %), neurologique pour 8 (5 %), rénale pour 6 (3 %) et inconnue pour 35 (20 %) ^[92]. Une nécropsie n'a été faite que dans 10 % des cas, selon la revue de la portée ^[62]. La thèse avance pour le surrisque félin des hypothèses qu'elle ne teste pas : une cardiopathie occulte, une insuffisance rénale postopératoire, une hypothermie favorisée par le petit format, le surdosage d'un animal non pesé ^[92].

Les autopsies nuancent la place de la maladie préexistante. Dix-huit des 54 chats morts dans deux programmes de stérilisation new-yorkais (33 %, série lue en texte intégral) avaient une maladie préexistante significative. Elle était pulmonaire chez 13 (24 %), dont 5 aelurostrongyloses, 3 asthmes et 5 pneumonies, cardiaque chez 6 (11 %), dont 2 cardiomyopathies hypertrophiques et 4 myocardites lymphocytaires, et systémique chez 4 (7 %), dont 2 panleucopénies. Deux chats (4 %) avaient un hémoabdomen d'origine chirurgicale, et 34 (63 %) aucune lésion ^[144]. Bien des complications mortelles, rappellent les auteurs, ne laissent aucune trace à l'autopsie : obstruction des voies aériennes supérieures, sonde mal placée, acidose respiratoire, trouble de conduction. Ils proposent de nommer ces cas morts anesthésiques d'étiologie inconnue ^[144]. Leurs deux programmes perdaient 0,8 et 1,6 chats pour 1 000 procédures, taux connus par communication personnelle ^[144]. Selon la revue de la portée, 96 % de ces chats étaient enregistrés comme morts d'un arrêt cardiaque, alors que 11 % seulement avaient une lésion cardiaque significative ^[62].

Au laboratoire de diagnostic de l'Ontario, sur 221 animaux de toutes espèces dont 90 chats, 130 (59 %) portaient des lésions significatives de maladie naturelle, surtout cardiaques, respiratoires hautes et pulmonaires, 10 (5 %) des lésions de complication chirurgicale ou anesthésique, et 80 (36 %) aucune lésion, en majorité de jeunes animaux sains en chirurgie programmée. Des lésions de réanimation figuraient chez 75 (34 %) ^[275]. Cet article n'ayant été lu qu'en résumé, ses données félines ne sont connues que par deux autres publications : 21 des 90 chats (23 %) avaient une cardiomyopathie sous-jacente, dont 4 seulement reconnus malades avant l'anesthésie ^[62], et 31 (34 %) aucune lésion significative ^[150].

Les quatre laboratoires canadiens ont reçu 193 chats, dont 147 avec histologie. La cause de la mort y était confirmée pour 50 (34 %), incertaine pour 47 (32 %), inconnue pour 50 (34 %). Les procédures étaient des stérilisations pour 111 chats (58 %), dont 103 (93 %) en classe ASA I-II, et des soins dentaires pour 31 (16 %), chez des chats d'âge médian 1,0 an pesant 3,2 kg. Les lésions touchaient l'appareil respiratoire chez 31 des 97 chats lésés (31,9 %), cardiovasculaire chez 21 (21,6 %), digestif chez 11, et la cause cardiaque n'était certaine que dans 5 des 21 cas cardiovasculaires. Les cliniciens soupçonnaient une maladie préexistante dans 47 cas sur 53 (88,7 %), une erreur anesthésique ou procédurale dans 6 (11,3 %) ^[150]. Le décompte de 160 morts non assistées et 28 euthanasies (188) ne retombe pas sur les 193 chats, et notre lecture partielle de l'article n'explique pas l'écart.

La série de la Saskatchewan (68 chats) oppose deux populations. En pratique générale, 38 chats sur 45 étaient en classe ASA I-II (85 %) et 37 (82 %) étaient morts sans euthanasie, alors qu'au centre de référé 15 sur 23 avaient été euthanasiés (65 %) et 16 étaient en classes III-V (70 %) ^[151]. Les pathologistes ont relevé des lésions possiblement liées à la réanimation chez 8 des 27 cas, 23 en comptant celles qu'ils n'avaient pas commentées, et des déchirures trachéales figurent dans la liste des lésions, sans effectif. Les auteurs, qui proposent une liste de contrôle pour la nécropsie, résument les séries antérieures : 34 à 63 % des chats n'y ont aucune lésion significative ^[151]. Les causes inconnues pèsent entre 8 et 65 % dans les études cliniques félines et entre 26 et 63 % dans les études nécropsiques, d'après la revue de la portée, qui cite des causes rares, l'hyperthermie maligne suspectée et la dystrophie musculaire ^[62]. Les causes de COMPLRED ont été attribuées par les cliniciens, sans confirmation nécropsique systématique ^[141].

Appliquée à 16 arrêts cardiaques périanesthésiques de chiens et de chats dans un hôpital universitaire américain, une analyse des incidents critiques, lue en résumé, trouve des facteurs liés à l'animal dans 14 cas, humains dans 12, procéduraux dans 4, médicamenteux et matériels dans 1 cas chacun. Onze cas étaient multifactoriels, et deux arrêts avaient suivi un changement de décubitus ^[287].

Évolution dans le temps

Au Royaume-Uni, le risque est passé de 0,29 % (IC 0,22-0,37) dans les années 1980 à 0,24 % (0,20-0,27) en 2002-2004, alors que la population anesthésiée était plus malade, 8 % de classes III à V contre 4 % ^{[85, 62]}. Le progrès, en déduisent les auteurs, dépasse ce que montre le taux global, et la thèse écrit que le risque des sains comme celui des malades a été à peu près divisé par deux en vingt ans ^{[85, 92]}. La clinique des Cordeliers est passée de 1,35 % à 0,8 %, la baisse étant significative chez les classes 3 et plus ^[274]. Dans le réseau Banfield, la mortalité est passée de 7,4 à 6,24 pour 10 000 anesthésies, chiens et chats réunis ^[277], valeurs qu'une série grecque cite comme 0,074 % en 2017 et 0,062 % en 2020 ^[273]. Les taux publiés depuis 2017, 0,11 % chez Banfield, 0,048 % en stérilisation de masse, 0,10 % en première opinion britannique et 0,63 % dans COMPLRED, ne dessinent pas de tendance : populations, fenêtres et définitions y diffèrent ^{[250, 140, 84, 83]}. Une baisse apparente de l'incidence, accompagnant les progrès de l'anesthésie vétérinaire, est décrite par la revue de la portée, qui l'illustre par un exemple canin ^[62]. La sortie vivante des chats après un arrêt cardiorespiratoire, dans un hôpital universitaire californien, est plus fréquente en 2013-2018 (19 %) qu'auparavant, sans que les auteurs en voient la raison ^[288].

Arrêts cardiorespiratoires et réanimation

Les séries de réanimation s'accordent sur un point : l'arrêt survenu sous anesthésie a un meilleur pronostic. En Géorgie, sur 43 chats réanimés en 60 mois, la circulation spontanée est revenue chez 19 (44 %) et 3 sont sortis vivants (7 %). Le pronostic était sombre, sauf pour les arrêts survenus sous anesthésie, et le succès félin allait avec un plus grand nombre d'intervenants et une cause autre que le choc ^[289]. En Californie, de 2009 à 2012, sur 121 chiens et 30 chats, la circulation spontanée est revenue chez 58 %, plus de 20 minutes chez 32 %, avec 10 % de vivants à 24 heures et 5 % de sorties, toutes espèces confondues, et des lésions de réanimation chez 34 % des animaux autopsiés ^[290]. Après les recommandations RECOVER, la même équipe a suivi 47 chats : retour de la circulation chez 26 (55 %), maintenu 20 minutes ou plus chez 16 (34 %), 10 vivants à 24 heures (21 %), 9 sortis vivants (19 %), contre 7 % chez le chien ^[288]. Face au chien, le chat avait une cote plus élevée de retour de la circulation (OR 2,72, IC 1,12-6,61) et de sortie vivante (4,87, IC 1,52-15,58), et le patient du service d'anesthésie une cote de sortie vivante de 14,82 (3,91-56,17). Un arrêt devant témoin (3,45), un cathéter veineux déjà posé (5,07) et un arrêt nocturne (0,52) pesaient aussi ^[291]. En Suisse, avant puis après RECOVER, sur 81 puis 190 animaux, le retour de la circulation est passé de 23 à 28 % et la sortie vivante de 1 à 4 %. Un arrêt sous anesthésie y multipliait la cote de retour de la circulation par 4,26 (1,76-10,27), une chirurgie élective par 5,16, et une cause inconnue la réduisait (0,25) ^[292].

Parmi 25 chiens et 15 chats sortis vivants après un arrêt dans trois hôpitaux universitaires américains (2012-2022), 85 % des événements étaient survenus sous anesthésie générale ou sédation. La survie médiane atteignait 455 jours, un quart des propriétaires percevaient une séquelle, et tous jugeaient bonne la qualité de vie ^[293]. Le registre RECOVER (16 hôpitaux, 457 chiens, 170 chats, toutes causes) ne compte que 15 survivants sur 627 (2 %), pour un retour de la circulation chez 171 (27 %), maintenu chez 13 %, et un rythme choquable initial dans 4 % des cas ^[294]. Chez des animaux non anesthésiés de soins intensifs (1986-1991), la sortie vivante après arrêt cardiopulmonaire était de 9,6 % chez le chat et 4,1 % chez le chien, après arrêt respiratoire seul de 58,3 % et 28 % ^[295]. À Thessalonique, les 7 chats en arrêt peranesthésique ont tous été réanimés et 5 ont récupéré (71,4 %), 4 sur 5 par massage thoracique externe et 1 sur 2 par thoracotomie ^[273]. Une thèse d'exercice soutenue à VetAgro Sup en 2020, lue en résumé, a étudié 101 arrêts survenus de 2009 à 2019 au centre d'urgences et de soins intensifs de l'école : circulation spontanée retrouvée dans 22,7 % des cas (27,1 % chez le chat), survie après hospitalisation dans 8,9 % (8,1 %). Sur 16 cas suivis prospectivement avec une feuille dédiée en 2019-2020, ces taux montaient à 37,5 % (42,8 %) et 12,5 % (14,3 %), les effectifs félins n'étant pas donnés, et l'auteur retient l'arrêt survenu en anesthésie comme celui du meilleur pronostic ^[296]. Datées de 2012, les recommandations RECOVER réunissaient 101 recommandations tirées de 74 fiches de revue de la littérature ^[220]. Révisées en 2024, elles en comptent 90, ne recommandent plus l'adrénaline au palier élevé, et désignent le caractère indirect des preuves comme le principal obstacle ^[226]. À l'exception de la série grecque, ces sources ont été lues en résumé, elles mélangent les causes d'arrêt, et leurs taux félins portent sur quelques dizaines de chats.

Stérilisations de masse et programmes de capture

La clinique de Floride présente son taux de 0,048 % comme environ le dixième de celui que rapporte d'ordinaire la clientèle privée à faible volume ^[140]. Ses morts touchaient surtout des chats de colonie piégés, 26 sur 34 (76 %), pour lesquels les auteurs nomment des risques propres : un poids mal connu pour calculer les doses, l'absence d'examen préanesthésique, des affections concomitantes non détectées, la peur et la détresse ^[140]. Ils citent deux séries antérieures de chats errants, l'une à 0,2 % de morts attribuées à l'anesthésie et 0,3 % toutes causes, l'autre à 0,4 % toutes causes [connu par S140]. À Séoul, le programme a dû compléter l'anesthésie chez 275 de ses 1 261 chats (21,8 %), sans nécropsie de ses 4 morts et avec un poids estimé à l'œil ^[149]. Sur 15 927 chattes stérilisées en 2017-2018 dans une grande clinique américaine du même type, 19 hémorragies du pédicule ovarien (0,12 %) ont toutes été corrigées sans complication grave ni mort, la mortalité globale ne figurant pas dans le résumé ^[297]. Dans un refuge, 10 073 stérilisations de chiens et de chats faites par des étudiants ou par des vétérinaires n'ont pas permis de comparer les mortalités, trop peu d'animaux étant morts ^[298]. En première opinion britannique, 1 019 chats stérilisés ont compté une seule mort et 53,4 % de chats à complications non mortelles : hypotension chez 22,6 %, bradycardie chez 16,7 %, hypothermie chez 13,8 %, hypocapnie chez 12,7 % ^[84]. Les protocoles de ces programmes sont décrits avec la sédation (voir § 4).

Incidents déclarés et sécurité des soins

Les registres d'incidents ne mesurent aucun taux, faute de dénominateur, mais ils situent la gravité. Dans 130 cliniques d'Europe continentale, sur 2 155 déclarations volontaires, les incidents liés à l'anesthésie étaient les plus graves et aboutissaient à la mort dans 18 % des cas, et les chats en subissaient un dommage dans une proportion significativement plus grande que les chiens ^[299]. Sur 64 404 événements déclarés par 2 284 établissements américains et européens, ceux de l'anesthésie et de la sédation dominaient parmi les dommages majeurs et les morts, et chats et espèces exotiques en étaient plus souvent victimes que les chiens ^[300]. Ces deux registres ont été lus en résumé. Un facteur humain intervenait dans 12 des 16 arrêts cardiaques analysés par la méthode des incidents critiques ^[287]. Recommandations, listes de contrôle et formation peuvent réduire les événements indésirables de l'anesthésie, écrit l'AAHA, qui demande une liste de contrôle pour chaque sédation ou anesthésie ^[20]. Elle cite aussi un risque de mort accru chez le chien dont l'examen préanesthésique n'a pas été consigné, en renvoyant à CEPSAF alors que ce résultat vient du réseau Banfield ^{[20, 250]}. Les erreurs de médicament comptent parmi les erreurs les plus déclarées en anesthésie vétérinaire, selon une revue canadienne de la littérature parue en 2024, qui les trouve plus souvent dommageables chez le chat que chez le chien, d'après le résumé ^[301]. En 2026, la même équipe a relevé, dans un laboratoire d'enseignement sur chiens et chats vivants (d'après le résumé), une erreur de calcul dans 9 protocoles d'étudiants sur 83 (10,8 %). Comptées par dose, ces erreurs touchent 12 calculs sur 686 (1,7 % selon notre calcul, 1,8 % écrit), et 10 des 12 (83,3 %) auraient conduit à un surdosage ^[302]. À partir d'une clinique dentaire, une modélisation nord-américaine de 2024, connue par son résumé, estime les heures de soins quotidiennes d'un anesthésiste et la probabilité de dépasser des seuils critiques de charge ^[303]. Un essai d'opinion japonais de 2026 rappelle qu'un protocole copié d'un établissement à l'autre ne remplace pas le raisonnement local, au cas par cas, d'après le résumé ^[304]. Les listes de contrôle sont décrites avec la surveillance (voir § 7).

Une casuistique suisse de 1985

La plus ancienne publication suisse retrouvée sur les accidents d'anesthésie du chien et du chat, une casuistique bernoise en deux parties écrite en allemand, ne donne aucun taux : 20 cas commentés, dont 5 chats ^{[305, 306]}. On y lit le cas d'une chatte siamoise d'un an, sans anomalie à l'examen, morte d'un arrêt à l'induction, et celui d'une chatte de 8 ans dont l'arrêt cardiocirculatoire, après une extraction dentaire, a été récupéré ^{[305, 306]}. Les auteurs attribuent le plus souvent les accidents à une préparation ou à une surveillance insuffisantes du patient, sans chiffre à l'appui ^[305]. Leur conclusion tient toute anesthésie pour un empoisonnement contrôlé, dont le risque dépend du produit, du patient, de l'intervention, de la surveillance et du hasard ^[306]. C'est une opinion d'auteurs, dont les cohortes ultérieures ont mesuré les facteurs un à un.

3. Évaluation préanesthésique et préparation

Les 86 sources réunies sur la préparation ont été lues en texte intégral pour 9 d'entre elles, en partie pour 14 et en résumé seul pour 61. Deux ne sont connues que par la liste de références des recommandations de l'AAFP. Une grande part des affirmations de cette partie vient de recommandations d'experts (AAFP 2018, AAHA 2020, AAFP/ISFM 2022, consensus de l'ACVIM), et non d'essais. Sept thèses d'exercice françaises en font partie, lues en résumé. S'y ajoutent deux thèses brésiliennes sur le jeûne et le reflux, une casuistique suisse de 1985, une enquête zurichoise auprès des propriétaires, et l'existence de recommandations allemandes et d'une revue cardiologique en allemand que nous n'avons pas pu lire. Quatre publications de 2024 à 2026, lues en résumé, et deux recommandations lues en partie s'y ajoutent.

La classe ASA : un outil, deux usages

La classification de l'American Society of Anesthesiologists date de 1941, et ses auteurs écrivaient déjà qu'elle ne devait pas servir à pronostiquer l'effet d'une intervention. Sa corrélation avec la mortalité a été montrée en 1961, sa version actuelle (classes I à V, avec la lettre E pour l'urgence) adoptée en 1962-1963, et ses exemples ajoutés en 2014. Elle n'a jamais été formellement validée en médecine humaine ^[145]. AAFP et AAHA ne lui donnent pas la même place. L'AAFP y voit une façon de classer l'état de santé préanesthésique, non une mesure du risque de complication, et, la jugeant subjective, ne la tient pas pour indispensable chez chaque patient ^[11]. L'AAHA en fait au contraire le cadre de l'évaluation de la santé du patient et des besoins de stabilisation avant l'anesthésie ^[20]. Pour Portier et Ida, c'est un outil pronostique utile malgré une reproductibilité médiocre ^[145]. Les trois positions se concilient si l'on sépare l'usage statistique, où la classe prédit bien le risque d'une population (voir § 2), de l'usage individuel, où elle reste un jugement.

Ce jugement varie d'un praticien à l'autre. En 2013, une enquête en ligne a fait classer 16 cas fictifs à 144 répondants (60 diplômés d'anesthésie, 24 anesthésistes après résidence, 24 résidents, 21 généralistes, 12 infirmiers ou techniciens et 3 internes). Une classe recueillait la majorité pour 15 cas, mais chaque cas se répartissait sur au moins trois classes, et l'accord global n'était que passable (kappa 0,24, accord moyen 46 ± 7 %). En regroupant les classes I-II face aux classes III-V, le kappa montait à 0,36 et l'accord à 69 ± 19 %, sans différence entre groupes de répondants ^{[307, 145]}. En Allemagne, 15 cas canins fictifs ont donné un kappa de 0,33, chaque patient étant rangé dans au moins trois classes et quatre dans les cinq. Ni le sexe, ni l'expérience, ni l'assurance déclarée du vétérinaire n'amélioraient l'exactitude ^[308]. La reproductibilité d'un même évaluateur est meilleure. En 2025, aux États-Unis, des évaluateurs qui reclassaient à deux reprises 25 cas canins (29 participants, n = 17 pour l'analyse) obtenaient un coefficient de corrélation intraclasse de 0,80 (IC 0,76-0,83), comparable chez les diplômés (0,80), les résidents (0,76) et les techniciens (0,86). Les désaccords portaient sur la compensation physiologique (une tachycardie), la déshydratation légère, l'hypoprotéinémie, le syndrome obstructif brachycéphale et le souffle cardiaque asymptomatique ^[309]. Seul le résumé de ces trois études a été lu, et deux portent sur le chien. Portier et Ida ajoutent qu'un score chiffré n'en devient pas objectif pour autant, qu'une classe intermédiaire de maladie systémique modérée a été proposée entre II et III, et que leur propre regroupement en deux catégories a pu faire perdre de l'information ^[145]. Les modèles de langage ont été mis à l'épreuve en 2026. En Turquie, 225 dossiers de chats et de chiens leur ont été soumis (étude rétrospective, un seul centre, d'après le résumé) : la classe ASA était juste dans 120 cas sur 225 (53,3 %) avec ChatGPT-5, 105 (46,7 %) avec ChatGPT-4o et 69 (30,7 %) avec Gemini 2.5 Pro, les animaux de classe 1 étant souvent surclassés, et les auteurs tiennent la supervision d'un expert pour indispensable ^[310].

La classe prédit d'autres événements que la mort. Dans la même méta-analyse, les chats de classe III ou plus avaient un risque d'hypothermie modérée 1,93 fois plus élevé (IC 1,24-3,00), d'hypothermie sévère 2,37 fois plus élevé (1,51-3,73) ^[145]. Hosgood et Scholl la trouvaient, sur 138 chats, meilleure que l'âge pour prédire les complications ^{[146, 11]}, quand dans CEPSAF l'âge de plus de 12 ans restait un facteur indépendant de la classe ^{[85, 11]}. Ses liens chiffrés avec la mortalité sont exposés avec les facteurs de risque (voir § 2).

L'examen clinique

L'anamnèse. Obtenir une anamnèse complète d'un propriétaire de chat est difficile, écrit l'AAFP : prise de boisson et d'aliment, mictions et selles échappent souvent au propriétaire d'un chat qui sort ou qui vit avec d'autres, et beaucoup ignorent que leur chat « en bonne santé » est en surpoids ou maigre. Elle propose un questionnaire standardisé ou une liste de points de discussion, comme celle des recommandations de 2010 sur les stades de vie, reprise par stade de vie dans la version de 2021 ^{[11, 311]}. L'AAHA détaille les questions : maladies connues, réactions médicamenteuses antérieures, tous les médicaments, y compris ceux en vente libre, l'aspirine, les produits à base de plantes, le cannabidiol et les compléments, puis des questions dirigées par appareil, la relecture des anesthésies précédentes et la qualité des réveils, léthargie, nausées, vomissements, agitation ou vocalises à la maison ^[20]. Le tempérament compte. La peur, l'anxiété et le stress se manifestent par l'agression, la fuite, la cachette ou l'immobilité, et un chat agressif peut limiter l'examen ou le rendre impossible avant sédation, ce qui gêne la détection des anomalies et peut accroître le risque. L'AAHA envisage alors, pour un acte programmé, de reporter l'admission avec un plan de prise en charge de l'anxiété ^[20].

L'examen. L'AAFP demande pour chaque chat un examen préanesthésique couvrant le signalement, les paramètres physiologiques et tous les appareils, à comparer aux visites précédentes, en rappelant que le chat tend à masquer les signes de maladie ^[11]. L'AAHA veut un examen complet et consigné dans les 12 à 24 heures précédant l'anesthésie, refait juste avant en cas de changement aigu ^[20]. Elle range tous les chats, avec les chiens de très petit format, parmi les patients à risque accru de complications, parce qu'ils se refroidissent plus vite et sont plus difficiles à intuber et à surveiller, et qu'ils s'exposent à la surcharge volémique sans pousse-seringue comme au surdosage par des seringues ou des concentrations inadaptées ^[20]. Le Maine Coon y figure parmi les races prédisposées aux cardiopathies. L'âge n'est pas une maladie, rappelle-t-elle, mais les maladies sont plus fréquentes chez l'animal âgé, et les très jeunes comme les très vieux réagissent autrement (hypotension, hypothermie, hypoglycémie du jeune, troubles cognitifs du vieux) ^[20]. Le poids se mesure le jour même. L'AAHA rapporte les doses au poids maigre, l'AAFP au poids idéal ^{[20, 11]}, le poids élevé figurant parmi les facteurs de mort de CEPSAF (voir § 2).

Les recommandations AAFP/ISFM de 2022 sur la manipulation ajoutent trois consignes propres au chat : relever la fréquence respiratoire avant tout contact, répéter l'auscultation, la fréquence cardiaque et l'audibilité d'un souffle variant au cours de l'examen, et éviter d'appuyer inutilement sur le thorax, ce qui peut créer un souffle ^[68]. Elles déconseillent de prendre en routine la température, les fréquences et le poids avant l'examen, pour ne pas multiplier les manipulations ^[68]. Le formulaire d'un hôpital universitaire espagnol donne une idée de ce que recouvre l'examen consigné : aspect et comportement, état corporel, fréquences cardiaque et respiratoire, température, couleur des muqueuses, hydratation, temps de recoloration capillaire, auscultation cardiaque et pulmonaire, palpation abdominale, nœuds lymphatiques, peau, cavité buccale, examen neurologique et locomoteur ^[57].

Le chat âgé. Senior, le chat l'est à partir de 10 ans pour les recommandations de 2021, dès 8 ans pour certains auteurs. Elles tiennent la pression artérielle mesurée à chaque examen après 10 ans pour une information essentielle, et décrivent une base de référence (numération, biochimie, analyse d'urine, thyroxine totale, pression artérielle) à établir au moins chaque année à partir de 7 à 10 ans, plus souvent chez le très âgé, le chat sous prise en charge médicale chronique ou celui qui cumule les maladies, la SDMA n'étant qu'un examen d'appoint ^[107]. Leur chapitre sur l'anesthésie ne traite ni du bilan préanesthésique ni du jeûne. Il rappelle la mortalité plus élevée après 12 ans, la mauvaise tolérance de la tachycardie et la réserve cardiaque réduite, le ralentissement du métabolisme des médicaments et le risque d'hypothermie, et conseille de réduire le stress ^[107]. Le cas du chat âgé est traité avec les populations particulières (voir § 11).

Ce que l'examen change. Dans un audit prospectif britannique de 554 chiens, lu en résumé, l'examen préanesthésique a modifié le protocole dans 23,3 % des cas (129/554) et la classe ASA dans 8,0 % (37/464). Un souffle audible multipliait par 2,4 (IC 1,4-4,4) la cote d'un changement de protocole, un examen fait par un diplômé ECVAA plutôt que par un interne par 5,8 (2,0-17,2) ^[312]. L'hôpital universitaire espagnol, lu en texte intégral, voyait la classe finale différer de l'initiale chez 7 des 71 chats renseignés (sur 83) : un cran de plus chez 3 (4,2 %), deux crans chez 3 (4,2 %), un cran de moins chez 1 (1,4 %), et chez 23 des 306 animaux toutes espèces (7,5 %). Sur 350 actes, 57 ont été annulés après l'évaluation (16,2 % écrit, 16,3 % selon notre calcul), dont 14 chez des chats (24,6 % des annulations). Dans 26 annulations (45,6 %), le déclencheur était un examen complémentaire anormal que l'examen clinique n'avait pas laissé prévoir, et 63,2 % des actes annulés ont été faits plus tard ^[57]. Chez 157 chiens et chats traumatisés, en Suisse, la classe ASA attribuée rétrospectivement montait significativement avec l'information des radiographies thoraciques, d'après le résumé ^[313]. Sur l'échographie comme surveillance de la fonction cardiovasculaire autour de l'anesthésie, une thèse toulousaine de 2021, dont le titre dit « préanesthésique » et le résumé « peranesthésique », constate que les études vétérinaires portent sur la faisabilité plus que sur des valeurs seuils, le chat y étant très peu représenté ^[314].

Le bilan sanguin et son rendement

Position des recommandations. Pour l'AAFP, la base de données minimale se construit à partir de l'évaluation de chaque patient ^[11]. Son tableau par stade de vie liste numération, biochimie, analyse d'urine, dépistage rétroviral, thyroxine, pression artérielle non invasive, électrocardiogramme, radiographie thoracique et NT-proBNP, avec des marques « recommandé » et « optionnel » que notre lecture n'a pas pu attribuer case par case. Le dépistage rétroviral y semble recommandé chez le chaton et le jeune, optionnel ensuite, la radiographie thoracique, la pression artérielle et la thyroxine chez le senior, et le texte demande un dosage annuel de la thyroxine à partir de 7 à 10 ans ^[11]. L'AAFP cite une étude britannique de 2014 où environ 16 % des bilans préanesthésiques montraient des résultats préoccupants pour le clinicien, étude dont le résumé n'existe pas et que nous n'avons pas lue, de sorte que ni le chiffre ni la part des chats n'ont pu être vérifiés [connu par S11]. L'AAHA évoque une base minimale (numération, biochimie, analyse d'urine), complétée selon le cas par la pression artérielle, l'électrocardiogramme et l'imagerie, la pression artérielle étant à mesurer en routine dans les affections rénales, cardiovasculaires et endocriniennes ^[20]. Aucune donnée, écrit-elle, n'établit de délai minimal entre l'analyse et l'anesthésie. Elle juge raisonnable un délai de trois à six mois au plus si les valeurs étaient normales et le patient cliniquement sain, et demande de refaire les analyses juste avant l'anesthésie dans le cas contraire ^[20]. Son encadré des facteurs de risque à corriger avant l'anesthésie cite l'anxiété, la douleur, l'hypoglycémie (glycémie inférieure à 60 mg/dL), l'hypothermie (moins de 99 °F), l'anémie selon sa gravité et son ancienneté, la déshydratation, les arythmies menaçantes, les troubles électrolytiques et acido-basiques (kaliémie supérieure à 6,0 mEq/L, pH inférieur à 7,2), la cyanose, l'insuffisance cardiaque congestive, l'oligurie ou l'anurie et le pneumothorax ^[20]. L'anesthésie et la chirurgie pouvant aggraver un déséquilibre préexistant, le patient doit d'abord être stabilisé, au besoin en reportant l'acte programmé après la mise en route d'un traitement cardiaque ^[20].

La thyroxine occupe une place à part. Les recommandations de 2016 sur l'hyperthyroïdie, lues en résumé, rappellent que son dosage dans les bilans du chat senior permet de reconnaître la maladie bien avant le tableau classique du chat maigre, négligé et agité ^[167]. Sur les cardiomyopathies, le consensus de l'ACVIM demande la thyroxine chez tout chat de 6 ans ou plus dont l'auscultation est anormale (niveau de preuve faible), et la thyroxine avec la pression artérielle chez le chat âgé porteur d'un souffle, d'un bruit de galop ou d'une arythmie (niveau élevé) ^[61]. Les formes deviennent plus frustes : dans une thèse d'Alfort sur 396 chats hyperthyroïdiens, le souffle cardiaque passait de 70,1 % des chats diagnostiqués en 2004-2010 à 59,2 % en 2011-2018, l'hypertension de 56,1 à 36,3 %, et les élévations légères à modérées de la thyroxinémie de 25,5 à 36,7 % ^[315]. Avant un acte programmé, l'AAFP veut un état euthyroïdien ^[11].

Pour les autres paramètres, les sources lues sont minces. L'AAFP demande que le stade IRIS guide la prise en charge du chat insuffisant rénal, avec des fluides préanesthésiques suggérés à partir du stade 3 ^[11]. Une revue sur le diabétique tient la stabilisation préopératoire de la glycémie, de l'hydratation et des électrolytes pour essentielle ^[316]. L'analyse d'urine figure dans toutes les bases de référence, mais l'hôpital espagnol la demandait moins souvent que le reste ^{[11, 20, 107, 57]}, et un essai de l'université de Californie limitait le bilan à l'hématocrite, aux protéines plasmatiques, à l'urée sur bandelette et à la densité urinaire avant 6 ans, panel complet et thyroxine ensuite ^[42]. Le statut rétroviral n'est présenté par aucune source lue comme une condition de l'anesthésie.

Le rendement mesuré. Une seule étude prospective inclut des chats au premier plan. Dans plusieurs centres britanniques, 333 chats et chiens de plus de 8 ans ont été examinés, puis l'anesthésiste prédisait les anomalies avant de découvrir les résultats (hématocrite, protéines totales, électrolytes, glucose, lactate, urée, créatinine). Chez 3 chiens et 1 chat (4/333, 1,2 %), la classe ASA a augmenté, le protocole a changé chez 7 animaux (2,1 %), le plus souvent pour la fluidothérapie, l'anesthésie a été retardée chez 2 chiens (0,6 %), et aucune n'a été annulée ^[56]. Les anomalies étaient trouvées dans 37 des 58 évaluations où l'anesthésiste les attendait (63,8 %), contre 49 des 275 où il ne les attendait pas (17,8 %, p < 0,001). Les auteurs concluent que le bilan non ciblé modifie peu la conduite de l'anesthésie, et leur résumé ne sépare pas les chats ^[56]. Chez 1 537 chiens de Leipzig, l'anamnèse et l'examen n'auraient pas justifié de bilan pour 1 293 (84,1 %). Parmi eux, 16,7 % avaient une urée anormale, 104 (8 %) auraient changé de classe, et le bilan aurait conduit à reporter 10 chirurgies (0,8 %), à traiter 19 chiens avant l'acte (1,5 %) et à modifier 2 protocoles (0,2 %) ^[317]. Chez 101 chiens de plus de 7 ans en Afrique du Sud, 30 (29,7 %) ont reçu un diagnostic nouveau, surtout de tumeur, de maladie rénale chronique ou de syndrome de Cushing, et 13 de ces 30 chiens n'ont pas été anesthésiés. L'auteur juge la valeur de ce dépistage discutable pour la conduite de l'anesthésie, tout en voyant dans celle-ci un moment opportun pour une telle évaluation ^[318]. Ces trois études ont été lues en résumé.

À l'hôpital universitaire espagnol, numération et biochimie étaient demandées pour 82 à 86 % des animaux, et les annulations fondées sur un examen complémentaire seul tenaient à une thrombopénie, une anémie, une leucopénie, la présence d'Hepatozoon ou une cardiomégalie à l'imagerie. Près d'un quart des animaux venaient d'associations ou de colonies, sans antécédents connus. Les auteurs tiennent le dépistage exhaustif pour discuté sur le plan coût-bénéfice et proposent une approche ciblée sur l'âge, la classe ASA et la suspicion clinique ^[57]. Les seuils dérivés des analyses de routine du réseau Banfield (2019-2023) prédisaient mal la mort après un acte électif chez le chat : seuls les neutrophiles y offraient une preuve forte, et l'ensemble des seuils « stop » avait une sensibilité médiane de 11,80 % (IQR 11,00-14,60) pour 8,25 % de faux positifs, faute de données félines suffisantes, les auteurs jugeant ces seuils plus sensibles que les limites existantes, d'après le résumé ^[319]. Dans CEPSAF, un bilan sanguin ou d'autres examens préopératoires s'associaient à la mort avec des OR bruts de 2,3 et 3,6, ramenés à 1,4 (0,9-2,1) et 1,6 (1,0-2,6) après ajustement sur la classe ASA : ce sont les malades qu'on explore ^[92]. En Nouvelle-Zélande, un bilan sanguin précédait environ 13 % des ovariohystérectomies félines et 23 % des canines, selon une enquête de 2020 ^[320].

Le rendement paraît donc faible quand le bilan n'est pas ciblé (2,1 % de protocoles modifiés chez 333 animaux âgés, 0,2 % chez 1 293 chiens sans indication) et plus élevé dans des populations âgées ou sans antécédents (13 chiens sur 101 non anesthésiés, 57 actes sur 350 annulés) ^{[56, 317, 318, 57]}. Ces études ne mesurent pas la même chose : un changement de classe ou de protocole, un report, une annulation, un diagnostic nouveau. Aucune de ces quatre études ne porte sur des chats seuls. L'électrocardiogramme préanesthésique, qu'une thèse toulousaine de 2014 sur 165 tracés canins juge à envisager chez le chien de plus de 6 ans ou de classe 3 ou plus, reste à évaluer en morbidité et en mortalité selon son auteur ^[321], et l'ACVIM ne le recommande pas comme outil de dépistage des cardiomyopathies félines ^[61].

Une étude féline de 2026. Chez 414 chats de classe ASA I présentés pour une stérilisation en Turquie (étude rétrospective, d'après le résumé), le bilan n'était entièrement normal que chez 15,9 % des chats (environ 66, notre calcul). Au moins une valeur sortait de l'intervalle de référence chez 84,1 % (environ 348) et deux ou plus chez 12,3 % (environ 51), l'urée étant élevée chez 55,1 % (environ 228), le plus souvent de façon légère et vraisemblablement subclinique selon les auteurs ^[58]. Ils en concluent que l'examen clinique seul pourrait sous-estimer le risque anesthésique. Le résumé ne rapporte pourtant ni complication ni changement de conduite, et une valeur hors de l'intervalle n'est pas une maladie, chaque intervalle excluant par construction une part des sujets sains (notre lecture). Les recommandations AAHA/AAFP de 2021 sur les étapes de la vie précisent à l'inverse que leur dépistage ne vaut pas bilan préanesthésique ^[311]. Face à face, 84,1 % de chats ASA I porteurs d'au moins une valeur anormale et 2,1 % de protocoles modifiés chez 333 animaux âgés ne mesurent pas la même chose ^{[58, 56]}, et aucune de ces sources ne mesure l'effet du bilan sur les complications.

Le dépistage cardiaque

Prévalence. Parmi 103 chats de propriétaires examinés et échographiés par deux investigateurs indépendants, aux États-Unis, 16 avaient une cardiomyopathie (15,5 %, IC 9,2-24,0), 15 hypertrophiques et 1 arythmogène du ventricule droit ^[59]. L'étude britannique CatScan a réuni 1 007 chats d'au moins 6 mois dans deux refuges, dont 780 avec des données complètes : la cardiomyopathie hypertrophique y touchait 14,7 % des chats (IC 12,3-17,4, soit 115 sur 780 selon notre calcul), les cardiopathies congénitales 0,5 % et les autres cardiomyopathies 0,1 %. La prévalence augmentait avec l'âge, et le sexe mâle, l'âge, l'état corporel et un souffle, surtout de grade III/VI ou plus, y étaient associés ^[60]. L'une et l'autre n'ont été lues qu'en résumé. Pour le consensus de l'ACVIM, la prévalence de la cardiomyopathie hypertrophique est d'environ 15 % dans la population féline générale, jusqu'à 29 % chez le chat âgé, même après exclusion des chats hypertendus et hyperthyroïdiens ^[61]. Dans 21 cliniques généralistes de Taïwan, 49 des 217 chats sans signe clinique (22,6 %) avaient une échographie anormale : 22 cardiomyopathies hypertrophiques, 10 formes obstructives, 9 cardiomyopathies non classées et 8 autres anomalies. Parmi les 32 formes hypertrophiques ou obstructives, l'atteinte était légère chez 8, modérée chez 10 et sévère chez 14, et les auteurs avancent, pour expliquer l'écart avec les 15 %, l'âge plus élevé des chats atteints (médiane 9 ans contre 7) ^[64]. Kittleson et Côté rappellent en 2021, d'après le résumé, qu'un chat à cardiomyopathie subclinique peut n'avoir ni souffle ni galop, et que la mort subite est possible ^[322]. Le cas 5 de la casuistique bernoise de 1985, lue en texte intégral, l'illustre : une chatte siamoise d'un an, sans anomalie cardiovasculaire à l'examen ni à l'anamnèse, morte d'un arrêt à l'induction intraveineuse d'une stérilisation, chez qui l'autopsie ne trouvait qu'une légère hypertrophie ventriculaire gauche. Un myocarde déjà atteint ne pouvait être exclu, selon les auteurs ^[305]. C'est une illustration, non une preuve.

Le souffle. Chez les 103 chats de propriétaires, 16 avaient un souffle (15,5 %), dont 5 une cardiomyopathie : sensibilité de 31 % et spécificité de 87 % pour le diagnostic, ce qui fait conclure aux auteurs qu'un souffle n'est pas un indicateur fiable ^[59]. Dans CatScan, 40,8 % des 780 chats avaient un souffle (IC 37,3-44,3), jugé fonctionnel dans 70,4 % des cas, avec une valeur prédictive positive de 17,9 à 42,6 % pour la cardiomyopathie hypertrophique, plus haute chez le chat âgé, et une valeur prédictive négative de 90,2 à 100 %, plus haute chez le jeune ^[60]. En refuges britanniques (quatre centres), 67 des 199 chats (33,7 %) avaient un souffle, l'accord entre observateurs était modéré (kappa 0,47), et 18 à 62 % des chats à souffle avaient une hypertrophie ventriculaire gauche selon le critère échographique retenu ^[323]. Sur 103 chats donneurs de sang américains, 22 avaient un souffle (21,4 %) et 6 des 7 échographiés une anomalie, ce qui conduisait les auteurs à voir dans beaucoup de souffles une cardiopathie à l'état latent ^[324]. Dans les populations référées pour souffle, la part de cardiopathies est plus élevée : 17 sur 32 (53 %) dans une série dont les auteurs préviennent qu'on ne peut écarter une cardiopathie sur l'absence de souffle ^[325], 108 sur 163 (66,3 %), dont 80,5 % de cardiomyopathies hypertrophiques, avec un atrium gauche rarement dilaté et deux prédicteurs indépendants, un souffle de grade 3/6 ou plus et le sexe mâle ^[326], et 123 sur 202 (60,9 %) dans une série britannique de 2026, la forme hypertrophique en tête (59/123, 48 %) et une dilatation atriale modérée à sévère chez 24 chats seulement (11,9 %) ^[327]. Aux Pays-Bas, sur 57 chats sains à souffle, l'échographie trouvait une obstruction dynamique gauche chez 25 (44 %), droite chez 9 (16 %), combinée chez 11 (19 %), une cardiopathie chez 50 (88 %), hypertrophie ventriculaire gauche chez 44 (77 %) et malformation congénitale chez 6 (11 %), et les auteurs recommandaient d'échographier tout chat sain porteur d'un souffle ^[328]. Ces écarts ne sont pas des contradictions : ils séparent des chats dépistés (31 % de sensibilité, 17,9 à 42,6 % de valeur prédictive positive) de chats référés parce qu'un souffle avait été entendu (53 à 88 % de cardiopathies). L'ACVIM écrit qu'un souffle systolique parasternal est rapporté chez jusqu'à 80 % des chats à cardiomyopathie hypertrophique subclinique, contre 30 à 45 % des chats sains, un bruit de galop chez 2,6 à 19 % des premiers et rarement chez les seconds, que beaucoup de chats atteints n'ont aucune anomalie d'auscultation, et recommande des examens complémentaires devant tout souffle chez un chat (niveau de preuve moyen) ^[61]. Galop et arythmie y sont plus souvent associés à une cardiomyopathie, et le galop figure parmi les marqueurs d'un risque accru d'insuffisance cardiaque ou de thromboembolie ^[61].

Une partie des souffles est créée par l'examen. Parmi 723 chats échographiés pour souffle au Royaume-Uni (texte intégral), 114 (15,8 %) avaient une obstruction dynamique de la chambre de chasse du ventricule droit, seule anomalie chez 61 (8,44 %). Une pression douce de la sonde faisait passer la vitesse d'éjection droite de 1,05 ± 0,26 à 1,94 ± 0,51 m/s (p < 0,0001), sans changer la fréquence cardiaque, et les auteurs jugent probable qu'une pression involontaire du stéthoscope produise de tels souffles ^[329]. Une étude prospective de 106 chats sains trouvait en moyenne 28,2 % de souffles iatrogènes sous une pression douce du stéthoscope à droite, plus fréquents chez les chats âgés et maigres, avec un accord entre observateurs de 0,67 et 0,62, d'après le résumé ^[330]. D'où la consigne des recommandations de 2022 de ne pas appuyer inutilement sur le thorax ^[68]. L'auscultation elle-même varie : à Taïwan, l'accord entre généralistes et cardiologue sur la présence d'un souffle n'était que de 0,24, le cardiologue entendant chez 36 chats un souffle ou un galop que le généraliste n'avait pas noté, et l'inverse chez 13 ^[64].

Le NT-proBNP au chevet. Chez 146 chats asymptomatiques référés pour souffle, galop, arythmie ou cardiomégalie, le test rapide détectait une atteinte occulte modérée à sévère avec une sensibilité de 83,8 %, une spécificité de 82,6 % et une exactitude de 82,9 %, et les auteurs concluaient qu'un résultat négatif l'excluait, dans cette population référée et d'après le résumé ^[331]. En clinique généraliste, chez les 217 chats taïwanais apparemment sains, le même type de test n'avait qu'une sensibilité de 43 % (21/49, IC 29-58) pour une spécificité de 96 % (162/168, IC 92-99), une aire sous la courbe de 0,70, des valeurs prédictives positive et négative de 78 et 85 %. Il restait négatif chez 28 des 49 chats malades (57 %), dont 3 formes hypertrophiques sévères et 3 formes obstructives sévères, et n'était positif que chez 3 des 8 atteintes légères, 3 des 10 modérées et 8 des 14 sévères ^[64]. Limité aux chats porteurs d'un souffle, le test atteignait une sensibilité de 71 % et une spécificité de 92 %, contre 31 et 97 % sans souffle, et les auteurs concluent que le test n'est pas un bon outil de dépistage des chats apparemment sains en clinique généraliste, sauf à le réserver aux chats à souffle ^[64]. Cette étude a été financée par le fabricant du test, et trois auteurs déclarent des honoraires, ce qui rend sa conclusion défavorable d'autant plus notable. En 2026, dans la série britannique, un NT-proBNP d'au moins 109 pmol/L était associé à la cardiopathie chez le chat à souffle (OR 5,9, IC 2,6-14,1), avec un état corporel d'au moins 6/9 (OR 4,0), un souffle de grade 3/6 ou plus (OR 3,6) et le sexe mâle (OR 2,8). Le modèle réunissant ces quatre variables atteignait une aire sous la courbe de 0,81, une sensibilité de 86,5 % et une spécificité de 61,0 %, contre 0,73 pour le NT-proBNP seul ^[327]. L'ACVIM déconseille le dosage quantitatif pour distinguer un chat normal d'un chat atteint de forme légère à modérée (niveau élevé), voit surtout l'intérêt du test rapide dans la séparation des formes sévères, rappelle qu'un résultat normal ne garantit pas l'absence de cardiomyopathie et demande qu'un test positif soit toujours suivi d'une échocardiographie ^[61]. L'AAFP lui prête au contraire une sensibilité de 90 % et une spécificité de 85 % pour détecter une cardiopathie asymptomatique, en citant un chapitre d'ouvrage que nous n'avons pas lu, et propose ce dépistage chez les races à risque ^[11]. Entre les chiffres de l'AAFP et ceux des études primaires (83,8 et 82,6 % en population référée, 43 et 96 % en clientèle générale), la population n'est pas la même.

L'échocardiographie avant l'anesthésie. Le tableau des indications d'évaluation cardiaque de l'ACVIM comprend, outre le souffle, le galop, l'arythmie, la tachypnée et les signes d'insuffisance, les chats de 9 ans ou plus devant subir une intervention capable de précipiter une insuffisance cardiaque : anesthésie générale, fluidothérapie, glucocorticoïdes à libération prolongée ^[61]. Le consensus envisage ces examens chez le chat âgé avant une anesthésie, une fluidothérapie intraveineuse ou une corticothérapie retard (niveau de preuve faible). Il tient l'échocardiographie, faite par un opérateur formé sur un chat non sédaté et au calme, pour l'examen de référence, admet qu'un examen ciblé au chevet par un généraliste formé repère les stades avancés, et envisage de mesurer la pression artérielle chez tout chat à paroi ventriculaire épaissie ^[61]. Trois anesthésistes britanniques ont planifié en 2020 l'anesthésie de 40 chats à anomalie découverte à l'examen (26 souffles, 4 galops, 4 les deux, 6 autres) avant puis après l'échocardiographie. Celle-ci trouvait une pathologie potentiellement significative sur le plan hémodynamique chez 23 chats, dont 17 avaient été soupçonnés, et certains souffles ne correspondaient à aucune lésion significative. Le plan changeait dans une médiane de 26 cas sur 40 (16 à 38 selon l'anesthésiste), vers plus de précautions dans 15 (8 à 20) et vers moins dans 8 (6 à 23), d'après le résumé ^[63]. Leur conclusion fait de l'échocardiographie un examen nécessaire pour apprécier le risque anesthésique quand l'examen clinique est anormal ^[63]. Ni l'AAFP ni les recommandations sur le chat senior ne demandent d'échographie systématique avant l'anesthésie, l'AAFP réservant électrocardiogramme, radiographie et échocardiographie aux indications de l'anamnèse, du signalement et de l'examen ^{[11, 107]}. L'ACVIM recommande le test génétique MYBPC3 chez le Maine Coon et le Ragdoll destinés à la reproduction et l'envisage chez les autres chats de ces deux races ^[61], et une thèse lyonnaise de 2025 ne le juge pertinent que pour ces deux races, pour repérer les chats à suivre individuellement et pour guider la reproduction, d'après son résumé ^[332]. Une revue en allemand en trois parties (1995-1996) sur la sédation et l'anesthésie du chien et du chat cardiaques n'est connue que par les résumés anglais de ses trois parties ^[333].

L'épaississement myocardique transitoire. Chez 30 chatons japonais sans cardiomyopathie, la troponine I ultrasensible dépassait l'intervalle de référence après la stérilisation chez 14 sur 29 (48,3 %), surtout les femelles (10 des 14), ce que les auteurs lisent comme une possible lésion myocardique périopératoire ^[334]. Aux Pays-Bas, une étude cas-témoins de 2026 compare 15 chats en insuffisance cardiaque après une stérilisation à 300 témoins : tous avaient été jugés sains à l'examen clinique, aucun n'avait eu d'échocardiographie préanesthésique, et les auteurs avancent qu'une analgésie insuffisante pourrait déclencher, par la libération de catécholamines, cet épaississement transitoire ^[37]. Un cas coréen de 2025 décrit l'inverse, un épaississement découvert à l'échographie préopératoire chez un chat de 2 ans asymptomatique (paroi de 6,9 mm, rapport atrium gauche sur aorte de 2,1), suivi d'un œdème pulmonaire juste après une entérotomie et d'une normalisation en deux mois ^[335]. L'ACVIM relève que les chats dont l'insuffisance cardiaque est déclenchée par un stress, une fluidothérapie, une anesthésie ou une corticothérapie retard pourraient survivre plus longtemps que ceux qui décompensent spontanément ^[61]. La partie consacrée aux populations particulières reprend le cas du chat cardiaque (voir § 11).

Le jeûne

Ce que recommandent les sociétés savantes. Traditionnellement recommandées, les 6 à 12 heures de jeûne ne reposent pas sur des preuves, écrit l'AAFP en citant deux études canines. Faute de données félines, des jeûnes plus courts, de 3 à 4 heures après un petit repas humide, peuvent être adoptés à la discrétion du clinicien, l'eau restant disponible jusqu'à la prémédication, et l'anesthésiste doit toujours se tenir prêt à des vomissements périopératoires ^[11]. L'AAHA constate que la durée recommandée chez l'adulte sain a diminué, sur la foi de l'expérience clinique et de données expérimentales, dont un reflux gastro-œsophagien moins fréquent, tout en reconnaissant que les preuves ne concordent pas toutes. Elle juge un jeûne abrégé particulièrement important chez le diabétique et le nouveau-né ^[20]. Son tableau d'accompagnement laisse l'eau à disposition de l'adulte sain, du très jeune animal et du diabétique, la retient 6 à 12 heures chez l'animal à risque de régurgitation, limite le jeûne à 1 ou 2 heures au plus chez l'animal de moins de 8 semaines ou de moins de 2 kg, avec un repas humide en période préopératoire, une glycémie surveillée avant, pendant et après l'induction, et un passage en premier dans la journée ^[54]. Le diabétique y reçoit un repas et une insuline réduits quelques heures avant l'acte, sous la même surveillance glycémique et lui aussi en premier, et l'animal à risque de régurgitation une petite fraction de sa ration quelques heures avant l'induction ^[54]. La ligne de l'adulte sain, lue sur l'image du PDF, coche l'eau en libre accès, un jeûne de 4 à 6 heures et la poursuite des médicaments oraux habituels, pour le chien comme pour le chat ^[54]. Il présente les antiémétiques comme un ajout valable à tout protocole, pour le confort et contre les vomissements dus aux prémédications ^[54]. Selon les recommandations AAFP/ISFM de 2022, les temps de jeûne ayant été raccourcis à 3 heures, des anxiolytiques peuvent même être donnés avant l'anesthésie ^[68]. Toutes ces durées sont des positions d'experts, que l'AAFP elle-même dit sans données félines.

Ce que montrent les études félines. À l'université de Californie, dans un essai randomisé en double aveugle contre placebo lu en texte intégral, 27 chats sains anesthésiés pour des soins dentaires après au moins 12 heures de jeûne ont été suivis par impédancemétrie et pH-métrie œsophagiennes. Neuf (33,3 %) ont fait au moins un épisode de reflux pendant l'anesthésie, 7 des 14 sous placebo (50,0 %) et 2 des 13 sous oméprazole (15,4 %), pour 14 épisodes en tout. Six des neuf reflux étaient faiblement acides, donc invisibles à la pH-métrie seule, et aucun reflux ni régurgitation n'était visible ^[42]. Le pH gastrique moyen était de 2,8 ± 1,0 sous placebo contre 7,2 ± 0,4 sous oméprazole (p < 0,001), et le pH œsophagien est resté sous 4 chez 3 des 13 chats sous placebo pendant en moyenne 106,5 ± 107,2 minutes, soit 48,8 % de la durée de l'intervention. La différence de fréquence du reflux n'atteignait pas la significativité, que l'on compte les épisodes (p = 0,057) ou les chats ayant eu au moins un épisode (OR 2,75, IC 0,77-9,86, p = 0,069) ^[42]. Les auteurs jugent la fréquence du reflux félin voisine de celle du chien, rappellent que le reflux anesthésique est la cause soupçonnée de 64 à 71 % des sténoses œsophagiennes félines consécutives à une anesthésie, et laissent à de futures études l'impact clinique du reflux et l'intérêt d'un inhibiteur de la pompe à protons avant l'anesthésie ^[42]. Ils notent que l'atropine et l'acépromazine abaissent la pression du sphincter œsophagien inférieur du chat à 13,2 % de sa valeur de base, et que le refluxat atteint le pharynx chez moins de 7 % des chats contre près de 25 % des chiens ^[42].

En Grèce, en 2001, 50 chats à jeun depuis la veille, randomisés entre deux agents d'induction, ont fait un reflux dans 4 cas sur 25 sous thiopental (16 %) et 3 sur 25 sous propofol (12 %), sans différence significative. Le reflux survenait peu après l'induction, durait en moyenne 23 minutes et était toujours acide (pH inférieur à 4), un seul chat a régurgité, et aucune œsophagite ni sténose n'a suivi ^[43]. Parmi 40 chatons de laboratoire de 12 à 15 semaines, induits à l'isoflurane en chambre d'induction, le reflux est survenu chez 9 avec une sonde endotrachéale (22,5 %) et chez 20 avec un masque laryngé (50 %, p = 0,013), peu après l'induction et sans régurgitation, le pH œsophagien restant sous 4 jusqu'à la fin, le jeûne n'étant pas décrit dans le résumé ^[93]. Ces deux travaux grecs ne sont connus que par leur résumé. L'écart entre 12-16 % et 33 % tiendrait d'abord à la méthode selon les auteurs de 2017, la pH-métrie seule ignorant les reflux faiblement acides, puis aux populations et aux protocoles ^{[42, 43]}. Une méta-analyse grecque de 2022 n'a trouvé que deux études félines éligibles et conclut à des preuves plus rares encore que chez le chien ^[48]. Masque laryngé et reflux reviennent avec les voies aériennes (voir § 6), la sténose œsophagienne avec les complications (voir § 10).

Durée et nature du repas, chez le chat. Lue dans ses résumés, une thèse de doctorat brésilienne de 2014 (université fédérale de Santa Maria) a nourri sept chattes saines de croquettes ou de pâtée, puis observé l'estomac par gastroscopie après 4 ou 8 heures de jeûne, en quatre phases espacées de sept jours. Des croquettes restaient dans l'estomac des 7 chattes à 4 heures et de 5 sur 7 à 8 heures (71,4 %), alors qu'après la pâtée aucun estomac ne contenait d'aliment, ni à 4 ni à 8 heures ^[49]. Après 8 heures de jeûne sur croquettes, le pH moyen à l'induction était de 6,49 ± 0,42 dans l'œsophage et de 1,50 ± 0,31 dans l'estomac, sans reflux pendant les six heures suivantes, et la comparaison entre croquettes et 8 heures d'une part, pâtée et 4 heures d'autre part, ne montrait de reflux dans aucun groupe ^[49]. L'auteur conclut que la nature du repas compte autant que la durée. L'effectif est de sept chattes, l'anesthésie durait 30 minutes sans chirurgie, et l'article tiré de la thèse n'a pas été retrouvé dans PubMed. C'est pourtant la seule base expérimentale féline trouvée pour les jeûnes raccourcis après repas humide que proposent les recommandations ^{[49, 11]}. Soutenue en 2025, une autre thèse brésilienne, menée sur 60 chattes avec deux protocoles anesthésiques et deux décubitus, conclut que le décubitus dorsal prédisait le reflux mieux que le protocole, sans fréquence ni effectif dans le résumé, seul lisible ^[336]. La casuistique bernoise de 1985 décrit un chat castré qui avait mangé, en état de choc le lendemain, dont l'état s'est brusquement amélioré après qu'il eut vomi son repas de la veille. Glardon et Schatzmann en tiraient un argument pour le jeûne et pour l'intubation de l'animal non à jeun, sur ce seul cas ^[305].

D'où viennent les durées : les études canines. Les durées de jeûne débattues chez le chat ont été étudiées chez le chien, avec des résultats opposés. En Grèce, chez 240 chiens, le reflux touchait 16,3 % des animaux (39/240, notre calcul), surtout peu après l'induction, et un jeûne prolongé allait de pair avec un reflux plus fréquent et une acidité gastrique plus forte ^[337]. Un essai randomisé de 120 chiens comparant un repas humide donné 3 heures ou 10 heures avant la prémédication trouvait 3 reflux sur 60 contre 12 sur 60 (5 contre 20 %, p = 0,025) en faveur du repas proche ^[46], et un essai croisé de 15 chiens ne trouvait pas de hausse du volume gastrique avec ce repas, le pH étant plus bas après 10 heures de jeûne qu'après 3 heures pour le repas sec, le repas pauvre en protéines et le repas pauvre en graisse ^[338]. À l'inverse, chez 82 chiens d'orthopédie en Suède, un repas léger 3 heures avant l'anesthésie s'accompagnait de 25 reflux sur 41 (61,0 %) contre 18 sur 41 (43,9 %) après 18 heures de jeûne, et de 12 régurgitations parmi les 25 chiens refluants (48 %) contre 2 sur 18 (11,1 %), le pH minimal du refluxat étant de 2,3 contre 1,3 ^[47]. Un essai gréco-néerlandais de 90 chiens comptait 11 reflux sur 30 (36,7 %) et 9 sur 30 (30,0 %) avec un repas de deux tailles différentes donné 3 heures avant, contre 5 sur 30 (16,7 %) avec un repas donné 12 heures avant (p = 0,262), et 17 des 25 reflux avaient un pH inférieur à 4 dans les 25 minutes suivant l'induction ^[339]. Quatre de ces études (502 chiens, 191 à jeun depuis moins de 5 heures et 311 depuis plus de 5 heures) sont réunies dans la méta-analyse de 2022 : hétérogénéité de 85 %, effet global nul (OR 0,81, IC 0,15-4,26, p = 0,80 dans le texte, 0,82 dans le résumé) ^[48]. Elle les réconcilie par l'opioïde : avec un opioïde en prémédication, le jeûne long est favorable (OR 2,98, IC 1,22-7,30, p = 0,02), sans opioïde le jeûne court l'est (OR 0,17, IC 0,05-0,56, p = 0,004), et l'opioïde triplerait le risque de reflux. La morphine augmentait le reflux (8, 15 et 18 chiens sur 30 sans morphine puis aux deux paliers, p = 0,03 pour le groupe sans morphine contre les groupes morphine), les antiacides n'avaient pas d'effet global significatif (p = 0,24), et les auteurs jugent la preuve faible à moyenne ^[48]. Chez 39 chiens, le reflux touchait 16 animaux (41 %), 1 sur 13 avec dexmédétomidine et hydromorphone contre 9 sur 13 avec l'hydromorphone seule, et 6 chiens ont régurgité (15 %) ^[340]. Ces sept études ont été lues en résumé, sauf la méta-analyse, lue en texte intégral, et l'essai de 90 chiens, lu en partie. Leur transposition au chat n'a pas été testée.

L'eau, le chaton, le diabétique. L'eau reste disponible jusqu'à la prémédication pour l'AAFP, en libre accès dans le tableau de l'AAHA ^{[11, 54]}. Le jeûne abrégé du chaton et du très petit animal tient au risque d'hypoglycémie ^{[20, 54]} (voir § 11). Le diabétique doit être bien équilibré avant tout acte, et l'insuline s'ajuste selon la glycémie du matin, selon l'AAFP ^[11]. L'AAHA déconseille la dose complète d'insuline chez un animal à jeun, par crainte d'hypoglycémie ^[20], et une revue sur l'anesthésie du diabétique fait de la surveillance glycémique périopératoire le guide de l'insuline et du glucose ^[316].

Le stress, le transport et les anxiolytiques

Les positions. L'AAFP recommande vivement, pour beaucoup de chats, une administration de gabapentine avant l'arrivée à la clinique, pour réduire la peur et le stress et faciliter l'examen, en s'appuyant sur deux essais. Elle demande qu'un chat ait toujours un endroit où se cacher, et tient le report pour une option valable chez un chat en détresse avant un acte programmé ^[11]. L'AAHA veut des anxiolytiques chez tous les patients agressifs ou craintifs et demande de les envisager sérieusement chez tout animal qui montre de la peur, de l'anxiété ou du stress à la clinique, gabapentine et trazodone étant d'usage courant ^[20]. Elle en attend une baisse du stress, une réduction des doses d'induction et d'entretien, dont les effets indésirables dépendent de la dose, et moins de risques pour le personnel, et souligne le rôle des stratégies non médicamenteuses : manipulation douce, phéromones, salles réservées aux chats ^[20]. Un patient anxieux, écrit-elle, demande souvent de fortes doses de sédatifs, au prix d'une dépression respiratoire et cardiovasculaire ^[20]. La gabapentine est, pour les recommandations AAFP/ISFM de 2022, un excellent anxiolytique félin, plus efficace que les autres médicaments et compléments, à réduire en cas d'insuffisance rénale. La trazodone y repose sur moins de preuves, d'efficacité contradictoire sur de petits effectifs, la prégabaline sur une petite étude de transport, aucune recherche n'existe sur les benzodiazépines en anxiolyse avant la visite (risque de désinhibition), et l'acépromazine n'est pas un anxiolytique ^[68]. Plus de 75 % des propriétaires disent n'avoir pas reçu de conseil de voyage ^[68]. L'habituation à la caisse par renforcement positif y est la référence, à défaut une caisse et une voiture préparées avec des phéromones félines de synthèse, une caisse couverte et stable, et les auteurs notent qu'une contention chimique est moins efficace chez un chat très excité ^[68]. Sur l'environnement de la clinique, les recommandations, lues en résumé, rappellent qu'une visite vécue négativement déclenche un stress physiologique qui peut fausser l'examen ^[45]. Pour réexaminer un chat cardiaque au stade B2, l'ACVIM admet, si une manipulation douce ne suffit pas ou ne suffira probablement pas, une médication orale adaptée, des phéromones ou les deux (niveau de preuve moyen) ^[61].

Le statut en France. Au 21 octobre 2026, la gabapentine n'a en France aucune spécialité vétérinaire autorisée, pour aucune espèce. Son emploi chez le chat relève de la cascade, à partir d'un médicament humain ^{[71, 341, 342]}. La prégabaline, elle, dispose d'une spécialité féline, BONQAT, autorisée par la procédure centralisée européenne le 13 juillet 2021 et déclarée disponible en France, dont l'indication aux États-Unis, lue dans le texte de la FDA, est le soulagement de l'anxiété et de la peur aiguës liées au transport et aux visites vétérinaires, le RCP européen n'ayant pas été lu ^{[71, 72, 222]}. Pour la trazodone, il n'existe en France ni spécialité vétérinaire ni spécialité humaine active ^{[71, 341]}, et l'alprazolam, psychotrope, n'a que des spécialités humaines ^{[341, 208]}. Ces statuts sont détaillés avec les médicaments (voir § 12).

La gabapentine dans les essais. Mené chez 20 chats de propriétaires connus pour leur stress en consultation, un essai croisé en aveugle trouvait des scores de stress au transport et à l'examen, notés par le propriétaire, et un score de coopération, noté par le vétérinaire, significativement plus bas sous gabapentine que sous placebo. Sédation, ataxie, hypersalivation et vomissements étaient rapportés, tous résolus en 8 heures ^[69]. Confinés en cage-piège, 53 chats errants recevaient en double aveugle un placebo ou la gabapentine à deux paliers, et le score de stress baissait (p = 0,027 et 0,029), avec un effet maximal à 2 heures (p = 0,0007), sans différence de fréquence respiratoire ni de sédation mesurée, et sans effet indésirable propre à la gabapentine ^[343]. Ces deux essais ont été lus en résumé. Auprès de 47 chats hyperthyroïdiens, dans un essai en aveugle contre placebo lu en texte intégral, le score de transport à la seconde visite était de 2,27 sous gabapentine contre 3,08 (p = 0,018), le score de coopération de 0,91 contre 1,70 (p = 0,019), et une sédation complémentaire a été nécessaire chez 2 chats sur 22 (9,1 %) contre 6 sur 25 (24 %, p = 0,253) ^[70]. Les scores étaient corrélés à la concentration plasmatique (rs proche de −0,49), aucun effet indésirable n'était rapporté chez les 47 chats analysés, un autre chat ayant vomi après la prise de la solution et ayant été retiré de l'étude, et tous les chats ayant eu besoin d'une sédation sous placebo étaient notés calmes à la maison, ce que les auteurs résument : un chat apparemment calme peut devenir stressé à la clinique ^[70]. Un fabricant a financé le certificat d'essai de la solution employée. Une thèse vétérinaire de 2021 portant sur 6 chats, lue en résumé, trouvait un comportement amélioré ou inchangé sous gabapentine, sans effet indésirable ^[344]. D'après une revue systématique italienne de 2025 (20 études, dont 6 essais randomisés), tous les essais randomisés réduisaient le stress et amélioraient la coopération. Elle recense des effets indésirables dépendants de la dose (ataxie, salivation, stupeur, procidence de la membrane nictitante, fasciculations, vomissements, diarrhée) résolus en 8 à 10 heures dans l'une des études incluses, et pas de modification significative de la pression artérielle, de la fréquence cardiaque ni de l'échocardiographie chez le chat sain ou hyperthyroïdien, une étude notant une légère baisse de la fonction systolique et un changement de polarité de l'onde T sans portée clinique, trois des quatre études cardiovasculaires étant à risque de biais modéré ^[30]. Au Mexique, une revue systématique de 2025 (40 publications) en compte 21 qui valident la gabapentine contre le stress, la peur ou l'anxiété et 5 la prégabaline, mais ses comptages diffèrent entre le résumé et le corps du texte (21 ou 26), et son tableau écrit en milligrammes par chat une valeur que l'article d'origine donne par kilogramme ^[345]. Leurs effets sur la sédation et sur les besoins en propofol, lors de l'anesthésie elle-même, sont discutés avec la prémédication (voir § 4) : chez 60 chattes ovariohystérectomisées, gabapentine et alprazolam augmentaient la sédation sans faciliter la pose du cathéter, l'alprazolam réduisant davantage le propofol ^[346], et chez 50 chats, prégabaline et gabapentine avaient des effets indiscernables ^[347]. Sur 21 chats donneurs de sang, la gabapentine seule, au palier testé, ne sédatait pas significativement, au contraire de la trazodone seule ou associée ^[348].

Effets mesurés de la gabapentine. En essai croisé sur 16 chats, le cortisol moyen était plus bas de 0,30 µg/dL sous gabapentine, sans significativité, et la glycémie moyenne plus haute de 18 mg/dL. La baisse du stress observée pourrait tenir, selon les auteurs, à la sédation plutôt qu'à un freinage de l'axe hypophyso-surrénalien, et l'évaluateur reconnaissait la visite sous gabapentine chez 14 chats sur 16 ^[349]. Au Brésil, sur 20 chats, le cortisol sérique moyen passait de 7,6 µg/dL sous placebo à 4,9 sous gabapentine (p = 0,03) et à 4,1 avec des « pratiques intégratives » associant musique, phéromones et chromothérapie (p = 0,005) ^[350]. Ces deux résultats s'opposent sur le cortisol : 0,30 µg/dL de baisse non significative dans le premier, 2,7 µg/dL de baisse significative dans le second (notre calcul). Chez 5 chats porteurs d'un capteur artériel télémétrique, la pression systolique directe ne différait pas entre gabapentine et placebo, ni à la maison ni à la clinique, où elle montait de 10 à 52 mmHg sous gabapentine et de 11 à 50 mmHg sous placebo, et les auteurs n'excluent pas une hypertension situationnelle chez un chat traité ^[351]. La gabapentine ne modifiait ni les fréquences, ni la pression systolique, ni les mesures échocardiographiques chez 40 chats de 6 mois à 2 ans, et la fusion des ondes de remplissage ventriculaire devenait moins fréquente (15 et 45 % des chats selon le groupe, p = 0,0384), ce qui facilite l'évaluation diastolique ^[352]. Chez 10 chats, une sédation légère apparaissait chez 7 dans les deux heures, avec une baisse modeste de la fraction de raccourcissement restant dans les valeurs de référence ^[353]. Ces cinq études ont été lues en résumé. Les scores comportementaux baissent dans tous les essais, mais la gabapentine ne supprime pas pour autant les marqueurs physiologiques du stress.

Trazodone et prégabaline. La trazodone sédatait à tous les paliers 6 chats de laboratoire (activité réduite de 83, 46 et 66 %), avec un pic à 2 heures, sans changer le comportement à l'examen au palier le plus élevé face au placebo ^[354]. Elle abaissait la pression systolique de 12 chats sains (p = 0,001) sans modifier la fréquence cardiaque ni l'échocardiographie ^[355]. Une synthèse de preuves britannique de 2025, fondée sur deux études, juge la preuve faible et ne peut conclure. Dans l'une, 9 chats sur 10 étaient anxieux sous placebo contre 3 sur 10 sous trazodone, et un chat est devenu plus craintif et plus vocal après la trazodone ^[356]. L'AAHA la cite comme d'usage courant avec la gabapentine ^[20], et les recommandations AAFP-ISFM de 2022 lui trouvent moins de preuves que la gabapentine ^[68]. La prégabaline a été évaluée dans un essai de terrain européen en double aveugle contre placebo, mené par des auteurs employés par le fabricant : sur 209 chats randomisés, l'effet au transport était jugé bon ou excellent chez 54 sur 105 (51,4 %) contre 27 sur 101 (26,7 %, p < 0,01), à l'examen chez 58 sur 105 (55,2 %) contre 30 sur 101 (29,7 %), et la mise en caisse était facilitée (OR 6,0, IC 2,0-17,9) ^[357]. Une sédation a été nécessaire pour terminer l'examen chez 7 chats contre 14. Les effets indésirables étaient une incoordination transitoire (5 événements chez 4 chats) et de la fatigue (3), et à l'ouverture de la caisse, au retour, 56 % des chats traités se tenaient debout et marchaient normalement, contre 90 % sous placebo ^[357].

Phéromones et protocole de transport. Sur la phéromone faciale féline F3, une synthèse de preuves de 2023 réunit cinq études : quatre améliorent des indicateurs choisis du stress aigu, l'une réduit les vocalises sans effet sur la pression artérielle, une autre réduit le temps de sédation et la dose de propofol quand la phéromone s'intègre à un protocole de transport, la dernière ne montre rien. La force de la preuve y est jugée moyenne, et la phéromone n'est pas recommandée seule, mais au sein d'une prise en charge qui associe manipulation, aménagement et, si besoin, médicaments ^[65]. La même synthèse liste ce que le stress fait au chat : hypertension, tachycardie, tachypnée, mydriase, hyperthermie, hyperglycémie, leucogramme de stress, cortisol élevé, en notant qu'aucune des échelles comportementales employées n'est validée ^[65]. Ni l'évitement de la salle d'attente ni la phéromone ne modifiaient, chez 39 chats suivis sur 155 visites, la pression artérielle (p = 0,95), moyenne de 150 mmHg ou plus dans 37 % des visites et de 180 ou plus dans 12 %, alors que 5 chats seulement étaient hypertendus à chaque visite. Les vocalises étaient environ trois fois moins nombreuses avec ces deux mesures, et les mâles avaient une pression plus haute (156,6 contre 136,0 mmHg) ^[358]. En Espagne, dans un essai contrôlé non randomisé en simple aveugle, 31 chats transportés selon un protocole à faible stress (caisse préparée à la phéromone, couverte, stable) atteignaient plus vite la sédation et demandaient moins de propofol à l'induction que 36 témoins, sans anxiolytique ^{[67, 65]}. Pour la radiographie, une thèse d'Alfort de 2024 sur 22 chats vigiles et 20 sous contention chimique trouvait un réel impact négatif de l'examen sur le stress, la contention chimique améliorant la qualité des clichés et la radioprotection au prix d'un examen plus long ^[359]. Sur la musique, une revue grecque de 2025, lue en résumé, propose un cadre de mise en œuvre périopératoire chez le chien et le chat et des pistes de recherche ^[360].

Ce que le stress fait aux paramètres mesurés. L'ACVIM définit l'hypertension situationnelle comme la hausse de pression provoquée, chez un animal normotendu, par la mesure en clinique elle-même, et la dit imprévisible d'un animal à l'autre. Elle demande une mesure au calme, avant les autres actes, après 5 à 10 minutes d'acclimatation et en présence du propriétaire, et une confirmation sur plusieurs séances avant de conclure à une hypertension. Chez 104 chats apparemment sains, 2 % avaient une pression systolique supérieure à 170 mmHg ^[361]. Aux Pays-Bas, chez 185 chats de 10 ans ou plus vus en clinique générale, la pression systolique médiane était de 140 mmHg, l'hypertension persistante touchait au moins 14,6 % des chats et la situationnelle au moins 5,4 %, et aucun paramètre fiable ne séparait les deux ^[66]. Soutenue à Alfort en 2025, une thèse sur 43 chats mesurait une hausse médiane de 13 mmHg après un acte anxiogène, corrélée à la variation du score de stress (r = 0,72). Près de la moitié des pressions de 160 mmHg ou plus étaient situationnelles, une tachycardie et une polypnée touchaient 84 et 81 % des chats, et une fréquence cardiaque supérieure à 225 battements par minute était fortement associée à l'hypertension situationnelle ^[362]. Chez 647 chats malades grecs non sédatés, la glycémie dépassait 8,3 mmol/L chez 194 (30,0 %). Un syndrome de réponse inflammatoire systémique était plus fréquent chez ces chats (25 sur 174, 14,4 %) que chez les autres (26 sur 399, 6,5 %), et l'hyperglycémie de stress multipliait par 2,8 la cote d'une issue défavorable (IC 1,3-6,4) dans un modèle ajusté sur la race, l'âge et la catégorie de maladie, alors que la fréquence brute de l'issue défavorable ne différait pas (37,1 contre 33,9 %) ^[363]. Ces études ont été lues en résumé. La gabapentine n'abaisse pas la glycémie de stress ^[349], et l'audibilité d'un souffle varie au cours d'un même examen ^[68] et d'un moment à l'autre ^[64]. Un transport à faible stress est associé à un temps de sédation et à une dose d'induction moindres ^[67], et l'AAFP/ISFM rappelle qu'une contention chimique agit moins chez le chat très excité ^[68].

L'information du propriétaire et le consentement

L'AAHA demande qu'une fois le plan établi, la procédure et les facteurs de risque propres à l'animal soient discutés avec le propriétaire, et que la communication comprenne une description complète de l'anesthésie et de ses risques avant le recueil d'un consentement écrit ^[20]. Elle donne elle-même, à cet endroit, les risques de mort anesthésique de CEPSAF chez l'animal sain, 0,11 % (1 sur 895) chez le chat et 0,05 % chez le chien, les morts survenant le plus souvent dans les trois premières heures postopératoires ^[20]. Les propriétaires hésitent parfois à autoriser des actes discrétionnaires, détartrage préventif ou imagerie, et l'AAHA y voit une crainte qu'une bonne communication et une éducation au déroulement de l'anesthésie dissipent ^[20]. Elle rappelle que l'anesthésie commence avant que l'animal quitte la maison et finit quand il y revient : le propriétaire y donne les anxiolytiques et les analgésiques et applique le jeûne ^[20]. L'AAFP rappelle que 60 % des morts félines surviennent au réveil et demande d'y garder la même vigilance qu'en cours d'anesthésie ^[11]. L'AAHA, elle, fait partager au propriétaire le risque de mort et sa concentration dans les trois premières heures après l'acte, et prévoit des consignes de sortie ^[20]. Le vétérinaire, écrivent Portier et Ida, a l'obligation d'informer le propriétaire des risques graves et prévisibles auxquels l'animal peut être exposé ^[145]. Pour l'équipe de l'hôpital universitaire espagnol, l'évaluation préanesthésique fonde le consentement éclairé, un reclassement de la classe ASA sert à exposer clairement le risque actualisé, une classe abaissée permet de rassurer le propriétaire à un moment de stress, et le formulaire enregistre le recueil du consentement ^[57]. S'agissant du chat senior, les recommandations de 2021 insistent sur une discussion approfondie pendant l'examen et sur un budget de soins établi avec le propriétaire, d'après le résumé ^[107], et l'ACVIM n'envisage une tentative de traitement de la thromboembolie aiguë que si le propriétaire est pleinement informé des risques et du pronostic globalement sombre ^[61].

Les propriétaires surestiment le risque. Interrogés dans un centre de référé britannique, 432 répondants estimaient en moyenne à 16,2 % la mortalité anesthésique des chiens et chats sains (IC pour les chats 14,01-18,35) et à 9,7 % celle de l'humain, et 63 % se disaient rassurés quand on leur donnait les chiffres publiés, d'après le résumé ^[138]. À Zurich, 317 propriétaires de chiens et de chats d'une clinique universitaire accordaient une grande importance à la supervision de l'anesthésie par un spécialiste et souhaitaient un entretien préalable avec l'anesthésiste, sans pourcentage ni séparation des espèces dans le résumé ^[364]. Les antécédents à demander, d'après les sources lues, sont les anesthésies antérieures et leur réveil, les médicaments en cours ^[20], le statut rétroviral ^[11], les maladies chroniques (hyperthyroïdie, insuffisance rénale, diabète, asthme, obésité) ^[11], et une cardiomyopathie chez un proche parent ^[61]. En France, l'article R. 242-48 du Code rural et de la pêche maritime demande une information claire en vue du consentement éclairé, sans en imposer la forme écrite ^[78] (voir § 12).

Les traitements en cours

Le jour de l'anesthésie, l'AAHA demande de poursuivre les traitements thyroïdiens (supplémentation ou méthimazole), comportementaux et analgésiques, dont l'arrêt brutal est déconseillé, les anxiolytiques oraux, les médicaments cardiaques (pimobendane, furosémide), les antibiotiques et les corticoïdes, à ne pas arrêter brusquement ^[20]. Elle demande de suspendre ce jour-là les antihypertenseurs, surtout les inhibiteurs de l'enzyme de conversion (énalapril, bénazépril), et, selon le risque hémorragique, d'arrêter plus tôt les anticoagulants. L'insuline suit une consigne propre, la dose complète n'étant pas donnée à un animal à jeun ^[20]. Pour les inhibiteurs du SGLT2, antidiabétiques oraux récents du chat, la FAQ des recommandations de l'AAHA sur le diabète félin, parues en avril 2026 et lues en partie, demande que le propriétaire soit invité à ne pas donner la prise du jour de l'anesthésie, en s'appuyant sur les recommandations de médecine humaine et sans étude féline citée ^[77] (voir § 11). La liste, précise-t-elle, n'est pas exhaustive et ne retient que les médicaments à donner ou à suspendre impérativement ^[20]. Hors de cette liste, la plupart des traitements se poursuivent, avec des exceptions surtout parmi les médicaments cardiaques, et les AINS peuvent être déjà en cours ou débutés juste avant l'acte ^[20]. Le tableau d'accompagnement admet de donner un médicament oral avec un peu de pâtée ou dans une pâte comestible ^[54].

L'AAFP traite les comorbidités une à une. Chez l'hyperthyroïdien, elle juge souhaitable d'obtenir l'euthyroïdie avant un acte programmé, en commençant l'antithyroïdien quelques semaines avant ^[11]. Chez l'insuffisant rénal sous énalapril, elle rapporte, sur la foi d'une étude canine, que suspendre l'énalapril avant l'anesthésie pourrait réduire le risque d'hypotension peranesthésique ^[11]. AAHA et AAFP s'accordent sur la suspension des inhibiteurs de l'enzyme de conversion, l'AAHA la plaçant le jour même, l'AAFP plus tôt. L'asthmatique garde son traitement jusqu'au matin de l'anesthésie inclus, le diabétique doit être bien équilibré, l'insuline s'adaptant à la glycémie du matin, et le chat obèse reçoit ses médicaments selon son poids idéal ^[11]. La gabapentine se donne à doses réduites chez l'insuffisant rénal ^[68]. Aucune source lue ne nomme l'amlodipine, que l'AAHA range implicitement parmi les antihypertenseurs, ni ne traite du phénobarbital ou du lévétiracétam avant l'anesthésie, au-delà de la consigne générale de ne pas interrompre brutalement les traitements comportementaux et analgésiques. Sur la conduite des traitements en cours le jour de l'anesthésie, nous n'avons trouvé aucune étude féline. L'ACVIM nomme l'anesthésie générale et les corticoïdes retard parmi les déclencheurs d'insuffisance cardiaque chez le chat cardiaque subclinique ^[61].

Un geste souvent joint à l'anesthésie, la vaccination, a été étudié à Toulouse. Chez des chattes séronégatives de 6 à 12 mois stérilisées (2026, étude comparative, d'après le résumé), la primovaccination antirabique faite en fin d'anesthésie (25 chattes) ou hors anesthésie (11 chattes) a été suivie d'une réponse chez toutes, sans différence entre les groupes ^[161]. Le résumé annonce 35 chattes quand ses deux groupes en totalisent 36. Un seul vaccin, un seul protocole et des chattes jeunes et saines bornent ce résultat, issu d'une thèse d'exercice (voir § 12).

Une recommandation allemande non lue

La société vétérinaire allemande (DVG), par son groupe d'anesthésie VAINS, a publié une recommandation pour l'anesthésie du chien et du chat en 2016, révisée en 2022 ^{[365, 366]}. Son éditeur protège la page par un dispositif anti-robot que nous n'avons pas franchi : seuls son existence, ses deux dates et ses auteurs sont établis, et son contenu reste inconnu de cette revue. De l'ISFM, aucune recommandation propre à l'anesthésie n'a été trouvée, et les positions européennes citées dans cette partie viennent des recommandations conjointes AAFP/ISFM de 2022 ^{[68, 45]}.

4. Prémédication et sédation

Cadre et recommandations

Les recommandations félines de l'AAFP (2018) fondent la prémédication sur la physiologie du chat apeuré : la décharge de catécholamines y produit tachycardie, hypertension systémique ou tachypnée, autant de facteurs qui peuvent accroître le risque anesthésique ^[11]. L'AAHA (2020) attend des sédatifs et anxiolytiques préanesthésiques moins de stress, des doses d'induction et d'entretien réduites, alors que ces agents ont des effets indésirables dépendants de la dose, et moins de danger pour le personnel qui contient l'animal ^[20]. Elle note que le chat craintif ou agressif demande en général des doses plus élevées qu'un chat calme ^[20]. La revue clinique de Simon et Steagall (2020) recommande, quand c'est possible, la neuroleptanalgésie, association d'un opioïde et d'un tranquillisant ou d'un sédatif, pour obtenir plus de sédation et d'analgésie avec moins d'effets cardiorespiratoires que chaque molécule seule, et demande que l'atipamézole, le flumazénil et la naloxone soient prêts dans les cas critiques ^[108]. Selon l'ISFM (2022), aux doses efficaces les opioïdes donnent au chat mydriase, ronronnement, pétrissage et euphorie, et le niveau de sédation recherché entre dans leur choix ^[26]. Une revue canadienne de 2021, citant une enquête que nous n'avons pas lue, rapporte que 26 % des chats arrivent calmes à la clinique et que 60 % restent en détresse au retour, sans dénominateur ^[367].

L'AAFP définit la sédation procédurale comme la réalisation d'actes sans perte de conscience. Elle lui prête moins de contention physique et de stress, une gestion plus simple des voies aériennes, l'absence d'agent inhalé et un réveil rapide ^[11]. Deux approches y sont décrites : un sédatif à effet plafond comme la dexmédétomidine, ou un anesthésique (kétamine, alfaxalone, tilétamine-zolazépam) qui sédate au palier faible et anesthésie au palier élevé, les opioïdes, les benzodiazépines et les agonistes alpha-2 restant antagonisables ^[11]. Simon et Steagall rappellent que certains protocoles dits de sédation produisent inconscience, amnésie et perte des réflexes protecteurs, c'est-à-dire une anesthésie générale, et que la sédation procédurale est souvent choisie pour sa commodité plutôt que parce qu'elle serait l'option la plus adaptée au chat ^[108]. La mortalité comparée de la sédation seule et de l'anesthésie générale relève de l'épidémiologie (voir § 2).

Mesurer la sédation reste un point faible de cette littérature. En 2020, aucune échelle de sédation féline n'était validée, la plupart des études employant des échelles visuelle analogique et descriptive simple qui dépendent de l'expérience de l'observateur, et des échelles multidimensionnelles peu validées ^[108]. Une échelle multiparamétrique, la FMSS, a été validée au Canada en 2022 sur 89 chats notés par trois observateurs d'expérience différente, d'après le résumé ^[368]. Ses 534 évaluations donnent un kappa pondéré inter-observateurs de 0,82 à 0,84 et une corrélation de 0,90 avec l'échelle visuelle analogique ^[368]. Presque tous les essais de cette partie lui sont antérieurs ou ne l'emploient pas : leurs scores de sédation ne se comparent pas d'une étude à l'autre.

Hors d'Amérique du Nord, les deux versions de la ligne directrice allemande du groupe VAINS (2016 et 2022) n'ont pas pu être lues, faute de résumé et derrière une page de défi anti-robot que nous n'avons pas contournée ^{[365, 366]}. Une table ronde de la Société japonaise d'anesthésie et de chirurgie vétérinaires (2025) décrit trois niveaux de sédation par alpha-2 selon la dose, de la sédation consciente à une sédation profonde proche de l'anesthésie. L'un de ses intervenants déconseille ces molécules chez le cardiopathe à régurgitation valvulaire et signale, chez le brachycéphale, un relâchement pharyngé qui peut obstruer les voies aériennes, un autre ne trouvant aucun article qui tranche pour l'insuffisance mitrale et jugeant, d'après son expérience, le stade B1 de l'ACVIM peu problématique avec une grande prudence ^[369]. Aucune position de l'ECVAA ni de l'Association of Veterinary Anaesthetists propre à la sédation du chat n'a été trouvée. Révisant celles de 2009, les recommandations de surveillance de l'ACVAA de 2025 détaillent la sédation dans une section propre, d'après le résumé ^[95], là où le texte de 2009 lui consacrait déjà un court paragraphe ^[219]. Lue depuis en texte intégral, cette section distingue trois niveaux, léger, modéré et profond, et demande dès le niveau modéré une surveillance cardiorespiratoire, un cathéter intraveineux et du matériel d'intubation à portée de main ^[95] (voir § 7).

Acépromazine

L'AAFP lui reconnaît une épargne d'anesthésique et un large usage, souvent avec un opioïde, mais un effet inconstant chez le chat, avec un pic de sédation vers 20 à 30 minutes et des effets de quatre à six heures ^[11]. L'acépromazine rendrait aussi l'hypotension peropératoire plus difficile à traiter, phrase que l'AAFP appuie sur une étude menée chez le chien ^[11]. Pour les recommandations AAFP/ISFM de 2022 sur la manipulation, l'acépromazine n'est pas un anxiolytique et peut provoquer désinhibition et comportements de repoussement ^[68]. Associée à un opioïde, elle produit un léger effet calmant (procidence de la membrane nictitante, ronronnement, pétrissage) ou une tranquillisation de deux à trois heures, et la contention demande le plus souvent un personnel expérimenté ^[108]. Seule et par voie intramusculaire, elle n'a donné aucune sédation chez 7 chats d'une étude croisée sud-coréenne (2019), d'après le résumé ^[370]. Par voie intraveineuse, chez 5 chattes américaines (2014), le score de sédation augmentait pendant 120 minutes, sans antinociception thermique, d'après le résumé ^[371].

Les comparaisons directes dans les associations vont presque toutes dans le même sens. Sur 46 chats d'un essai brésilien randomisé en aveugle (2021), l'acépromazine associée à la nalbuphine ou au butorphanol, en IM ou en IV, laissait une sédation légère dans tous les groupes à 30 minutes (médiane de 11 à 12 sur 100 mm), sans différence entre groupes ni entre voies, et la dose de propofol ne différait pas ^[372]. Un essai britannique randomisé de 45 chats (2013), conduit pour un dossier réglementaire, ne trouvait aucune différence de sédation, de dose d'induction, de douleur ni de secours analgésique entre buprénorphine, méthadone et butorphanol associés à l'acépromazine, et aucun effet indésirable périopératoire, d'après le résumé ^[373]. Face à la tilétamine-zolazépam à palier faible avec la méthadone, l'association acépromazine-méthadone sédatait beaucoup moins (échelle visuelle 13 ± 5 contre 67 ± 21) mais les chats se relevaient plus tôt (18 ± 11 contre 31 ± 16 min), dans un essai australien de 20 chats (2014), d'après le résumé ^[374]. Avec la buprénorphine, la dexmédétomidine sédatait davantage que l'acépromazine (p < 0,001) et réduisait d'environ moitié la dose d'alfaxalone d'induction (52 %, notre calcul, p = 0,041), sans différence de douleur, chez 48 chats britanniques (2013), d'après le résumé ^[375]. Une réduction du même ordre, d'environ 27 % (notre calcul), apparaissait après médétomidine plutôt qu'acépromazine chez 28 chattes suisses (2014), sans différence des débits d'entretien, d'après le résumé ^[376]. Ajoutée à la dexmédétomidine chez 14 chats mâles brésiliens (2024), l'acépromazine accélérait la sédation (score à 20 minutes de 4 [4-4] contre 1 [0-4]) et réduisait les vomissements, sans nombres dans le résumé ^[377].

L'hypotension est l'effet le mieux chiffré. Dans l'essai brésilien de 46 chats, lu en texte intégral, la pression systolique passait sous 90 mmHg 30 minutes après l'association, avant toute induction, chez 0/11 chats (nalbuphine IM), 1/13 (nalbuphine IV), 4/11 (butorphanol IM) et 5/11 (butorphanol IV), soit 10/46 (21,7 %, notre calcul). Après induction au propofol, les mêmes groupes comptaient 7/11, 9/13, 7/11 et 9/11 chats hypotendus, soit 32/46 (69,6 %) ^[372]. Un second essai brésilien (2024, 34 chats) rapporte, après acépromazine-méthadone puis propofol, une hypotension chez 71 % des témoins et 100 % des chats ayant reçu de la gabapentine à un seul temps de mesure, sans effectif par groupe dans le résumé et sans différence significative entre les groupes ^[378]. L'AAFP écarte l'acépromazine en cas d'hypotension, d'hypovolémie ou de déshydratation ^[11]. La revue de 2020 l'écarte aussi pour les actes à fort risque hémorragique, attribue hypothermie et hypotension au blocage des récepteurs α1, surtout sous anesthésie générale, et rappelle qu'un effet antihistaminique la rend incompatible avec un test intradermique ^[108]. D'autres mesures sont plus rassurantes : baisse systolique de 12 ± 19 mmHg sans effet échocardiographique cliniquement significatif sous acépromazine-butorphanol chez 7 chats américains (2012), d'après le résumé ^[379]. Au réveil sous fentanyl, chez 6 chats canadiens (2021), l'acépromazine IV augmentait fréquence cardiaque, index cardiaque et consommation d'oxygène, tandis que la dexmédétomidine abaissait l'index cardiaque, le volume d'éjection et l'apport d'oxygène et élevait les pressions artérielle, veineuse centrale et pulmonaire, les valeurs restant acceptables selon les auteurs, d'après le résumé ^[380]. Associée à la dexmédétomidine, elle abaissait au contraire la fréquence cardiaque à 20 minutes (99 ± 14 contre 133 ± 19/min). La pression systolique baissait par rapport à la valeur de départ dans les deux groupes (126 ± 14 contre 148 ± 26 sans acépromazine, 111 ± 13 contre 144 ± 17 avec), sans comparaison entre groupes dans le résumé ^[377]. Seule, elle augmentait la fréquence cardiaque, et la pression systémique baissait avec tous les traitements testés ^[370].

D'autres effets touchent l'épargne d'anesthésique et la lecture des examens. Le fentanyl seul ne réduit pas la MAC d'isoflurane du chat, alors qu'après acépromazine l'association la fait passer de 1,944 à 1,002 % (baisse de 48,5 %, notre calcul) chez 5 chats américains (2021), les auteurs y voyant l'effet de la libération de catécholamines par les opioïdes chez le chat, d'après le résumé (voir § 5) ^[381]. L'hématocrite peut baisser jusqu'à 30 % après certains sédatifs, dont l'acépromazine, et la rate paraît plus grosse à l'échographie et à la radiographie ^[108]. Un essai canadien de 30 chats de clientèle (2022) trouve une baisse de l'hématocrite et de l'hémoglobine après les trois protocoles testés, dont méthadone-acépromazine, qui faisait aussi baisser les protéines totales ^[382]. Sur 125 chats d'une série rétrospective américaine (2006), les groupes ayant reçu l'acépromazine sans hydromorphone n'avaient pas de hausse moyenne de température au-dessus de la valeur préopératoire, d'après le résumé (voir § 10) ^[383]. Les trois spécialités félines, dont l'une est réservée à la voie IV, ont leur statut au § 12 (voir § 12).

Agonistes alpha-2 : la sédation

L'AAFP décrit une sédation fiable et dépendante de la dose, préfère la dexmédétomidine aux autres alpha-2 lorsqu'elle est disponible et note que tous font fréquemment vomir ^[11]. Dexmédétomidine et médétomidine, sélectives, passent avant la xylazine pour Simon et Steagall, qui écartent celle-ci chez le chat malade, très jeune ou âgé ^[108]. La table ronde japonaise de 2025 chiffre l'écart de sélectivité α2:α1 (160:1 pour la xylazine, 1 620:1 pour la médétomidine, environ dix fois) et lui attribue, à palier élevé, une sédation moindre et une arythmogénicité plus forte sous xylazine ^[369]. Elle rapporte que l'usage de la xylazine a été associé, dans des enquêtes épidémiologiques que nous n'avons pas lues, à une hausse du risque de mort périopératoire (voir § 2) ^[369]. Une revue australienne de 1996 résume le profil de la médétomidine : sédation et analgésie dose-dépendantes, bradycardie marquée, baisse du débit cardiaque, ralentissement respiratoire et digestif, hypothermie, effets endocriniens, vomissements et secousses musculaires occasionnels, d'après le résumé ^[384].

Un essai clinique finlandais (2006) a comparé les deux molécules chez 120 chats de clientèle, en multicentrique et en aveugle, sous la conduite d'auteurs du laboratoire fabricant. À doses équipotentes, dexmédétomidine et médétomidine avaient des effets comparables, l'acte prévu était réalisable chez plus de 90 % des chats, la sédation s'installait en 5 minutes, culminait vers 30 et se levait spontanément en 180, d'après le résumé ^[251]. L'expérimentation croisée de 6 chats (Finlande, 1998) attribue probablement la totalité de l'effet de la médétomidine à son isomère d. Au palier moyen, la sédation efficace y durait 202,5 ± 16,0 minutes avec la dexmédétomidine et 230,0 ± 41,2 avec la médétomidine, d'après le résumé ^[385]. Les essais ouverts finlandais de 1989, sur 678 chats, décrivaient 85 % des animaux dans un léger stade anesthésique, incapables de se lever, et un jugement satisfaisant ou très satisfaisant dans 81 à 96 % des cas selon l'indication, d'après le résumé ^[386]. Chez 5 chattes américaines (2014), les courbes concentration-effet de la sédation et de l'analgésie thermique se superposaient presque, et la sédation durait 60, 120 puis 180 minutes du palier le plus faible au plus élevé ^[371]. À palier faible et sans autre molécule, aucun des 11 chats mâles d'une étude brésilienne (2019) n'a atteint le décubitus latéral, pour un score médian de 3 (0 à 8) ^[387].

Les associations modifient cette sédation. Le butorphanol ou la kétamine la rendaient plus adéquate chez 6 chats brésiliens (2003), la kétamine retardant le retour en décubitus sternal, d'après le résumé ^[388]. En Espagne (2013, 30 chats, essai randomisé en aveugle), la dexmédétomidine seule et sa demi-dose associée à la péthidine ou au butorphanol ne différaient ni pour la sédation, ni pour l'analgésie, ni pour la myorelaxation, et seule la dexmédétomidine pure abaissait la fréquence cardiaque, d'après le résumé ^[389]. Après une dose initiale insuffisante de dexmédétomidine, chez 7 chats grecs (2024), une seconde dose ou la kétamine donnaient la sédation maximale et le butorphanol l'augmentait aussi, alors que le midazolam laissait une sédation minimale, comme le témoin, avec un réveil prolongé et difficile mais sans différence statistiquement significative, les auteurs concluant qu'il la réduit et prolonge le réveil, d'après le résumé ^[390]. Entre médétomidine et xylazine, le seul texte intégral comparatif lu est japonais (1996, 80 chats de clientèle) : décubitus en 3,2 ± 1,6 minutes sous médétomidine contre 6,8 ± 5,8 sous xylazine, avec 32/40 chats couchés entre la première et la troisième minute révolue (de 1 min 00 à 3 min 59) sous médétomidine et 29/40 entre la première et la sixième (de 1 min 00 à 6 min 59) sous xylazine ^[18]. Le résumé anglais du même article donne trois minutes 15 et six minutes 51, un petit écart avec le texte japonais ^[18]. Des expériences cliniques initiales espagnoles de médétomidine et d'atipamézole en clientèle privée (1995) décrivent les effets secondaires sans les chiffrer, d'après le résumé ^[391].

Cœur, vaisseaux et oxygénation sous alpha-2

Le profil retenu par l'AAFP associe vasoconstriction, fréquence cardiaque abaissée de 40 %, débit cardiaque de 60 % et résistances vasculaires systémiques accrues de 300 %, pour une pression artérielle peu modifiée. Au palier élevé, les muqueuses deviennent pâles à bleutées alors que le chat respire bien, reste normalement oxygéné et eucapnique, et le bas débit peut retarder l'action des inducteurs intraveineux ^[11]. Les mesures expérimentales confirment la baisse du débit mais pas toujours la stabilité de la pression. Sous isoflurane, la médétomidine IM abaissait fréquence, index cardiaque et volume d'éjection et augmentait résistances et pression veineuse centrale, sans modifier significativement les pressions artérielles, chez 7 chats américains (2001), d'après le résumé ^[392]. Une perfusion de dexmédétomidine à concentration cible, chez 6 chats sous isoflurane (États-Unis, 2018), donnait au contraire une fréquence cardiaque abaissée de 22 %, une pression artérielle moyenne accrue de 78 %, un débit réduit de 48 % et des résistances accrues de 58 %, d'après le résumé ^[393]. Chez 8 chats éveillés suivis par télémétrie (Finlande et États-Unis, 2017), la pression moyenne culminait à 168 ± 17 mmHg après dexmédétomidine IM, et la fréquence cardiaque restait sous sa valeur de base jusqu'à 240 minutes, d'après le résumé ^[394]. En IV chez 6 chats éveillés instrumentés (États-Unis, 2017), fréquence et index cardiaques baissaient pendant que montaient pressions artérielle, veineuse centrale et pulmonaire et résistances, d'après le résumé ^[395]. Après injection IM chez 6 chats mâles sous isoflurane (2017), la pression moyenne allait de 87 à 181 mmHg selon le moment de la mesure, d'après le résumé ^[396]. Comme adjuvant de l'isoflurane, la dexmédétomidine produit, selon une étude américaine de 6 chattes (2011), des effets hémodynamiques plus défavorables qu'une concentration équipotente plus élevée d'isoflurane seul, d'après le résumé ^[397].

Les associations cliniques donnent des ordres de grandeur proches. Sur 6 chats d'une étude allemande croisée (2012), la fréquence cardiaque baissait de 44 % sous midazolam-butorphanol-dexmédétomidine et de 34 % sous kétamine-dexmédétomidine, le débit de 54 et 53 % avec ces deux associations, contre 23 % sous midazolam-butorphanol et 34 % sous midazolam-butorphanol-kétamine. Les baisses de pression systolique atteignaient 17, 25, 13 et 5 % respectivement, d'après le résumé ^[398]. Au Brésil (2022, 18 chats), dexmédétomidine-méthadone avec ou sans midazolam réduisait la fréquence cardiaque de 46 et 53 % et le débit de 53 et 56 %, abaissait PaO2, SaO2, fraction d'éjection et fraction de raccourcissement, élevait la PaCO2, pour une SpO2 moyenne minimale de 92 %. Les auteurs demandent d'évaluer chaque animal au regard d'une baisse du débit supérieure à 50 %, d'après le résumé ^[399]. Les trois traitements d'une autre étude brésilienne de 6 chats (2003) abaissaient fréquence et pressions systolique et diastolique, la baisse de fréquence étant plus marquée avec dexmédétomidine-butorphanol ^[388]. Dans l'étude brésilienne de 11 chats à palier faible, la pression systolique passait de 118 ± 9 à 130 ± 14 mmHg (p = 0,0421), la fréquence tombait sous 100/min chez 3/11 (27 %) et une arythmie sinusale respiratoire apparaissait chez 4/11 (36 %), les auteurs jugeant préférable d'éviter la dexmédétomidine chez les patients exposés à la bradycardie ^[387]. L'atropine prévenait la bradycardie de la dexmédétomidine mais provoquait hypertension et hausse de la consommation d'oxygène du myocarde chez 6 chats brésiliens (2009). L'ampleur des effets cardiovasculaires n'y dépendait pas de la dose, d'après le résumé ^[400]. L'AAFP déconseille les anticholinergiques avec les alpha-2 en raison de l'hypertension qui peut s'ensuivre ^[11]. La dexmédétomidine IV réduisait aussi la perfusion cutanée du flanc dès 5 minutes et pendant au moins 15, quel que soit le palier, y compris le plus faible, chez 9 chats américains (2023), d'après le résumé ^[401].

L'échocardiographie montre des effets que la pression ne révèle pas. Sous médétomidine à palier élevé, répétée pour la collecte de semence chez 6 chats mâles suisses (2023), la fréquence, le débit et la fonction systolique baissaient nettement, les ventricules se dilataient, tous les chats présentaient au moins une fois une arythmie (extrasystoles ventriculaires, rythme idioventriculaire) et la troponine I dépassait la référence chez 2/6 ^[402]. Après dexmédétomidine IM, 14 chats sains canadiens (2022) avaient des vitesses d'éjection abaissées, un ventricule gauche dilaté, des régurgitations valvulaires, et une troponine I et un NT-proBNP augmentés, encore présents deux heures après l'antagonisation, d'après le résumé ^[403]. Dexmédétomidine-buprénorphine augmentait la pression artérielle et les dimensions de l'oreillette et du ventricule gauches, abaissait la fréquence et laissait les épaisseurs pariétales inchangées chez 50 chats de clientèle suédois (2018), et une insuffisance mitrale minime apparaissait chez 11/50 ^[404]. Des insuffisances valvulaires minimes étaient fréquentes après prémédication à la dexmédétomidine chez 11 chats de clientèle brésiliens (2019), dont le débit baissait pendant l'anesthésie, d'après le résumé ^[405]. Après dexmédétomidine-butorphanol et don de sang, chez les 8 chats sur 11 qui ont terminé une étude croisée américaine (2021), la fréquence baissait de 84/min, la fraction de raccourcissement de 16,5 %, la fraction d'éjection de 21,0 % et le débit de 292 ml/min, un chat montrant un contraste spontané dans le ventricule gauche, et l'alfaxalone-butorphanol avait moins d'effets, d'après le résumé ^[406]. Les conséquences pour le chat cardiopathe ont leur sous-partie propre.

Des réserves particulières s'imposent pour le chaton et le chat malade. Avant quatre mois, le débit dépend surtout de la fréquence, et tout alpha-2 peut le réduire sévèrement. Ces molécules sont réservées par Simon et Steagall aux chats hémodynamiquement stables et écartées en cas de bradyarythmie grave, dont celle d'une obstruction urétrale ^[108]. La diurèse marquée qu'elles provoquent jusqu'à cinq heures chez 5 chats japonais (2012) conduit les auteurs à demander de la prudence en cas d'obstruction urinaire, d'hypovolémie ou de déshydratation, d'après le résumé (voir § 11) ^[407].

L'oxygénation dépend de l'association et de la voie. Face à l'oxygénation normale que décrit l'AAFP ^[11], l'association dexmédétomidine-méthadone abaissait PaO2 et SaO2 et élevait la PaCO2 ^[399], et chez 14 chats turcs (2025) la SpO2 était de 90 % (85 à 93) après médétomidine IM contre 95 % (92 à 100) par voie intranasale (IN), d'après le résumé ^[408]. Sous alpha-2, l'oxymétrie de pouls elle-même peut être faussée ou impossible ^[108]. Chez 6 chats grecs (2024, étude expérimentale croisée, d'après le résumé), une seconde injection donnée après une première dose de dexmédétomidine jugée insuffisante ne déréglait ni les gaz du sang, ni les électrolytes, ni la troponine I. La dexmédétomidine y abaissait pourtant l'oxygène artériel et élevait la glycémie, et les auteurs jugent qu'un apport d'oxygène pendant la sédation peut être avantageux ^[409]. Les désaturations des associations avec la kétamine figurent dans la sous-partie consacrée à l'oxygène.

Vomissements et nausée sous alpha-2

La fréquence publiée des vomissements après un alpha-2 seul va de 7 à 100 %. L'essai finlandais de 2006, dont le premier auteur est affilié au laboratoire Orion Pharma Animal Health, fabricant de la dexmédétomidine, en donne 7 % chez 120 chats de clientèle, sans le nombre de chats, en faisant l'événement le plus fréquent ^[251]. En 1989, les essais ouverts en rapportaient 65 % chez 678 chats, là aussi sans effectif ^[386]. Une étude clinique japonaise (1996), lue en texte intégral, en trouvait 8/40 (20,0 %) sous médétomidine et 28/40 (70,0 %) sous xylazine, chez des chats de clientèle à jeun depuis douze heures et prémédiqués à l'atropine ^[18]. Entre 2019 et 2025, les essais donnent davantage, de 55 à 76 % pour la dexmédétomidine IM : 16/21 (76 %) dans une étude croisée américaine (2019, d'après le résumé) ^[16], 11/16 (68,7 %) dans le groupe témoin d'un essai turc (2025) ^[410], 5/9 (55,5 %, pour 55,6 % au calcul) au Brésil (2024) ^[411], 6/11 (55 %) avec sialorrhée à palier faible au Brésil (2019) ^[387]. Ils vont jusqu'à 8/8 (100 %) en Chine (2025) ^[252], et descendent à 3/8 (37,5 %) en Thaïlande (2022) ^[412]. Pour la xylazine IM, une étude pharmacologique japonaise de 1989 obtenait 100 % à la dose standard, deux fois la dose émétique à 100 %, effectif non donné dans le résumé ^[413]. Les définitions (durée d'observation, vomissement ou haut-le-cœur), le jeûne, l'atropine, la dose et le financement diffèrent d'une étude à l'autre, et aucune source ne compare ces facteurs entre eux. L'auteur japonais, qui cite pour la médétomidine des fréquences publiées de 40 à 80 % et pour la xylazine 83,3 %, attribue son chiffre bas à une sédation très rapide qui inhiberait le réflexe, au jeûne et à l'état de santé des chats, une hypothèse qu'il ne teste pas ^[18]. Dans son étude, le vomissement survenait surtout dans les deuxième et troisième minutes après la médétomidine comme après la xylazine, avec en moyenne 2,1 ± 1,7 et 2,0 ± 1,4 épisodes ^[18].

Le mécanisme passe par les récepteurs α2 : chez le chat, le vomissement de la xylazine est bloqué par la yohimbine, pas par la prazosine, ni par les antagonistes dopaminergiques, cholinergiques, opioïdes ou histaminiques testés, d'après le résumé ^[413]. L'effet naît dans la zone gâchette chémoréceptrice selon Simon et Steagall, plus souvent après xylazine et surtout quand l'alpha-2 est donné seul, et ils le jugent gênant chez le chat à pression intraoculaire ou intracrânienne élevée ^[108]. Les séries où l'on cherchait à faire vomir ne décrivent pas une sédation programmée chez un chat à jeun et ne se comparent pas aux précédentes. D'après leurs résumés, elles donnent 13/16 (81 %) avec la dexmédétomidine et 11/25 (44 %) avec la xylazine (États-Unis, 2015, rétrospectif) ^[414], 15/26 (58 %) et 9/21 (43 %) pour les mêmes molécules (États-Unis, 2016) ^[415], 29/48 (60 %) sous xylazine (2017) ^[416]. D'après les résumés, le gel buccal de détomidine faisait vomir 7/7 chats en deux minutes dans une étude pharmacocinétique (2020) ^[417] et 28/57 (49,1 %) dans une étude prospective bicentrique d'urgences (2026), dont le score de sédation n'a été noté, d'après notre calcul, que chez 53 chats ^[418]. La dexmédétomidine orale faisait vomir 5 chats sur 6 d'une série de cas (2024), d'après le résumé ^[419]. La discussion d'une étude chinoise attribue à la série de 2015 100 % de vomissements par voie IM et 67 % par voie IV, répartition que le résumé de cette série ne permet pas de vérifier ^{[252, 414]}. Un cas de pharmacovigilance de l'ANSES (2021) décrit une sédation prolongée chez un chat de 2 ans traité chaque jour par fluoxétine, à qui l'on avait injecté de la xylazine pour le faire vomir après l'ingestion d'un jouet. Le résumé lu est tronqué et ne donne ni la durée ni l'interprétation ^[420].

Le butorphanol réduit nettement ces vomissements, la buprénorphine non. Mené au Royaume-Uni en aveugle (2018), un essai randomisé annonce 40 chats, en analyse 37 et compte 11/19 chats ayant vomi (57,9 %) sous dexmédétomidine-buprénorphine contre 1/18 (5,6 %) sous dexmédétomidine-butorphanol (p = 0,002). Donnée seule, la buprénorphine ne faisait vomir aucun chat, mais elle n'empêchait pas le vomissement une fois associée ^[421]. La discussion de cet essai rapporte, pour l'essai espagnol de 2013, 70 % de vomissements après dexmédétomidine seule et 10 % avec le butorphanol, soit 7/10 et 1/10, chiffres absents du résumé de l'essai espagnol ^{[389, 421]}. Quatorze chats grecs, en étude croisée (2015), vomissaient moins souvent et montraient moins de signes de nausée sous butorphanol, d'après le résumé ^[422], et les groupes sans butorphanol de cette étude vomissaient à 71 et 78 % d'après un essai ultérieur qui la cite (10/14 et 11/14, notre calcul) ^[410]. Les petits effectifs vont dans le même sens, d'après les résumés : 0/10 vomissements avec butorphanol et 1/10 avec maropitant après dexmédétomidine IV chez 20 chattes turques (2025) ^[423], prévention complète par l'association médétomidine-butorphanol chez 5 chats japonais (2026) ^[424], aucun cas sous médétomidine-butorphanol contre quelques chats sous médétomidine seule à palier élevé dans une étude japonaise de 30 chats (2007), d'après le résumé japonais ^[425]. Une étude coréenne de 10 chats (2016) fait exception, avec 7/10 nausées et 5/10 vomissements sous butorphanol-médétomidine-alfaxalone IM ^[426]. Au Brésil (2017, 18 chattes), 44 % des chats vomissaient sous dexmédétomidine-midazolam (4/9, notre calcul) et aucun sous tramadol-midazolam. Les auteurs citent 9 vomissements sur 12 chats pour une étude britannique de 2009 dont le résumé ne donne pas ce chiffre ^{[427, 428]}. Chez 6 chattes belges (2014), dexmédétomidine-buprénorphine faisait vomir 4/6 par voie buccale et 3/6 en IM, avec une salivation chez 2/6 par voie buccale, d'après le résumé ^[429].

Les antiémétiques réduisent les vomissements, pas les signes rapportés à la nausée. Dans trois essais randomisés américains décrits ici d'après leurs résumés, le maropitant précédait l'association dexmédétomidine-morphine. Donné par voie SC environ 20 heures avant, il ramenait les vomissements de 20/34 à 1/32 chattes (58,8 contre 3,1 %, notre calcul), sans réduire les signes de nausée, et l'injection semblait nettement douloureuse (2016, 66 chattes) ^[82]. Par voie orale 18 heures avant, chez 96 chattes analysées sur 98 (2016), les vomissements passaient de 40 à 4 %, les haut-le-cœur de 40 à 8 %, le léchage des lèvres de 52 à 30 %, la sialorrhée restant à 22 contre 21 % ^[430]. Avec 46 chattes dans le groupe maropitant, 8 et 21 % ne correspondent à aucun nombre entier (notre calcul), ce qui suggère des effectifs différents selon la variable ^[430]. Le jour même, deux heures à deux heures et demie avant, la baisse était moindre (vomissements 32 contre 13 %, haut-le-cœur 36 contre 13 %, chez 83 chattes, 2017), sans effet sur sialorrhée ni léchage ^[431]. Une demi-heure avant la dexmédétomidine IM, chez 64 chats turcs (2025, 16 par groupe), le maropitant, l'ondansétron et le métoclopramide ramenaient les vomissements de 11/16 à 3/16, 2/16 et 2/16, la sialorrhée restant à 14/16, 13/16, 10/16 et 11/16 ^[410]. L'ondansétron ne réduisait vomissements et nausée que donné avec la prémédication dexmédétomidine-buprénorphine, et non une demi-heure avant, chez 89 chattes américaines (2011), d'après le résumé ^[432]. Le groupe sans ondansétron de cet essai vomissait à 78 % (22/28, notre calcul), selon l'essai turc ^[410]. En Iran, le métoclopramide (2010) puis la prométhazine (2012) réduisaient les épisodes de vomissement provoqués par la xylazine, d'après les résumés ^{[433, 434]}. L'aquapuncture du point PC-6 ne changeait rien (18/21 contre 16/21 chats, étude croisée américaine de 2019) ^[16]. Le maropitant IV juste avant l'induction ne modifiait ni la sédation, ni la dose de propofol, ni les variables cardiovasculaires chez 20 chats américains (2026), d'après le résumé ^[435]. L'AAFP retient que l'ondansétron, le butorphanol ou un prétraitement au maropitant réduisent l'incidence des vomissements ^[11].

La nausée a une conséquence pratique. Chez 7 chats de laboratoire allemands (2026, étude croisée en aveugle), la xylazine SC provoquait nausée ou vomissement chez 6/7, et les scores de douleur CMPS-F et Feline Grimace Scale de ces chats non douloureux augmentaient nettement (de 2,0 à 6,6, 8,3 puis 7,9 pour le CMPS-F, de 1,4 à 6,0, 7,1 puis 6,3 pour la Feline Grimace Scale), d'après le résumé ^[436]. Un chat nauséeux peut donc être pris pour un chat douloureux (voir § 8). L'œsophagite et la sténose œsophagienne décrites après sédation à la xylazine relèvent des voies aériennes et du reflux (voir § 6).

Température, glycémie, diurèse et épargne d'anesthésique

L'essai finlandais de 2006 constatait une baisse significative de la fréquence cardiaque, de la fréquence respiratoire et de la température, sans retour à la base 180 minutes après l'injection, l'atipamézole arrêtant cette baisse ^[251]. L'hypothermie tiendrait à la dépression du centre thermorégulateur hypothalamique et à l'immobilité ^[108]. Un essai brésilien affirme que le chat y est plus sensible que le chien, en citant une étude de 1988 que nous n'avons pas lue ^[437]. Le sens s'inverse parfois. En 2007, un essai américain randomisé de 40 chats a comparé médétomidine et hydromorphone en prémédication, d'après le résumé ^[438]. La part des mesures postanesthésiques au-dessus de la température préanesthésique y était de 25 et 34 % après médétomidine contre 86 et 80 % après hydromorphone (voir § 10) ^[438]. Par voie intranasale, la température gagnait plus de 1 °F (environ 0,6 °C, notre conversion) chez 6/8 chats contre 1/8 en IM (p < 0,05), jusqu'à 102,4 °F, soit 39,1 °C ^[412].

La glycémie monte de façon dépendante de la dose sous médétomidine (sauf de 0 à 3 heures) et sous xylazine, qui freinent aussi la sécrétion d'insuline et la lipolyse, dans une étude japonaise de 5 chats (2008) lue en partie ^[439]. Le midazolam associé réduit cette hyperglycémie et la chute de la noradrénaline, d'après le résumé d'une étude parallèle de la même équipe ^[440]. Dans l'étude allemande croisée, la glycémie augmentait de 31 % sous midazolam-butorphanol-dexmédétomidine et de 52 % sous kétamine-dexmédétomidine, la lactatémie baissait et l'hématocrite perdait 20 à 31 % selon l'association ^[398]. Après gel buccal de détomidine, la glycémie passait de 101 ± 12 à 168 ± 27,3 mg/dl à 60 minutes et la pression systolique de 139 ± 14,8 à 103 ± 23,0 mmHg, avec un retour à la normale à 120 minutes ^[417]. Sur 50 chats brésiliens, la glycémie était plus élevée après sédation par dexmédétomidine-butorphanol avec ou sans kétamine, et albumine, triglycérides, protéines totales et cholestérol plus élevés avec la kétamine, d'après le résumé portugais (2016) ^[441]. Le même échantillon, publié ailleurs en anglais (2015), ne montrait pas de différence hématologique cliniquement pertinente mais des temps de coagulation (TP, TCA, TT) plus longs sous dexmédétomidine-butorphanol, d'après le résumé. Les deux articles semblent porter sur les mêmes 50 chats, au vu des mêmes effectifs, des mêmes doses et des mêmes auteurs, sans que les résumés le disent ^{[442, 441]}. Méthadone-dexmédétomidine abaissait hématocrite et hémoglobine et élevait la glycémie 25 minutes après l'injection ^[382].

La diurèse des alpha-2 est profonde : moins de réabsorption d'eau jusqu'à cinq heures après médétomidine ou xylazine chez 5 chats japonais (2012), effet antagonisé par l'atipamézole ou la yohimbine et non par la prazosine (2014), d'après les résumés ^{[407, 443]}. Le débit de filtration glomérulaire, mesuré par scintigraphie chez 5 chats américains (2011), n'était pas modifié par médétomidine-butorphanol IM, résultat dont les auteurs soulignent eux-mêmes la faible puissance, d'après le résumé ^[444]. Une sédation sans alpha-2 chez des chats insuffisants rénaux est traitée avec les gabapentinoïdes.

Quelques essais chiffrent l'épargne d'anesthésique. Avant propofol, la dexmédétomidine IV réduisait la dose d'induction d'environ 56 % par rapport à la solution saline (notre calcul) chez 16 chattes brésiliennes (2003, essai randomisé contre placebo), au prix d'une bradycardie, avec un réveil de meilleure qualité ^[437]. Les réductions de 52 % ^[375] et de 27 % ^[376] par rapport à l'acépromazine ont été données avec celle-ci. Au Royaume-Uni (2009, 40 chattes ASA I), l'ajout de buprénorphine au palier moyen de médétomidine réduisait l'isoflurane nécessaire par rapport à la médétomidine seule, tous les groupes avec buprénorphine avaient un meilleur réveil, et le palier élevé de médétomidine avec buprénorphine abaissait fréquence cardiaque et SpO2 par rapport à la médétomidine seule au palier moyen, d'après le résumé ^[445]. La dexmédétomidine seule réduit la MAC de l'isoflurane sans, selon ses auteurs, jamais garantir l'immobilité face à une stimulation nociceptive, quelle que soit la concentration plasmatique, d'après le résumé d'une étude de 6 chattes (États-Unis, 2012) ^[446]. Les pourcentages d'épargne de MAC relèvent de l'entretien (voir § 5).

Antagonistes des alpha-2

L'atipamézole levait complètement sédation et analgésie, ramenait la fréquence cardiaque à la normale et arrêtait la baisse de la fréquence respiratoire et de la température dans l'essai finlandais de 2006 ^[251]. Après dexmédétomidine-kétamine-hydromorphone et ovariohystérectomie, dans un essai canadien randomisé de 44 chattes (2015), le décubitus sternal était repris en 15 minutes (5 à 60) avec atipamézole contre 60 minutes (15 à 90) sans, pour des scores de douleur semblables, d'après le résumé ^[81]. Le réveil était aussi plus court avec l'atipamézole chez 30 chats castrés américains (2011) ^[447], et seul l'atipamézole, pas le flumazénil, raccourcissait le délai jusqu'au relevé de la tête et au décubitus sternal chez 64 chats brésiliens (2022), d'après les résumés ^[448]. Il levait aussi la sédation et les modifications hémodynamiques d'une médétomidine à palier élevé chez 6 chats suisses ^[402]. Chez 14 chats sains canadiens, la sédation disparaissait en 25 minutes, mais une partie des modifications échocardiographiques (fraction d'éjection, régurgitation mitrale, épaisseur de la paroi libre) et les biomarqueurs persistaient deux heures après, le volume télédiastolique étant revenu à sa valeur de départ ^[403].

Le gain disparaît quand l'association contient d'autres agents. Après tilétamine-zolazépam-butorphanol-médétomidine chez 7 chats américains (2007), l'atipamézole raccourcissait l'analgésie et abaissait la pression artérielle sans réduire la durée totale du réveil, d'après le résumé ^[449]. À Munich (2007), 18 chats de dentisterie ont été anesthésiés à plusieurs reprises par midazolam-médétomidine-kétamine, dans un travail publié en deux articles et une thèse ^{[450, 451]}. L'atipamézole, seul ou avec le flumazénil, n'y raccourcissait pas significativement l'immobilisation totale mais accélérait le retour de la conscience. Vocalises, léchage, hyperesthésie, agitation ou salivation apparaissaient dans tous les groupes, et l'excitation comme l'hyperesthésie ne manquaient qu'avec l'association atipamézole-flumazénil IV, d'après les résumés ^[450]. La thèse ajoute que l'atipamézole SC n'avait presque pas d'effet au palier testé, d'après son résumé allemand ^[451]. Au Japon (2008), l'atipamézole seul suffisait à antagoniser cette association, et l'ajout du flumazénil et de la 4-aminopyridine réveillait plus vite au prix de tachycardie, tachypnée, excitation et tremblements, d'après le résumé ^[452]. Plus de 89 % des 48 chats d'une clinique itinérante américaine (2020) ont reçu de l'atipamézole, et un chat s'est réveillé agité et hyperthermique (41,1 °C), soit 1/48, d'après le résumé ^[453].

Sous anesthésie gazeuse, l'antagonisation fait chuter la pression. L'atipamézole IV à palier faible, chez 6 chats sous isoflurane et perfusion de dexmédétomidine (États-Unis, 2018), abaissait la pression artérielle moyenne de 39 et 47 % et n'augmentait la fréquence cardiaque que de 8 et 4 % ^[393]. Par voie IM, elle n'augmentait ni la fréquence ni le débit mais provoquait une hypotension artérielle brève et sévère (États-Unis, 2019, 6 chats), d'après le résumé ^[454]. Après médétomidine-midazolam-kétamine sous isoflurane, chez 8 groupes de 6 chats japonais (2022), l'atipamézole corrigeait l'hypertension en causant une hypotension transitoire excessive, et aucun des antagonistes, atipamézole compris, seul ou associé, ne modifiait la bradycardie, d'après le résumé ^[455]. Pendant une sédation simple, cette hypotension serait sans conséquence, selon la revue de Simon et Steagall ^[108]. L'AAHA ne recommande d'antagoniser un alpha-2 que si la sédation est excessive ou si un réveil rapide est nécessaire ^[20], alors que l'AAFP/ISFM conseille, pour les chats errants, d'antagoniser chaque fois que possible afin de limiter l'hypothermie ^[68]. Un intervenant de la table ronde japonaise rapporte qu'une antagonisation trop précoce, moins de 30 à 40 minutes après la médétomidine, ralentirait le réveil, et qu'un excès d'atipamézole expose à tachycardie, hypotension et excitation ^[369].

Le vatinoxan (MK-467), antagoniste α2 périphérique, ne franchit pas la barrière hémato-encéphalique. Associé à la médétomidine, il en atténue les effets cardiovasculaires, et l'association n'est autorisée que chez le chien (voir § 12) ^[369]. Les données félines sont toutes expérimentales. Par voie IV, chez 8 chats éveillés (7 analysés, Finlande et États-Unis, 2017), le vatinoxan atténuait la bradycardie de la dexmédétomidine de façon dose-dépendante (fréquence minimale de 99 ± 21/min sans vatinoxan, de 139 ± 15/min au palier le plus élevé) et raccourcissait la sédation sans en changer la qualité, d'après le résumé ^[456]. En IM, la bradycardie et l'hypertension étaient atténuées, mais la pression moyenne la plus basse descendait à 69 à 79 mmHg avec les associations, contre 100 mmHg avec la dexmédétomidine seule ^[394]. L'association IV, chez le chat éveillé, faisait baisser transitoirement la pression sans hypotension ^[395]. Sous isoflurane après injection IM, la plupart des effets précoces persistaient, mais la vasoconstriction durait moins et l'index cardiaque ne baissait pas ^[396]. Sous isoflurane avec perfusion de dexmédétomidine, le vatinoxan provoquait une hypotension sévère aux concentrations plasmatiques cibles les plus basses de dexmédétomidine (6 chats mâles, États-Unis, 2019) ^[457]. La noradrénaline et la phényléphrine prévenaient cette hypotension, pas la dopamine (5 chats mâles, 2022), d'après les résumés ^{[457, 458]}. Dans l'association dexmédétomidine-vatinoxan-kétamine, chez 7 chats mâles (2025), la fréquence restait plus élevée (142 ± 19 contre 115 ± 16/min), mais aucun traitement n'empêchait de façon constante le mouvement à la stimulation nociceptive, et les mouvements revenaient plus tôt : les auteurs y voient un usage en sédation, pas en anesthésie, d'après le résumé ^[459]. Un cas grec publié en 2025 décrit une erreur de flacon : médétomidine-vatinoxan donnée à la place de la médétomidine, suivie de kétamine IM, avec excitation, mydriase, ataxie et fréquence de 280/min, puis récupération en une heure environ après midazolam IV. Les auteurs relèvent un stagiaire, des flacons semblables et une supervision insuffisante, d'après le résumé ^[460]. Le vatinoxan accélérait l'élimination de la dexmédétomidine et réduisait l'absorption intramusculaire de la kétamine chez 6 chats mâles castrés (États-Unis, 2025, étude pharmacocinétique croisée, mêmes six traitements et mêmes auteurs que l'étude de 7 chats citée plus haut, sans qu'on sache si les chats sont les mêmes, d'après le résumé) ^[461]. Aucun essai clinique félin du vatinoxan n'a été trouvé.

La yohimbine antagonise la xylazine, avec un risque d'excitation et d'hypotension selon Simon et Steagall ^[108]. En fin d'intervention, les programmes de stérilisation de chats errants l'emploient après tilétamine-zolazépam-kétamine-xylazine, d'après les résumés ^{[462, 463, 149]}. Les spécialités d'atipamézole visent la médétomidine et la dexmédétomidine, pas la xylazine (voir § 12).

Benzodiazépines et excitation paradoxale

Seules, chez le chat jeune et sain, les benzodiazépines sédatent peu et agitent souvent. L'AAFP les juge inadaptées en prémédication, seules ou avec un opioïde, chez le jeune adulte sain, en raison de résultats imprévisibles, excitation et dysphorie comprises, alors qu'elles sédateraient plus sûrement le chat âgé ou très malade ^[11]. Sédation inconstante, excitation transitoire plus fréquente, parfois comportements agressifs et défensifs paradoxaux : tel est le tableau que dressent Simon et Steagall ^[108], et un essai canadien de 2022 qualifie le midazolam seul de mauvais sédatif, qui excite parfois et rend la manipulation difficile ^[382]. Les données expérimentales sont anciennes. Chez 20 chats américains (1996), cinq paliers de midazolam seul, en IV ou en IM, ne produisaient d'anesthésie à aucun palier. Un état d'éveil anormal touchait beaucoup de chats, surtout pendant l'heure suivant l'injection, suivi d'une sédation aux paliers élevés, avec une ataxie chez tous sauf un. Le comportement à l'approche et à la contention changeait dans les deux sens à parts égales, plus souvent après IV qu'après IM, et la prise alimentaire augmentait, d'après le résumé ^[464]. Après kétamine IV, chez 24 chats (1998), le palier de midazolam proche de celui qui permet l'intubation produisait un état d'éveil anormal chez 9/12 (4 agités, 5 sédatés), une approche modifiée chez 7/12 (3 plus difficiles, 4 plus faciles), une contention modifiée chez 8/12 et davantage de vocalises chez 5/12. Au palier faible, ces effets étaient plus rares (2 sédatés, 1 plus difficile à approcher, 3 plus vocaux), d'après le résumé ^[465]. Une étude de 12 chats de la même équipe (1996) situe la fenêtre utile aux paliers faibles, les paliers élevés entraînant agitation, vocalises et difficulté de contention, d'après le résumé ^[466].

Les associations montrent que la molécule associée compte plus que le midazolam lui-même. Avec le butorphanol en IM, il ne produisait aucune sédation chez 6 chats (score médian de 10,5 contre 36,5 sous kétamine-dexmédétomidine) et le plus mauvais score de réveil ^[398]. Ajouté à une dexmédétomidine insuffisante, il laissait une sédation minimale et un réveil prolongé, sans différence statistiquement significative d'après le résumé, les auteurs lisant cela comme une réduction de la sédation ^[390], et il ne changeait guère les effets de dexmédétomidine-méthadone ^[399]. Avec l'alfaxalone, il l'augmente. Une étude pilote américaine de 21 chats de clientèle (2021) montre que l'ajout de midazolam à alfaxalone-hydromorphone IM élevait la sédation maximale médiane de 7 à 9 (p = 0,002) et facilitait la pose du cathéter (score médian 9,5 contre 7, p = 0,001), d'après le résumé ^[467]. Aux Pays-Bas (2025, essai randomisé en aveugle de 46 chats), méthadone-midazolam avec alfaxalone sédatait mieux qu'avec kétamine (score descriptif 4 contre 2), le cathéter étant posé en une seule tentative chez 18/23 (78 %) contre 10/23 (43 %), et la réaction à l'injection était moindre avec l'alfaxalone, d'après le résumé ^[468]. Le protocole méthadone-midazolam-alfaxalone était aussi le plus sédatif des trois protocoles canadiens comparés ^[382]. Chez 60 chats hyperthyroïdiens britanniques (2025, essai randomisé), alfaxalone-butorphanol avec ou sans midazolam donnait une bonne sédation dans les trois groupes, et le midazolam la prolongeait. De l'alfaxalone supplémentaire a été nécessaire chez 53/60 chats, des contractions musculaires sont apparues chez 14/20, 15/20 et 12/20 (41/60, soit 68 %, notre calcul) et un opisthotonos chez 7/20 dans chaque groupe (21/60, 35 %). Le frottement de la tête (3/20, 8/20 et 12/20) était plus fréquent sans midazolam (p = 0,014) ^[469]. Le midazolam seul ne modifie ni la glycémie, ni l'insuline, ni le cortisol, augmente la noradrénaline et, associé à la médétomidine, réduit l'hyperglycémie et prolonge le décubitus ^[440]. En co-induction, midazolam et diazépam réduisaient de façon semblable la dose de propofol chez 90 chats britanniques (2015, essai contre placebo), sans différence d'événements indésirables, d'après le résumé (voir § 5) ^[470].

Les associations midazolam-opioïde servent aux auteurs de la revue de 2020 chez le chat âgé ou en état critique. Ils rappellent que le diazépam, en solution de propylène glycol, est douloureux et inadapté à l'IM, le midazolam hydrosoluble étant celui des protocoles intramusculaires, et signalent une étude ancienne où le diazépam abaissait pression systolique et contractilité, peut-être par son solvant ^[108]. Deux thèses toulousaines de 2008 décrivent la kétamine-diazépam IV, d'après leurs résumés. Pour une prise de sang chez 42 chats, le protocole était cliniquement satisfaisant mais abaissait nettement érythrocytes, leucocytes, plaquettes, hématocrite, albumine, potassium et calcium, et élevait natrémie et TCA ^[471]. Dans une comparaison croisée de 8 chats, l'association offrait le compromis le plus satisfaisant, avec une sédation brève et confortable, face à la kétamine seule, moins confortable, et à la tilétamine-zolazépam, au réveil prolongé ^[472].

L'antagonisation des benzodiazépines déçoit. Le flumazénil après kétamine-midazolam avait peu d'effet sur le réveil et le comportement chez 18 chats américains (2002) et ne pouvait pas être recommandé aux paliers étudiés, d'après le résumé ^[473]. Il n'antagonisait pas l'alfaxalone chez 8 chats (États-Unis, 2025, étude croisée en aveugle), d'après le résumé ^[474], et ne raccourcissait pas le réveil dans l'essai brésilien de 64 chats ^[448]. L'essai britannique sur les chats hyperthyroïdiens le prévoyait en cas de dysphorie prolongée au-delà de dix minutes ou d'excitation ^[469]. Après une perfusion de midazolam, deux chats de laboratoire américains (2019) ont eu un réveil prolongé, avec un métabolite, le 1-hydroxymidazolam, éliminé plus lentement que prévu. Le flumazénil a échoué et une émulsion lipidique IV a semblé aider, d'après le résumé (voir § 9) ^[475].

Le diazépam oral a un antécédent grave. Une série américaine de 1996 décrit une nécrose hépatique fulminante chez 11 chats après administration orale répétée de diazépam, prescrit pour un trouble du comportement ou de la miction : 10 chats sont morts ou ont été euthanasiés en quinze jours, un a survécu, et les auteurs suspectent une toxicité idiosyncrasique, d'après le résumé ^[476]. Cette hépatotoxicité figure aussi dans les recommandations AAFP/ISFM de 2022, qui notent qu'aucune recherche ne porte sur les benzodiazépines comme anxiolytiques avant la visite, désinhibition et repoussement pouvant survenir avec le diazépam ou l'alprazolam ^[68]. L'alprazolam, comprimé humain, a été comparé à la gabapentine en Grèce chez 60 chattes avant acépromazine-buprénorphine (2025) : sédation plus élevée qu'avec le placebo, pose du cathéter pas plus facile, propofol réduit d'environ 45 % avec l'alprazolam et de 20 % avec la gabapentine (notre calcul), seule la différence observée avec l'alprazolam étant significative, d'après le résumé ^[346]. Avant ovariohystérectomie, la même équipe, très probablement sur la même cohorte de 60 chattes (mêmes cinq auteurs, mêmes trois groupes de 20, mêmes molécules), trouvait en 2024 une anxiolyse comparable avec les deux molécules, seule la gabapentine ayant un score de stress significativement plus bas que le placebo, et une sédation comparable, supérieure au placebo, d'après le résumé ^[477]. Le statut du diazépam, réservé à la voie IV, et l'absence de spécialité féline de midazolam, d'alprazolam et de flumazénil figurent au § 12 (voir § 12).

Opioïdes en prémédication

Les commentaires du tableau de l'AAFP résument l'usage : sédation modérée à bonne et brève (60 à 90 minutes) avec le butorphanol, modérée sur deux à quatre heures avec l'hydromorphone, la méthadone et la morphine, minimale avec la péthidine, qui ne se donne pas en IV, et avec le fentanyl, action plus longue (quatre à six heures) avec la buprénorphine, qui peut antagoniser les autres agonistes μ ^[11]. L'AAFP tient aussi le butorphanol pour l'opioïde qui sédate le mieux en agent unique, déconseille la morphine seule, associe les paliers élevés d'hydromorphone à la dysphorie et note qu'aux faibles doses de prémédication la fréquence cardiaque peut baisser légèrement ^[11]. L'ISFM réserve le butorphanol à la douleur légère ou à la facilitation des examens et de la sédation, en soulignant une grande variabilité de l'analgésie entre individus et l'absence de bénéfice analgésique supplémentaire aux doses plus élevées ^[26].

Les comparaisons de sédation entre opioïdes ne s'accordent pas, et c'est l'association qui semble décider. Avec la dexmédétomidine, le butorphanol sédatait mieux que la buprénorphine à 5, 10, 15 et 20 minutes (p < 0,01), une sédation complémentaire étant nécessaire chez 2/18 contre 5/19 chats ^[421]. Sous dexmédétomidine-alfaxalone IM, chez 47 chats castrés d'un essai canadien randomisé (2020), l'isoflurane a été nécessaire chez 12/23 chats sous buprénorphine contre 2/24 sous butorphanol (52 contre 8 %, notre calcul), d'après le résumé ^[478]. Sous dexmédétomidine-kétamine, chez 30 chats mâles américains (2011), l'isoflurane complémentaire concernait 1/10 chats avec le butorphanol, 2/10 avec l'hydromorphone et 7/10 avec la buprénorphine, l'intubation étant possible à 10 minutes chez 13/30 (43 %), d'après le résumé ^[447]. Avec l'alfaxalone, à l'inverse, la sédation globale était moins bonne avec le butorphanol qu'avec la méthadone (p = 0,008), avec moins de myorelaxation et moins de mydriase, chez 151 chats italiens (2022), d'après le résumé ^[479]. Après alfaxalone-péthidine, il fallait plus de dexmédétomidine pour poser le cathéter qu'avec le butorphanol ou la méthadone (p = 0,021) chez 71 chattes italiennes (2024), d'après le résumé ^[480]. Avec l'acépromazine, les trois opioïdes se valaient ^[373]. Une thèse d'Alfort (2017, 60 chats présentés pour stérilisation) ne trouve aucune différence de sédation entre ses quatre protocoles, observe que la pose du cathéter était plus aisée avec dexmédétomidine-méthadone et alfaxalone à forte dose avec méthadone qu'avec l'alfaxalone seule, et attribue à la méthadone un rôle fondamental, d'après le résumé ^[481]. Par voie buccale, la méthadone sédatait plus et plus longtemps qu'en IV chez 8 chats (2011), d'après le résumé ^[482]. Péthidine-midazolam donnait une sédation modérée et rapide en IV, légère en IM, chez 12 chats taïwanais (2021), avec une histaminémie multipliée par trois à 5 minutes et par cinq à 15 minutes après l'IV, peu changée après l'IM, d'après le résumé ^[483]. La buprénorphine seule ne sédatait pas 12 chats de laboratoire britanniques (2010), la dexmédétomidine seule les sédatait, et leur association à paliers faibles donnait une sédation maximale chez tous et une antinociception comparable à la buprénorphine au palier élevé, d'après le résumé ^[484].

L'antinociception mesurée au seuil thermique dure peu avec le butorphanol. Mesuré chez 8 chats (Royaume-Uni et États-Unis, 2003), il n'était efficace qu'à 5 minutes, avec un seuil abaissé à deux heures, contre quatre à six heures pour la morphine et quatre à douze heures pour la buprénorphine IM, d'après le résumé ^[485]. À paliers élevés, une buprénorphine concentrée par voie SC prolongeait l'antinociception sans effet indésirable observé chez 12 chats britanniques (2016), d'après le résumé ^[486]. La pharmacocinétique ajoute peu au choix : le chat éliminerait la morphine plus lentement que le chien (10 chats, 2001) ^[487], la concentration d'hydromorphone ne se corrèle pas à l'antinociception (6 chats, 2004) ^[488], et l'analgésie du fentanyl suit sa concentration plasmatique (2005), d'après les résumés ^[489]. L'épargne de MAC de l'isoflurane par la morphine, le butorphanol et la buprénorphine, faible et très variable d'un chat à l'autre d'après les résumés, et par la kétamine relève de l'entretien ^{[490, 491, 492]} (voir § 5). D'après le résumé, une étude de 6 chats mâles américains (2024) a porté sur l'interaction du fentanyl avec la trazodone et la dexmédétomidine sur cette MAC ^[493].

La réputation de « manie » des opioïdes chez le chat vient surtout de surdosages massifs rapportés dans des publications historiques ^{[494, 118]}. L'euphorie, avec ronronnement, roulades et pétrissage, est plus fréquente, selon la seconde partie d'une revue anglo-américaine de 2004, source unique ^[494]. Aucune manie n'a été observée sous morphine ni sous fentanyl IV à paliers croissants dans une étude japonaise (2012), le fentanyl stimulant transitoirement l'activité aux paliers élevés et la morphine produisant une posture assise au regard fixe, d'après le résumé ^[495]. La dysphorie existe pourtant. Sous butorphanol IV, 6 chats américains (2004) avaient tous une mydriase et un comportement dysphorique fréquent, d'après le résumé ^[496]. Une autre étude de 6 chats de la même équipe (2004) voyait la dysphorie sous butorphanol, pas sous hydromorphone ni sous l'association, et les vomissements sous hydromorphone, pas sous butorphanol ni sous l'association, d'après le résumé ^[497]. L'hydromorphone SC faisait vomir 5/6 chats et rendait 2/6 nettement dysphoriques, la peau restant plus chaude de 45 à 360 minutes ^[498]. Avec l'acépromazine, chez 22 chattes australiennes (2013), la dysphorie empêchait l'évaluation de la douleur à 5 minutes, sans que le résumé dise dans quel groupe, et un secours analgésique a été nécessaire au cours des six heures chez 6/10 chattes sous butorphanol contre 3/12 sous méthadone, d'après le résumé ^[499]. La méthadone SC ne faisait pas monter en groupe les scores de douleur de chats non douloureux, mais certains individus dépassaient les seuils, ce qui suggère que les comportements liés aux opioïdes faussent l'évaluation ^[436]. L'ISFM énumère nausée, vomissements, reflux gastro-œsophagien, hyperthermie, dysphorie, mydriase, sédation, bradycardie vagale et dépression respiratoire avec hypercapnie modérée, les effets digestifs étant évitables par la méthadone, le fentanyl ou la buprénorphine ^[26]. Le réveil dysphorique est traité au § 9 (voir § 9).

Les vomissements dépendent de l'opioïde : ils sont fréquents après morphine et hydromorphone, surtout en IM ou en SC, minimes avec la méthadone, absents avec la buprénorphine, qui ne libère pas d'histamine, selon l'ISFM ^[26] et une revue de 2004 qui note que la voie SC de l'hydromorphone fait vomir plus que l'IV ^[494]. L'hydromorphone faisait vomir plus que l'oxymorphone chez 28 chats et 123 chiens analysés ensemble (2008), sans chiffre félin dans le résumé ^[500]. La buprénorphine déposée dans la bouche ne provoquait ni salivation ni vomissement chez 6 chattes (2003), d'après le résumé ^[501]. La péthidine ferait rarement vomir, affirmation fondée sur une étude de 1954 que nous n'avons pas lue, et ne se donne qu'en IM ou en SC, l'IV pouvant exciter ^[494]. La buprénorphine illustre une contradiction. L'ISFM écrit qu'elle ne provoque ni vomissement ni nausée ^[26], une revue critique de 2014 que vomissements, nausée, dysphorie ou hyperthermie sont rares ^[502]. Elle n'empêchait pourtant pas 11/19 chats de vomir sous dexmédétomidine ^[421], et à palier élevé l'hyperthermie postopératoire touchait plus de la moitié des chattes, à au moins un temps de mesure, dans une série rétrospective et un essai randomisé américains, ce dernier connu par son seul résumé (voir § 10) ^{[185, 184]}. Hydromorphone, morphine, buprénorphine et butorphanol élevaient tous la température, de façon modérée (moins de 40,1 °C) et spontanément résolutive, chez 8 chats américains suivis par thermistor (2010), d'après le résumé ^[503].

Le choix de l'opioïde de prémédication engage l'analgésie postopératoire (voir § 8). Un essai multicentrique britannique de 153 chats (2010), avec l'acépromazine, trouvait à 24 heures un score de douleur nul chez 83 % des chats sous buprénorphine contre 63 % sous butorphanol, d'après le résumé ^[504]. Dans le protocole dit QUAD (kétamine, midazolam, médétomidine et opioïde IM), 18/60 chattes sous méthadone contre 29/60 sous buprénorphine ont reçu un secours (30 contre 48 %, notre calcul), au Royaume-Uni (2019), d'après le résumé ^[505]. Méthadone racémique et lévométhadone étaient efficaces après ovariectomie sans effet comportemental, respiratoire ni cardiovasculaire, chez 76 chattes opérées analysées sur 90 chats de clientèle suisses (2004). Le dextromoramide était inefficace, avec 14/19 chattes douloureuses contre 16/18 sous placebo, d'après le résumé ^[506]. Avec l'acépromazine, la buprénorphine donnait une douleur plus basse que la morphine à 60, 120 et 180 minutes chez 32 chats britanniques (2002) ^[507], et le besoin de secours était moindre avec le kétoprofène, puis la buprénorphine, puis la péthidine, chez 60 chattes (1998), d'après les résumés ^[508]. Si l'acte devient plus douloureux que prévu, un opioïde faible donné en prémédication peut réduire l'efficacité d'un agoniste μ pur, selon Simon et Steagall ^[108]. Pour défaire en partie l'hydromorphone, le butorphanol préservait mieux l'antinociception que la naloxone chez 7 chattes américaines analysées (2019), d'après le résumé ^[509].

L'anesthésie sans opioïde est une réponse aux pénuries, sur une littérature féline maigre selon l'ISFM ^[26]. Kétamine-midazolam-dexmédétomidine IM nécessitait un secours chez 0/13 chattes avec buprénorphine contre 5/14 sans, dans un essai canadien de 27 chattes analysées (2022), d'après le résumé ^[510]. Le même protocole sans opioïde, chez 23 chattes (Canada et Viêt Nam, 2020), demandait un secours chez 6/10 et 7/13 selon le palier de kétamine, chez 2/8 chatons contre 11/15 adultes, avec tachypnée (7/10 et 9/13) et désaturation (3/10 et 4/13) comme complications les plus fréquentes, d'après le résumé ^[511]. Chez 29 chatonnes canadiennes (2023), le secours concernait 15/15 chatonnes sans analgésie multimodale contre 1/14 avec méloxicam et bupivacaïne intrapéritonéale, d'après le résumé ^[119]. Une thèse nantaise (2022) analysant les cas du CAPAE-Ouest chez le chien et le chat relève que les effets indésirables des morphiniques touchent surtout l'état général et le système nerveux, le danger vital venant de l'atteinte respiratoire, sans chiffre dans le résumé ^[512]. Seuls la méthadone, la buprénorphine injectable et le butorphanol ont une spécialité féline en France, la buprénorphine avec la seule indication d'analgésie postopératoire (voir § 12).

Kétamine, alfaxalone, tilétamine-zolazépam par voie intramusculaire

Leur usage à l'induction et à l'entretien relève du § 5 (voir § 5). Seuls leurs effets en sédation ou en prémédication sont décrits ici.

Kétamine. Un myorelaxant, midazolam ou alpha-2, lui est toujours associé dans la revue de Simon et Steagall, pour prévenir rigidité, crises convulsives et hypersalivation. Ils signalent la douleur de l'injection IM liée à son pH acide, un risque d'inhalation qui persiste malgré un réflexe de déglutition conservé, et l'écartent dans la cardiomyopathie hypertrophique ou les tachyarythmies ^[108]. Le phénomène d'émergence, dysphorie au réveil, ne s'observerait pas en routine aux doses subanesthésiques ^[108]. Certains libellés français autorisent pourtant la kétamine seule chez le chat, d'autres l'excluent (voir § 12). Des quatre associations IM comparées chez 6 chats allemands, kétamine-dexmédétomidine donnait la sédation la plus forte et le réveil de meilleure qualité, midazolam-butorphanol-kétamine une sédation acceptable avec des modifications cardiovasculaires minimes ^[398]. Ajoutée à dexmédétomidine-butorphanol chez 50 chats brésiliens (2015, essai randomisé), la kétamine allongeait la sédation sans effet hématologique notable ^[442], et Simon et Steagall en déduisent qu'elle double à peu près la durée d'action pour une prise de sang sans changer le score de sédation ^[108]. Une petite dose de kétamine ajoutée à alfaxalone-méthadone IM faisait passer la sédation de légère à adéquate (score de 4 contre 0,5 à 5 minutes, de 4 contre 2 à 15 minutes) sans modification échocardiographique cliniquement significative, chez 21 chats italiens analysés sur 24 (2020), d'après le résumé ^[513]. Avec la médétomidine, la S-kétamine, à dose plus faible que la forme racémique, donnait des réveils plus rapides, avec une tendance à moins de modifications du comportement à 60 minutes chez les chats laissés tranquilles, chez 20 chats mâles suisses (2008), d'après le résumé ^[514]. La xylazine prolonge l'anesthésie à la kétamine et retarde sa transformation en norkétamine, moins de 2,6 % de la dose (kétamine et norkétamine) étant excrétée dans l'urine pendant les 90 premières minutes chez les 10 chats prémédiqués à la xylazine, selon une étude britannique de 18 chats (1983), d'après le résumé ^[515]. Après une induction IM contenant de la kétamine, la sous-échelle psychomotrice de l'échelle de douleur UNESP-Botucatu montait, avec 6 chats au-dessus du seuil d'intervention sous kétamine, alors que sur la sous-échelle d'expression de la douleur un chat de chaque groupe l'a franchi, chez 11 chats canadiens (2016). Cet effet de confusion peut, selon les auteurs, faire donner un secours analgésique à tort, d'après le résumé (voir § 8) ^[516]. Par la bouche, avant euthanasie, la kétamine seule ne mettait qu'un chat sur 9 en décubitus sternal, les 8 autres restant en sédation légère à modérée, alors que détomidine-kétamine au palier élevé couchait 9/9 chats en décubitus latéral (États-Unis, 1998), d'après le résumé ^[517].

Alfaxalone. L'AAHA la décrit efficace en IM pour une sédation profonde et brève chez le chat et le petit chien ^[20]. La seule spécialité autorisée en France l'est par voie IV, et l'usage IM ou SC sort des termes de son AMM (voir § 12). Hypoventilation, ataxie, excitation et hyperréactivité au réveil aux paliers élevés figurent dans la revue de 2020, avec des volumes IM importants, des réactions violentes à l'injection au palier le plus élevé et des réveils décrits par certaines études comme agités, avec pédalage, tremblements et déambulation dans la cage ^[108]. Une étude japonaise de 6 chats (2015), lue en partie, mesure ces effets palier par palier. Les tremblements transitoires touchaient 2/6, 4/6, 6/6 et 6/6 chats du palier IM le plus faible au plus élevé, et 5/6 après IV. L'opisthotonos concernait 1/6, 4/6 et 3/6 chats aux trois paliers IM supérieurs et 3/6 après IV, l'ataxie tous les chats à partir du deuxième palier. Une hypotension sous 60 mmHg est survenue chez un chat au palier IM le plus élevé et chez un chat après IV, avec un vomissement et un pédalage chez 4 chats sur 6 au palier IM le plus élevé ^[518]. Après dexmédétomidine avec ou sans hydromorphone, l'alfaxalone IM laissait les paramètres cardiorespiratoires stables chez 12 chats américains (2013), mais le réveil était prolongé, avec excitation, ataxie et hyperréactivité chez tous (12/12). Les auteurs ne recommandent pas cette voie pour l'anesthésie ^[519]. Au Royaume-Uni (2017, essai randomisé en aveugle de 38 chats), alfaxalone-butorphanol IM sédatait mieux au palier élevé, avec de l'alfaxalone supplémentaire chez 11 chats au palier faible contre 2 au palier élevé, un besoin d'oxygène chez 7 chats et un réveil complet en 81,8 ± 24,3 contre 126,6 ± 33,3 minutes. Les contractions musculaires étaient l'événement indésirable le plus fréquent, et les auteurs recommandent de surveiller la SpO2, d'après le résumé ^[520]. Un travail belgo-espagnol publié en deux articles et une thèse décrit l'alfaxalone IM seule comme une sédation profonde, cardiorespiratoire stable, et l'association avec la dexmédétomidine comme une anesthésie générale, avec fréquence plus basse, pression systolique plus élevée, SpO2 parfois basse, quelques hyperkinésies et vomissements au réveil, d'après les résumés ^{[521, 522]}. La biodisponibilité IM y atteignait 94,7 ± 19,8 %, avec une hyperkinésie au réveil chez un chat de chaque groupe, d'après le résumé ^[523]. Pour la même expérience, l'article de pharmacocinétique compte 6 chats et la thèse 5 ^{[523, 522]}.

Les réveils ne sont pas toujours agités. Alfaxalone-butorphanol IM donnait une sédation rapide, profonde et brève, un décubitus latéral de 36,3 ± 4,37 minutes et un réveil calme et rapide chez les 10 chats de clientèle d'une étude lyonnaise (2015), d'après le résumé ^[524]. La recherche par étapes de l'association dexmédétomidine-alfaxalone-butorphanol IM la plus adaptée pour actes mineurs, chez 120 chats (Suisse et Royaume-Uni, 2016), n'a relevé d'effet indésirable avec aucune des associations testées, d'après le résumé ^[525]. Une prémédication médétomidine-butorphanol à palier faible permettait chez 5 chats japonais (2026) une anesthésie suffisante avec moins d'alfaxalone IM, sans réveil prolongé ni agité, avec une SpO2 transitoirement sous 93 % aux paliers élevés d'alfaxalone. Les auteurs la réservent aux chats jeunes et sains, d'après le résumé ^[424]. En face, une thèse d'Alfort (2017) a observé des comportements paradoxaux chez 49 des 60 chats recevant de l'alfaxalone IM, avec ou sans méthadone, ou de la dexmédétomidine-méthadone, dont 21 réactions potentiellement agressives (81,7 et 35 %, notre calcul), les auteurs évoquant le contexte d'un hôpital d'enseignement ^[481]. Avec la morphine en IM, la rigidité musculaire et l'hyperextension du cou étaient les complications les plus fréquentes chez des chattes ASA I espagnoles (2013), sans complication grave, effectif non donné dans le résumé ^[526]. L'essai sur les chats hyperthyroïdiens, où 41/60 chats ont présenté des contractions musculaires, est détaillé avec les benzodiazépines ^[469]. Par voie IV après buprénorphine, chez 20 chats ASA 1 à 4 à Hanovre (2012), le réveil était calme chez la majorité, avec chez quelques animaux des signes légers d'hyperexcitabilité (tremblements, opisthotonos bref, hyperacousie) et une fréquence cardiaque au-delà de 190/min en début d'anesthésie, d'après le résumé anglais ^[527]. Le palier, l'association et l'échelle employée diffèrent entre ces études. Par voie SC, alfaxalone-butorphanol sédatait au maximum à 45 minutes chez 20 chats hyperthyroïdiens australiens (2013), en abaissant fréquence respiratoire et pressions artérielles à 15 et 30 minutes, et les auteurs demandent de surveiller la pression, d'après le résumé ^[528]. Pour le don de sang, chez 6 chats américains (2018), alfaxalone-butorphanol IM n'a pas provoqué d'hypotension, malgré une baisse de la pression, pour un décubitus médian de 53 minutes, d'après le résumé ^[529]. Face à dexmédétomidine-butorphanol chez 10 chats donneurs (2019), sédation et facilité de ponction étaient semblables, la myorelaxation meilleure avec la dexmédétomidine, qui a fait vomir un chat, d'après les résumés ^[530]. L'alfaxalone seule avait peu d'effets échocardiographiques chez 7 chats sud-coréens, tremblements et contractions étant plus fréquents avec l'association acépromazine-alfaxalone, et tous les chats étaient ataxiques au réveil ^[370].

Kétamine ou alfaxalone. Avec dexmédétomidine-butorphanol IM, chez 32 chats de clientèle castrés à Nantes (2017), la kétamine abaissait davantage la fréquence respiratoire à 10 et 15 minutes (28 contre 43/min), demandait plus de réinjections, laissait plus d'ataxie à 120 minutes et un réveil moins bon à 60 minutes. L'extubation était plus tardive avec l'alfaxalone (62 ± 14,6 contre 45,1 ± 7,4 minutes), pour un réveil plus long mais de meilleure qualité ^[531]. À Alfort (2017, essai randomisé de 44 chattes), dexmédétomidine-méthadone avec alfaxalone ou kétamine donnait une anesthésie et une analgésie comparables et un meilleur réveil avec l'alfaxalone (p = 0,002), d'après le résumé ^[532]. Chez 9 chats américains (2018), la sédation durait moins avec l'alfaxalone (90,7 ± 15,1 contre 147,0 ± 47,8 minutes), la PaO2 était plus basse avec la kétamine, et les auteurs demandent d'oxygéner tout chat sédaté, d'après le résumé ^[110]. Chez 18 chattes errantes italiennes non coopératives (2023), kétamine-méthadone avec dexmédétomidine ou alfaxalone sédatait autant et permettait autant la pose du cathéter. L'échographie était plus facile avec la dexmédétomidine, qui agrandissait pourtant les diamètres atriaux et ralentissait les flux atriaux, et les auteurs recommandent l'alfaxalone pour une échocardiographie fiable, d'après le résumé ^[533]. L'avantage de l'alfaxalone sur la kétamine avec méthadone-midazolam figure avec les benzodiazépines ^[468].

Tilétamine-zolazépam. L'AAFP préfère la voie IM, la voie IV produisant une sédation profonde ou une anesthésie, et note une meilleure sédation avec un opioïde, éventuellement un alpha-2 ^[11]. Une revue narrative de 2026, dont un auteur appartient à Virbac, fabricant de la spécialité, décrit en monothérapie rigidité musculaire, hypersalivation et tremblements dépendants de la dose. Elle réserve l'association au chat sain, l'écarte dans les maladies cardiorespiratoires (cardiomyopathie hypertrophique, hyperthyroïdie, œdème pulmonaire), signale un réveil prolongé en cas d'insuffisance hépatique ou rénale et déconseille l'atropine contre l'hypersalivation ^[534]. Stimulation sympathique, rigidité, myoclonies, salivation, dépression respiratoire et réveil prolongé sont relevés par Simon et Steagall, qui l'écartent aussi dans la cardiomyopathie hypertrophique ^[108]. Une revue polonaise de 2021 juge la littérature assez rare, les effets indésirables strictement dépendants de la dose, et liste ses contre-indications : épilepsie, traumatisme crânien, plaie oculaire perforante, cardiomyopathie hypertrophique, arythmies, hyperthyroïdie, insuffisance pancréatique ou rénale, d'après le résumé ^[535]. Chez 264 chats allemands (1994), réduire la dose ne supprimait pas les effets secondaires mais en réduisait nettement la gravité et la durée, d'après le résumé anglais ^[536]. Donnée à palier faible avec la méthadone, elle sédatait plus que l'acépromazine, mais abaissait après induction la fréquence respiratoire, élevait l'ETCO2 et retardait la station debout ^[374]. Par voie buccale chez 7 chats argentins (2020), aucun ne vomissait, l'hypersalivation touchait 0/7 chats au palier faible et 3/7 au palier élevé, la SpO2 ne passait jamais sous 95 %, et pression et fréquence respiratoire baissaient au palier élevé, d'après le résumé ^[537]. Associée au butorphanol avec ou sans médétomidine chez 7 chats américains (2007), elle permettait l'intubation en 5 minutes, mais la SpO2 passait sous 90 % au moins une fois dans les trois groupes entre 5 et 15 minutes ^[449]. En IV à très petite dose, les gestes étaient plus faciles mais le réveil prolongé (thèse toulousaine de 2008) ^[472]. Sur des chats instrumentés (1988), la tilétamine-zolazépam IV abaissait les pressions à une minute avant de les porter au-dessus de la base, réduisait brièvement le débit aux paliers moyen et élevé et causait une acidose respiratoire au palier le plus élevé, les auteurs la jugeant relativement sûre, d'après le résumé ^[538]. Elle ne modifiait pas la pression intraoculaire en IN ni en IM chez 8 chats turcs (2016), d'après le résumé ^[539]. En refuge, une revue américaine de 2010 juge que l'association tilétamine-zolazépam, dexmédétomidine et opioïde répond aux critères d'un protocole de refuge : immobilisation rapide, 30 à 45 minutes d'anesthésie, antagonistes disponibles, d'après le résumé ^[540].

Associations

Les recommandations décrivent des familles d'associations sans les imposer. L'AAFP cite opioïde et dexmédétomidine, opioïde et alfaxalone, opioïde, dexmédétomidine et kétamine, dont l'effet résiduel reste minime une fois l'opioïde et la dexmédétomidine antagonisés, opioïde et acépromazine, opioïde, dexmédétomidine et midazolam, toutes trois antagonisables, enfin opioïde, dexmédétomidine et alfaxalone, qui peut anesthésier au haut de la fourchette ^[11]. L'AAFP/ISFM reprend ces familles pour le chat dit protecteur, avec des réserves : vomissement possible avec la dexmédétomidine, gros volume injecté avec l'alfaxalone, butorphanol suffisant pour des gestes minimes seulement ^[68]. Elle propose, pour les chats émotionnellement difficiles, médétomidine, opioïde et kétamine chez le chat ASA I ou II, alfaxalone, butorphanol et midazolam IM chez le chat à cardiopathie non déterminée ou hyperthyroïdien, alfaxalone-butorphanol SC, de l'oxygène au masque pendant la sédation, le but étant de poser un cathéter IV ^[68]. Elle note qu'une réduction des doses de 25 à 50 % peut être envisagée si de la gabapentine ou de la trazodone ont été données avant la visite ^[68]. Dexmédétomidine-butorphanol est une association populaire, d'installation rapide (environ 5 minutes), et dexmédétomidine-buprénorphine analgésie mieux, d'après la revue de 2020 ^[108].

En chirurgie programmée, les associations à trois ou quatre molécules sont les mieux étudiées. Chez 100 chattes britanniques (2012, essai randomisé), midazolam-médétomidine-kétamine avec buprénorphine ou butorphanol et un anti-inflammatoire laissait des scores de douleur tous bas, la médétomidine n'étant pas antagonisée, d'après le résumé ^[541]. Médétomidine avec méthadone ou buprénorphine puis alfaxalone IM donnait de bonnes conditions d'anesthésie sans secours analgésique chez 41 chattes analysées sur 51 (Royaume-Uni, 2020), d'après le résumé ^[542]. En Afrique du Sud (2014, 30 chats castrés), médétomidine-kétamine IM avec ou sans morphine ou tramadol a nécessité de l'isoflurane chez 3 ou 4 chats par groupe et de l'alfaxalone pour intuber deux chats. La PaO2 moyenne de 66 ± 2 mmHg était basse et les auteurs conseillent l'oxygène, d'après le résumé ^[543]. Sans machine d'anesthésie, dans la clinique itinérante américaine déjà citée, dexmédétomidine-kétamine-hydromorphone IM a nécessité un complément chez moins de 25 % des 48 chats, tous sortis vivants ^[453]. Avant la puberté, chez des chatons belges (2015), les protocoles IM donnaient une meilleure anesthésie et moins d'effets indésirables que la variante par voie buccale, d'après le résumé (voir § 11) ^[155]. Dès 1989, médétomidine-kétamine procurait chez 295 chats une bonne anesthésie de 20 à 40 minutes et un réveil calme ^[386].

Le travail munichois sur midazolam-médétomidine-kétamine IM chez 18 chats de dentisterie compare trois paliers ^{[450, 451]}. Sur ses 122 anesthésies, la durée moyenne était de 30 ± 15, 45 ± 19 et 68 ± 28 minutes, l'intubation possible dans plus de 64 % des cas, la fréquence respiratoire baissait et la pression diastolique montait avec le palier. Les auteurs écartent le palier le plus faible, dont l'induction longue s'accompagnait parfois d'excitation ^[450].

Les programmes de capture et de stérilisation fournissent les plus gros effectifs. En Floride (1996 à 2000), l'association tilétamine-zolazépam-kétamine-xylazine (TKX), injectée en IM dans la cage-piège, a suffi en dose unique chez 4 584 des 5 766 chats qui avaient reçu la dose complète (79,5 %) ^[462]. Sur les 7 502 chats errants de ce programme, 26 sont morts (0,35 %), dont 17 (0,23 %) de causes attribuées à l'anesthésie (voir § 2) ^[462]. Chez 89 chats errants opérés sans intubation, à l'air (États-Unis, 2004), le TKX couchait les chats en 4 ± 1 minutes et suffisait chez 92 %. La SpO2 moyenne était de 92 ± 3 % chez les mâles et 90 ± 4 % chez les femelles, sous 90 % au moins une fois chez la plupart, et la température des femelles atteignait 36,6 ± 0,8 °C à l'antagonisation ^[463]. Le décubitus sternal revenait 72 ± 42 minutes après la yohimbine, et 108 ± 24 minutes chez les 7 chats réinjectés (8 %) ^[463]. À Séoul (2017 à 2022), sur 1 261 chats errants anesthésiés par une association zolazépam-tilétamine-kétamine-xylazine, 275 (21,8 %) ont reçu des doses supplémentaires et 4 (0,3 %) sont morts dans les 72 heures suivant l'intervention. Le réveil après yohimbine prenait 31 ± 22 minutes chez les mâles et 20 ± 17 chez les femelles ^[149]. En Suisse, médétomidine-kétamine-butorphanol IM sans oxygène laissait hypoxémiques (SpO2 < 90 %) 52 ± 10 % des 222 chattes errantes au départ et encore 27 ± 3 % à la fin, quelle que soit la position, la pression intraoculaire étant plus élevée en Trendelenburg (2020, essai randomisé), d'après le résumé ^[109]. Le même protocole, chez 192 chattes (2024), donnait 33 % de désaturations sévères à l'air, toutes corrigées par l'oxygène pendant l'intervention, contre 29 % de chattes hypoxémiques en fin d'intervention sans oxygène, d'après le résumé ^[544].

Pour la sédation simple, l'étude allemande croisée classe les quatre associations IM de la moins à la plus sédative : midazolam-butorphanol, sans sédation, puis midazolam-butorphanol-kétamine, midazolam-butorphanol-dexmédétomidine, enfin kétamine-dexmédétomidine. Les deux associations à la dexmédétomidine dépriment le plus le cœur ^[398]. Dans l'essai canadien de 30 chats de clientèle, méthadone-midazolam-alfaxalone sédatait plus que méthadone-acépromazine et méthadone-dexmédétomidine, l'hématocrite baissant avec les trois ^[382].

Gabapentine, prégabaline, trazodone

Les essais d'anxiolyse avant la visite (transport, examen, coopération) relèvent de la préparation (voir § 3). Seuls sont repris ici leurs effets sur la sédation, les besoins en anesthésiques, la pression artérielle et les effets indésirables. Pour la gabapentine, les recommandations AAFP/ISFM de 2022 listent sédation, ataxie, et plus rarement salivation et vomissement, et pour la trazodone, aux preuves plus minces, une sédation, en conseillant de l'associer à la gabapentine si nécessaire ^[68]. Elles demandent des doses plus basses chez l'insuffisant rénal, l'élimination étant rénale, de garder le chat à l'intérieur au moins huit heures à cause de l'ataxie, jugent la gabapentine sûre chez le chat malade, hyperthyroïdien compris, en raison d'effets cardiovasculaires minimes, et admettent ces anxiolytiques avant une anesthésie générale ^[68]. L'AAFP mentionne l'usage de la gabapentine avant la visite ^[11], l'AAHA écrit que gabapentine et trazodone sont couramment employées à cette fin ^[20].

Leur effet sur la sédation et sur la dose d'induction est discordant. Donnée avant la dexmédétomidine chez 40 chats mâles brésiliens (2026), la gabapentine augmentait la sédation et réduisait le propofol d'environ 42 % par rapport aux témoins en cage standard (notre calcul). Un environnement de chatterie aménagé augmentait aussi la sédation, sans effet additif avec la gabapentine, d'après le résumé ^[545]. Avant acépromazine-buprénorphine, en Grèce, la réduction n'était que de 20 %, non significative ^[346]. Avant acépromazine-méthadone, chez 34 chats brésiliens (2024), le score descriptif montait un peu (4 contre 2, p = 0,028) sans différence à l'échelle visuelle, la sédation restait légère dans les deux groupes, le propofol ne changeait pas, et les auteurs concluent à l'absence d'influence cliniquement significative, d'après le résumé ^[378]. Chez 34 chattes de refuge américaines (2026, essai contre placebo), la gabapentine donnée deux à quatre heures avant l'ovariohystérectomie ne modifiait ni le stress, ni la sédation, ni la manipulation, ni la douleur périopératoires, d'après le résumé ^[546]. Un programme iranien de stérilisation à haut volume trouve l'inverse sur les besoins (2025, étude rétrospective, groupes non tirés au sort, d'après le résumé) : les 233 chats sur 573 (40,7 %) qui avaient reçu de la gabapentine avant une anesthésie entièrement injectable demandaient moins d'anesthésiques ^[74]. La saturation y était plus basse, avec plus de chattes sous 90 %, dans le groupe qui n'en avait pas reçu, et l'apnée transitoire restait la complication la plus fréquente. Une heure après la prise, chez 21 chats donneurs de sang canadiens (2024), la trazodone seule et l'association trazodone-gabapentine sédataient significativement, pas la gabapentine seule au palier testé, sans effet indésirable évident, d'après le résumé ^[348]. L'ajout de gabapentine n'approfondissait pas la sédation de 6 chats mâles (2023), et la biodisponibilité orale de la trazodone passait de 54,9 % (7 à 96 %) seule à 17,2 % (11 à 25 %) avec elle, d'après le résumé ^[547]. Au Brésil (2025, 8 chats), l'association trazodone-gabapentine sédatait le plus mais provoquait de brèves réactions d'excitation chez 3/8 chats, contre 1/8 sous trazodone seule, la trazodone abaissant fréquence respiratoire et pression systolique, d'après le résumé ^[548]. La trazodone donnait, chez 8 chats chinois (2025), une sédation légère sans myorelaxation ni analgésie et abaissait la pression systolique de 22 ± 7 mmHg au palier élevé à 150 minutes, dans les valeurs usuelles, sans effet échocardiographique, d'après le résumé ^[549]. Chez 12 chats de clientèle américains (2019), un effet sédatif était observé et elle abaissait la pression systolique (p = 0,001) sans modifier fréquence ni échocardiographie, d'après le résumé ^[355]. Chez 32 chats insuffisants rénaux australiens (2026), gabapentine orale, butorphanol-midazolam IM puis alfaxalone IV permettaient l'échographie sans modifier SDMA ni créatinine, le seul effet indésirable étant une sédation prolongée chez quelques chats, d'après le résumé ^[550].

L'effet sur la pression artérielle oppose une revue à un essai. La revue systématique italienne de 2025 (20 articles retenus sur 543) conclut à un effet anxiolytique de la gabapentine sans modification cardiovasculaire, échocardiographique ni hémodynamique ^[30], et l'AAFP/ISFM parle d'effets cardiovasculaires minimes ^[68]. Un essai croisé américain en aveugle contre placebo (2024, 29 chats, dont 13 insuffisants rénaux) trouvait trois heures après la gabapentine une pression systolique médiane de 122 contre 150 mmHg (p = 0,001), la baisse médiane par chat étant de 12 mmHg chez les chats sains comme chez les insuffisants rénaux, d'après le résumé ^[551]. Chez 75 chats brésiliens (2022, essai en double aveugle contre placebo), la gabapentine ou la mélatonine avant une évaluation cardiaque amélioraient la coopération sans fausser les indices systoliques échocardiographiques, une sédation légère apparaissant chez 7 chats sous gabapentine et 1 sous mélatonine, d'après le résumé ^[552].

Trois essais lus en résumé portent sur la prégabaline depuis 2024. Elle donnait une sédation légère à modérée et abaissait la pression systolique aux deux paliers les plus élevés, rarement au palier faible, chez 8 chats chinois sains (essai croisé, 2024) ^[553]. La même année et dans le même pays, elle réduisait la MAC de l'isoflurane sans modifier les paramètres physiologiques (voir § 5) ^[554]. Ajoutée à un protocole multimodal chez 54 chattes stérilisées en Italie (2026, essai randomisé contre placebo, 27 chattes par groupe d'après le texte intégral, les scores des deux groupes restant sous le seuil d'analgésie de secours), la prégabaline donnée à la maison avant l'admission augmentait la sédation et abaissait les scores de douleur à toutes les mesures du réveil, Glasgow courte et grimace féline, jusqu'à 60 minutes, sans différence des paramètres physiologiques ^[73]. Ce suivi s'arrête à une heure et ne porte que sur un protocole. Les deux essais croisés ne mesurent pas la pression dans les mêmes conditions, chat vigile pour l'un, chat sous isoflurane pour l'autre, ce qui peut expliquer qu'une baisse de la systolique n'apparaisse que chez le chat vigile ^{[553, 554]}. Quant à l'effet sur la douleur, il est repris avec les adjuvants de l'analgésie (voir § 8).

Selon la population, les effets indésirables varient. Au stade IRIS 2 ou 3 de l'insuffisance rénale, les concentrations sériques de gabapentine sont plus élevées à dose égale et corrélées à la créatinine et à la SDMA, ce que les auteurs donnent comme argument pour réduire la dose, d'après le résumé d'une étude de 5 chats sains et 25 insuffisants rénaux (États-Unis, 2022) ^[555]. Deux chats insuffisants rénaux de stade 2, aux antécédents de crises, ont présenté des myoclonies présumées dues à la gabapentine (2024), d'après le résumé ^[556]. Quarante-deux chats phobiques des soins ont été recrutés pour un essai croisé français en double aveugle (2025), publié aussi en thèse, et 35 ont terminé le protocole. Des effets indésirables sont notés chez 42 % des chats dans les résultats et 33 % dans la discussion du même article (sédation légère, ataxie, appétit accru) ^{[557, 558]}. La thèse correspondante n'a été lue qu'en résumé. Une thèse toulousaine (2021, 6 chats) n'en observait aucun, le comportement étant amélioré ou inchangé, d'après le résumé ^[344]. Chez 53 chats errants en cage-piège (États-Unis, 2018), la gabapentine ne donnait aucune sédation mesurable à trois heures, et 4 chats salivaient abondamment, tous groupes confondus, d'après le résumé ^[343]. L'ANSES a publié en 2025 le cas de pharmacovigilance d'une chatte birmane de 15 ans à qui son propriétaire avait donné, avant un voyage, près du double de la dose usuelle de prégabaline : en moins d'une heure, vocalises, agressivité, spasmes, chutes et forte hausse de l'appétit, d'après le résumé ^[559].

Les synthèses restent prudentes. Portant sur 40 articles (dont 21 sur la gabapentine anxiolytique et 5 sur la prégabaline), une revue systématique mexicaine (2025) conclut à la validité des deux molécules tout en demandant d'autres essais, d'après le résumé ^[345]. La synthèse de RCVS Knowledge (2025) juge faible la preuve en faveur de la trazodone avant la visite. Elle repose notamment sur l'essai croisé de 10 chats, où 9/10 étaient anxieux sous placebo contre 3/10 sous trazodone, un chat devenant plus craintif et plus vocal sous trazodone ^{[356, 560]}. L'appétence, l'absorption variable, l'hypersalivation et les vomissements limitent souvent la voie orale, relève une revue de la portée australienne (2026, 37 études de 1908 à 2024), d'après le résumé ^[561]. Quatre médicaments disposent de données pour l'anxiété de la visite, selon une revue canadienne de 2021 : gabapentine, trazodone, dexmédétomidine par voie buccale et alprazolam ^[367]. Une thèse lyonnaise de 2023 juge la gabapentine réellement indiquée dans l'anxiété et son intérêt analgésique plus discutable, d'après le résumé ^[562]. La prégabaline dispose d'une spécialité féline (BONQAT), la gabapentine d'aucune spécialité vétérinaire, la trazodone d'aucune spécialité vétérinaire ni humaine en France (voir § 12).

Voies comparées

Intramusculaire. Le muscle choisi compte. Chez 151 chats italiens, l'injection dans le supra-épineux plutôt que dans le quadriceps donnait une sédation de meilleure qualité et plus rapide, en trois minutes environ (p < 0,001) ^[479]. Face au chat protecteur, l'AAFP/ISFM propose la région lombaire, le membre postérieur ou le cou, le chat restant dans la moitié inférieure de sa caisse ^[68]. L'AAHA situe l'IM ou la SC pour un effet bien avant l'induction et l'IV juste avant l'anesthésie, pour l'épargne immédiate d'inducteur ^[20]. L'IV ne sédatait pas mieux que l'IM avec acépromazine et opioïde ^[372], mais sédatait plus vite et plus fort avec péthidine-midazolam, au prix d'une libération d'histamine ^[483].

Sous-cutanée. L'AAFP décrit une absorption et un effet imprévisibles, et certains opioïdes font plus vomir par cette voie qu'en IV ou en IM ^[11]. La buprénorphine SC laissait un secours analgésique nécessaire chez 13/25 chattes contre 6/25 en IV et 4/25 en IM (Brésil, 2010, 100 chattes), d'après le résumé ^[263], et son étude pharmacocinétique et pharmacodynamique chez 6 chats (2013) la donne moins efficace par cette voie, dont l'absorption erratique n'a pas pu être modélisée, d'après le résumé ^[563]. Cinq chats sur six vomissaient après hydromorphone SC ^[498]. Un site particulier est à l'étude. Près du point d'acupuncture GV20, sur le crâne, la dexmédétomidine-méthadone injectée en SC sédatait comme l'IM et plus régulièrement, et mieux qu'en SC interscapulaire, chez 56 chats canadiens (2025). Les vomissements touchaient 15/18 chats en SC interscapulaire, 8/18 au GV20 et 9/20 en IM. Les p rapportés (0,035 et 0,021) dépassent le seuil corrigé de 0,017 que les auteurs s'étaient fixé, si bien qu'aucune de ces différences n'est significative à leur propre seuil ^[564]. La médétomidine SC au GV20 sédatait plus vite qu'en IM à 5 et 10 minutes, dilatait davantage les pupilles et laissait la pression intraoculaire inchangée chez 16 chats mâles turcs (2026), d'après le résumé ^[565]. Au point GV1, à la base de la queue, la dexmédétomidine sédatait et ralentissait le cœur comme en IM, avec une antinociception thermique plus longue, chez 8 chattes américaines (2019), d'après le résumé ^[566].

Buccale. La technique décrite consiste à déposer la solution dans la poche jugale pour éviter qu'elle soit avalée, sans contention ^[108]. Le pH buccal du chat se situe entre 8 et 9 ^[501]. Une enquête du même travail auprès de 100 propriétaires trouvait une préférence pour des gouttes dans la bouche, d'après le résumé ^[501]. Chez 87 chattes de refuge américaines (2010, essai randomisé en aveugle), dexmédétomidine-buprénorphine sédatait moins par voie buccale qu'en IM, la kétamine étant nécessaire pour poser le cathéter chez 25 % contre 16 %, différence non significative, d'après le résumé ^[567]. À palier plus élevé, chez 6 chattes belges (2014), sédation et antinociception étaient comparables entre les deux voies ^[429], mais les concentrations maximales et les surfaces sous la courbe étaient plus basses par voie buccale (2015), d'après le résumé ^[568]. Sans buprénorphine, la dexmédétomidine avait des effets sédatifs et antinociceptifs semblables par les deux voies chez 12 chats britanniques (2009), d'après le résumé ^[428]. Un mémoire de master de São Paulo (2023, 13 chats) trouve que la solution injectable déposée dans la bouche donne une sédation légère avec peu de retentissement hémodynamique (baisse de la fréquence, du débit et de la fraction d'éjection), des vomissements chez 2/7 chats, des muqueuses buccales pâles chez 7/7 et une insuffisance valvulaire légère à modérée constatée chez 4/7 chats (aortique, dont un déjà au départ) et 5/7 (mitrale), le gel testé n'étant pas efficace ^[569]. Le butorphanol buccal n'était absorbé qu'à 37 %, pour des concentrations jugées insuffisantes (2008, 5 chats analysés sur 6), d'après le résumé ^[570]. La buprénorphine buccale imposait un secours chez 17/25 chattes contre 4/25 en IM ^[263], et la méthadone buccale sédatait plus que l'IV ^[482]. La variante buccale de la prémédication donnait chez le chaton une anesthésie moins bonne et plus d'effets indésirables que l'IM ^[155]. Tilétamine-zolazépam buccale, gel de détomidine et détomidine-kétamine orales ont été décrits avec les molécules correspondantes ^{[537, 417, 418, 517]}. Aucune forme buccale de dexmédétomidine ni de buprénorphine n'est autorisée chez le chat en France (voir § 12).

Intranasale. Toutes les données sont expérimentales ou issues de petits essais, et la voie n'a aucune autorisation en France (voir § 12). À Toulouse, une thèse de 2020 et un article de 2026 portent très probablement sur le même travail : 26 chats mâles de clientèle castrés, médétomidine IN contre IM au même palier, à ne pas additionner ^{[571, 572]}. La thèse trouve l'IN plus facile à administrer (score de 5 contre 3), une sédation plus lente (début à 15 contre 10 minutes, pic à 20 contre 10) et plus courte (73,06 ± 11,47 contre 90,6 ± 33,26 minutes), et une baisse maximale de la fréquence cardiaque de 31 ± 10 % contre 48 ± 11 %, d'après le résumé ^[571]. L'article, sur 16 chats en IN et 10 en IM, donne un score composite maximal de 14 (9 à 17) à 20 minutes contre 16 (13 à 17) à 18 minutes, une bradycardie moins marquée et plus courte, et des éternuements, déglutitions et vomissements significativement plus fréquents juste après l'IN, d'après le résumé ^[572]. Une autre thèse toulousaine (2022, 26 chats mâles) compare la dexmédétomidine IM, IN en gouttes et IN atomisée : sédation installée à 5, 10 et 15 minutes (IM, atomisation, gouttes), plus longue en IM, bradycardie et pic d'hypertension plus marqués en IM, vomissements majorés par la voie IN, d'après le résumé ^[573]. Une troisième (2022, 19 chattes, 9 en IM et 10 en IN) associe médétomidine et méthadone : sédation moins profonde et plus tardive en IN (15 contre 5 minutes), baisse de fréquence cardiaque de 38,1 ± 12,4 % contre 45,8 ± 9,5 %, pas de baisse de fréquence respiratoire en IN, plus d'effets immédiats en IN, mais douleur postopératoire plus élevée en IM, d'après le résumé ^[574]. Le volume des cavités nasales mesuré au scanner est de 9,056 ± 1,732 ml chez le mâle adulte contre 5,548 ± 1,106 ml chez la femelle adulte, et les gouttes provoquent de nombreuses déglutitions, peut-être par un volume inadapté, le produit n'atteignant pas le compartiment caudal du sinus frontal (thèse toulousaine de 2022, 26 chats et un cadavre), d'après le résumé ^[575].

Sur les vomissements, les études se contredisent. La voie IN en provoquait moins que l'IM en Chine (2025, 4/8 contre 8/8, étude croisée) ^[252]. Elle en provoquait plus dans les trois travaux toulousains ^{[573, 574, 572]} et en Thaïlande (2022, 5/8 contre 3/8) ^[412]. Pour l'étude thaïlandaise, le résumé présente cette différence comme significative (p < 0,05), alors que le p des Résultats se rapporte à la hausse de température (6/8 contre 1/8). Un test exact de Fisher sur 5/8 contre 3/8 donne p ≈ 0,62 (notre calcul) ^[412]. La même étude trouvait une sédation moindre en IN et un propofol plus élevé d'environ 57 % après IN qu'après IM (notre calcul) ^[412]. Dans l'étude chinoise, la sédation était comparable et la fraction de raccourcissement baissait par les deux voies ^[252]. Avec morphine ou tramadol, chez 24 chats thaïlandais (2023), la dexmédétomidine IN réduisait l'alfaxalone d'induction d'environ 50 et 33 % par rapport aux chats non prémédiqués (notre calcul), avec hypersalivation, vomissements et mydriase non chiffrés, d'après le résumé ^[576]. La médétomidine IN sédatait plus lentement qu'en IM (début à 9,85 ± 4,98 contre 3,85 ± 1,21 minutes), avec une meilleure SpO2, le rapport cardiothoracique augmentant par les deux voies ^[408]. Kétamine-midazolam IN sédatait aussi bien qu'en IM chez 12 chats iraniens (2015), avec une SpO2 basse avant et pendant la sédation dans les deux groupes, d'après le résumé ^[577]. Le fentanyl atteignait sa concentration maximale en 2 minutes par voie IN et en 5 minutes par voie orale chez quelques chats, et restait indétectable après un gel transdermique sur le pavillon de l'oreille ^[489]. Toutes espèces confondues, une revue systématique iranienne (2026, 110 études) décrit une sédation souvent comparable à l'IM mais plus lente et plus variable, et des réactions de défense, une mauvaise tolérance, des éternuements, des irritations nasopharyngées, une hypersalivation ou une déglutition du produit fréquemment rapportés, d'après le résumé ^[578].

Intrarectale. Dexmédétomidine-kétamine-midazolam par voie rectale, à paliers de kétamine et de midazolam plus élevés qu'en IM et à même palier de dexmédétomidine, provoquait une réaction à l'administration chez 2/10 chats contre 8/10 en IM, une sédation plus faible, une SpO2 supérieure à 95 % et un relevé plus précoce (44,9 ± 5,79 contre 57 ± 9,88 minutes) chez 20 chats italiens (2022), d'après le résumé ^[579]. La biodisponibilité de la kétamine rectale était de 43,5 %, contre 51 % en IM, dans une étude américaine de 1988, d'après le résumé ^[580].

Sédation, anesthésie générale et oxygène

La sédation est présentée par l'AAFP comme plus simple : moins de contention, voies aériennes plus faciles, pas d'agent inhalé, réveil rapide ^[11]. Deux textes la jugent moins sûre qu'il n'y paraît. Pour Simon et Steagall, elle n'est pas toujours plus sûre que l'anesthésie générale, et les facteurs de risque propres à la sédation sont rares dans la littérature, presque toujours mêlés à ceux de l'anesthésie. Une étude qu'ils citent ne trouve pas de différence significative de mortalité entre les deux (voir § 2) ^[108]. Pour sa part, l'AAHA écrit qu'une sédation lourde ne convient pas à tous les patients et pourrait même augmenter le risque de mort liée à l'anesthésie, qu'une anesthésie générale brève est préférable chez le patient âgé ou fragile, parce que moins stressante et mieux contrôlée, et que la sécurité est souvent meilleure sous anesthésie générale, même pour un acte court ^[20]. Les chiffres de mortalité ne tranchent pas, la différence brute disparaissant après ajustement (voir § 2).

La sédation apparaît au contraire protectrice chez le chat donneur de sang. Une banque de sang britannique a relevé 29 201 dons faits par 7 812 chats entre 2019 et 2023 (étude rétrospective publiée en 2024, d'après le résumé), et les effets indésirables y touchaient 0,29 % des dons, soit environ 84 selon notre calcul, et le don sans sédation multipliait leur risque par 4,4 (IC 95 % 2,5-7,9), ce qui fait écrire aux auteurs que la sédation mérite d'être envisagée pour les réduire ^[111]. En 2021, les recommandations de l'ISFM sur la transfusion notaient déjà que sédation et anesthésie générale sont devenues d'usage courant pour le don félin ^[581]. De son côté, un hôpital universitaire britannique a prélevé 13 de ses 46 dons par un cathéter céphalique, dont 8 sans aucune sédation (2026, d'après le résumé) ^[582]. La série de 2024 compare le don sédaté au don vigile, non la sédation à l'anesthésie générale.

La surveillance est le point commun des recommandations. Selon les séries que citent Simon et Steagall, 52 à 60 % des décès surviennent dans les trois heures qui suivent la fin de l'acte, alors que la thèse de CEPSAF en compte 66 sur 175, soit 37,7 %, dans ce délai, et 62 % des 106 morts postopératoires, et ils demandent une surveillance d'au moins trois heures (voir § 9) ^{[108, 92]}. L'oxymétrie de pouls pourrait, selon eux, réduire significativement le risque de mort, mais ses valeurs peuvent être faussées ou impossibles à obtenir sous alpha-2 ^[108]. L'AAFP/ISFM exige une surveillance permanente du chat sédaté et ne recommande pas les chambres d'induction, pour leurs risques cardiovasculaires, les gaz non évacués et la détresse du chat ^[68]. L'anesthésie générale avec intubation offre un meilleur contrôle des voies aériennes et une ventilation, une surveillance et une oxygénation simples pour les actes plus longs ou invasifs, et une machine d'anesthésie et de quoi intuber devraient être prêts quand la sédation est profonde, avec un risque de régurgitation et d'inhalation ^[108]. Le reflux et l'inhalation sous sédation sont traités avec les voies aériennes (voir § 6).

L'oxygène est le point le mieux documenté, et le plus constant. Après une association IM de sédatif et de kétamine ou de tilétamine-zolazépam, l'AAHA rappelle que les voies aériennes ne sont pas contrôlées rapidement, demande d'observer le chat de près pendant qu'il perd conscience et d'envisager l'oxygène ^[20]. L'AAFP/ISFM prévoit l'oxygène au masque pendant la sédation des chats difficiles ^[68], et Simon et Steagall le jugent parfois nécessaire pour prévenir ou traiter l'hypoxémie, un ballon de réanimation étant un moyen pratique de le donner ^[108]. Les auteurs d'une étude croisée de 9 chats (2018) concluent que tout chat sédaté devrait recevoir de l'oxygène, même avec l'alfaxalone, qui préservait mieux l'oxygénation que la kétamine ^[110]. Les désaturations mesurées sans oxygène sont nombreuses : SpO2 sous 90 % au moins une fois chez la plupart des 89 chats errants sous TKX ^[463], dans les trois groupes sous tilétamine-zolazépam-butorphanol avec ou sans médétomidine ^[449], chez 52 ± 10 % puis 27 ± 3 % des chattes sous médétomidine-kétamine-butorphanol ^[109], désaturation sévère chez 33 % dans la seconde étude suisse ^[544]. Sous médétomidine-kétamine, avec ou sans morphine ou tramadol, la PaO2 moyenne des trois groupes n'était que de 66 ± 2 mmHg ^[543], la désaturation touchait 3/10 et 4/13 chattes du protocole sans opioïde ^[511], la SpO2 restait basse sous kétamine-midazolam IN et IM ^[577] et descendait à 92 % en moyenne minimale sous dexmédétomidine-méthadone ^[399]. Sept des 38 chats sous alfaxalone-butorphanol IM ont eu besoin d'oxygène ^[520]. Quand l'oxygène était donné pendant l'intervention, la désaturation se corrigeait chez toutes les chattes de l'étude suisse de 2024 ^[544]. Les experts japonais jugent que les alpha-2 ne causent pas d'hypoxémie ni d'hypercapnie marquées chez le chat sain, mais que, chez le brachycéphale ou en cas d'obstruction nasale, le relâchement pharyngé peut obstruer les voies aériennes et imposer de les sécuriser ^[369].

Chat cardiopathe et obstruction dynamique

L'AAFP qualifie de controversé l'usage des alpha-2 dans la cardiomyopathie hypertrophique. Une référence portant sur la médétomidine suggère une réduction bénéfique de l'obstruction de la chambre de chasse, alors que la hausse de la post-charge pourrait réduire le débit chez le chat atteint ^[11]. Le même texte note que la dexmédétomidine modifie la taille et la fonction des cavités et peut fausser l'échocardiographie et la radiographie thoracique. Il estime que réduire le stress, prévenir la tachycardie et diminuer l'agent inhalé peut l'emporter sur les risques d'un alpha-2 à faible dose, et rappelle que le faible effet échocardiographique de l'alfaxalone-butorphanol chez le chat sain n'a pas été confirmé dans la cardiomyopathie ^[11]. D'après Simon et Steagall, la médétomidine seule atténuait les signes d'obstruction dynamique, raison pour laquelle certains vétérinaires sédatent ces chats par des associations à faible dose de médétomidine ^[108]. L'AAFP/ISFM propose, pour le chat à cardiopathie non déterminée ou hyperthyroïdien, une association sans alpha-2 (alfaxalone, butorphanol, midazolam) ^[68], et un expert japonais déconseille les alpha-2 chez le cardiopathe à régurgitation valvulaire, un autre jugeant le stade B1 de l'ACVIM d'une insuffisance mitrale peu problématique d'après son expérience ^[369]. Kétamine et tilétamine-zolazépam sont écartées dans la cardiomyopathie hypertrophique par deux revues ^{[108, 534]}.

Les études sont toutes petites et aucune ne mesure un critère clinique (mort, insuffisance cardiaque, thrombose). La médétomidine IM abaissait significativement la fréquence cardiaque, la vitesse dans la chambre de chasse et le gradient de pression chez 6 chats américains porteurs d'une obstruction dynamique (2002, avant et après). Après ajustement sur la fréquence, aucun autre indice systolique ou diastolique ne différait, et les auteurs jugent la molécule possiblement adaptée à cette sous-population, d'après le résumé ^[583]. Un essai pilote randomisé de 10 chats atteints de cardiomyopathie hypertrophique subclinique (États-Unis, 2024, 5 par groupe) donne une autre image. Pendant la sédation, alfaxalone-butorphanol-midazolam laissait les variables échocardiographiques et hémodynamiques dans les limites normales, quand dexmédétomidine-butorphanol-midazolam produisait bradycardie, index cardiaque bas et pression élevée. Sous isoflurane ensuite, les deux protocoles entraînaient un compromis hémodynamique cliniquement pertinent (pression Doppler de 72 ± 15 et 79 ± 20 mmHg, index cardiaque de 68 ± 17 et 47 ± 13 ml/min/kg), d'après le résumé ^[584]. Les deux études, de 6 et de 5 chats par groupe, ne portent pas sur la même population (obstruction dynamique contre cardiomyopathie subclinique) et ne mesurent pas les mêmes variables : elles ne se comparent pas directement.

Deux cas japonais illustrent le reste du risque. Un scottish fold de 11 ans à obstruction dynamique (gradient estimé de 62,27 mmHg), opéré d'une urétrostomie à l'université d'Hokkaido (2016), a reçu une prémédication sans alpha-2 (midazolam-fentanyl IV) puis du propofol : sa pression artérielle moyenne invasive est tombée à 36 mmHg, avec des chutes répétées d'environ 30 mmHg corrigées par l'éphédrine, et le réveil s'est fait sans excitation ^[585]. Un chat de 9 mois a présenté une insuffisance cardiaque congestive le lendemain d'une castration, avec un épaississement myocardique transitoire, un œdème pulmonaire et une troponine I élevée, guéri en 37 jours. Les auteurs rappellent que cet épaississement transitoire suit souvent un acte chirurgical ou anesthésique, et le résumé japonais ne nomme pas les médicaments employés (voir § 10) ^[586]. Une série germanophone de 1995 sur 137 chiens et 13 chats cardiopathes, dont la prémédication la plus fréquente était midazolam-oxymorphone (20 %), ne donne pas de chiffre propre au chat dans son résumé ^[333]. Quant au chat cardiaque, il est repris au § 11 (voir § 11).

Pour l'échocardiographie de dépistage chez le chat sain, la sédation n'est pas neutre. Les alpha-2 dilatent ventricules et oreillettes, abaissent la fraction de raccourcissement et font apparaître des régurgitations ^{[405, 402, 403, 404, 406]}. Les épaisseurs pariétales et le rapport oreillette gauche sur aorte restaient inchangés dans l'étude suédoise de 50 chats ^[404], alors que l'épaisseur de la paroi libre en mode TM restait modifiée deux heures après l'antagonisation dans l'étude canadienne de 14 chats ^[403]. L'alfaxalone, seule ou avec le butorphanol ou la méthadone, ne produisait pas de changement cliniquement significatif pour la plupart des mesures ^{[524, 513, 370, 587]}, y compris sur la taille du cœur et des vaisseaux pulmonaires évaluée par radiographie et échocardiographie chez 11 chats américains (2024), d'après le résumé ^[587]. Avec kétamine-méthadone, elle modifiait moins l'examen que la dexmédétomidine ^[533]. Acépromazine-butorphanol, avec ou sans kétamine, avait peu d'effets ^[379]. Sous kétamine-xylazine, une étude allemande de valeurs de référence (1996) trouvait chez 74 chats sédatés, comparés à 33 non sédatés, un diamètre de l'oreillette gauche, un diamètre ventriculaire diastolique et une fraction de raccourcissement abaissés, d'après le résumé anglais ^[588]. Trazodone, gabapentine et mélatonine ne modifiaient pas les variables échocardiographiques mesurées, les indices systoliques pour la gabapentine et la mélatonine ^{[355, 549, 552]}.

Chat agressif, protecteur ou errant

Les recommandations AAFP/ISFM de 2022 rattachent les comportements de défense surtout à la peur, à la douleur ou à la frustration, et font de l'évaluation de la douleur une étape nécessaire ^[68]. Sédater un chat protecteur réduit, selon ce texte, le risque de détresse future et protège le personnel. Le texte privilégie un anxiolytique donné avant la visite ou le report de l'acte, des molécules à faibles effets cardiovasculaires et une sédation donnée avant que l'agitation ne s'emballe, la contention chimique étant moins efficace chez un chat très excité ^[68]. Si rien n'a été donné à la maison, la gabapentine orale peut être proposée dans une friandise pendant la consultation ^[68]. Les chats errants ou communautaires ne sont pas manipulés sans sédation : caisse couverte, injection IM à l'aide d'une cage de contention ou de fourches introduites lentement, antagonisation si possible, réveil dans la caisse de retour ^[68]. L'AAFP ajoute une cachette en permanence et le transfert dans une cage-piège ou une cage de contention pour l'injection, ou une injection à travers une caisse souple en filet ^[11]. Des serviettes autour du cou et du corps plutôt que la prise par la peau du cou, une collerette pour protéger le manipulateur et des caisses ouvrant par le dessus complètent ces conseils dans la revue de 2020 ^[108]. Les doses nécessaires sont en général plus élevées chez le chat craintif ou agressif ^[20].

Les données cliniques propres à ces chats restent rares. Les 26 chats présentant une agressivité de peur d'un essai croisé français en double aveugle (2021) avaient, sous gabapentine, un score de coopération médian de 9 contre 0,5 sous placebo, comparable à celui des 29 chats témoins non agressifs, d'après le résumé (voir § 3) ^[589]. Deux associations IM à trois molécules sédataient assez les 18 chattes errantes italiennes non coopératives pour poser le cathéter ^[533]. La réaction à l'injection était moindre avec l'alfaxalone qu'avec la kétamine dans l'essai néerlandais ^[468]. La thèse d'Alfort rapporte des comportements paradoxaux chez 49/60 chats, agressifs chez 21/60, dans le contexte d'un hôpital d'enseignement ^[481]. Une administration buccale à distance a été décrite avant euthanasie pour les chats intraitables ^[517]. L'injection se fait dans la cage-piège dans les programmes de capture, avec des désaturations fréquentes sans oxygène ^{[462, 463, 149, 109, 544]}. La voie orale chez le chat difficile manque d'études de terrain, selon la revue de la portée de 2026, qui en demande, en particulier chez les chats rétifs ^[561]. La sédation des chats hyperthyroïdiens, insuffisants rénaux, très jeunes ou âgés, et des brachycéphales, est reprise avec les populations particulières (voir § 11).

5. Induction et entretien de l'anesthésie

Cette partie repose sur 132 sources : 11 lues en partie dans leur texte intégral, 118 en résumé seul, 3 connues par leur seul titre. Sauf mention contraire, une étude citée ici l'est d'après son résumé. Seize références en allemand ou en portugais s'y ajoutent, thèses pour la plupart : une lue en entier, trois en partie, onze en résumé, et une notice qui regroupe trois thèses connues par leur seule table des matières. Huit publications de 2024 à 2026, lues en résumé, complètent l'ensemble. Deux réserves pèsent sur la plupart des chiffres qui suivent. Les mesures de MAC et d'hémodynamique viennent presque toujours de 6 à 8 chats de laboratoire jeunes, sains et souvent stérilisés : elles sont précises, et muettes sur le chat âgé ou malade. Quant aux essais cliniques qui opposent alfaxalone et propofol, ils recrutent surtout de jeunes chats stérilisés, sous des prémédications qui changent d'une étude à l'autre (acépromazine, médétomidine, buprénorphine, morphine), alors que la prémédication déplace la dose d'induction, la fréquence de l'apnée et la qualité du réveil (voir § 4).

Propofol : place dans la pratique et respiration

Modulateur du récepteur GABA-A comme l'alfaxalone, le propofol donne chez le chat une induction douce au prix d'apnées fréquentes, rappelle l'introduction d'un essai japonais lu en partie ^[590]. Il domine la pratique. Entre 2017 et 2021, dans trois cliniques britanniques de première opinion, 968 des 1 015 chats anesthésiés pour une stérilisation ont été induits au propofol, 28 à la kétamine, 18 à l'alfaxalone et un seul au masque. L'entretien y a été conduit à l'isoflurane chez 954 chats et à l'alfaxalone chez 4 (série rétrospective de 1 019 chats, texte intégral lu en partie) ^[84]. Les 113 cliniques néo-zélandaises qui ont répondu en 2018, sur 440 contactées, préféraient elles aussi le propofol ou l'alfaxalone pour l'induction et l'isoflurane pour l'entretien ^[98], alors qu'en Australie, en 2001, l'alphaxalone-alphadolone tenait encore la première place chez le chat et l'halothane dominait l'entretien, sur 19 % de réponses à 4 800 questionnaires ^[591]. Cinq spécialités de propofol ont le chat parmi leurs espèces cibles en France, toutes par voie intraveineuse (voir § 12) ^{[71, 86]}.

D'une série à l'autre, la fréquence de l'apnée après propofol va de zéro à près d'un tiers selon la manière d'injecter. Conduites sans titration, les séries anciennes la décrivent comme courante. Elle était l'effet indésirable le plus fréquent d'une série multicentrique britannique de 207 chats publiée en 1989 par des auteurs liés au fabricant de l'époque ^[592]. À Tokyo en 2003, une série de 64 chats de propriétaires la dit fréquente sans la chiffrer ^[593]. Elle touchait, aux États-Unis en 2004, 3 des 10 chats de laboratoire recevant un bolus trois jours de suite, et aucun des 10 chiens ^[594]. Lors de gastroduodénoscopies à Munich, 2 chats sur 85 (2,4 %, notre calcul) ont fait un arrêt respiratoire transitoire d'une trentaine de secondes, d'après le résumé d'un article en allemand de 1993 ^[595]. Les séries récentes donnent l'inverse. Aucune apnée n'est survenue chez 38 chattes britanniques prémédiquées à l'acépromazine et induites par titration jusqu'à l'intubation (essai randomisé, 2010) ^[596], aucune non plus dans les 15 minutes suivant l'intubation chez 24 chattes australiennes d'un essai pilote en aveugle de 2017 ^[597], ni chez 6 chats japonais de laboratoire induits sans prémédication en 2021 ^[590]. Un essai suisse randomisé de 2015 en compte 2 sur 10 sous propofol, autant que sous alfaxalone ^[254]. Deux des trois séries sans apnée ont titré l'injection chez des chats prémédiqués. La troisième, sans prémédication, ne porte que sur 6 chats et relève en revanche une hypoxémie constante.

La vitesse d'injection elle-même divise deux études. Dans l'essai pilote australien, l'injection lente demandait moins de propofol que l'injection rapide (P < 0,01), sans différence de sédation ^[597]. Une dissertation de master brésilienne de 2015, menée sur 40 chats ASA I ou II selon un plan factoriel, conclut au contraire que l'injection lente entraîne davantage d'effets indésirables et un besoin plus élevé de propofol, l'injection rapide n'en produisant aucun. Combinée à un opioïde en prémédication, l'injection rapide y réduisait le besoin de 33 % par rapport à la même vitesse sans opioïde et de 38 % par rapport à l'injection lente, pourcentages donnés sans valeur absolue ni nature des effets indésirables ^[598].

L'hypoxémie est plus constante que l'apnée. Chez les 6 chats japonais respirant l'air ambiant, sans prémédication, la saturation la plus basse est tombée sous 90 % chez les 6 sous propofol (de 62 à 82 % selon le chat) et chez 4 des 6 sous alfaxalone, avec une SpO2 significativement plus basse à 5 et 10 minutes sous propofol (P = 0,014) ^[590]. Une étude réglementaire financée par le fabricant (Royaume-Uni et États-Unis, 2012, 16 chats, texte intégral lu en partie) rapporte la mort d'un chat de son étude pilote, par apnée pendant l'injection d'une dose très supérieure à la dose clinique, puis une SpO2 passée sous 90 % dans les deux groupes à chaque anesthésie des phases suivantes, et la mort d'un chat du groupe avec conservateur pendant la dernière prise de sang, que les auteurs attribuent à la contention ^[599]. L'AAFP en tire une règle générale en 2018 : tout agent d'induction peut déprimer fortement la respiration, et la préoxygénation devrait être systématique ^[11].

Propofol : pression artérielle, cœur et œil

La baisse de pression est l'effet hémodynamique le mieux documenté. Vingt chats sains brésiliens, prémédiqués à l'acépromazine et maintenus une heure sous perfusion de propofol (2004), ont vu leur fréquence cardiaque baisser à tous les temps, leur intervalle PR s'allonger et leur pression systolique diminuer. Ces effets sont jugés sans portée clinique chez le chat sain, mais à peser chez un patient qui tolérerait mal hypotension ou bradycardie ^[600]. Chez 4 chattes télémétrées recevant des doses croissantes (États-Unis, 2010, financement industriel, formulation aqueuse expérimentale), l'hypotension a été le premier et le plus fréquent des événements indésirables graves, apparus vers le double de la dose d'induction usuelle, d'où la recommandation de mesurer la pression de tout chat qui reçoit du propofol ^[601]. À l'échocardiographie, chez des chats sains prémédiqués dont le résumé ne donne pas l'effectif, la fraction de raccourcissement est passée de 47 ± 6 à 34 ± 6 % avec le propofol injecté vite et de 42 ± 6 à 36 ± 5 % avec l'association propofol et S-kétamine. La pression artérielle a baissé de 136 ± 26 à 105 ± 13 mmHg à la vitesse rapide et de 137 ± 22 à 115 ± 15 mmHg à la vitesse lente, sans changement de la fraction d'éjection, et les auteurs ne savent pas dire si les modifications de l'échocardiographie ont une portée clinique (Brésil, 2023) ^[602]. Sous anesthésie prolongée par doses supplémentaires de propofol, et non en perfusion continue, la pression artérielle moyenne de l'étude réglementaire allait de 59 à 90 mmHg sans conservateur et de 60 à 87 mmHg avec, selon le temps ^[599].

En pratique courante, l'hypotension (PAM < 60 ou PAS < 80 mmHg) a touché 22,6 % des chats de la série britannique d'après les auteurs (193 sur 857 au tableau 6, soit 22,5 %, notre calcul), associée à l'acépromazine, à une concentration maximale d'isoflurane plus élevée, à une anesthésie plus longue et à un poids plus faible ^[84]. Le propofol ayant induit 95 % de ces chats, sa part propre ne peut être séparée de celle des autres facteurs (voir § 7).

Sur l'œil, un essai israélien randomisé et masqué de 2023 (43 chats) a mesuré une hausse significative de la pression intraoculaire après induction au propofol, de 18 ± 0,6 à 20 ± 0,7 mmHg, et aucune après alfaxalone (de 18 à 19) ni après kétamine (de 17 à 16). Les auteurs appellent à la prudence chez le chat exposé à une perforation ou à un glaucome ^[603]. McIntosh, dans une thèse de Leipzig de 2013 lue en partie, ne trouve aucun effet significatif d'un complément de propofol donné à 14 chats après une association intramusculaire à base de kétamine (p = 0,42) ^[604]. Agent d'induction seul d'un côté, complément après kétamine de l'autre : les deux études ne mesurent pas la même situation, et l'écart reste ouvert.

D'autres mesures complètent le profil. Suivi au pH-mètre chez 50 chats grecs en 2001, le reflux gastro-œsophagien touchait 3 chats sur 25 sous propofol (12 %) et 4 sur 25 sous thiopental (16 %), différence non significative, avec une seule régurgitation (sous propofol) et aucune œsophagite ^[43]. Mené en Nouvelle-Zélande en 2021, un essai croisé (15 chats de laboratoire, perfusion d'une demi-heure) ne trouve aucune hausse du cortisol salivaire sous propofol par rapport aux témoins, quand l'alfaxalone l'élevait (P = 0,034 contre propofol) ^[605]. Le maropitant donné avant l'induction n'a modifié ni la dose de propofol, ni la sédation, ni les variables cardiorespiratoires de 20 chats de laboratoire américains (2026) ^[435].

Propofol en perfusion, métabolisme félin et conservateur

Le réveil s'allonge avec la durée de perfusion. Sur 6 chattes saines suivies en essai croisé randomisé (États-Unis, 2006), le délai jusqu'à une marche sans ataxie atteignait 148 ± 40 minutes après 150 minutes de perfusion, contre 80 ± 15 minutes après une induction seule et 74 ± 26 minutes après 30 minutes de perfusion, la différence n'étant significative que pour la perfusion la plus longue. Une dépression respiratoire modérée et une baisse de l'hématocrite et des protéines totales accompagnaient l'anesthésie ^[606]. L'AAFP reprend ce résultat en 2018 : conjugué au glucuronide dans le foie, le propofol laisse un délai d'extubation inchangé aux faibles débits mais un réveil complet retardé après les perfusions longues, et la recommandation propose de limiter les perfusions de propofol à moins de 30 minutes ^[11]. Les séries d'anesthésies brèves ne rencontrent pas ce problème. Les réveils (chat alerte et debout) allaient de 27 à 38 minutes selon la technique dans la série britannique de 1989 ^[592], et 37 chats suisses irradiés sous anesthésies courtes répétées, d'une durée moyenne de 8,1 minutes, n'ont présenté aucun incident au réveil (2007) ^[607].

Le terrain métabolique du chat est rappelé par deux revues sans qu'aucune ne l'applique directement au propofol. Selon l'AAFP, l'absence de glucuronyl-transférase fonctionnelle prolonge la durée d'action de la morphine et de la buprénorphine ^[11]. Robertson et Taylor, en 2004, imputent au même déficit le métabolisme lent de plusieurs AINS, surtout phénoliques ^[494]. Le propofol est lui-même un phénol, rapprochement qui est le nôtre. Un métabolisme extrahépatique du propofol, dans les poumons du chat, est signalé par les auteurs de l'essai japonais d'après une référence que nous n'avons pas consultée ^[590], et la revue de Court (2013) juge encore mal comprises les causes pharmacocinétiques des réponses particulières du chat, sans donnée sur le propofol dans son résumé ^[608]. Sur le foie, une thèse brésilienne de 2011 a comparé 20 chats perfusés au propofol pendant 90 minutes ou au soluté, suivis 28 jours : quelques écarts significatifs des transaminases et des phosphatases à certains temps, aucune moyenne hors des valeurs usuelles ^[609]. Les lipides sanguins répondent vite. Les triglycérides étaient multipliés par plus de trois dès l'induction (médiane de 41 à 128 mg/dL) chez 8 chats mâles sains opérés d'une orchidectomie, anesthésiés 45 minutes au propofol en perfusion à objectif de concentration (Brésil, 2026, étude expérimentale, d'après le résumé), et dépassaient l'intervalle de référence chez 6 chats sur 8 pendant l'anesthésie, sans lien avec la dose cumulée ^[610]. Aucune conséquence clinique n'y a été mesurée, et ni le chat obèse ni le chat exposé à la lipidose n'ont été étudiés (voir § 11).

La formulation à 2 % d'alcool benzylique a fait l'objet de deux études. L'étude réglementaire de 2012, financée par le fabricant et cosignée par une consultante et une salariée de celui-ci, a soumis 8 chats par formulation à trois inductions puis à trois anesthésies prolongées à 48 heures d'intervalle, avec autopsie à 7 jours, sans écart cliniquement pertinent entre les deux formulations ^[599]. Son tableau de phase 1 montre pourtant, au troisième passage du groupe avec conservateur, un délai jusqu'à la station debout de 48 ± 13 minutes contre 33 et 36 minutes aux deux premiers, écart que les auteurs ne commentent pas ^[599]. Le dosage plasmatique de l'alcool benzylique, après une dose d'induction unique chez 6 chats (États-Unis, 2015, essai croisé), restait sous la limite de quantification à tous les temps chez 2 chats et dès 30 minutes chez les 4 autres, et les auteurs concluent à un usage prudent de cette formulation pour l'induction du chat sain ^[611]. L'AAFP l'accepte pour l'induction et l'écarte de la perfusion, par crainte d'une accumulation de l'alcool benzylique ^[11]. Le RCP français de la spécialité multidose qui contient ce conservateur la contre-indique en perfusion prolongée (voir § 12) ^[86].

Administrations répétées de propofol et corps de Heinz

Le risque hématologique des administrations répétées est détaillé avec les complications (voir § 10). Les études divergent selon le schéma. Six chats sains américains perfusés une demi-heure chaque jour (1995) ont vu leur pourcentage de corps de Heinz augmenter significativement à partir du troisième jour, sans hémolyse, avec un réveil allongé dès le deuxième jour. Les perfusions prévues ont été arrêtées en moyenne au sixième jour, 5 chats sur 6 présentant malaise, anorexie et diarrhée et 2 un œdème facial ^[612]. Trois bolus à 24 heures d'intervalle n'ont produit qu'une légère hausse des corps de Heinz chez 6 chats sur 10, jugée sans portée clinique ^[594]. Anesthésiés 12 fois en 19 jours, les 24 chats de la série suisse de radiothérapie (2007) ont présenté une baisse significative de l'hématocrite et de l'hémoglobine après 6 et 12 anesthésies, sans importance clinique selon les auteurs, avec des corps de Heinz peu nombreux ^[607]. En 2023, un essai suisse randomisé par blocs sur 39 chats irradiés 10 à 12 jours de suite, entretenus au sévoflurane, a mesuré une baisse de l'hématocrite de 2,3 ± 0,77 points entre les temps T1 et T6 et de 4,1 ± 0,78 points entre T1 et T10, corrigée trois semaines plus tard, et une hausse du score de corps de Heinz de 1,86 ± 0,616 (p = 0,013) toutes anesthésies confondues. La dose cumulée d'alfaxalone était plus faible que celle de propofol, sans effet de cette dose sur la formation des corps de Heinz à aucun temps, et les réticulocytes ont augmenté dans le groupe propofol ^[613]. À l'opposé, un rapport de cas américain de 2020 décrit chez un chat de 9 ans, après 12 inductions au propofol, une léthargie, une baisse d'appétit et une anémie à corps de Heinz (hématocrite à 22 %, référence de 24 à 45 %), remontée à 30 % une semaine après l'arrêt du propofol ^[614]. Une série zurichoise de 1996, chiens et chats mêlés, d'effectif inconnu, juge les anesthésies répétées au propofol possibles même chez le patient âgé, sans parler des corps de Heinz ^[615] : ce silence ne prouve pas l'innocuité. Au total, le risque existe, dépend de la dose cumulée et de l'individu, et n'apparaît pas dans toutes les séries.

Co-induction

Les benzodiazépines réduisent la dose de propofol. Midazolam et diazépam réduisaient tous deux la dose nécessaire à l'intubation (p < 0,001) dans un essai britannique randomisé, en aveugle et contre placebo, de 90 chats de propriétaires (2015), sans différence entre eux (p = 0,488) ni excès d'effets indésirables, et les chats les plus sédatés en demandaient le moins ^[470]. L'épargne atteint 26 % avec le midazolam dans la série suisse de radiothérapie ^[607]. Kétamine, fentanyl et midazolam réduisaient tous la dose de propofol (P < 0,05), sans changer les temps de réveil, chez 6 chats brésiliens sédatés à la dexmédétomidine (essai croisé, 2022) ^[616]. Avec la S(+)-kétamine donnée après une petite dose d'amorce de propofol, un essai brésilien de 2026 en quatre groupes sur 32 chats sains trouve la même épargne (P = 0,004), sans surcroît d'effets indésirables, au prix d'un léger retard du recentrage du globe oculaire au réveil (P = 0,008) ^[617]. La prémédication compte aussi : en première opinion britannique, la dose de propofol était plus élevée après acépromazine qu'après médétomidine (P < 0,001) ^[84]. La lidocaïne intramusculaire, en revanche, ne réduisait ni le besoin de propofol ni celui d'alfaxalone dans deux petits essais croisés d'une dissertation brésilienne de 2019 (10 puis 7 chattes), et allongeait le réveil après propofol, de 26,0 ± 9,25 à 39,5 ± 9,25 minutes ^[618]. L'AAFP note qu'une co-induction au midazolam ou à la kétamine réduit la dose de propofol, et au midazolam celle d'alfaxalone, sans citer de source pour cette dernière dans le passage lu ^[11]. Les essais chiffrés de co-induction trouvés portent tous sur le propofol ou sur l'étomidate ^{[470, 607, 616, 617, 619]}.

Alfaxalone : du Saffan à la cyclodextrine

L'alfaxalone a d'abord été associée à l'alfadolone dans un solubilisant, le Cremophor EL (Althesin, puis Saffan). Le laboratoire d'origine décrivait en 1972, chez le chat non contraint, une induction rapide, un réveil modérément rapide, une dépression respiratoire minime, une tachycardie initiale brève et une baisse de pression, avec une marge de sécurité plus large que celle des barbituriques ^[620]. Une comparaison clinique américaine de 1975 y ajoutait des réveils rapides, un bon relâchement, des réveils parfois hyperréflexes avec éternuements et un effet modérément hypotenseur ^[621]. Avec cette formulation, rappellent les auteurs d'une série de 2014, l'apnée après induction était rare comparée au thiopental, au méthohexital, au pentobarbital ou à la kétamine ^[622]. Deux chats dyspnéiques ont même été maintenus 19 et 25 heures sous Saffan en anesthésie intraveineuse totale, d'après le résumé d'un article allemand de 1996 ^[623].

La contrepartie est décrite par une casuistique bernoise de 1985 lue en texte intégral. Au solubilisant, Glardon et Schatzmann attribuent des réactions anaphylactoïdes par libération d'histamine, selon eux par action directe sur les mastocytes plutôt que par un mécanisme antigène-anticorps, avec des œdèmes de la tête et des membres quelques minutes après l'injection ^[305]. Leur cas 8 est un chat castré sans incident sous phénothiazine puis Alfathesin, réinjecté quelques heures plus tard d'Alfathesin seul pour une hémorragie : pattes et tête deviennent fortement œdémateuses, puis tout se résout en une à deux heures, différence que les auteurs rapportent à l'effet antihistaminique de la phénothiazine donnée la première fois ^[305]. Le cas 20, une chatte siamoise de 8 ans, associe à l'induction une excitation de dix secondes avec laryngospasme, puis une apnée et un arrêt cardiocirculatoire après une extraction dentaire, récupérés. Ces œdèmes de la tête, des oreilles et des membres seraient, selon eux, connus de tout praticien qui emploie ces produits ^[306]. Le motif officiel du retrait du Saffan n'est donné par aucune source lue.

La formulation en cyclodextrine (alfaxalone-HPCD) est commercialisée en Australie depuis 2001, puis ailleurs, d'après le résumé d'une revue australienne de 2015 ^[624]. La FDA l'a approuvée le 6 septembre 2012 pour l'induction et l'entretien de l'anesthésie du chat et du chien ^{[624, 625]}. Seule ALFAXAN MULTIDOSE est autorisée chez le chat en France, par voie intraveineuse uniquement, avec une contre-indication d'association à d'autres anesthésiques intraveineux. Quant à l'ALFAXAN d'origine, sans conservateur, il figure comme « Surrendered » dans la base de l'Union depuis le 25 octobre 2024 (voir § 12) ^{[71, 87, 626]}. La formulation multidose avec conservateurs s'est montrée bioéquivalente à la formulation d'origine dans un essai croisé en aveugle de 24 chats mené par le fabricant (2018), sans douleur à l'injection avec l'une ou l'autre ^[627].

Alfaxalone : pharmacologie chez le chat

Stéroïde neuroactif de synthèse, l'alfaxalone module le récepteur GABA-A ^[590]. Sa pharmacocinétique n'est pas linéaire chez le chat. Dans l'étude australienne de 2008 signée par des auteurs du fabricant (8 chats, puis 6 pour les doses répétées), la demi-vie d'élimination passait de 45,2 minutes à la dose clinique à 76,6 minutes au quintuple, et quatre réinjections d'entretien ne produisaient aucune accumulation cliniquement pertinente, chacune donnant environ six minutes d'inconscience ^[628]. En Espagne, en 2018, la demi-vie mesurée chez 6 chats était de 0,49 heure par voie intraveineuse et de 1,28 heure par voie intramusculaire, pour une biodisponibilité intramusculaire de 94,7 %, et un chat de chaque groupe a présenté une hyperkinésie au réveil ^[523]. La voie intramusculaire reste en dehors des termes de l'AMM française (voir § 12) ^[87].

Une équipe américaine, avec des coauteurs du fabricant, a modélisé l'entretien en 2018. La concentration plasmatique qui supprime le mouvement a été déterminée par la méthode up-and-down chez 16 chats ^[629]. Le demi-temps contextuel, calculé pour chacun des deux chats par durée, valait 2 et 8 minutes après 30 minutes de perfusion, 6 et 9 minutes après une heure, 18 et 20 minutes après quatre heures, et le temps nécessaire à une baisse de 90 % de la concentration irait de 7 minutes après un bolus à 113 à 120 minutes après huit heures de perfusion (6 chats) ^[630]. Une perfusion en trois paliers successifs tenait la concentration visée mieux qu'un débit constant unique, avec une erreur de performance médiane de 6 % contre 15 % (6 chats) ^[631]. Le flumazénil n'antagonise pas l'anesthésie à l'alfaxalone, d'après un essai croisé en aveugle de 8 chats publié en 2025 avec un coauteur affilié au fabricant et un financement du fabricant ^[474].

Alfaxalone : apnée, pression et autres effets peranesthésiques

L'apnée dépend fortement de la dose. Huit chats sains instrumentés ont reçu des doses croissantes en 2009, dans une étude cosignée par le fabricant : la dépression cardiorespiratoire augmentait avec la dose, l'apnée était l'effet indésirable le plus fréquent, et les valeurs revenaient à la normale en 15 à 30 minutes. Qualité d'induction et d'entretien restaient bonnes à excellentes à toutes les doses, le réveil aussi sauf à dix fois la dose clinique ^[632]. Les fréquences par palier, connues par la discussion d'une autre série, étaient de 1 chat sur 8 à la dose clinique, 2 sur 8 au triple et 8 sur 8 au décuple ^{[632, connu par 622]}. À dose clinique, les chiffres se dispersent : 1 chat sur 8 sans prémédication et 1 sur 8 avec dans la série australienne de 35 jeunes chats de 3 à 12 mois ^{[633, connu par 622]}, 2 chattes sur 6 dans chacun des deux groupes d'un essai pilote australien sur la vitesse d'injection ^[634], 2 sur 10 dans l'essai suisse de 2015 ^[254], et aucune chez 34 chats en anesthésie intraveineuse totale (Australie et France, 2014, texte intégral lu en partie) ^[622], 28 chattes suisses (2014) ^[376] ou 6 chats japonais non prémédiqués ^[590]. Le même essai pilote trouvait qu'une injection lente réduisait la dose sans bénéfice cardiorespiratoire évident ^[634]. Donnée en amorce, une petite dose réduisait la dose totale d'induction d'environ 30 % (notre calcul) chez 8 chats américains sédatés (2020) et maintenait mieux la pression artérielle moyenne, sans apnée ni SpO2 inférieure à 90 % ^[635].

Les chiffres d'hypotension s'opposent à la mesure expérimentale. Dix-huit des 35 jeunes chats de la série australienne (2009) ont été hypotendus, sans seuil précisé dans le résumé. L'intubation y survenait en moyenne à 122 secondes, aucune hypoxémie n'a été relevée, et 4 chats ont présenté une hypercapnie ^[633]. Après médétomidine et morphine, sous anesthésie intraveineuse totale, 20 des 34 chats ont eu au moins une pression Doppler inférieure à 80 mmHg, dont 18 sur une seule lecture, avec un minimum de 58 mmHg et une SpO2 restée au-dessus de 96 % ^[622]. À l'opposé, chez 6 chats de laboratoire exposés à six concentrations plasmatiques jusqu'à quatre fois la concentration clinique (États-Unis, 2019), l'alfaxalone causait une hypoventilation, la PaCO2 atteignant 69,4 ± 14,2 mmHg au palier le plus élevé, et des effets cardiovasculaires de faible portée clinique ^[636]. Seuils et prémédications diffèrent d'une étude à l'autre, et ces fréquences ne s'additionnent pas.

D'autres séries élargissent le recrutement. Chez 34 chatons de moins de 12 semaines, l'induction, l'entretien et le réveil étaient acceptables et les variables cardiorespiratoires bien maintenues, selon des auteurs du fabricant (Australie, 2012) ^[637]. Vingt chats allemands classés ASA 1 à 4, prémédiqués à la buprénorphine (2012), ont tous eu une induction rapide et douce et gardé une respiration spontanée, avec une fréquence cardiaque moyenne supérieure à 190 battements par minute pendant les dix premières minutes, des signes discrets d'hyperexcitabilité chez quelques individus (tremblements, bref opisthotonos, hyperacousie) et un réveil de 21 à 93 minutes ^[527]. Sur 10 chats de propriétaires atteints de cardiomyopathie hypertrophique infraclinique (États-Unis, 2024, étude pilote randomisée), une sédation intramusculaire à base d'alfaxalone laissait les variables échographiques et hémodynamiques dans les normes, contrairement à la dexmédétomidine, mais sous isoflurane les deux protocoles montraient une altération hémodynamique jugée cliniquement pertinente (fréquences cardiaques de 98 ± 12 et 89 ± 11 battements par minute, pressions Doppler de 72 ± 15 et 79 ± 20 mmHg) (voir § 11) ^[584].

En anesthésies répétées, une thèse munichoise de 2015, lue en partie, a suivi 14 chats ASA 2 ou 3 atteints de fibrosarcome inopérable, prémédiqués à la méthadone, induits à l'alfaxalone et entretenus à l'isoflurane toutes les deux semaines (49 anesthésies, 9 chats jusqu'au terme) ^[638]. Une bradycardie a été traitée au glycopyrronium dans 18 séances chez 9 chats, une tachycardie est survenue dans 9 séances chez 6 chats, et une hypotension a demandé une perfusion de dopamine chez 13 chats. Il n'y a eu ni hypoxémie ni hypercapnie, un seul vomissement après l'induction et aucun décès. La thèse juge la technique praticable, mais marquée par des effets d'accompagnement non optimaux, sans groupe témoin et avec un cytostatique et une hyperthermie régionale qui se mêlent à l'anesthésie ^[638].

Alfaxalone contre propofol

Sur la respiration, deux essais penchent vers l'alfaxalone. En anesthésie intraveineuse totale après médétomidine, l'essai suisse randomisé en aveugle de 2015 (20 chattes) a dû recourir à une ventilation manuelle chez 8 chattes sur 10 sous propofol contre 2 sur 10 sous alfaxalone (p = 0,02). La SpO2 est passée sous 90 % chez 6 chattes sous propofol et aucune sous alfaxalone, la PE'CO2 au-dessus de 7,3 kPa chez 4 sous propofol et aucune sous alfaxalone, et les auteurs concluent à une influence respiratoire moins défavorable de l'alfaxalone ^[254]. Sans prémédication, l'essai japonais trouvait l'hypoxémie chez 6 chats sur 6 sous propofol et 4 sur 6 sous alfaxalone ^[590]. Après acépromazine et titration jusqu'à l'intubation, l'essai britannique de 2010 n'a relevé d'apnée dans aucun groupe, ni de différence de pouls (155 contre 147 battements par minute), de pression Doppler (73 contre 77 mmHg) ou de fréquence respiratoire (31 contre 32), alfaxalone contre propofol ^[596]. Chiu et ses coauteurs, dans une revue systématique australienne de 2016 (22 études, dont 9 chez le chat, publiées de 2001 à 2013), trouvaient une preuve modérée d'induction douce chez le chat et d'absence de différence de fréquence respiratoire et cardiaque après induction ^[639].

Le réveil penche dans l'autre sens. Sur les vidéos notées en aveugle d'un essai britannique randomisé de 93 chats (acépromazine et buprénorphine, entretien à l'isoflurane), aucune différence de durée ni de qualité globale du réveil n'apparaissait, mais pédalage et tremblements étaient plus fréquents dans le groupe alfaxalone (p = 0,032), effectifs absents du résumé, seul lu, le dépôt du texte intégral étant inaccessible ^[640]. L'essai japonais, sans prémédication, chiffre l'écart sur 6 chats : ataxie chez 6 sur 6 après alfaxalone contre 1 sur 6 après propofol (P = 0,020), tremblements musculaires transitoires chez 5 contre 1 (P = 0,072), un opisthotonos d'un côté, un pédalage de l'autre, aucun chat excité ni agressif, et une ataxie améliorée chez tous les chats dans l'heure suivant la station debout ^[590]. Réveils semblables, de qualité passable ou bonne chez la plupart des chats des deux groupes, dans l'essai britannique de 2010 ^[596]. Aux yeux de la revue systématique de 2016, la preuve d'un réveil doux avant le décubitus sternal est forte avec l'un ou l'autre agent ^[639]. Trois des 34 chats maintenus en anesthésie intraveineuse totale ont présenté des secousses musculaires, déclenchées semble-t-il par un bruit, et 19 sur 34 n'ont bougé qu'après plus de 30 minutes, dont 12 avaient reçu de l'atipamézole, avec une température plus basse chez ces 19 chats ^[622].

L'alfaxalone a aussi été comparée à la kétamine. Notées en aveugle pendant une heure, 45 chattes néo-zélandaises (2014) se grattaient plus souvent la tête à 5 minutes après alfaxalone (p = 0,001), mais agitation, mouvements brusques et hypersensibilité au toucher dominaient à 30 minutes après kétamine-diazépam (p ≤ 0,01), et encore à 60 minutes (p = 0,005) ^[641]. Pour une castration sous anesthésie intramusculaire associant dexmédétomidine et butorphanol (France et Royaume-Uni, 2017, essai randomisé de 32 chats), l'extubation était plus tardive avec l'alfaxalone (62 ± 14,6 contre 45,13 ± 7,38 minutes), mais le réveil plus long était de meilleure qualité, le groupe kétamine demandant plus de réinjections, plus ataxique à deux heures, moins bien noté à une heure ^[531]. Sous sédation intramusculaire, 9 chats américains (essai croisé en aveugle, 2018) avaient une PaO2 plus basse avec la kétamine (73 ± 2,5 contre 83 ± 2,6 mmHg) et une sédation plus longue (147 contre 91 minutes), le réveil restant excellent dans les deux bras ^[110]. Les deux derniers essais emploient la voie intramusculaire, en dehors des termes de l'AMM française de l'alfaxalone (voir § 12).

Les textes de recommandation insistent sur le réveil après forte exposition. Selon l'AAFP, l'entretien par perfusion d'alfaxalone donne des réveils prolongés, d'une à deux heures jusqu'à la station debout, parfois difficiles du fait d'une hyperesthésie, avec myoclonies, opisthotonos et vocalisations ^[11]. Pour l'AAHA, l'alfaxalone par voie intramusculaire convient à une sédation profonde et brève, mais la dose élevée nécessaire à l'entretien de l'anesthésie du chat sain peut provoquer excitation et hypermétrie au réveil ^[20]. Consacrée à la sédation procédurale, une revue de 2020 écarte l'alfaxalone intramusculaire employée seule, en raison d'un réveil de mauvaise qualité (ataxie, tremblements, pédalage, opisthotonos) ^[108]. Le délire d'émergence, mesuré en Suisse en 2025 chez 184 animaux dont 45 chats, touchait au moins un signe chez 104 sur 184 (57 %) et quatre signes ou plus chez 26 (14 %), sans facteur associé, agent compris, en analyse univariée et sans ventilation par espèce ni par agent (voir § 9) ^[642]. Le réveil indésirable n'a été noté que chez 0,6 % des 1 019 chats de la série britannique de première opinion, presque tous induits au propofol, effectif absolu non donné ^[84].

D'autres critères complètent la comparaison. La pression intraoculaire ne montait qu'avec le propofol dans l'essai israélien ^[603], le cortisol salivaire qu'avec l'alfaxalone dans l'essai néo-zélandais ^[605]. Pour la césarienne, une série rétrospective italienne de 2024 (14 chattes, 50 chatons, texte intégral lu en partie) donne une survie à la naissance de 96,7 % (29 sur 30) après alfaxalone et 80 % (16 sur 20) après propofol, et de 93,1 % contre 87,5 % à 24 heures (27 sur 29 et 14 sur 16, notre calcul), sans test statistique rapporté. Aucun des deux agents n'est écarté par les auteurs (voir § 11) ^[172].

Kétamine, avec ou sans benzodiazépine

Le profil de la kétamine chez le chat est connu depuis 1972 : induction lente aux faibles doses, stimulation circulatoire, catatonie et comportements étranges, puis dépression respiratoire et circulatoire et réveil prolongé aux doses fortes ^[620]. Elle « pique » à l'injection sous-cutanée ou intramusculaire, et l'AAFP prévient que le chat réagira ^[11]. Seuls 28 chats sur 1 015 ont été induits à la kétamine dans la série britannique de première opinion ^[84]. Huit spécialités vétérinaires ont le chat en France, dont les libellés se contredisent sur l'usage de la kétamine seule, et la substance est classée comme stupéfiant (voir § 12) ^{[71, 28]}.

Sur le chat cardiaque, les positions ont changé. Une opinion d'expert de 1992 jugeait l'association à un sédatif raisonnable chez le cardiopathe si elle est convenablement dosée ^[643]. Simon et Steagall, en 2020, appellent à la prudence en cas de cardiomyopathie hypertrophique, du fait de l'effet sympathomimétique sur la fréquence cardiaque, et proposent l'alfaxalone en remplacement, avec la même mise en garde pour la tilétamine-zolazépam ^[108]. Kucharski et Kiełbowicz (Pologne, 2021) donnent pour la tilétamine-zolazépam, dissociatif voisin de la kétamine, la liste des contre-indications, cardiomyopathie hypertrophique, arythmies, hyperthyroïdie, insuffisance pancréatique ou rénale comprises ^[535], et une revue de 2026 écarte cette association en cas de cardiomyopathie hypertrophique ^[534]. La section consacrée à cette maladie dans les recommandations de l'AAFP ne nomme pas la kétamine, dans le passage lu ^[11]. Akkerdaas et ses coauteurs, dans une étude croisée néerlandaise de 2001 conduite sur 6 chats pour chercher un protocole adapté au cardiomyopathe, nuancent l'effet tensionnel : la pression artérielle moyenne a baissé significativement après induction par acépromazine, buprénorphine et étomidate (de 142 à 81 mmHg) comme après midazolam et kétamine (de 153 à 98 mmHg), pas après médétomidine et propofol (de 165 à 134 mmHg) ^[644].

La crainte d'une hausse de la pression intraoculaire ne trouve pas d'appui dans les études félines lues. Aucune hausse après kétamine (de 17 à 16 mmHg) dans l'essai israélien randomisé et masqué de 43 chats ^[603]. Essai prospectif randomisé par blocs, avec examinateur en aveugle, la thèse de Leipzig a réparti 48 chats aux yeux sains entre quatre associations intramusculaires à base de kétamine : pression de départ de 15,8 mmHg (écart-type 4,0) sans différence entre groupes (p = 0,756), aucune hausse significative, des baisses de 16 et 17 % à la dernière mesure dans deux groupes et jusqu'à 21 % à 15 minutes avec l'acépromazine, toutes jugées sans portée clinique, et une intubation sans effet significatif (p = 0,063) ^[604]. Une dissertation brésilienne de 2019 (30 chats randomisés, acépromazine seule ou associée au tramadol) trouve une pression qui baisse après la prémédication (p = 0,008 et p = 0,0001) puis reste stable sous isoflurane, avec un myosis persistant ^[645]. Aucune source primaire féline soutenant la mise en garde classique n'a été trouvée.

L'élimination rénale de la kétamine sous forme inchangée, souvent écrite pour le chat, n'a pas été retrouvée dans une source primaire lue. Texte de consensus et non source primaire, les recommandations de l'ISFM de 2022 écrivent que la norkétamine, formée par le foie, est excrétée par les reins sous sa forme active « along with ketamine itself » ^[26]. Une étude pharmacocinétique américaine de 1988 donne une biodisponibilité de 51 % par voie intramusculaire et de 43,5 % par voie rectale, avec une constante d'élimination identique entre les voies, et son résumé ne parle pas de la fraction urinaire ^[580]. En 1983, une étude britannique trouve chez 10 chats moins de 2,6 % de la dose dans l'urine (kétamine et norkétamine) pendant les 90 premières minutes, et observe que la xylazine allonge la demi-vie plasmatique et retarde la formation de norkétamine ^[515]. Les revues donnent une contre-indication en cas d'insuffisance rénale ^[535], le résumé de la revue de 2026 y ajoutant l'atteinte hépatique, et un réveil possiblement prolongé en cas d'atteinte hépatique ou rénale ^[534]. La molécule urinaire KIM-1 montait, dans une dissertation brésilienne de 2022 d'effectif non donné, chez des chattes stérilisées ayant reçu la kétamine au palier élevé, le résumé ne disant rien du palier faible (voir § 10) ^[646].

Plusieurs travaux renseignent le réveil et l'antagonisation. Après induction par kétamine et diazépam, le cortisol doublait pendant deux heures sous stimulation par l'ACTH, à l'opposé de l'étomidate (États-Unis, 1997) ^[647]. Au Japon, en 2008, l'atipamézole seul antagonisait l'association médétomidine, midazolam et kétamine, ni le flumazénil ni la 4-aminopyridine seuls n'y parvenaient, et la triple association réveillait vite au prix d'une tachycardie, d'une excitation et de tremblements ^[452]. Le Berre, dans une thèse toulousaine de 2008 (8 chats, étude croisée), qualifie la sédation intraveineuse à la kétamine seule de courte mais moins confortable et l'association kétamine-diazépam de meilleur compromis, d'après le résumé publié en ligne ^[648]. Ebner, dans une thèse munichoise de 2007, a anesthésié 18 chats, chacun 8 ou 9 fois, par une association intramusculaire de midazolam, médétomidine et kétamine : l'intubation était facile dans plus de 64 % des cas, dénominateur non donné. La baisse de fréquence respiratoire avec le palier y était jugée sans gravité au vu des gaz du sang, et la réversion partielle raccourcissait le retour de la conscience sans réduire significativement la durée totale ^[450].

Tilétamine-zolazépam

La littérature sur l'association chez le chien et le chat est maigre, avec très peu d'articles après 2010 et des effets indésirables strictement liés à la dose, selon une revue polonaise de 2021 ^[535]. Financée par le fabricant pour ses seuls frais de publication, et signée par un salarié de celui-ci, une revue narrative de 2026 lue en partie explique chez le chat des réveils prolongés mais de meilleure qualité que chez le chien par une demi-vie du zolazépam plus longue que celle de la tilétamine, l'inverse du chien. Cette revue décrit un délai d'action de 2 à 5 minutes et une durée attendue de 30 à 60 minutes par voie intramusculaire, réserve l'association au chat sain et l'écarte en cas de maladie cardiorespiratoire. Son résumé la dit aussi contre-indiquée en cas de maladie hépatique ou rénale, alors que le corps du texte signale seulement un réveil prolongé dans ces atteintes. Elle relève l'apnée aux plus fortes doses intraveineuses, la rigidité musculaire et l'hypersalivation ^[534]. Les doses employées en clinique y sont dites en général inférieures à celles du libellé ^[534]. Selon l'AAFP, la voie intraveineuse produit une sédation ou une anesthésie profonde, la voie intramusculaire est préférée, et l'injection est douloureuse ^[11]. Consacrée à l'étomidate et à cette association, une revue de 1999 n'apporte aucune donnée chiffrée dans son résumé ^[649]. Quatre spécialités ont le chat en France, par voie intramusculaire ou intraveineuse (voir § 12) ^{[71, 201]}.

Les grandes séries viennent de la stérilisation des chats errants, en association à la kétamine et à la xylazine. Le décubitus survenait en 4 ± 1 minutes chez 89 chats américains (2004), et l'anesthésie suffisait chez 92 % d'entre eux. La plupart sont passés au moins une fois sous 90 % de SpO2 à l'air ambiant (moyennes de 92 ± 3 % chez les mâles et 90 ± 4 % chez les femelles), avec une hypothermie progressive. Après antagonisation, le décubitus sternal demandait 72 ± 42 minutes, et 108 ± 24 minutes chez les 7 chats (8 %) qui avaient reçu une dose supplémentaire ^[463]. À Séoul, une série rétrospective de 1 261 chats errants (2017 à 2022) compte une dose supplémentaire chez 275 chats (21,8 %), 4 décès postopératoires (0,3 %) et, après yohimbine, un réveil en 31 ± 22 minutes chez les mâles et 20 ± 17 minutes chez les femelles ^[149].

Des essais plus petits précisent la respiration et le réveil. Associée au butorphanol, avec ou sans médétomidine, l'association permettait l'intubation en moins de 5 minutes chez 7 chats américains, tous les groupes passant au moins une fois sous 90 % de SpO2 entre 5 et 15 minutes, et l'atipamézole ne raccourcissait pas le réveil total (2007) ^[449]. En prémédication au palier faible, comparée à l'acépromazine dans un essai australien randomisé en aveugle de 20 chats (2014), elle sédatait davantage, abaissait la fréquence respiratoire, élevait l'ETCO2 après induction et allongeait le délai jusqu'à la station debout (31 ± 16 contre 18 ± 11 minutes), à qualité de réveil égale ^[374]. Par voie intratesticulaire, chez 14 chats turcs (essai randomisé, 2022), l'induction était plus rapide (142,6 ± 29,9 contre 290 ± 48,7 secondes) et l'anesthésie plus courte (médiane de 140 contre 290 minutes, jusqu'à 540 par voie intramusculaire) ^[650]. La thèse toulousaine de 2008 décrit des gestes plus faciles mais un réveil prolongé après injection intraveineuse ^[648]. Un article munichois de 1994 tiré d'une thèse (264 chats, deux centres, sans groupe témoin) montre que réduire la dose ne supprimait pas les effets indésirables observés au palier du fabricant, mais en réduisait nettement l'intensité et la durée, sans les chiffrer dans le résumé ^[536]. La thèse dont il est issu et deux autres thèses cliniques allemandes, sur le propofol (Leipzig, 2000) et sur la médétomidine associée à la kétamine (Munich, 2001), ne sont connues que par leur table des matières ^[651].

Étomidate

L'étomidate n'a aucune spécialité vétérinaire en France, pour aucune espèce, et deux spécialités humaines l'apportent par la cascade (voir § 12) ^{[71, 341]}. Mathes, dans une thèse lyonnaise de 2025 lue en résumé, rappelle cette indisponibilité, cite sa stabilité hémodynamique chez le cardiopathe et nomme ses freins : inhibition de la stéroïdogenèse, myoclonies, hémolyse, profondeur d'anesthésie insuffisante, volumes à injecter. Son enquête trouve un intérêt modéré et contrasté chez les vétérinaires, avec un usage plus fréquent aux États-Unis et une molécule pas toujours disponible, notamment en Australie et en Irlande ^[652]. L'AAHA le range parmi les inducteurs intraveineux rapides, sans commentaire propre au chat dans les pages lues ^[20].

La suppression surrénalienne est mesurée chez le chat. Chez 15 chats de laboratoire américains (1997) entretenus deux heures à l'halothane après induction à l'étomidate ou à la kétamine-diazépam, le cortisol a continué de baisser sous étomidate jusqu'à deux à trois fois moins que sa valeur de départ, malgré l'ACTH, restait bas une heure après le réveil (3 contre 9 µg/dL) et ne revenait à sa valeur de départ que deux heures plus tard. Un risque supplémentaire pour le chat en état critique en découlerait, selon les auteurs ^[647]. La demi-vie d'élimination était de 2,89 heures, avec un grand volume de distribution, chez 6 chats (États-Unis, 1990) ^[653].

L'hémolyse est l'autre signal. En 2025, chez 24 chats de laboratoire américains prémédiqués au butorphanol et à l'alfaxalone par voie intramusculaire, la co-induction au midazolam a réduit la dose d'étomidate d'environ 40 % (notre calcul, p = 0,001) et supprimé les myoclonies, présentes chez 9 chats sur 12 sans midazolam contre aucun sur 12 avec (p < 0,001). La fréquence respiratoire baissait après l'injection et l'intubation dans les deux groupes, les variables cardiovasculaires restaient acceptables, et une hémolyse était visible dans les 24 prélèvements plasmatiques postérieurs à l'étomidate ^[619]. Favarato, dans une thèse brésilienne de 2009, a randomisé 20 chattes saines opérées en deux groupes, étomidate seul ou associé au rémifentanil, en perfusion et non en bolus. Fréquence cardiaque et pression restaient stables, mais une hypoventilation et une acidose respiratoire apparaissaient, l'étomidate seul ne supprimait pas les réponses autonomes à la stimulation nociceptive, et le réveil était plus long, avec myoclonies et vomissements. Globules rouges, hématocrite et hémoglobine baissaient, hémoglobine libre et bilirubine montaient, l'haptoglobine baissait, signes d'une hémolyse intravasculaire sans ictère ^[654]. L'AAFP mentionne une osmolalité élevée, la présence de propylène glycol et une irritation veineuse ^[11], et une revue de 2020 évoque ce solvant comme cause possible d'une baisse de contractilité, dans le passage lu ^[108].

Les autres données sont éparses. Dans l'étude néerlandaise de 2001, l'induction à l'étomidate après acépromazine et buprénorphine faisait chuter la pression artérielle moyenne de 142 à 81 mmHg, baisse significative jugée acceptable, et restait le protocole préféré des auteurs pour le chat à réserve cardiovasculaire réduite ^[644]. En 1985, une étude allemande sur 150 chats comparait alfentanil et étomidate à l'association de stéroïdes : durée de tolérance chirurgicale comparable, excitations au réveil dans les deux groupes, que les auteurs disent prévenues par une salle de réveil calme ou une prémédication, et une association à l'étomidate présentée comme adaptée à l'introduction d'une anesthésie par inhalation chez les animaux âgés et malades, sans fréquence d'excitation dans le résumé ^[655]. En Iran, en 2026, chez 30 chats mâles, l'étomidate abaissait la production lacrymale dès 5 minutes (p < 0,001) et augmentait le stress oxydatif lacrymal à 10 et 15 minutes, l'auteur correspondant étant lié au fabricant des réactifs de dosage ^[656].

Thiopental et pentobarbital

Aucune spécialité vétérinaire de thiopental ne figure à l'Index français, pour aucune espèce. Les cinq spécialités de pentobarbital qui ont le chat sont toutes indiquées pour l'euthanasie, aucune pour l'anesthésie (voir § 12) ^{[71, 206]}. Côté données félines, les travaux sont pour la plupart anciens. Dès 1972, la marge de sécurité des barbituriques apparaissait plus étroite que celle de l'alphaxalone-alphadolone, les fortes doses donnant apnée et dépression respiratoire, et le méthohexital excitait aux faibles doses, déprimait fortement la respiration et la circulation aux fortes, avec un réveil prolongé ^[620]. Deux chats sur 5 sont morts après la plus forte dose cumulée de thiopental, aucun des 5 chats sous propofol, dans une étude électrophysiologique japonaise de 1993 conduite sous halothane ^[657]. Sous thiopental, le reflux gastro-œsophagien touchait 4 chats sur 25 (16 %) dans l'essai grec ^[43], et une perfusion de thiopental ne modifiait pas le seuil arythmogène de l'adrénaline sous halothane, isoflurane ou sévoflurane ^[658]. L'AAFP note en 2018 que le thiopental n'est plus disponible aux États-Unis ^[11]. Il restait, en Australie en 2001, l'inducteur dominant chez le chien ^[591]. Le réveil propre au thiopental ou au pentobarbital n'a fait l'objet d'aucune étude féline retrouvée.

Induction au masque ou en chambre

Les deux recommandations nord-américaines s'y opposent. L'AAFP tient l'induction en chambre pour un dernier recours, jamais une routine, et pour la technique la moins souhaitable chez le chat agité non prémédiqué : elle demande plus d'agent, déprime fortement l'appareil cardiovasculaire, libère des catécholamines qui prédisposent aux arythmies et expose le personnel aux gaz. La recommandation exige une chambre transparente et un chat observé en permanence, juge inadapté le sac plastique posé sur la caisse et propose une phéromone faciale au préalable ^[11]. Ni le masque ni la chambre ne sont recommandés par les auteurs de l'AAHA, qui y voient des sources de stress, de contrôle tardif des voies aériennes et de pollution, et comptent leur abandon parmi les mesures de protection du personnel ^[20]. La chambre, admettent Simon et Steagall, protège les manipulateurs, au prix d'une irritation des voies aériennes et d'une phase d'excitation ^[108]. Catécholamines et cortisol n'ont été mesurés pendant une induction en chambre dans aucune étude féline, et le passage lu de l'AAFP ne donne pas de référence pour cette affirmation. Un seul chat sur 1 015 a été induit au masque dans la série britannique de première opinion ^[84].

Les séries chiffrées comparent les agents ou les techniques. Au masque, chez 28 chats américains prémédiqués (2002), le sévoflurane induisait en 210 ± 57 secondes et permettait l'intubation en 236 ± 60 secondes, contre 264 ± 75 et 292 ± 73 secondes pour l'isoflurane, différence significative à qualité égale, avec un opisthotonos de moins de 45 secondes chez 2 chats par groupe ^[659]. En chambre à l'isoflurane, chez 51 chats prémédiqués filmés et notés (États-Unis, 2008), l'injection du liquide dans un plateau de vaporisation donnait un décubitus et une induction plus rapides et des scores d'excitation plus bas que le flux de vapeur classique, les auteurs décrivant explicitement des mouvements d'excitation pendant ces inductions ^[660]. Une comparaison de l'isoflurane et du sévoflurane en chambre, présentée en congrès en 2001, n'est connue que par son titre ^[661]. Une série australienne de 2000, lue en partie, a induit au masque, avec du sévoflurane porté par un mélange de protoxyde d'azote et d'oxygène, des chats non sédatés : perte du réflexe de redressement en 53 secondes (médiane, de 25 à 81), intubation à 185 secondes (de 124 à 247), lever de tête au réveil à 240 secondes (de 60 à 500). L'induction a été excellente dans 29 anesthésies sur 36, bonne dans 6 et satisfaisante, avec un peu de lutte, dans 1. À quatre reprises, toujours chez des chats malades, l'anesthésie est devenue trop profonde, et deux de ces chats ont été ventilés au masque. Les auteurs australiens y voient un recours pour le chat intraitable, sans injection, au prix d'un coût et d'une surveillance supérieurs à ceux de la kétamine, et annoncent plus de 150 chats traités dont seuls ces 36 passages sont détaillés ^[662].

La pollution est mesurée en France. Soutenue en 2025 et lue en résumé, une thèse a dosé l'isoflurane urinaire dans 68 prélèvements de 16 établissements vétérinaires : moyenne de 5,46 µg/L en fin d'exposition (de 0,09 à 21,89), 36 valeurs sur 68 (53 %) au-dessus de la valeur biologique allemande de 4 µg/L, exposition plus forte pour les nouveaux animaux de compagnie que pour les chiens et chats (p = 0,047) et après une chirurgie proche de la tête ^[663]. Cette thèse mesure aussi une exposition plus élevée avec un système d'évacuation actif qu'avec une aspiration à la source (p = 0,014) ou une ventilation générale à cartouche de charbon (p = 0,002), résultat que le résumé n'explique pas ^[663], alors que l'AAFP recommande fortement l'évacuation des gaz, surtout par un système actif ^[11]. Récupérer l'agent est une autre voie : au Royaume-Uni, un dispositif de capture branché sur 30 anesthésies de 21 chats et 9 chiens (2026, étude observationnelle, d'après le résumé) retenait 81 % de l'isoflurane délivré ^[664]. L'AAHA rattache l'exposition chronique, dans des études rétrospectives d'incidence inconnue, à des céphalées, des nausées, des pertes de grossesse précoces et une baisse de la spermatogenèse chez l'humain ^[20].

Agents volatils : les valeurs de MAC chez le chat

Les valeurs de MAC publiées varient d'une étude à l'autre plus qu'on ne l'attendrait d'une constante. Shaughnessy et Hofmeister, dans une revue systématique (États-Unis, 2014, recherche arrêtée en juin 2012), trouvent pour l'isoflurane des valeurs de 1,20 ± 0,13 à 2,22 ± 0,35 %, moyenne de 1,71 ± 0,07 %, et pour le sévoflurane de 2,5 ± 0,2 à 3,95 ± 0,33 %, moyenne de 3,08 ± 0,4 %, en attribuant l'écart aux méthodes ^[253]. Ci-dessous, le tableau reprend les études primaires lues en résumé. Toutes mesurent la concentration de fin d'expiration, puisque la MAC se définit ainsi.

Agent	Étude, pays, année	Chats	MAC (%)	Code
Isoflurane	Steffey et Howland, États-Unis, 1977 (valeur princeps)	sains non prémédiqués, effectif non précisé	1,63 ± 0,02	^[665]
Isoflurane	Yackey et coauteurs, États-Unis, 2004	5 chattes	1,51 ± 0,21	^[666]
Isoflurane	Barter et coauteurs, États-Unis, 2004	6 chattes	1,90 ± 0,18	^[667]
Isoflurane	Pypendop et Ilkiw, États-Unis, 2005	6	2,21 ± 0,17	^[668]
Isoflurane	Pypendop et coauteurs, États-Unis, 2006 (groupe témoin)	6	2,03 ± 0,09	^[669]
Isoflurane	Ferreira et coauteurs, Brésil, 2009	6	1,66 ± 0,08	^[670]
Isoflurane	Reid et coauteurs, États-Unis, 2010	6	2,10 ± 0,13	^[671]
Isoflurane	Escobar et coauteurs, États-Unis, 2012 (valeur de base d'une étude antérieure sur les mêmes chattes, ± erreur standard)	6 chattes	2,07 ± 0,04	^[446]
Isoflurane	Chen et coauteurs, Chine, 2023	6	1,49 ± 0,12	^[672]
Isoflurane	Brosnan et coauteurs, États-Unis, 2024	6	1,87 ± 0,09	^[493]
Isoflurane	revue systématique, 2014	recherche arrêtée en juin 2012	1,20 à 2,22 (moyenne 1,71 ± 0,07)	^[253]
Sévoflurane	Doi et coauteurs, Japon, 1988	8	2,58 ± 0,30	^[673]
Sévoflurane	Lamont et coauteurs, États-Unis, 2004	8	3,3 ± 0,2	^[674]
Sévoflurane	Barter et coauteurs, États-Unis, 2004	6 chattes	3,41 ± 0,65	^[667]
Sévoflurane	revue systématique, 2014	études jusqu'en 2012	2,5 à 3,95 (moyenne 3,08 ± 0,4)	^[253]
Desflurane	McMurphy et Hodgson, États-Unis, 1995	8	9,79 ± 0,70	^[675]
Desflurane	Barter et coauteurs, États-Unis, 2004	6 chattes	10,27 ± 1,06	^[667]
Halothane	aucune mesure primaire lue, équivalence de 1 MAC retenue par Hikasa (Japon, 1997)	sans objet	1,2	^[676]

Pour l'isoflurane, quatre études se placent entre 2,0 et 2,2 % ^{[668, 446, 669, 671]} et trois entre 1,49 et 1,66 % ^{[666, 670, 672]}, la valeur princeps de 1977 se situant à 1,63 % ^[665]. Le sévoflurane présente le même écart, de 2,58 % ^[673] à 3,3 et 3,41 % ^{[667, 674]}. Une fourchette décrit donc mieux ces données qu'un chiffre unique. Les équipes de Hikasa ont retenu comme équivalents de 1 MAC 2,6 % de sévoflurane, 1,6 % d'isoflurane, 1,2 % d'halothane et 2,4 % d'enflurane ^[676]. Les MAC individuelles des 6 chattes de Barter (2004) étaient fortement corrélées d'un agent à l'autre (0,90 entre desflurane et isoflurane, 0,89 entre desflurane et sévoflurane, 0,97 entre sévoflurane et isoflurane) : un chat sensible à un agent l'est aux autres, ce que les auteurs interprètent comme une base génétique possible ^[667]. La dose d'anesthésique volatil est plus élevée chez le chat que dans bien d'autres espèces, retient l'AAFP en s'appuyant sur la revue systématique ^[11]. Pour le desflurane, le rapport entre fraction alvéolaire et fraction inspirée dépassait toujours 0,97 ^[675].

En France, six spécialités d'isoflurane et trois de sévoflurane ont le chat. SEVOFLO, autorisé en 2002 pour le chien, n'a reçu cette espèce que par une variation dont l'avis du CVMP date d'octobre 2017. Halothane, desflurane et protoxyde d'azote n'ont aucune spécialité vétérinaire (voir § 12) ^{[71, 88, 89, 221]}.

Effets cardiorespiratoires et réveil sous agents volatils

La dépression dépend de la dose. Entre 1,0 et 2,4 MAC, l'isoflurane abaissait la pression artérielle moyenne de façon constante et significative, déprimait fortement la respiration (PaCO2 croissante avec la dose), et l'index anesthésique, concentration produisant 60 secondes d'apnée rapportée à la MAC, valait 2,4 chez le chat (États-Unis, 1977) ^[665]. Le sévoflurane, à 1,25, 1,5 et 1,75 MAC chez 6 chats instrumentés (États-Unis, 2004), réduisait la pression artérielle moyenne, l'index cardiaque, l'index systolique, le travail ventriculaire gauche, la PaO2 et le transport d'oxygène, et élevait la PaCO2, quel que soit le mode de ventilation. Cette dépression serait surtout myocardique, selon les auteurs ^[677]. Chez 57 chats japonais étudiés de 1 à 2 MAC (1997), sévoflurane et isoflurane abaissaient la fréquence respiratoire à 2 MAC quand l'halothane l'augmentait, et donnaient une hypercapnie et une acidose identiques entre elles, moindres qu'avec l'halothane ou l'enflurane. Les quatre agents abaissaient la fréquence cardiaque à 2 MAC, et le sévoflurane devenait hypotenseur à 2 MAC par rapport à 1 MAC ^[676]. Le desflurane, à 1,7 MAC chez 8 chats américains (1996), abaissait les pressions systolique et moyenne et provoquait une hypercapnie marquée en préservant l'index cardiaque, et la ventilation contrôlée corrigeait l'hypercapnie au prix d'une baisse du débit cardiaque ^[678].

Les recommandations traduisent ces mesures. Pour l'AAFP, aux concentrations requises pour la chirurgie, isoflurane et sévoflurane font baisser le débit cardiaque et la pression artérielle de 50 à 70 %, effet en partie compensé par la stimulation chirurgicale, et la dépression myocardique est fréquente en l'absence de stimulus nociceptif. La recommandation définit l'hypotension par une PAS inférieure à 90 mmHg et une PAM inférieure à 60 mmHg, et place la réduction de l'agent en première réponse ^[11]. L'AAHA fixe ses seuils à une PAS inférieure à 80 à 90 mmHg, une PAM inférieure à 60 à 70 mmHg et une PAD inférieure à 40 mmHg, tient l'hypotension pour une complication fréquente et propose les techniques balancées ou intraveineuses pour réduire la vasodilatation des agents volatils (voir § 7) ^[20]. Elle situe l'ETCO2 entre 40 et 50 mmHg, jusqu'à 55, chez l'animal à un plan chirurgical adapté, et fixe à 60 mmHg le seuil au-delà duquel elle conseille de ventiler ^[20].

Au Royaume-Uni, sur le terrain, 53,4 % des chats ont eu au moins une complication dans la série où l'isoflurane a servi à l'entretien de 954 des 1 019 chats. Les fréquences relevées sont de 22,6 % pour l'hypotension, 16,7 % pour la bradycardie, 13,8 % pour l'hypothermie, 12,7 % pour l'hypocapnie, 8,7 % pour l'hypercapnie, 3,1 % pour l'apnée et 0,3 % pour l'hypoxie, et une concentration maximale d'isoflurane plus élevée était associée à l'hypotension comme à l'hypothermie. Un chat sur 1 019 est mort (0,10 %) ^[84]. Ce taux rejoint les 0,11 % (1 sur 895) des chats sains de l'enquête confidentielle britannique de 2002 à 2004, dont la mortalité liée à l'anesthésie atteignait 0,24 % (1 sur 419) toutes classes confondues et 1,40 % chez le chat malade, sur 79 178 anesthésies dans 117 centres (voir § 2) ^{[85, 139]}. L'obstruction des voies aériennes cause, pour l'AAFP, la plupart des décès anesthésiques félins (voir § 6) ^[11].

Deux études japonaises sur trois trouvent un réveil plus rapide sous sévoflurane. Après 90 minutes chez des chats prémédiqués (1996), il l'était par rapport à l'halothane et à l'isoflurane, avec des pressions un peu plus élevées, une hypercapnie égale à celle de l'isoflurane et moindre qu'avec l'halothane, sans atteinte hépatique ni rénale biochimique ^[679]. Sur six heures, en circuit avec ou sans réinhalation (1998), le réveil restait plus rapide sous sévoflurane, et la pression artérielle moyenne moins déprimée en circuit avec réinhalation ^[680]. Avec 66 % de protoxyde d'azote pendant six heures (1997), le réveil sous sévoflurane devançait celui de l'halothane mais pas celui de l'isoflurane, sans différence hémodynamique ni biochimique, et seule l'halothane faisait monter progressivement la PaCO2 ^[681]. Pour l'entretien long, les auteurs de la série australienne au masque proposent de relayer le sévoflurane par l'isoflurane, par économie ^[662].

L'halothane se distingue par la sensibilisation du myocarde aux catécholamines. Sous 1,25 MAC, le seuil arythmogène de l'adrénaline était environ onze fois plus élevé sous sévoflurane ou isoflurane que sous halothane, et la kétamine tendait à l'abaisser sous halothane, sans effet sous les deux autres agents (Japon, 1996, groupes de 6 à 8 chats) ^[658]. Induits au propofol et entretenus à l'halothane, 46 chats britanniques répartis entre deux prémédications, acépromazine ou diazépam (essai randomisé en aveugle, 2000), présentaient une arythmie dans 3 cas sur 23 par groupe (13 %), sans effet de la prémédication ^[257]. Aucune source féline sur l'hépatotoxicité de l'halothane, ni sur la toxicité rénale du composé A issu du sévoflurane, n'a été trouvée, et les études de Hikasa, de 90 minutes à six heures, ne relèvent aucune atteinte rénale biochimique ^{[679, 681]}, l'étude de six heures en deux circuits ne notant que l'absence de différence de biochimie entre agents ^[680]. L'index bispectral, sous sévoflurane chez 8 chats (2004), tombait à 30, 21 et 5 à 0,8, 1,0 et 1,5 MAC, avec des bouffées de suppression chez les 8 chats à 2 MAC : les seuils humains pourraient ne pas s'appliquer au chat (voir § 7) ^[674]. L'AAHA ne cite aucune valeur de MAC et insiste sur la titration à l'effet sous surveillance ^[20].

Le protoxyde d'azote accélère induction et réveil, surtout avec l'halothane ^[679], laisse les trois agents sans différence hémodynamique entre eux sur six heures ^[681], sert de vecteur au sévoflurane dans l'induction au masque ^[662], et n'était employé régulièrement que par 13 % des répondants australiens en 2001 ^[591].

Épargne de MAC

Presque toutes les études félines d'épargne portent sur l'isoflurane, chez 5 à 12 chats de laboratoire, et l'épargne du sévoflurane n'a pas été recherchée de façon spécifique. Les pourcentages qui suivent sont des réductions de la MAC de l'isoflurane.

Kétamine. Perfusée chez 6 chattes à trois paliers successifs (États-Unis, 2007), elle abaissait la MAC de 45 ± 17 %, 63 ± 18 % et 75 ± 17 % selon le palier, mais la pression artérielle et la fréquence cardiaque montaient et le réveil était prolongé, si bien que les auteurs demandaient d'autres travaux avant un usage clinique ^[492]. L'AAFP retient une réduction d'environ 60 % au palier élevé ^[11].

Agonistes alpha-2. La dexmédétomidine réduit la MAC selon sa concentration. Escobar et ses coauteurs, sur 6 chattes (États-Unis, 2012), modélisent une réduction maximale de 1,76 ± 0,07 point de MAC à partir de 2,07 %, pour une MAC minimale prédite de 0,38 ± 0,08 %, et les auteurs en déduisent que la dexmédétomidine seule ne devrait pas suffire à l'immobilité ^[446]. En 2019, sur 6 chats (États-Unis et Finlande), la réduction maximale atteignait 77 ± 4 %, ramenée à 60 ± 14 % avec une potence moindre quand le vatinoxan est ajouté, qui limite en échange la bradycardie et la hausse tensionnelle ^[682].

Lidocaïne intraveineuse. La réduction allait de 6 % en plus ou en moins au palier faible à 44 à 59 % au palier élevé, la MAC passant de 2,21 à 1,06 % (6 chats, 2005) ^[668]. À équipotence, la même équipe a mesuré une dépression cardiovasculaire plus marquée qu'avec l'isoflurane seul (index cardiaque et transport d'oxygène plus bas) et déconseille ce moyen d'épargne chez le chat ^[683]. Une série rétrospective coréenne de 2025 nuance cette réserve sans la lever, d'après le résumé : chez 18 chats sous perfusion de rémifentanil et de kétamine avec lidocaïne, contre 20 sans, la fraction expirée d'isoflurane était un peu plus basse (1,16 % contre 1,27 %), sans association avec l'hypotension, l'étude étant rétrospective et le résumé ne disant pas si les groupes étaient comparables au départ ^[684]. D'après l'AAFP, lidocaïne et dexmédétomidine abaissent la MAC sans bénéfice cardiovasculaire comme adjuvants ^[11]. La voie intraveineuse de la lidocaïne n'est couverte, en France, par aucune spécialité vétérinaire chez le chat (voir § 12) ^[71].

Opioïdes. L'effet est faible et variable. Chez 12 chattes (États-Unis, 2002), la réduction maximale était de 28 ± 9 % pour la morphine au palier élevé, 19 ± 3 % pour le butorphanol, 14 ± 7 % pour la buprénorphine et 11 ± 7 % pour l'agoniste kappa U50488H, seules la morphine à ce palier et le butorphanol paraissant cliniquement utiles aux auteurs ^[490]. En perfusion, le butorphanol réduisait la MAC de 23 ± 8 %, 37 ± 12 % et 68 ± 10 % selon le palier (6 chats, 2022) ^[685]. Administrée à objectif de concentration chez 6 chats sous isoflurane (États-Unis, 2025, d'après le résumé), la même molécule déprimait pourtant davantage la circulation qu'une concentration d'isoflurane plus élevée et équipotente, avec une bradycardie et une hypotension sévères chez 2 des 6 chats aux concentrations hautes en l'absence d'atropine ^[686]. Dans ce modèle, l'épargne de MAC ne protège pas la pression. La buprénorphine en perfusion à objectif de concentration donnait un effet très variable, de 2 à 34 % selon le chat, qui en limite l'intérêt clinique selon les auteurs (6 chats, 2025) ^[491]. Par voie épidurale, ni la morphine ni la buprénorphine ne réduisaient la MAC de façon détectable (6 chats, 2006) ^[669]. Le patch de fentanyl l'abaissait de 1,51 à 1,25 et 1,22 % selon sa taille (5 chattes, 2004), soit 17 et 19 % selon notre calcul, effet aboli par la naloxone ^[666].

Les phénylpipéridines se contredisent d'une équipe à l'autre. L'alfentanil réduisait la MAC au plus de 35,0 ± 6,6 % chez 6 chattes en 1997 ^[687], et l'association d'alfentanil et d'isoflurane réduit améliorait, à équipotence, les variables cardiovasculaires et atténuait la réponse hormonale à la stimulation ^[688]. En 2020, une autre étude de 6 chats ne trouve plus que 16,4 % pour l'alfentanil, 6,4 % pour le sufentanil et aucune réduction pour le fentanyl, effets levés par la naltrexone, trop faibles selon ses auteurs pour employer ces opioïdes seuls à cette fin ^[689]. Le rémifentanil réduisait la MAC de 23,4 ± 7,9 %, 29,8 ± 8,3 % et 26,0 ± 9,4 % avec un plafond dès le palier le plus faible, au Brésil en 2009 ^[670], mais ne la modifiait pas, la même année aux États-Unis, même à 75 fois la concentration analgésique, avec une dysphorie aux deux paliers les plus élevés ^[690]. Sans effet seul en 2024 (MAC de 1,87 ± 0,09 %), le fentanyl abaissait la MAC à 0,95 % une fois ajouté à l'association de trazodone et de dexmédétomidine, qui la portait déjà à 1,50 % ^[493]. En clinique, chez 66 chattes italiennes réparties en trois groupes, sans tirage au sort décrit par le résumé (2024), l'association de fentanyl et de tramadol en perfusion abaissait davantage la concentration expirée d'isoflurane que chacun des deux seul ^[691]. Le tramadol n'a en France aucune spécialité vétérinaire pour le chat (voir § 12). Selon l'AAFP, les opioïdes peropératoires permettent de baisser la concentration d'agent volatil jusqu'à 30 % ^[11]. Au plus 30 %, et parfois rien : la formule résume mieux ces études.

Gabapentine. Elle ne changeait pas la MAC par voie intraveineuse (de 2,10 à 2,09 % à toutes les concentrations, 6 chats, États-Unis, 2010) ^[671]. Donnée par voie orale deux heures avant, elle la réduisait de 31,58 ± 6,94 % (de 1,49 à 1,02 %), sans bénéfice hémodynamique (6 chats, Chine, 2023, essai croisé randomisé en aveugle) ^[672]. Deux équipes, deux voies, deux plans : le désaccord reste entier. La gabapentine n'a pas de spécialité vétérinaire en France (voir § 12).

Prégabaline. Par voie orale, chez 8 chats chinois (essai croisé randomisé contre placebo, 2024, d'après le résumé), elle réduisait la MAC de l'isoflurane de 18 et 24 % aux deux paliers les plus élevés, sans changement des paramètres physiologiques ^[554]. Ses effets sur la sédation et sur la pression du chat vigile figurent avec la prémédication (voir § 4).

Cannabidiol. L'huile de cannabidiol réduisait la MAC de 11 % selon le résumé, alors que ses moyennes (de 1,77 à 1,62 %) donnent 8,5 % (notre calcul), chez 16 chats thaïlandais (2025, étude expérimentale, d'après le résumé), résultat présenté avec les adjuvants de l'analgésie (voir § 8) ^[692].

Une épargne de MAC ne vaut pas analgésie. L'immobilité mesurée par la MAC et l'antinociception mesurée par un seuil thermique évoluent de façon indépendante sous rémifentanil chez le chat ^[690], et l'une ne permet pas d'inférer l'autre (voir § 8). Duke, dans une revue canadienne de 2013 sur l'anesthésie intraveineuse partielle, prête à cette technique, qui associe des opioïdes, des agonistes alpha-2, des agents injectables et de la lidocaïne, moins d'effets indésirables et une meilleure qualité d'anesthésie et d'analgésie, position de revue sans chiffre dans le résumé ^[693]. Dès 2011, l'AAHA citait les perfusions de lidocaïne, de kétamine et d'opioïdes pour renforcer l'analgésie ^[80], et sa version de 2020 cite la kétamine à concentration sous-anesthésique contre la sensibilisation centrale ^[20].

Anesthésie intraveineuse totale ou entretien gazeux

Aucun essai randomisé comparant directement une anesthésie intraveineuse totale (propofol ou alfaxalone) à un entretien à l'isoflurane sur le réveil du chat n'a été trouvé. Les recommandations admettent les deux. L'AAFP note que propofol et alfaxalone ont servi à l'anesthésie intraveineuse totale chez le chat, avec un réveil complet retardé après les perfusions longues de propofol et des réveils prolongés après les perfusions d'alfaxalone, d'une à deux heures jusqu'à la station debout ^[11]. L'AAHA accepte un entretien par perfusion, par doses répétées d'agents injectables ou par une combinaison d'injectables et de volatils, et rappelle que ces techniques évitent la vasodilatation dose-dépendante des agents volatils ^[20]. Côté autorisations françaises, une spécialité de propofol prévoit la perfusion à débit constant et l'alfaxalone est autorisée pour l'induction et l'entretien, quand la spécialité de propofol contenant de l'alcool benzylique est contre-indiquée en perfusion prolongée (voir § 12) ^{[86, 87]}.

Les séries d'alfaxalone en perfusion décrivent un entretien stable et un réveil lent. Chez 28 chattes suisses opérées après acépromazine ou médétomidine (2014), aucune n'est devenue apnéique ni n'a eu besoin d'une assistance ventilatoire. Sous médétomidine, fréquence respiratoire, ETCO2, température et pression Doppler étaient plus élevées et la fréquence cardiaque plus basse ^[376]. Les 34 chats stérilisés de la série franco-australienne, anesthésiés 115,5 minutes en médiane (de 14 à 160), étaient extubés 17 minutes après l'arrêt (de 3 à 48) et bougeaient pour la première fois 44 minutes après (de 7 à 130). La température rectale finale médiane était de 36,3 °C (de 34,0 à 39,5), et les auteurs attribuent une part des réveils longs à l'hypothermie (voir § 7) ^[622]. Des réinjections d'entretien ont été utilisées chez 8 des 34 chatons de moins de 12 semaines, et les auteurs les jugent envisageables quand l'inhalation n'est pas réalisable ^[637], et quatre réinjections successives n'ont pas produit d'accumulation clinique chez des chats non prémédiqués ^[628]. La modélisation prévoit un demi-temps contextuel qui croît avec la durée ^[630], tandis que la marche sans ataxie après propofol demande 148 minutes après 150 minutes de perfusion, contre 80 après l'induction seule et 74 après 30 minutes de perfusion ^[606].

Pour le propofol en perfusion, la dexmédétomidine change le résultat. Elle épargnait 72,8 %, 71,1 % et 74,6 % du propofol selon le palier dans un essai brésilien randomisé de 28 chattes opérées (quatre groupes de 7, 2022), et le groupe sous propofol seul a reçu le plus d'analgésies de secours et obtenu le plus mauvais score de réveil (médiane de 1, de 1 à 3, contre 4 dans les groupes Dex 1 et Dex 5) ^[694]. Sous anesthésie intraveineuse totale, le propofol a demandé plus souvent une ventilation manuelle que l'alfaxalone dans l'essai suisse de 2015 ^[254]. Quant au foie, la perfusion de propofol de la thèse brésilienne de 2011 n'a produit aucune moyenne hors des valeurs usuelles ^[609].

Les spécialistes l'emploient peu. Une enquête espagnole publiée en 2024 auprès de 153 anesthésistes diplômés des collèges américain et européen montre que 94 % pratiquent l'anesthésie intraveineuse totale chez le chat, 85 % avec l'alfaxalone, mais que moins de 1 % y recourent souvent dans cette espèce. Le réveil prolongé (61 %) et la crainte d'une accumulation (44 %) sont les motifs cités pour le chat ^[695].

Le protocole laisse aussi une empreinte immunitaire, de portée inconnue. Chez 24 chattes turques stérilisées sous trois protocoles anesthésiques différents (8 par groupe, essai randomisé, 2026, d'après le résumé), les profils de cytokines Th1 et Th2 différaient d'un protocole à l'autre, résultats que les auteurs présentent comme préliminaires et générateurs d'hypothèses, sans conséquence clinique mesurée ^[696].

Circuits respiratoires et agent expiré

Le circuit sans réinhalation reste la référence chez le chat, avec une borne de poids qui varie selon les textes. Pour l'AAFP, il oppose moins de résistance qu'un circuit avec réinhalation et ajoute peu d'espace mort, et son débit d'oxygène s'ajuste au capnographe pour garder un CO2 inspiré sous 5 mmHg. Le texte recommande ce circuit chez tous les chats, admet les circuits circulaires modernes au-dessus de 3 kg, et son tableau 3 propose l'un ou l'autre dès 3 kg, ce qui contredit sa recommandation générale. La recommandation interdit le bouton d'oxygène rapide sur un circuit sans réinhalation et limite l'espace mort de l'équipement à 20 % du volume courant ^[11]. L'AAHA situe l'usage courant du circuit sans réinhalation sous 3 à 5 kg, réserve le circuit circulaire aux patients plus lourds, admet un circuit pédiatrique en dessous faute de mieux, souligne le risque accru de barotraumatisme chez le chat, dont la capacité pulmonaire est faible, et conseille une alarme de haute pression ^[20]. Les deux revues de 2000 sur les systèmes avec et sans réinhalation, que cite l'AAHA, ne sont connues que par leur titre : le seuil de poids qu'on leur attribue n'a pas pu être vérifié ^{[697, 698]}. En 1992, une opinion d'expert jugeait acceptable un circuit circulaire adulte chez le patient sain dès 3 kg, la résistance, l'espace mort et la lenteur d'équilibration devant être pesés contre le coût et le temps ^[699].

Les comparaisons cliniques portent surtout sur les systèmes de Mapleson. Le mini-Lack parallèle, testé chez 20 chats britanniques (essai croisé, 2004), évitait la réinhalation avec un débit de gaz frais environ 2,8 fois plus faible que le T d'Ayre modifié (notre calcul), sans différence cardiorespiratoire, et consommait moins de vapeur en polluant moins ^[700]. Le système « Maxima » demandait lui aussi environ 2,8 fois moins de gaz frais que le T d'Ayre (notre calcul) chez 15 chats sous halothane (Royaume-Uni, 2000, essai randomisé croisé, p < 0,0001), mais l'écart-type de 0,77 publié pour le T d'Ayre est invraisemblable à côté de son homologue et relève probablement d'une coquille du résumé ^[701]. Testé chez 25 chats et petits chiens (Australie, 2015), le système Humphrey ADE évitait la réinhalation à un débit auquel le circuit de Bain laissait un CO2 inspiré de 8,8 ± 2,6 mmHg chez les 6 animaux où la comparaison a été faite ^[702]. Les différences entre agents pour le réveil et les gaz du sang, sur six heures, étaient les mêmes en circuit semi-fermé avec réinhalation et en circuit de Bain (le résumé ne compare pas directement les deux circuits), à une pression artérielle moyenne près, moins déprimée par le sévoflurane avec réinhalation ^[680]. Dans les cliniques néo-zélandaises qui ont répondu en 2018, le circuit sans réinhalation servait sous 10 kg, un Mapleson E ou F était employé par 61 % d'entre elles, et 14 % disposaient d'un ventilateur ^[98].

Ni l'AAFP 2018 ni l'AAHA 2020, dans les passages lus, ne recommandent explicitement de mesurer la concentration expirée d'agent volatil. Toutes deux s'appuient sur la profondeur clinique de l'anesthésie et la pression artérielle pour titrer l'agent, la capnographie servant à juger la ventilation ^{[11, 20]}. Chaque étude de MAC mesure en revanche la concentration de fin d'expiration ^{[665, 673, 675, 667]}, et c'est sur cette mesure que reposent les valeurs du tableau des MAC (voir § 7).

Synthèse des recommandations

Le détail des textes, version par version, figure avec les recommandations (voir § 14). Seuls leurs points sur l'induction et l'entretien sont repris ici. En 2011, l'AAHA décrivait une prémédication suivie d'une induction permettant l'intubation, un entretien aux agents volatils et des perfusions adjuvantes ^[80]. En 2018, l'AAFP demande une préoxygénation systématique, une injection d'induction assez franche pour éviter l'excitation des faibles doses puis titrée, et tient la chambre pour un dernier recours. Elle rappelle la MAC plus élevée du chat, une dépression cardiovasculaire de 50 à 70 % aux concentrations chirurgicales, une épargne jusqu'à 30 % par les opioïdes et d'environ 60 % par la kétamine, sans bénéfice cardiovasculaire de la lidocaïne ni de la dexmédétomidine. Pour les perfusions, elle limite celles de propofol, écarte la formulation à alcool benzylique et prévient de réveils d'une à deux heures après alfaxalone. Les circuits sans réinhalation y sont recommandés chez tous les chats, les circuits circulaires acceptés au-dessus de 3 kg ^[11]. Lue de façon partielle, la section consacrée au réveil situe 60 % des décès anesthésiques félins pendant le réveil, surtout dans les trois premières heures (voir § 9) ^[11].

L'AAHA de 2020 décrit l'induction intraveineuse au propofol, à l'alfaxalone, à l'étomidate, à l'association benzodiazépine-kétamine ou à la tilétamine-zolazépam, dosée à l'effet, et la voie intramusculaire associant un sédatif à la kétamine ou à la tilétamine-zolazépam pour le patient dont l'abord veineux est difficile. Masque et chambre n'y sont pas recommandés. L'entretien peut être volatil, injectable ou mixte, et l'alfaxalone intramusculaire à forte dose expose le chat sain à l'excitation et à l'hypermétrie au réveil. Le circuit sans réinhalation est réservé aux patients de moins de 3 à 5 kg, l'hypotension et l'hypoventilation figurent parmi les complications les plus fréquentes, et la mortalité du chat sain est donnée à 0,11 % (1 sur 895), les décès survenant surtout dans les trois premières heures. Pour un réveil dysphorique lié à une complication respiratoire, l'AAHA mentionne, dans certains cas, la titration de petites doses d'alfaxalone ou de propofol, sans chiffre repris ici (voir § 9) ^[20].

Apports des thèses et de la littérature non anglophone

Seize références en allemand et en portugais, thèses pour la plupart, élargissent cette partie. Quatre comblent un manque des sources anglophones lues : la description clinique, en 1985, des œdèmes et des laryngospasmes sous Alfathesin attribués au Cremophor ^{[305, 306]}, deux essais randomisés félins sur la pression intraoculaire sous kétamine ou isoflurane ^{[604, 645]}, une hémolyse intravasculaire biologique sous étomidate en perfusion ^[654], et un résultat sur la vitesse d'injection du propofol qui s'oppose à l'essai pilote australien ^[598]. D'autres précisent un chiffre ou un terrain : l'apnée transitoire en endoscopie digestive ^[595], les anesthésies répétées au propofol ^[615] ou à l'alfaxalone chez le chat cancéreux ^[638], la perfusion de propofol et le foie ^[609], la lidocaïne avant l'induction ^[618], la tilétamine-zolazépam à palier réduit ^[536], l'étomidate associé à l'alfentanil ^[655] et l'association intramusculaire de midazolam, médétomidine et kétamine ^[450]. Leur poids reste limité : onze ne sont lues qu'en résumé, la plupart portent sur moins de 50 chats, et trois thèses cliniques allemandes ne sont connues que par leur table des matières ^[651]. Aucune ne contredit frontalement un résultat anglophone, sauf sur la vitesse d'injection du propofol et sur l'effet du propofol sur la pression intraoculaire, où les situations mesurées diffèrent ^{[598, 604]}.

6. Voies aériennes, intubation et ventilation

Sur les 80 sources réunies pour cette partie, 4 ont été lues en texte intégral, 20 en partie, 48 en résumé seul et 7 par leur seul titre, une n'a pas été consultée. Il n'existe chez le chat, sur ces questions, ni grand essai randomisé ni méta-analyse : la preuve repose sur une grande enquête cas-témoins, des séries rétrospectives, de petits essais, des études sur cadavres ou sur simulateur, et des recommandations d'experts. Dix sources tirées de thèses, de mémoires et de la littérature non anglophone complètent ce volet. Six publications de 2024 à 2026 s'y ajoutent, quatre lues en résumé et deux connues par leur seul titre.

Intuber ou non : ce que disent les recommandations

Les recommandations félines de l'AAFP (2018) posent le problème par la perte des réflexes protecteurs et la dépression respiratoire de l'anesthésie générale, par le risque d'inhalation de liquides et de débris, notamment ceux des soins dentaires, et constatent que la sonde à ballonnet reste la technique la plus courante ^[11]. Parmi leurs points de synthèse figure cette phrase : « Most feline anesthetic deaths are due to obstruction of the cat's small and delicate airway », affirmation d'experts sans effectif à l'appui ^[11]. Le texte rappelle aussi que le larynx, sujet au spasme quand on le stimule, se lèse facilement ^[11].

L'AAHA (2020) sépare deux régimes. Elle exige l'anesthésie générale avec contrôle des voies aériennes pour les actes longs, invasifs ou douloureux (dentisterie, stérilisation programmée, orthopédie) et pour tout patient dont les voies aériennes sont compromises ou opérées, la sédation pouvant convenir aux actes courts, de moins de 30 minutes, peu invasifs, chez un patient sain ^[20]. Une sonde ou un dispositif supraglottique sécurise les voies aériennes le plus tôt possible après l'induction, et l'équipe se tient prête à intuber même sous sédation profonde ^[20].

Le discours des programmes de stérilisation de masse est plus nuancé. Pour l'Association of Shelter Veterinarians (2016), la sonde à ballonnet a été « historiquement » la référence, mais une pose inadaptée ou traumatique augmente le risque, « especially in cats », et il est acceptable de ne pas intuber le chat pour un acte court si le matériel d'intubation est prêt ^[90]. L'ASV n'exige pas d'intubation systématique sous protocole injectable équilibré. Elle exige en revanche, dans tout programme, la capacité d'intuber en urgence, et désigne les patients qui peuvent en bénéficier : brachycéphales, obèses, femelles en fin de gestation, chats atteints d'une affection respiratoire haute sévère, actes dépassant 30 minutes ^[90]. L'ASV juge aussi l'entretien au masque possiblement « safer than intubation for short procedures », en nommant ses risques (irritation bronchique, inhalation de contenu gastrique, pollution par les gaz) ^[90]. Pour la dentisterie, la WSAVA ne laisse aucune option : l'intubation y est obligatoire même là où les médicaments manquent et où l'anesthésie volatile n'existe pas ^[182]. Brodbelt, au terme de son analyse causale de CEPSAF, ramène la décision à une balance entre le risque du geste et le besoin d'une voie aérienne protégée ^[703].

Préoxygénation. L'AAFP la décrit chez le chat qui la tolère et la juge de pratique courante, tous les agents d'induction pouvant déprimer la respiration ^[11]. Selon l'AAHA, trois minutes d'oxygène pur procurent près de six minutes de saturation suffisante, surtout utiles en cas d'affection des voies aériennes ou d'intubation difficile prévisible ^[20]. La preuve citée par ces textes est canine : chez 20 chiens sains, d'après le résumé, la désaturation (SpO2 de 90 %) survenait en 69,6 ± 10,6 secondes (moyenne ± erreur standard) sans préoxygénation, contre 297,8 ± 42,0 secondes après trois minutes d'oxygène au masque ^[704]. Aucune étude équivalente chez le chat n'a été trouvée. Dans un rapport de cas canadien de laryngospasme prolongé, où l'intubation n'a réussi que neuf minutes après l'induction, les auteurs attribuent à la préoxygénation et à l'oxygénation apnéique l'absence de désaturation, la saturation restant entre 94 et 98 % ^[705].

Chambre et masque d'induction. Les trois recommandations nord-américaines les écartent de la routine. L'AAFP fait de la chambre un « last resort » et refuse le sac plastique posé sur la caisse de transport ^[11], l'AAHA ne les recommande pas, pour le stress, le contrôle retardé des voies aériennes et la pollution du personnel ^[20], et l'ASV demande d'éviter l'induction au masque et, strictement, la chambre ^[90]. Chez 28 chats prémédiqués d'un essai comparatif américain lu en résumé, l'induction au masque prenait 210 ± 57 secondes au sévoflurane contre 264 ± 75 à l'isoflurane, et deux chats par groupe présentaient un opisthotonos de moins de 45 secondes ^[659]. Une technique australienne d'induction rapide au masque, chez des chats non prémédiqués, permettait d'intuber environ trois minutes après le début, d'après le résumé, le masque seul étant décrit pour des actes mineurs ^[662]. Le masque facial ne protège pas des inhalations, rappelle l'AAFP ^[11]. D'après une série publiée en 2024, trois cliniques généralistes britanniques intubaient 958 chats stérilisés sur 1 015, les 61 chats restants, dont quatre sédatés, recevant l'oxygène au masque, neuf d'entre eux avec un peu d'isoflurane ^[84].

L'œil. Une thèse randomisée de Leipzig (2013, 48 chats aux yeux sains, quatre associations à base de kétamine) ne trouve pas de hausse significative de la pression intraoculaire après l'intubation (p = 0,063) ^[604]. C'est la seule mesure féline de cet effet trouvée.

Larynx du chat et laryngospasme

Les travaux fondateurs de Rex, en 1970 et 1971, portent sur le laryngospasme produit chez le chat par les agents volatils et par la stimulation mécanique du pharynx et des voies respiratoires. Seuls leurs titres ont pu être vus ^{[706, 707]}. Le réflexe est qualifié de complication « common » de l'intubation féline, déclenchée par une stimulation physique, chimique ou thermique du larynx ^{[705, 708]}, et la thèse de Brodbelt écrit que le chat, plus sujet au spasme laryngé que le chien, demande plus de soin à l'intubation, sa trachée étroite s'obstruant plus facilement par les sécrétions, les débris et le sang ^[703]. La fréquence du laryngospasme à l'intubation n'a pourtant été mesurée par aucune étude en conditions cliniques. Le chiffre le plus proche vient d'un essai mexicain lu en résumé : sous une association intramusculaire de xylazine et de tilétamine-zolazépam, 34 chats sur 47 n'ont pas pu être intubés à la première tentative, et 11 des 13 chats intubés du premier coup sans lidocaïne ni curare ont toussé de façon persistante ^[709].

L'AAFP décrit la conduite devant la toux ou la résistance (arrêter, approfondir l'anesthésie) et devant le spasme (arrêter, oxygéner), et le dit le plus souvent spontanément résolutif ^[11]. Le contrôle après le geste repose sur la vue des aryténoïdes de part et d'autre de la sonde, sur le capnogramme et sur la palpation du cou, qui ne doit trouver qu'un seul tube ferme ^[11]. Chez 35 chats prémédiqués d'un essai britannique, l'alfaxalone, le propofol et l'association midazolam-kétamine ne différaient pas par la mobilité aryténoïdienne vue en vidéolaryngoscopie (P = 0,33 et 0,29), et aucun mouvement aryténoïdien n'était visible chez 3 chats sous propofol et 3 sous midazolam-kétamine, malgré des mouvements respiratoires présents, d'après le résumé ^[710].

En 1985, à Berne, Glardon et Schatzmann décrivaient deux laryngospasmes sous alfaxalone-alfadolone : chez un chat dont le larynx était examiné, suivi d'une apnée et d'une cyanose rapides, et chez une chatte siamoise en soins dentaires, avec excitation et arrêt cardiocirculatoire après l'extraction, récupérée. Les auteurs recommandaient alors une phénothiazine bien avant le stéroïde, surtout chez les chats suspects de coryza ^{[305, 306]}. Le premier de ces chats est resté aveugle (voir § 10).

Les curares. Dans l'essai mexicain, la lidocaïne pulvérisée et le rocuronium intraveineux, attribués au hasard aux 34 chats non intubés du premier coup, donnaient des conditions d'intubation cliniquement acceptables comparables (p = 0,31), mais les chats sous rocuronium devaient être ventilés de 10 à 28 minutes ^[709]. Sur 8 chats en étude croisée, le rocuronium n'a jamais aboli entièrement la réponse laryngée, et une apnée d'au moins cinq minutes touchait 0, 1, 3 puis 7 chats sur 8 à quatre paliers croissants, d'où la conclusion des auteurs : une ventilation en pression positive doit être disponible ^[711]. En 2017, un rapport de cas canadien décrit quatre tentatives infructueuses par trois anesthésistes, puis une intubation réussie après rocuronium, neuf minutes après l'induction, la SpO2 n'étant jamais descendue sous 94 % et le réveil se faisant sans incident. Ses auteurs notent qu'un dispositif supraglottique n'aurait pas corrigé le spasme ^[705]. Le rocuronium n'a aucune spécialité vétérinaire en France (voir § 12) ^[71].

Désensibiliser le larynx

Efficacité. L'essai canadien de Dyson (1988) répartissait 32 chats en quatre groupes : ceux qui n'avaient reçu aucune désensibilisation ou une lidocaïne intraveineuse réagissaient davantage à l'intubation que ceux qui avaient reçu la lidocaïne localement, et ceux sans aucun traitement demandaient plus de tentatives que ceux traités localement (P < 0,05), d'après le résumé ^[712]. En électromyographie des muscles laryngés, sur 30 expériences australiennes, trois concentrations de lidocaïne désensibilisaient toutes le larynx, en 1,80 minute en moyenne, le retour à la réponse de base étant plus lent avec les concentrations fortes (p < 0,05) ^[713].

Délai. L'essai américain de Jones et coauteurs (2021) a stimulé le larynx de 110 chats, 22 par groupe, à 5, 15, 30, 45 ou 60 secondes après la lidocaïne. Aucun chat n'avait de réaction sévère à 45 ou 60 secondes, les écarts étaient significatifs entre 5 et 30 secondes (P = 0,03) et entre 5 et 45 secondes (P = 0,0028), et tous les chats ont été intubés du premier coup, même ceux dont la réaction était sévère, sans complication respiratoire au réveil ^[708]. Ses auteurs en tirent un délai d'au moins 45 secondes. L'essai n'avait ni groupe témoin ni évaluateur aveugle, et les effectifs par délai ne figurent que dans une figure non relue ^[708]. Son introduction cite un délai publié de 90 à 120 secondes, et un minimum de 60 secondes dans les études cliniques et les recommandations ^[708]. L'AAFP écrit 60 à 90 secondes ^[11]. Un essai turc randomisé en double aveugle de 2026 (24 chats, 8 par groupe, d'après le résumé) compare en application locale la prilocaïne à la lidocaïne : par rapport au sérum physiologique, la réactivité du larynx baissait plus tôt avec la prilocaïne, de 15 à 45 secondes, qu'avec la lidocaïne, à partir de 60 secondes, sans différence directe entre les deux à aucun moment ni effet indésirable relevé ^[714]. Côte à côte, la lidocaïne y agit à partir de 60 secondes, quand l'essai de Jones ne voit plus de réaction sévère dès 45 secondes, avec d'autres critères et d'autres effectifs ^{[714, 708]}. Les conditions d'intubation n'ont pas été évaluées dans l'essai turc.

Les lésions que la pulvérisation peut causer. L'AAFP met en garde contre l'embout de seringue au contact des aryténoïdes et contre les flacons à buse, dont la pression d'expulsion peut léser la muqueuse ^[11]. Une étude histologique australienne de 1983, lue en résumé, trouvait un certain degré d'œdème et de lésions cellulaires, les lésions cellulaires étant plus marquées du côté pulvérisé que du côté protégé du même larynx, jamais assez graves pour constituer un danger après l'anesthésie ^[715]. Après pulvérisation laryngée, chez 14 chats iraniens en étude croisée, les concentrations plasmatiques maximales médianes valaient 34,1 ng/mL avec la solution faiblement concentrée et 93,6 ng/mL avec la plus concentrée, au pic de 10 minutes. Elles atteignaient 1 770 ng/mL chez un chat quand une anesthésie locale intratesticulaire s'y ajoutait, association que les auteurs jugent sûre chez le chat adulte sain, d'après le résumé ^[716]. La WSAVA demande de compter la lidocaïne laryngée dans le calcul de la dose totale d'anesthésique local ^[182]. Deux chats américains ont inhalé l'extrémité d'un coton-tige imbibé de lidocaïne, cassée par une morsure chez l'un et par un mouvement chez l'autre. Les fragments, logés dans une bronche souche, ont été retirés par bronchoscopie, et les auteurs déconseillent cette technique, en rappelant qu'aucun consensus n'existe sur la meilleure façon de désensibiliser le larynx félin ^[717].

La benzocaïne. Un chat a présenté une détresse respiratoire, des vomissements et un collapsus 15 à 20 minutes après l'application cutanée d'une crème à la benzocaïne, et s'est amélioré sous bleu de méthylène ^[718]. Pulvérisée sur les muqueuses nasopharyngées de 38 chats et de sept autres groupes d'espèces, et appliquée à la seringue sur la muqueuse buccale de cinq groupes de rongeurs, la benzocaïne produisait une méthémoglobinémie chez plus de 95 % des animaux, de 3,5 à 38 %, au pic de 15 à 30 minutes. Le résumé, tronqué, ne donne pas le chiffre propre au chat ^[719]. Absent des recommandations de l'AAFP et des deux articles récents sur la lidocaïne laryngée ^{[11, 708, 717]}, le mot « benzocaine » ne figure dans aucune recommandation lue : la mise en garde repose sur ces deux études anciennes.

En France. Une spécialité de lidocaïne en pulvérisation laryngopharyngée, autorisée depuis le 22 octobre 2018 pour le chat seul, a pour indication l'anesthésie locale de la muqueuse laryngée en vue de faciliter l'intubation en empêchant le réflexe laryngé. Aucune benzocaïne vétérinaire n'est autorisée chez le chat (voir § 12) ^{[71, 91]}.

Laryngoscope, introducteur et nombre de tentatives

Lu en résumé, un essai randomisé américain de 125 chats intubés par des étudiants montre qu'un introducteur souple portait la réussite à la première tentative de 46 % (28 sur 61) à 79 % selon le résumé (51 sur 64, soit 79,7 % par notre calcul, P < 0,001), et la sonde de 3,0 mm de diamètre interne était associée à l'échec ^[720]. Chez 38 étudiants répartis en deux groupes, ceux entraînés sur un larynx félin imprimé en trois dimensions (16) avaient une médiane de 1 tentative, contre 2 pour la formation standard (22) (p = 0,005), sans changement du taux d'échec (25 % contre 27 %, p = 1,000) ^[721]. Le traumatisme aryténoïdien décrit en 2007, que ses auteurs disent non documenté auparavant, suivait une intubation où le larynx était mal vu et la force excessive : une déchirure latérale à l'aryténoïde droit, sans conséquence apparente pour le chat ^[722]. Un document de formation d'une anesthésiste vétérinaire, non révisé par les pairs, insiste sur un plan d'anesthésie suffisant, la vision directe et l'anesthésie locale, la sonde ne s'avançant que cordes vocales ouvertes ^[723]. Aucune étude de la vidéolaryngoscopie comme aide à l'intubation du chat n'a été trouvée. Le décubitus dorsal pour l'intubation du chat fait l'objet d'une lettre d'un auteur français parue en 2024, connue par son seul titre ^[724]. Une thèse munichoise de 2007 rapporte une intubation « sans problème dans plus de 64 % » après une association intramusculaire de midazolam, de médétomidine et de kétamine, sans dénominateur retrouvable (18 chats anesthésiés chacun 8 à 9 fois) ^[450].

Diamètre et profondeur. L'AAHA retient le plus grand diamètre qui franchit les aryténoïdes sans traumatisme, l'extrémité distale à mi-chemin entre le larynx et l'entrée du thorax ^[20], l'AAFP une longueur mesurée d'avance des incisives à l'entrée du thorax et un laryngoscope pour une intubation atraumatique ^[11]. Les auteurs bernois de 1985 plaçaient déjà le ballonnet à mi-chemin entre le larynx et la bifurcation trachéale. Ils conseillaient chez le petit patient des sondes percées d'orifices latéraux contre les bouchons de mucus, et une sonde qui ne descende pas dans une bronche souche ^[306]. L'intubation sélective est dite fréquente chez le chat, mais sa fréquence n'est « absolument pas documentée », selon une thèse toulousaine de 2019 qui l'a étudiée au scanner et dont le résumé ne donne aucun résultat ^[725]. Pour le chaton, une étude rétrospective coréenne de 2024 (15 chatons d'environ 12 semaines, radiographie et scanner, d'après le résumé) trouve une trachée plus large en région cervicale haute et plus étroite vers la carène, et ses auteurs proposent la côte la plus crâniale comme repère pour placer une sonde à ballonnet ^[726].

Ce que CEPSAF écrit sur l'intubation

Menée dans 117 centres britanniques de juin 2002 à juin 2004, l'enquête CEPSAF a recensé 79 178 anesthésies et sédations de chats et 175 morts classées comme liées à l'anesthésie ou à la sédation, auxquelles 14 décès ont été ajoutés pour l'estimation du risque. Le résumé de l'article de 2007 cite parmi les facteurs associés à une hausse des chances de mort l'état ASA, l'âge, les poids extrêmes, l'urgence et la complexité de l'acte, « endotracheal intubation, and fluid therapy », la surveillance du pouls et l'oxymétrie de pouls étant associées à une baisse ^[85]. Sa conclusion recommande « greater care with endotracheal intubation and fluid administration » ^[85]. La mortalité elle-même est discutée ailleurs (voir § 2).

L'article de 2007, lu en entier dans une copie, donne dans son modèle final (723 observations sur 730) 148 cas et 360 témoins intubés, 27 cas et 195 témoins non intubés, un rapport de cotes de 1,9 (IC 95 % 1,0-3,7) et P = 0,042 ^[85]. La thèse de doctorat de Brodbelt (2006), qui porte sur les mêmes données et dont les chapitres utiles ont été lus, imprime le même rapport de cotes ^[703]. En analyse univariée, 148 cas et 419 témoins étaient intubés, contre 27 cas et 135 témoins non intubés, et la thèse imprime un rapport de cotes de 3,0 (IC 95 % 1,9-4,7 ; P < 0,001). Recalculé sur ces effectifs, le rapport brut vaut 1,77 (notre calcul), alors que le même calcul redonne exactement le 3,0 imprimé pour l'oxygène : un effectif mal imprimé ou un ajustement non décrit expliquent l'écart, et les effectifs de l'article (195 et 360 témoins) redonnent 2,97 (notre calcul), proche du 3,0 imprimé, ce qui laisse penser que ce sont les 135 et 419 témoins de la thèse, identiques à ceux de sa ligne sur l'oxygène, qui sont mal imprimés ^{[703, 85]}. Le modèle multivarié final (723 observations sur 730) donne à la sonde un rapport de cotes de 1,9 (IC 95 % 1,0-3,7), avec P = 0,06 au test du rapport de vraisemblance, et l'auteur écrit qu'elle était « just non-significant at the 5% level » et maintenue dans le modèle « on biological grounds » ^[703]. Y figurent aussi l'état ASA (tendance par catégorie, rapport de cotes de 3,2), l'acte majeur (2,7), un poids de 0 à 2 kg (15,7), la perfusion (3,9), et l'association du pouls et de l'oxymètre (0,2) ^[703]. Le même rapport de cotes de 1,9 est donc significatif dans l'article (P = 0,042) et tout juste non significatif dans la thèse (P = 0,06), à la limite de la significativité ^{[85, 703]}.

Mineur ou majeur. La thèse a testé l'interaction entre la sonde et le type d'acte : le rapport de cotes valait 2,3 pour les actes mineurs et 0,6 pour les actes majeurs, interaction non significative (p = 0,08 au test du rapport de vraisemblance) et non retenue, l'ajustement du modèle étant moins bon avec elle ^[703]. L'auteur en propose cette lecture : dans les actes invasifs, l'avantage d'une voie aérienne protégée l'emportait sur le risque du geste, dans les actes simples le geste comptait davantage ^[703]. L'ASV cite ce résultat pour admettre de ne pas intuber le chat lors d'actes courts, en le rattachant à l'article de cohorte de 2008 et en le traduisant par une durée d'anesthésie inférieure à 30 minutes ^{[90, 139]}. Or il vient de l'analyse d'interaction de la thèse, il n'était pas significatif, et la variable opposait actes mineurs et majeurs, non des durées ^[703].

Le mécanisme, selon l'auteur. Brodbelt rappelle que l'association avait déjà été décrite chez le chat par Clarke et Hall (1990) et par Dyson et coauteurs (1998), et l'explique par une voie aérienne plus petite et plus sensible au traumatisme, au spasme et à l'œdème que celle du chien, de sorte qu'une intubation mal faite peut accroître les complications ^[703]. Il note que 60 % des morts félines survenaient après l'intervention, contre 47 % chez le chien, et que certaines « could have been related to difficult intubations and laryngeal swelling » ^[703]. Appliquant les critères de Hill, il juge l'association d'une ampleur raisonnable, sans gradient biologique possible puisque seule la mort était étudiée, plausible et cohérente, et conclut que « on balance the evidence supports a causal association » ^[703]. La confusion par l'indication est traitée par l'ajustement sur l'état ASA, l'urgence et le type d'acte. Aucune phrase des passages lus n'attribue l'association à une confusion résiduelle ^[703]. Dans sa revue de 2010, connue par son résumé, le même auteur écrit que l'intubation et la fluidothérapie « may reflect higher risk techniques in cats compared with dogs » ^[266]. L'intubation n'était pas associée à la mort chez le chien de la même enquête ^[703].

L'antécédent ontarien. Dans sa cohorte ontarienne (66 cliniques, 1993, 8 702 chats), Dyson attribuait à l'intubation un rapport de cotes de 1,7 pour les complications, qui touchaient 1,3 % des chats, et non pour la mort, qui en touchait 0,1 %, d'après le résumé ^[94].

Ce qu'en disent les études suivantes. Les recommandations n'ont pas repris le chiffre. L'AAHA en retient la conséquence pratique : les déchirures trachéales sont un problème « significant » chez le chat intubé, difficile à intuber ^[20]. L'AAFP cite CEPSAF pour la surveillance du pouls et de l'oxymétrie, et aussi pour l'idée que la plupart des morts surviennent dans les trois heures suivant l'anesthésie et tiennent souvent à une obstruction des voies aériennes, sans phrase sur l'intubation elle-même ^[11]. Une étude cas-témoins américaine de 822 cliniques (89 chats morts, 92 témoins) donnait un taux de mort liée à l'anesthésie de 11 pour 10 000 chez le chat et retenait l'âge, l'acte non programmé, l'absence d'enregistrement de la SpO2 et le poids croissant, l'intubation n'apparaissant pas dans le résumé ^[250]. Dans COMPLRED, cohorte multinationale de 198 centres et 14 962 chats, la ventilation mécanique, non l'intubation, est associée à la mortalité, d'après le résumé ^[83]. Son analyse par race (14 964 chats, 94 morts, 0,63 %) écrit que le modèle « does not capture » la stratégie de gestion des voies aériennes, et attribue 20 des 67 morts de chats non brachycéphales (30 %) à une cause respiratoire ^[141]. L'intubation n'était associée, chez les 1 019 chats stérilisés de la série britannique, ni à la bradycardie (P = 0,91), ni à l'apnée (P = 0,41), ni à l'hypoxémie (P = 0,10), et la seule mort, au réveil, semblait due à une obstruction ou à un spasme des voies aériennes ^[84]. Parmi 147 chats morts autour d'une anesthésie dont le rapport d'autopsie était complet, soumis aux laboratoires diagnostiques canadiens, l'appareil respiratoire était le plus souvent porteur de lésions contributives (31 sur 97, 31,9 %), et la pneumonie par inhalation comme la déchirure trachéale figuraient parmi les complications, chiens et chats confondus ^[150]. Selon CEPSAF, les causes de mort des chats étaient respiratoires dans 16 cas (9 %) et cardiovasculaires ou respiratoires sans distinction possible dans 99 (57 %), les causes respiratoires regroupant obstruction, hypoventilation et défaut d'échanges gazeux ^[139]. Le document de formation déjà cité évoque un rôle possible du traumatisme et de l'œdème des voies aériennes dans la fréquence des obstructions respiratoires postopératoires du chat, sans chiffre propre ^[723].

La rupture trachéale

Les deux séries de référence, lues en résumé. Hardie et coauteurs ont réuni 16 chats (1983-1998), 9 opérés et 7 traités sans chirurgie, la plupart anesthésiés pour des soins dentaires. Emphysème sous-cutané, toux, haut-le-cœur, dyspnée, anorexie et fièvre en étaient les signes, la trachéoscopie la méthode de choix du diagnostic, et les deux traitements réussissaient sauf quand la lésion atteignait la carène ^[35]. Sur 10 cadavres, le surgonflage du ballonnet rompait la trachée de 7, pour un volume d'air près de quatre fois supérieur à celui qui assurait en moyenne l'étanchéité chez 20 chats sains (notre calcul sur les valeurs du résumé) ^[35]. Mitchell et coauteurs ont réuni 20 chats (1996-1998), vus de 5 heures à 12 jours après l'anesthésie, dont 14 (70 %) après un détartrage, tous les chats radiographiés porteurs d'un pneumomédiastin et d'un emphysème sous-cutané ^[34]. Dix-huit des 19 chats traités l'ont d'abord été médicalement. Quinze, en dyspnée modérée, n'ont reçu que ce traitement, et 4 ont été opérés pour une dyspnée sévère, bouche ouverte malgré l'oxygène, ou un emphysème qui s'aggravait. Au total, 18 se sont améliorés, un est mort après la chirurgie et un avant toute intervention, soit 2 morts sur 20 (10 %, notre calcul) ^[34]. La plupart de ces chats se traitent médicalement, concluent les auteurs, la chirurgie étant réservée à l'aggravation ^[34].

Deux désaccords. Selon le document de formation déjà cité, la rupture trachéale après intubation « is often fatal » ^[723]. Hardie et Mitchell disent l'inverse : 2 morts sur 20, et des traitements qui réussissent hors atteinte de la carène ^{[34, 35]}. Sur le diagnostic, Hardie fait de la trachéoscopie la méthode de choix ^[35], quand un rapport de cas de 2008, qui a posé le diagnostic au scanner, écrit qu'elle « has been unsuccessful » chez le chat ^[727].

Mécanismes et cas. Ce rapport de cas canadien, lu en texte intégral, s'accompagne d'une revue de littérature qui désigne le surgonflage du ballonnet comme la cause la plus fréquente, décrit des ruptures plus étendues avec les ballonnets à grand volume et basse pression, moins nombreuses quand le gonflage se règle à l'écoute de la fuite, et cite la manipulation excessive de la sonde en cours d'anesthésie. C'est le côté gauche qui y est le plus souvent atteint ^[727]. Le cas lui-même est celui d'une chatte de 9 ans, détartrée, porteuse le soir même d'un emphysème sous-cutané généralisé. Au scanner apparaissait une déchirure de la membrane dorsale de C2 à C4, le traitement conservateur a été suivi d'une chirurgie au cinquième jour pour une déchirure d'environ 2 cm, et la chatte est sortie trois jours plus tard. Une corticothérapie prolongée y est évoquée comme facteur de risque possible ^[727]. Un cas australien de 1994 suivait aussi des soins dentaires, avec une issue favorable ^[728]. Une lacération péricarinale produite en 2004 chez un chat suisse de 11 ans a mis en échec une intubation endobronchique de secours, instable à cause de la petite taille de l'animal ^[729]. Trois chats suisses publiés en 1988 forment la plus ancienne série européenne trouvée, qui n'a pu être lue : on ignore si ces ruptures suivaient une intubation ^[730]. Une phrase isolée de l'AAFP donne un pronostic sombre aux déchirures intrathoraciques, sans effectif ^[11].

Pneumomédiastin et fuites d'air. Sur 45 chats en pneumomédiastin (2000-2010), l'anesthésie générale avec intubation et ventilation en pression positive était la première cause (17 sur 45, 38 %), devant les traumatismes (12, 27 %). L'emphysème sous-cutané touchait 30 chats (66 %), le pneumothorax 21 (47 %), et 87 % survivaient jusqu'à la sortie, d'après le résumé ^[731]. Une série anatomopathologique espagnole décrit un syndrome de fuite d'air iatrogène chez deux chats après lacération trachéale d'intubation ^[732]. Sur 20 cadavres, la rupture produite par surgonflage mesurait en moyenne 3,27 ± 0,96 cm, et une colle de fibrine appliquée par endoscopie pour combler la brèche en a scellé 6 sur 9 cadavres frais, la pose en pont n'en scellant aucun ^[733].

Les soins dentaires et le changement de position. Le lien avec la dentisterie revient dans toutes les séries : 14 ruptures sur 20 après un détartrage ^[34], « most ruptures » chez Hardie ^[35], des cas isolés après détartrage ou soins dentaires ^{[727, 728]}, et une sténose cinq mois après un détartrage ^[734]. Trois textes demandent de déconnecter la sonde du circuit quand on retourne le patient, la rotation de la sonde dans la trachée pouvant déchirer celle-ci, surtout si le ballonnet est trop gonflé : l'AAHA ^[20], la WSAVA, qui cite Mitchell et vise particulièrement le chat ^[182], et le rapport de cas de 2008 ^[727]. Une étude espagnole du dispositif supraglottique applique la même règle pour éviter la rotation du dispositif ^[735].

La pression du ballonnet

Deux études seulement ont mesuré au manomètre la pression du ballonnet chez le chat vivant ^{[190, 736]}. Sur 40 chats britanniques, avec deux marques de sonde, le gonflage guidé par la palpation du ballonnet témoin donnait 36 ± 13 et 45 ± 13 cmH2O, la technique du volume occlusif minimal 56 ± 28 et 66 ± 25 cmH2O, valeurs supérieures, selon les auteurs, à celles où le débit sanguin muqueux est réputé gêné ^[190]. Avec 30 cmH2O dans le ballonnet, 95 % des chats n'avaient pas de fuite audible avant une pression inspiratoire de 10 et 12 cmH2O selon la sonde, et les auteurs recommandent un manomètre dédié, d'après le résumé ^[190]. Sous protoxyde d'azote, chez 24 chats allemands, la pression montait avec le temps, significativement dès 45 minutes (p = 0,005), de 3 cmH2O en moyenne à 60 minutes mais jusqu'à 48 cmH2O chez certains, d'où un contrôle régulier recommandé chez le chat ^[736].

Sur un simulateur de voies aériennes félines, 12 étudiants et 8 anesthésistes obtenaient de 10 ± 5 à 29 ± 19 cmH2O selon le groupe et la technique. Tous les groupes atteignaient mal la plage visée et l'expérience n'y changeait rien, d'après le résumé ^[737]. Cette même équipe australienne a comparé quatre techniques, dix gonflages chacune, en prenant pour cible une plage empruntée à l'anesthésie humaine, aucune valeur propre au chat n'existant ^[189]. La palpation plaçait 5 gonflages sur 10 dans la plage et 2 au-dessus (jusqu'à 74 cmH2O), le volume occlusif minimal aucun dans la plage et 6 au-dessus (jusqu'à 70), la perte de résistance 4 dans la plage et 5 au-dessus (jusqu'à 64), la seringue numérique 10 sur 10 dans la plage ^[189]. Les résultats écrivent d'abord qu'aucune différence n'existait entre techniques, puis que la seringue numérique faisait significativement mieux (P < 0,001 dans le résumé, P = 0,001 dans le texte) ^[189]. Selon eux, prévenir le surgonflage du ballonnet félin compte davantage que prévenir le sous-gonflage, le chat étant surreprésenté parmi les ruptures trachéales après hyperinflation du ballonnet ^[189].

Sur le danger, les recommandations s'accordent sans fixer de valeur féline. Selon l'AAFP, le surgonflage peut nécroser ou déchirer la trachée, risque plus grand avec les ballonnets à grand volume, et signale l'existence de manomètres ^[11]. L'AAHA et la WSAVA mettent en garde contre le surgonflage, la seconde « particularly in cats » ^{[20, 182]}. Dès 1985, la casuistique bernoise décrivait chez un chien une trachéite fibrineuse mortelle partie de l'appui d'un ballonnet « trop dur ou trop gonflé » ^[306].

Autres lésions et incidents liés à la sonde

Sténose trachéale. Un seul cas félin de sténose après intubation a été trouvé : un Bleu russe de 12 ans, toussant et respirant bouche ouverte depuis un détartrage sous anesthésie cinq mois plus tôt, porteur à l'entrée du thorax d'une sténose avec hyperplasie réactionnelle et granulomes chroniques attribués à la sonde, traité par prothèse et suivi 27 mois sans complication. Ses auteurs coréens écrivent que la sténose trachéale du chat résulte « often » de l'intubation, sans chiffre ^[734].

Obstruction de la sonde. Parmi les 1 019 chats de la série britannique, 10 ont été réintubés pour une obstruction partielle ou complète de la sonde, alors que le tableau donne 1,1 % d'obstructions, soit environ 11 chats (notre calcul), écart que les auteurs n'expliquent pas ^[84]. Brodbelt rattache ce risque au petit diamètre trachéal du chat ^[703], la casuistique bernoise aux bouchons de mucus chez le petit patient ^[306]. Un corps étranger endobronchique iatrogène, survenu pendant une intubation, a été publié chez un chat en 2024, cas connu par son seul titre ^[738].

Œdème oropharyngé. Deux chats suisses ont présenté une obstruction des voies aériennes hautes après un lavage d'oreille sous anesthésie. Chez le premier, l'œdème oropharyngé rendait la trachée invisible et l'équipe a renoncé à l'extubation, la ventilation mécanique se poursuivant jusqu'au lendemain. Le second a été réintubé en urgence après l'extubation, et les deux sont sortis, d'après le résumé ^[739].

Bronchoscopie. Sur 79 chats bronchoscopés dans deux centres britanniques, la désaturation (SpO2 < 90 %) touchait 24 chats (30,3 %), 22,9 % avec une sonde et 22,2 % avec un masque laryngé, contre 48,0 % avec un cathéter trachéal d'insufflation (P = 0,034). Deux pneumothorax (2,5 %) et un arrêt cardiaque mortel (1,3 %) sont rapportés ^[740].

Pression dans les voies aériennes. Pour l'AAHA, le risque de lésion par pression élevée est accru chez le chat et le petit chien ^[20], et le couple intubation et ventilation en pression positive est la première cause de pneumomédiastin félin dans la série de 45 chats déjà citée ^[731].

Ce que voient les propriétaires. Dans un mémoire d'Utrecht de 2012 lu en partie, la voix était enrouée le lendemain chez 5 chats sur 11 intubés contre 2 sur 10 sous dispositif supraglottique, selon les propriétaires (p = 0,455) ^[255]. La toux après l'extubation n'a fait l'objet d'aucune mesure de fréquence chez le chat (voir § 9).

Dispositifs supraglottiques, masque laryngé et masque facial

Les recommandations. L'AAFP tient le dispositif supraglottique félin (v-gel) pour une « suitable alternative » à la sonde, avec moins d'inconfort et de stridor et une meilleure prise alimentaire après son usage, utilisable en ventilation spontanée et en ventilation contrôlée jusqu'à 16 cmH2O, le capnographe permettant d'en contrôler la position ^[11]. Elle en écrit aussi les limites : la position ne se vérifie pas à la vue, le dispositif se déplace facilement quand le chat change de position, il peut prendre trop de place pour les actes dans la bouche, et la ventilation contrôlée n'a été testée que jusqu'à 16 cmH2O ^[11]. L'AAHA et l'ASV l'admettent comme option ^{[20, 90]}. Les premières publications, en 2010 et 2013, sont signées par un auteur lié au concepteur du dispositif et n'ont été vues que par leur titre ^{[741, 742]}.

Comparaisons avec la sonde. Vingt chats néerlandais stérilisés en ventilation spontanée ont été randomisés : le premier capnogramme exploitable arrivait plus vite avec le v-gel, et le stridor au réveil était plus fréquent avec la sonde, sans autre différence, d'après le résumé ^[33]. Le mémoire d'Utrecht déjà cité, encadré par deux des trois auteurs de cet article, compare 21 chats et donne les effectifs que le résumé n'avait pas : stridor chez 6 chats sur 11 avec la sonde, aucun sur 10 avec le v-gel (p = 0,006), premier capnogramme à 52,6 ± 30,5 secondes avec le v-gel contre 117,3 ± 27,5 avec la sonde ^[255]. Il s'agit très probablement de la même étude, 21 chats au lieu de 20, écart non expliqué. Posé par des étudiants sans expérience chez 33 chats américains, le v-gel demandait moins de temps et moins de tentatives (P < 0,01), fuyait moins juste après la pose (P < 0,01) et à 60 minutes (P = 0,04), et s'accompagnait de moins d'inconfort des voies aériennes au retrait (P = 0,03) et d'une meilleure prise alimentaire (P = 0,03), d'après le résumé ^[743]. Onze chats d'un premier usage clinique néerlandais, sous v-gel seul, ne montraient ni changement d'appétit ni changement de voix selon leurs propriétaires ^[744]. Sur 20 chats turcs randomisés (10 par groupe, 2025, d'après le résumé), la pression intraoculaire était plus élevée avec le v-gel qu'avec la sonde à 2 et 5 minutes, la fréquence cardiaque jusqu'à 10 minutes, sans différence de pression artérielle ni de saturation, et les auteurs jugent le dispositif peu adapté au chat atteint d'une maladie oculaire ou d'une atteinte cardiovasculaire ^[745]. Le petit effectif et le protocole anesthésique propre à l'essai en limitent la portée.

La fuite en ventilation contrôlée, deux résultats opposés. En Suisse, un essai de 45 chats en trois bras (v-gel, masque laryngé classique, sonde) a exclu significativement plus de chats intubés pour une fuite supérieure à 20 % du volume courant, à toutes les pressions testées, et le v-gel se posait à un plan d'anesthésie plus léger ^[746]. Un essai thaïlandais de 30 chats en ventilation à volume contrôlé trouvait au contraire la fuite supérieure à 20 % dans 8 essais sur 75 avec le v-gel contre 1 sur 75 avec la sonde (p = 0,03), et l'hypercapnie (ETCO2 > 45 mmHg) dans 18 essais sur 75 contre 3, la résistance statique étant plus basse avec le v-gel (22,0 ± 8,1 contre 36,6 ± 12,9 cmH2O/L/s, p < 0,01) ^[747]. Mode ventilatoire et réglage du ballonnet de la sonde différaient d'un essai à l'autre. Chez 13 chats sous v-gel, volume contrôlé et pression contrôlée donnaient 3 fuites sur 65 séances chacun (P = 1,000) et 10 contre 17 hypercapnies (P = 0,194), avec un travail respiratoire plus élevé en pression contrôlée, l'étude, présentée comme randomisée, faisant en réalité recevoir les deux modes à chaque chat ^[748]. Une modélisation numérique sur 20 scanners ne trouve pas de différence de résistance globale entre sonde et dispositif (p = 0,48), les résistances régionales se situant à la connexion pour la sonde et à la glotte pour le dispositif, d'après le résumé ^[749].

La pose en pratique. À Munich, sur 146 chats analysés, le v-gel classique a pu être posé chez 145 (99,3 %), au premier essai chez 136 (93,2 %, notre calcul). Il s'est déplacé chez 9 (6,2 %), plus souvent en décubitus dorsal qu'en décubitus sternal (P = 0,018), et 5 ont été intubés à sa place ^[750]. Les auteurs rapportent une régurgitation, une fuite du coussinet entamé par les dents et une toux à l'insertion chez 17 chats, liée à une anesthésie plus légère, sans laryngospasme. Aucun test de fuite n'a été fait, et le résumé parle d'environ 7 % de remplacements quand la conclusion parle d'environ 6 % de déplacements ^[750].

Ce que montre le scanner. À Nantes, chez 20 chats sains sous v-gel « Advanced » en ventilation contrôlée, l'extrémité du dispositif était dans l'œsophage chez les 20, mais le sphincter œsophagien n'était complètement obturé que chez 7. L'épiglotte restait libre chez tous, la pose demandait une tentative chez 10, deux chez 7 et trois chez 3, aucune intubation de secours n'a été nécessaire, et aucune fuite audible n'a été entendue aux pressions basses employées ^[256]. Le gaz digestif augmentait après la pose et après cinq minutes de ventilation (P < 0,001), toujours léger ou modéré, et 4 chats présentaient une cyanose et une congestion de la langue après la ventilation, par compression de sa base ^[256]. Pour l'équipe nantaise, l'intubation trachéale « should remain the standard of care » pour le contrôle des voies aériennes et la ventilation mécanique, l'obturation incomplète de l'œsophage posant la question de la protection contre l'inhalation ^[256]. Sur 69 scanners de chats sous le même dispositif, tous à capnogramme normal, l'étanchéité manquait autour des épaules du dispositif dans 43 cas (62,3 %), au larynx dans 10 (14,5 %) et à l'œsophage dans 50 (72,5 %), avec une rotation légère ou forte dans 18 (26 %) et 4 (5,7 %). Aucune complication n'a été notée, et les auteurs écrivent qu'un capnogramme normal ne confirme pas la bonne position ^[751]. Une lettre critique, signée par deux employés du fabricant, a répondu à cette étude, et son contenu n'a pas été lu ^[752].

Fuites et inhalation en série clinique. Dans une colonie espagnole de chats errants stérilisés, la fuite d'au moins 20 % touchait 6 chats sur 46 (13 %) en ventilation spontanée, 18 sur 43 (41,8 %) en pression positive continue à 5 cmH2O, puis 12,7 %, 2,1 %, 6,5 % et 13,3 % aux pressions croissantes, 45 mesures sur 316 au total (14,2 %), les dispositifs réutilisés fuyant moins que les neufs (p = 0,003) ^[735]. Du contenu gastro-œsophagien a été trouvé dans le dispositif chez 5 chats sur 51 (9,8 %), une pneumonie par inhalation chez un, sorti une semaine plus tard après traitement médical, une euthanasie après inhalation de contenu gastrique chez un autre, et aucun incident chez 46 sur 51 ^[735]. Sur 40 chatons de laboratoire anesthésiés deux fois, le reflux gastro-œsophagien touchait 9 chatons avec la sonde et 20 avec un masque laryngé classique (22,5 % contre 50 %, notre calcul ; p = 0,013), sans être visible à l'observation ^[93]. Un dispositif supraglottique ne lève pas un spasme, rappelle enfin le rapport de cas de laryngospasme ^[705].

Le masque facial. Il ne protège pas des inhalations ^[11], expose à l'irritation bronchique, à l'inhalation et à la pollution par les gaz ^[90], et l'AAHA rattache l'exposition du personnel aux machines et ballonnets non étanches, aux inductions au masque ou en chambre et à l'évacuation des gaz ^[20]. Son usage persistait chez 61 chats stérilisés sur 1 019, dont quatre sédatés, dans les cliniques britanniques déjà citées, neuf d'entre eux recevant aussi de l'isoflurane ^[84].

Extubation et réveil des voies aériennes

Le moment et la répartition des morts félines après l'intervention sont exposés avec le réveil (voir § 9) et la mortalité (voir § 2). Un réveil optimal comprend, pour l'AAFP, le retour de la conscience et, le cas échéant, l'extubation dans les 15 à 30 minutes qui suivent la fin de l'anesthésie. Le capnographe reste sur la sonde jusqu'à l'extubation, et l'obstruction, le bronchospasme et le laryngospasme peuvent tous concourir à l'hypoxémie ^[11]. L'AAFP décrit aussi le chat qui panique faute de respirer normalement après l'extubation, certains devant alors être réendormis et réintubés ^[11]. L'oxygène se prolonge au réveil chez le chat asthmatique comme chez le chat obèse, pour le second en raison de l'hypoventilation ^[11]. L'AAHA situe l'extubation quand la fréquence respiratoire et la SpO2 sont normales et que le patient protège ses voies aériennes en déglutissant vigoureusement, le ballonnet étant dégonflé juste avant le retrait ^[20]. Après une dentisterie ou une rhinoscopie, elle décrit au contraire un retrait ballonnet légèrement gonflé, le nez plus bas que l'occiput, pour ramener caillots et débris, et rappelle que la dépression respiratoire persiste souvent au début du réveil ^[20]. L'ASV fait surveiller tous les patients jusqu'à ce qu'ils soient extubés, en décubitus sternal et réactifs, la perméabilité des voies aériennes figurant parmi les paramètres du réveil ^[90].

Un désaccord sur le moment du retrait. Selon le RCP français de la lidocaïne laryngée pour chat, le spasme laryngé « peut également être stimulé au moment du retrait de la sonde endotrachéale », et ce retrait « doit être effectué lorsque l'animal est encore sous anesthésie » ^[91]. L'AAHA, elle, attend la déglutition vigoureuse ^[20]. Ces deux textes ne visent pas la même situation, mais aucune étude féline comparant une extubation profonde à une extubation au retour des réflexes n'a été trouvée.

Le stridor. Il était plus fréquent après la sonde qu'après le v-gel dans les petits essais déjà cités, 6 chats sur 11 contre aucun sur 10 dans le seul qui donne les effectifs ^{[33, 255]}, l'essai américain de Barletta parlant d'inconfort des voies aériennes au retrait du dispositif plutôt que de stridor ^[743]. Brodbelt suppose dans sa thèse qu'une partie des morts postopératoires du chat tiennent à des intubations difficiles et à un œdème laryngé ^[703], et la seule mort de la série britannique de 2024, une dyspnée au réveil suivie d'un arrêt respiratoire puis cardiaque, semblait due à une obstruction ou à un spasme ^[84].

Reflux gastro-œsophagien, sténose œsophagienne et pneumonie par inhalation

Le reflux. Deux études félines seulement mesurent le reflux sous anesthésie, constate une revue systématique grecque de 2022, qui ajoute que le jeûne, la position et les antiémétiques n'avaient été étudiés que chez le chien ^[48]. Sous surveillance du pH œsophagien, chez 50 chats grecs, le reflux touchait 4 chats sur 25 sous thiopental et 3 sur 25 sous propofol, différence non significative (7 sur 50, 14 %, notre calcul). Il survenait peu après l'induction, durait 23 minutes en moyenne, toujours acide (pH < 4,0), une seule régurgitation était visible, et aucun chat n'a développé d'œsophagite ni de sténose, d'après le résumé ^[43]. À Davis, chez 27 chats sains en dentisterie, intubés, l'impédancemétrie associée à la pH-métrie trouvait au moins un épisode chez 9 chats (33,3 %), 7 sur 14 sous placebo et 2 sur 13 sous oméprazole, sans aucun reflux ni régurgitation visible ^[42]. La clairance acide durait en moyenne 106,5 ± 107,2 minutes sous placebo (de 7,1 à 220), et l'oméprazole, qui élevait le pH gastrique (7,2 ± 0,4 contre 2,8 ± 1,0 ; P < 0,001), ne réduisait pas significativement le nombre d'épisodes (P = 0,057), ni la proportion de chats ayant eu au moins un épisode (rapport de cotes 2,75, IC 95 % 0,77-9,86, P = 0,069) ^[42]. Sur les mêmes effectifs, la revue systématique écrit p = 0,057 pour l'incidence, valeur que l'article donne pour le nombre d'épisodes ^[48]. Cette fréquence féline est jugée par les auteurs semblable à celle du chien ^[42], chez qui le reflux touchait 16,3 % de 240 animaux dans une étude grecque plus ancienne, surtout peu après l'induction, et augmentait avec la durée du jeûne ^[337]. Le jeûne du chat est traité avec la préparation (voir § 3).

La position, que la revue disait non étudiée chez le chat, l'a été depuis. Connue par son résumé, une thèse brésilienne de 2025 fait du décubitus dorsal un facteur prédictif du reflux chez 60 chattes, plus important que le protocole anesthésique, sans donner de fréquence ni d'effectifs ^[336]. Le masque laryngé classique doublait le reflux par rapport à la sonde chez 40 chatons de laboratoire ^[93]. Une fréquence publiée de 12 à 33 % est citée dans un cas grec de 2025 ^[753].

De la régurgitation à l'inhalation. Un modèle expérimental canadien de 1986, conçu pour l'anesthésie humaine, montrait chez 7 chats sous kétamine que le volume gastrique nécessaire à une régurgitation dépassait d'au moins vingt fois celui qui, injecté dans la trachée, lésait le poumon ^[754]. Reflux et régurgitation peuvent causer œsophagite, pneumonie par inhalation et, dans les cas extrêmes, sténose œsophagienne, écrit l'AAHA, qui décrit une aspiration puis un lavage de l'œsophage, voies aériennes protégées par la sonde ^[20].

La sténose œsophagienne. Une série grecque de 20 sténoses bénignes (13 chiens, 7 chats) en rattache 13 (65 %) à une œsophagite de reflux survenue sous anesthésie, dont 9 après une ovariohystérectomie de convenance, 2 pour pyomètre et une après césarienne ^[755]. Les signes apparaissaient de 8 à 21 jours après l'anesthésie, par une régurgitation progressive des aliments solides. Chez les 12 animaux opérés d'une ovariohystérectomie ou d'une césarienne, la sténose siégeait dans l'œsophage thoracique distal, et 14 sur 20 (70 %) ont bien évolué, 6 ont été euthanasiés. Le partage entre chiens et chats des cas postanesthésiques n'est pas donné ^[755]. En Suisse, deux chats sains ont présenté quelques jours après une anesthésie une œsophagite sévère, suivie chez l'un d'une rupture œsophagienne, d'une médiastinite et d'un pyothorax, chez l'autre d'une sténose, d'un diverticule et d'une perforation iatrogène. Tous deux ont été euthanasiés, et les auteurs jugent ces lésions graves rares ^[44]. Une sténose sévère a suivi une seule sédation à la xylazine chez un chat grec, dilatée avec succès par endoscopie, d'après le résumé ^[753]. Sept chiens et chats en 1978 et un rapport sur le chat en 1986 forment les séries anciennes, vues par leur seul titre ^{[756, 757]}.

La pneumonie par inhalation. Les 28 chats d'une série américaine avaient pour facteurs les vomissements chez 12 (43 %), une anesthésie chez 5 (18 %), une alimentation entérale chez 5 (18 %), une affection œsophagienne chez 4 (14 %), neurologique chez 2 (7 %) et laryngée chez 1 (3,6 %), le lobe moyen droit étant atteint chez 18 (64 %) et 25 chats (89 %) survivant jusqu'à la sortie, d'après le résumé ^[758]. Aucune série féline de pneumonie par inhalation postanesthésique avec facteurs de risque n'a été trouvée. Sur 140 711 anesthésies ou sédations canines de six facultés, l'incidence était de 0,17 %, liée notamment à la régurgitation, à la laparotomie, à la chirurgie des voies aériennes hautes et à l'endoscopie, les soins dentaires et la stérilisation n'y étant pas associés ^[759]. La transposition au chat n'a pas été étudiée. Avec le dispositif supraglottique, l'étude espagnole déjà citée compte une pneumonie et une euthanasie après inhalation sur 51 chats ^[735].

La dentisterie et la sonde à ballonnet

La position de l'American Veterinary Dental College (2004), lue en entier, attribue à l'anesthésie inhalée avec sonde à ballonnet trois avantages : la coopération du patient, la suppression de la douleur et la protection des voies aériennes et des poumons contre l'inhalation accidentelle ^[192]. Le détartrage sans anesthésie y est renommé « Non-Professional Dental Scaling », l'accès sous-gingival de chaque dent étant impossible chez l'animal éveillé, l'effet « purely cosmetic », et le moindre mouvement de tête pouvant blesser l'animal ou faire mordre l'opérateur ^[192]. La WSAVA (2020) s'y oppose fermement, en invoquant l'inhalation de sang, de salive et de débris sous sédation, voies aériennes non protégées, et cite l'association vétérinaire australienne pour qui cette pratique nuit très probablement au bien-être ^[182]. Elle recommande aussi un tamponnement oropharyngé, une inspection de l'oropharynx avant l'intubation, des sondes de taille adaptée pour éviter la lésion trachéale, un laryngoscope, et toute thérapie parodontale sous anesthésie générale avec une sonde à ballonnet bien étanche ^[182]. Aucune étude du tamponnement pharyngé chez le chat n'a été trouvée, et l'expression « pharyngeal pack » est absente de l'AAFP, où « gauze » ne sert qu'à fixer la sonde, et qui cite l'eau dans la bouche pendant les soins dentaires parmi les causes de refroidissement (voir § 7) ^[11].

Avant la lésion trachéale, les séries de ruptures placent souvent une dentisterie ^{[34, 35, 727, 728, 734]}. Tous en dentisterie, les 27 chats de l'essai sur le reflux avaient subi des extractions dans 17 cas (63 %) ^[42]. La WSAVA signale aussi, au même geste, le risque de cécité lié à l'ouverture prolongée de la bouche (voir § 10) ^[182]. Inaccessibles au volet voies aériennes, les recommandations dentaires de l'AAHA (2019) ont été lues en partie à propos des ouvre-bouche (voir § 10) ^[181]. La dentisterie du chat âgé est traitée avec les populations particulières (voir § 11).

Ventilation et capnographie

L'AAFP tient l'hypoventilation et l'hypercapnie pour fréquentes sous anesthésie, la fréquence respiratoire pour un mauvais indicateur de l'efficacité des mouvements d'air, et la capnographie avec courbe pour l'outil qui évalue à la fois la respiration et le matériel ^[11]. L'AAHA place l'adaptateur du capnographe sur la sonde pour confirmer l'intubation puis l'y laisse jusqu'à l'extubation, avec des valeurs d'ETCO2 d'environ 35 à 45 mmHg chez le patient éveillé ^[20]. Pour l'ASV, la position de la sonde se vérifie à la vue ou au capnographe ^[90]. Bibliographique et illustrée de capnogrammes de chats et de chiens, une thèse toulousaine de 2002 constatait que la capnographie était alors la technologie de surveillance la moins utilisée en pratique vétérinaire, d'après le résumé ^[760]. Les fréquences d'hypocapnie, d'hypercapnie et d'apnée mesurées en clinique générale sont données avec la surveillance (voir § 7) ^[84].

La ventilation mécanique, marqueur ou cause. La ventilation contrôlée portait dans CEPSAF un rapport de cotes univarié de 10,6, non retenu dans le modèle final, à lire comme un marqueur de gravité plus que comme l'effet de la technique ^[703]. Une mortalité plus élevée est associée à la ventilation mécanique dans la cohorte COMPLRED, sans que le résumé donne le rapport de cotes ^[83]. À São Paulo, une thèse de 2014, connue par son résumé, a ventilé 17 chats mâles en pression contrôlée par paliers croissants puis décroissants, avec un scanner à chaque palier : le palier de pression le plus bas donnait la plus petite surface hyperinflatée (4,68 ± 4,7 %) et la plus grande surface normalement aérée (83,6 ± 6,24 %), au prix d'une acidose respiratoire ^[761]. Sous dispositif supraglottique, l'hypercapnie était plus fréquente qu'avec la sonde en volume contrôlé ^[747], et la plupart des chats faisaient une hypocapnie rapide en ventilation contrôlée dans l'étude nantaise ^[256]. C'est de l'essai suisse que vient le seuil de 16 cmH2O sous lequel le v-gel reste utilisable en ventilation contrôlée chez le chat sain, et l'AAFP le reprend tel quel ^{[746, 11]}. À volume courant fixe, une étude expérimentale brésilienne de 2024 sur des chats et des chiens de petit format (huit animaux en tout ou huit par espèce, le résumé est ambigu) trouve au chat moins d'espace mort qu'au petit chien, donc une ventilation plus efficace qui demande une fréquence plus basse, d'après le résumé ^[762].

Thèses et littérature non anglophone

Les apports de ce volet modifient peu l'état des preuves, mais ils le précisent sur quatre points. Lue en entier pour sa première partie, la casuistique bernoise de 1985 fixe déjà la profondeur du ballonnet, le danger du surgonflage et le laryngospasme du chat sous stéroïde anesthésique ^{[305, 306]}. Les effectifs du stridor qui manquaient au résumé de l'essai publié viennent du mémoire d'Utrecht ^[255]. La position du chat entre, avec une thèse brésilienne, parmi les facteurs du reflux ^[336], et une autre thèse mesure au scanner l'effet de la pression de ventilation sur le poumon félin ^[761]. Restent inexploitées la série suisse de 1988 sur la rupture trachéale, qui n'a pu être lue ^[730], et une thèse de Leipzig (2000) sur le propofol chez le chat, dont la table des matières annonce une discussion de l'intubation ^[651].

7. Surveillance peranesthésique, hypotension, hypothermie et fluides

Normes de surveillance et leurs versions

Le collège américain, de 1995 à 2025. Trois versions des recommandations de surveillance de l'American College of Veterinary Anesthesiologists se sont succédé. La première, élaborée en 1994 et publiée en 1995 sous le nom de « suggestions », n'est pas indexée dans PubMed et n'est connue que par la deuxième ^{[763, connu par 219]}. Celle de 2009, lue en entier, dit avoir déplacé son objectif de l'absence de mortalité vers la réduction de la morbidité, et précise qu'aucune modalité ne garantit un résultat ^[219]. Fréquence et rythme cardiaques en continu, pouls, couleur des muqueuses et temps de recoloration y sont obligatoires, alors que pression artérielle et ECG « should also be monitored ». L'oxymétrie est demandée « whenever possible », la capnographie simplement recommandée, la température prise périodiquement pendant l'anesthésie et le réveil, puis si possible quelques heures après le retour au chenil, et les paramètres notés au moins toutes les 5 à 10 minutes ^[219]. Le texte distingue trois niveaux de personnel : une personne dédiée au seul patient, recommandée pour tout animal ASA III à V ; une personne qui contrôle au moins toutes les 5 minutes ; une personne présente dans la salle mais occupée ailleurs, le chirurgien pouvant en tenir lieu, avec dans ces deux derniers cas des moniteurs sonores cardiaque et respiratoire ^[219]. La troisième version, celle de l'ACVAA en 2025, a été lue en texte intégral ^[95]. Rédigée avec deux sociétés de techniciens et d'anesthésistes et parue sans relecture par les pairs de la revue, elle révise et élargit le texte de 2009 : circulation, oxygénation, ventilation, température, curarisation et profondeur, puis sédation, personnel et aides cognitives ^[95]. Elle ne se veut pas un standard de soins, range ses recommandations en trois paliers, minimum, alternatif et avancé, et propose des méthodes de remplacement quand la technique minimale manque, structure qu'un entretien avec une coautrice avait annoncée ^{[95, 764]}. Le minimum s'élargit. Capnographie, ECG continu et pression artérielle, oscillométrique au moins, y entrent, quand 2009 se contentait de les recommander, et le texte veut un anesthésiste responsable du patient qui ne le quitte jamais, là où 2009 admettait une personne présente mais occupée ailleurs ^{[95, 219]}. Fréquence cardiaque, pression, saturation et ETCO2 se notent en règle toutes les 5 minutes, les autres paramètres au moins toutes les 15 minutes ^[95]. Le seul changement que le texte signale lui-même face à 2009 est le stimulateur nerveux, devenu obligatoire sous curare. Communs au chien et au chat, sans valeur propre à l'espèce, ses seuils sont repris avec chaque paramètre ^[95].

AAHA et AAFP. L'AAHA de 2011, lue en entier, veut une surveillance continue des fonctions cardiovasculaire, respiratoire et nerveuse, une fiche d'anesthésie écrite et des relevés toutes les 5 à 10 minutes, plus souvent en cas de changement brutal ^[80]. Son tableau des outils qualifie la mesure invasive de « Most accurate, but technically difficult », le Doppler et l'oscillométrie de « Technically easy, but can be inaccurate », et renvoie au collège pour le détail. La version de 2020 range parmi ses prérequis un « Dedicated anesthetist », un cathéter veineux, l'oxygène, la fréquence respiratoire, l'ETCO2, la SpO2, la fréquence cardiaque, la pression, l'ECG, le maintien de la température, la surveillance du réveil et la fiche ^[20]. Aucune fréquence de relevé chiffrée n'y figure, ce que relève aussi l'enquête canadienne de 2021 ^{[20, 97]}. Ce texte associe moniteurs électroniques et examen par l'anesthésiste, et écrit que l'absence de surveillance multiplie la cote de mort anesthésique « by a factor of 5-35 », chiffre dont l'origine est discutée avec la mortalité (voir § 2) ^[20]. L'AAFP de 2018, recommandation d'anesthésie propre au chat lue en partie, rappelle que le moniteur « is an extension of the physical senses but is not a substitute for physical assessment » et recommande de noter les paramètres « at least every 15 mins », un relevé toutes les 5 minutes permettant de mieux suivre l'évolution ^[11].

Australie, Nouvelle-Zélande, Canada, Allemagne. Les standards australiens de 2018 n'ont été vus que par leur titre ^[765]. La déclaration de 2024 du chapitre d'anesthésie de l'ANZCVS, connue par les extraits qu'en publie le chapitre, exige une personne dédiée et formée, un oxymètre, un capnographe, un appareil de pression et un thermomètre, et une fiche d'anesthésie dans tous les cas ^[766]. En Colombie-Britannique, l'ordre professionnel a rendu la surveillance obligatoire le 1er avril 2019, sous peine d'enquête : pression mesurée sauf circonstance exceptionnelle, fréquences et valeurs notées environ toutes les 5 minutes, température notée à l'examen préanesthésique, dans les 5 minutes qui précèdent la chirurgie, toutes les 15 minutes pendant l'intervention et à sa fin, puis fréquences et température entre 15 et 60 minutes après l'extubation ^[767]. Le chirurgien n'y peut surveiller que si une seconde personne note les paramètres, et le texte se dit adapté de la version 2009 du collège américain. Au Québec, l'Ordre des médecins vétérinaires imposerait la fiche d'anesthésie, selon l'enquête québécoise, dont nous n'avons pas lu la source ^[96]. La recommandation allemande de 2016, en allemand et sans résumé indexé, n'est connue que par une thèse munichoise : pouls toutes les 5 à 10 minutes, ECG et pression au-delà de 30 minutes d'anesthésie, capnographie recommandée chez l'intubé et obligatoire sous ventilation, fiche toutes les 5 à 10 minutes, formation régulière du personnel ^{[365, connu par 768]}.

Où les textes divergent entre eux. La fréquence de relevé va de 5 à 10 minutes (collège américain 2009, AAHA 2011, recommandation allemande 2016, connue seulement par une thèse munichoise) à environ 5 minutes (Colombie-Britannique, 2019), à au moins 15 minutes avec 5 jugé meilleur (AAFP 2018), à 5 minutes pour la fréquence cardiaque, la pression, la saturation et l'ETCO2 et 15 minutes pour le reste (ACVAA 2025), et à aucun chiffre (AAHA 2020) ^{[219, 80, 365, 768, 767, 11, 95, 20]}. La capnographie, recommandée en 2009, devient un minimum en 2025 et un « must » dans la déclaration australienne de 2024 ^{[219, 95, 764, 766]}. Aucune recommandation de surveillance de l'ECVAA, de la BSAVA ni de la WSAVA n'a été trouvée : les textes disponibles sont nord-américains, australiens et allemands. Une enquête européenne de 2021 mesurait le respect des recommandations de l'AVA, sigle que son résumé développe à tort en « American Society of Anesthesiologists » ^[769].

Qui surveille, en France. La loi du 24 mars 2025 a modifié l'article L. 243-3 du Code rural pour permettre de déléguer des actes à des salariés inscrits sur une liste tenue par l'Ordre, la liste des actes étant renvoyée à un arrêté ^{[100, 101]}. Le projet publié par la revue de l'Ordre en mai 2025 classe la « Surveillance du monitoring et alerte », l'intubation et l'extubation parmi les actes délégables, la mise en place du monitoring et le relevé des paramètres parmi les gestes permis sans délégation ^[101]. L'arrêté fixant la liste définitive n'avait pas été trouvé au 21 octobre 2026 (voir § 12).

Listes de contrôle

La liste de l'Association of Veterinary Anaesthetists, diffusée en mars 2020 et lue en entier, suit trois temps : avant l'induction (identité, consentement, cathéter, matériel des voies aériennes, ballonnets, machine vérifiée le jour même, circuit étanche et valve de surpression ouverte, personne désignée pour surveiller), avant la procédure (profondeur adaptée) et au réveil (voies aériennes, respiration, circulation et bilan des fluides, température, douleur, plan d'intervention, personne désignée) ^[770]. Une liste en ligne accompagne l'AAHA de 2020 ^[20]. L'ACVAA de 2025 recommande une liste de contrôle du matériel, une liste chirurgicale et une liste de transmission standardisée, y compris pendant le réveil immédiat ^{[95, 764]}.

Les effets mesurés viennent d'études, toutes lues dans leur seul résumé, qui mêlent les espèces ou ne portent que sur la chirurgie. D'après le résumé d'une étude suédoise avant-après sur 520 chiens et chats, les complications à six semaines passaient de 52 sur 300 animaux sans liste à 15 sur 220 avec (17,3 % contre 6,8 %, notre calcul ; P = 0,0003), infections du site opératoire et troubles de cicatrisation compris ^[99]. Les espèces ne sont pas séparées dans le résumé, et une partie des complications a été recueillie par téléphone auprès des propriétaires. Chez 3 286 chiens d'un hôpital universitaire texan, la liste n'a modifié ni l'infection (OR ajusté 1,02 ; IC 0,63-1,66), ni la morbidité, ni la mort à 30 jours (1,15 ; 0,72-1,83), mais a évité une erreur de site ^[771]. Dans l'Ontario, elle n'était utilisée que dans 374 des 784 chirurgies examinées (47,7 %), de moins en moins au fil des trimestres. L'oubli y était le premier obstacle, cité par 24 des 41 répondants ^[772]. À Berne, la liste conçue par méthode Delphi était utilisée dans 32 % de 69 anesthésies observées, puis dans 45 % de 64 autres. 9 de ses 19 utilisateurs disaient qu'elle leur avait évité une erreur ^[773]. Chez des étudiants de Calgary, au moins une tâche avait été omise dans 56 des 83 anesthésies (67,5 %), dont 4 avec une valve de surpression fermée ^[774]. Chez ceux de Caroline du Nord, les erreurs de montage tombaient de 111 sur 1 691 occasions à 15 sur 1 947 ^[775]. Les enquêtes d'usage donnent 70 % d'utilisateurs parmi 513 répondants britanniques en 2023 ^[776], 257 autres vétérinaires nord-américains sur 1 157 (22 %) contre 49 chirurgiens diplômés sur 77 (64 %) la même année, 359 des 590 généralistes non utilisateurs ignorant leur existence ^[777], et 14 hôpitaux de référé britanniques sur 14 répondants (17 sollicités) en 2026, avec une médiane de 30 items, souvent sans rapport avec la sécurité ^[778]. La fiche d'anesthésie a aussi été mesurée : dans un hôpital coréen, une fiche électronique peu coûteuse, hébergée en ligne, rendait plus complètes certaines données du registre de 984 anesthésies ou sédations de chiens et de chats comparées avant et après sa mise en place, la classe ASA y étant notée dans 83,8 % puis 97,0 % des cas, quand le grade du souffle cardiaque (85,5 % puis 68,7 %) et la durée d'anesthésie (98,2 % puis 93,9 %) l'étaient moins (2026, d'après le résumé) ^[779]. L'effet d'une liste sur la mortalité ou les complications anesthésiques du chat en particulier n'a été mesuré par aucune étude.

Matériel disponible dans les cliniques

Toutes les données sont déclaratives, à faible taux de réponse, et les questions changent d'un pays à l'autre. En Australie, d'après le résumé d'une enquête de 2001 (environ 19 % de 4 800 vétérinaires), 93 % des répondants disposaient d'une aide à la surveillance, surtout l'alarme d'apnée, le stéthoscope œsophagien et l'ECG, les auteurs jugeant préoccupante la dépendance à l'alarme d'apnée, dont la fiabilité n'est pas prouvée ^[591]. Chez les répondants équipés de plusieurs moniteurs, une thèse munichoise qui a lu ce texte en entier donne 84 % d'alarmes d'apnée et 24 % d'oxymètres ^{[768, 591]}. La même thèse attribue à une enquête britannique de 2015 des taux d'équipement qui ne figurent pas dans le résumé de cette étude, consacrée aux compétences des jeunes diplômés : ils ne sont pas repris ^[780]. En Nouvelle-Zélande, d'après le résumé, 104 des 113 cliniques déclaraient en 2018 un anesthésiste dédié habituel, mais 39 seulement posaient d'habitude un cathéter veineux au chat ^[98]. L'enquête de 2020 sur la stérilisation de la chatte, 361 réponses, décrit des pratiques variables sans pourcentage dans le résumé ^[320].

Les deux enquêtes canadiennes menées en 2016, lues en entier, montrent l'écart entre deux populations voisines. Au Québec (156 répondants sur 748), l'oxymétrie était déclarée par 117 répondants sur 131 (89 %), la pression par 74 sur 130 (57 %), l'ECG par 35 sur 130 et la capnographie par 33 sur 131 (25 %). La chirurgie de routine était surveillée par une personne dédiée chez 31 sur 131 (24 %), un aide de chirurgie chez 74 et le chirurgien lui-même chez 26. 72 répondants sur 130 (55 %) ne remplissaient jamais de fiche d'anesthésie ^[96]. Au Canada anglophone (126 répondants sur 1 016), la pression était déclarée par 89 sur 109 (82 %), l'oxymétrie par 92 sur 109, l'ECG par 56 et la capnographie par 41, celle-ci par 9 centres de référé sur 11 contre 32 cliniques générales sur 98 (P = 0,002). Chez 74 sur 108 (69 %), une personne dédiée surveillait, et 25 sur 109 ne remplissaient jamais de fiche ^[97]. L'ECG était présent mais inutilisé chez 22 des 82 répondants qui en possédaient un ^[97].

Au Royaume-Uni, d'après le résumé d'une enquête de 2019 (524 réponses), ce sont surtout les infirmiers diplômés qui vérifient, montent le matériel et surveillent, des tâches critiques étant confiées à d'autres personnes que des vétérinaires, des infirmiers diplômés ou des élèves infirmiers, et la contrainte financière vient en tête des freins ^[781]. En Australie, en 2024, 61 % des 310 cliniques déclaraient une personne dédiée en permanence, 98 % l'oxymétrie, 46 % la capnographie et 11 % un défibrillateur, 22 % employant du personnel de surveillance sans qualification, sans effectifs dans le résumé ^[782]. Cette enquête européenne, 767 questionnaires dont 25 de France, trouve un meilleur équipement dans les structures les mieux dotées en personnel, sans pourcentage par appareil dans son résumé. Aucune autre source ne contient de réponses françaises ^[769]. Datant de 2000, une enquête américaine n'a été vue que par son titre ^[783]. L'oxymétrie était employée chez 93 % des chats de la série de Brown et Murison, lue en entier (trois cliniques britanniques, 2017 à 2021, 1 019 chats sains stérilisés), alors que ces auteurs citent 72 % pour CEPSAF, chiffre identique à la part des centres utilisant un oxymètre en routine dans l'enquête par questionnaire de la thèse de Brodbelt, et que 42 % des chats témoins de l'enquête en avaient un (voir § 2) ^{[84, 92, 85]}. Aucune enquête sur le matériel de surveillance des cliniques françaises n'a été trouvée. Interrogés à Zurich, 317 propriétaires de chiens et de chats accordaient une grande importance à la supervision de l'anesthésie par un spécialiste et se disaient prêts à en payer le surcoût si leur vétérinaire le recommandait, une opinion et non une mesure de pratique ^[364].

Oxymétrie de pouls

Pour l'AAFP, l'œil ne voit la désaturation qu'au stade de la cyanose, vers 70 à 80 % de SpO2, et un chat qui respire de l'oxygène pur et affiche moins de 90 % est « in serious trouble » : l'oxymètre est un moniteur de crise, dont la courbe atteste la qualité du signal ^[11]. Selon l'AAHA de 2020, l'hypoxémie commence sous 95 % et devient sévère sous 90 %, reste rare chez l'intubé sous oxygène, et la couleur des muqueuses en est un indicateur peu sensible ^[20]. Sous oxygène, l'ACVAA de 2025 fait rechercher la cause de toute valeur inférieure à 95 % ^[95].

L'exactitude chez le chat repose sur peu de travaux. La seule comparaison à une co-oxymétrie artérielle trouvée porte sur 5 chats, et n'a été lue que dans son résumé : sur l'ensemble des paliers de saturation, l'erreur quadratique moyenne de cinq oxymètres allait de 5,6 à 10,7 points chez le chat contre 1,7 à 2,7 chez le chien, et de 2,6 à 4,8 points au-dessus de 90 %, avec 0 à 32 % d'échecs de lecture selon l'appareil sur l'ensemble des paliers (0 à 43 % au-dessus de 90 %) ^[784]. La corrélation y variait selon le site, de 0,49 à la lèvre à 0,79 à la patte postérieure, la langue étant à 0,54. Chez 103 chats munichois, d'après le résumé, l'échec global du signal atteignait 37,6 et 48,0 % selon l'appareil, mais 4,5 et 35,3 % sur la langue, site au plus faible taux d'échec. Après une prémédication à la dexmédétomidine, l'échec de l'un passait de 22,4 à 49,0 % (P < 0,0001), celui de l'autre de 3,8 à 5,2 % ^[785]. Trois études de la langue, lues dans leur résumé, précisent la mesure : une compresse glissée sous la pince élève la SpO2 du chien et du chat, sans doute par la pression de contact ^[786]. La base et la pointe de la langue ne diffèrent pas chez 15 chats, dépourvus d'anastomoses artério-veineuses linguales ^[787]. La partie épaisse donne une SpO2 médiane plus haute de 2 points chez 10 chats ^[788]. Deux équipes turques, dont seuls les résumés ont été lus, ont comparé des montres connectées et une chaussette du commerce à un moniteur vétérinaire chez des chats sains anesthésiés, avec des biais de 0,2 à -2,1 points sur 10 chats et de -0,5 point sur 307 paires chez 20 chats, sans gaz du sang de référence ^{[789, 790]}.

Mesure de la pression artérielle

Les recommandations s'accordent sur un brassard couvrant environ 40 % de la circonférence du membre, 40 à 50 % pour l'AAHA de 2011 ^{[11, 80]}. L'AAFP juge le Doppler fiable quelle que soit la taille du patient, l'oscillométrie moins fiable chez les petits, la mesure directe la plus juste mais exigeante, et rappelle que la palpation du pouls ne renseigne pas objectivement sur la pression ^[11]. Vérifier une valeur par une seconde technique, Doppler par exemple, et contrôler que le brassard n'a pas glissé, est ce que propose l'AAHA de 2020 ^[20]. L'ACVAA place en 2025 la pression oscillométrique au minimum, relevée au moins toutes les 5 minutes, et encourage à vérifier que l'oscillomètre a été validé selon les standards proposés par le consensus de l'ACVIM de 2018, établis pour le chien et le chat vigiles ^{[95, 361]}. Dans les études qui suivent, toutes lues dans leur seul résumé sauf mention, le biais est la valeur indirecte moins la valeur artérielle. L'artère de référence, la taille du brassard et les appareils varient : leurs chiffres ne s'additionnent pas.

Doppler. Chez 16 chats, la systolique Doppler était significativement plus basse que la fémorale, et les auteurs proposaient de lui ajouter 14 mmHg ^[791]. Chez 11 chats, l'écart-type des différences allait de 10,8 à 24,3 mmHg selon l'appareil, le Doppler et la photopléthysmographie étant les plus exacts, avec une erreur moyenne inférieure à 10 mmHg, et le Doppler détectant un pouls dans toutes les conditions ^[792]. Le Doppler sous-estimait la systolique de 25 ± 7,4 mmHg chez 8 chats rendus hypotendus mais s'écartait de la moyenne de -0,8 ± 6 mmHg, ce qui en faisait selon les auteurs une bonne estimation de la pression moyenne ^[793]. Cette lecture est contredite par deux études plus récentes. Chez 39 chats stérilisés, l'accord était « poor » : biais de -8,8 mmHg pour la systolique (limites -39,3 à 21,7), de 14,0 pour la moyenne et de 27,9 pour la diastolique ^[794]. Un brassard bien choisi sur l'avant-bras ou au-dessus du tarse donnait, chez 8 chats dont la systolique invasive a été amenée de 60 à 150 mmHg, des biais de 7,4 ± 13,9 et -5,8 ± 9,5 mmHg, dans les limites du standard vétérinaire (biais au plus de 10, écart-type au plus de 15) et non au standard humain (5 et 8), pour un rapport largeur sur circonférence acceptable de 0,31 à 0,43. Le Doppler, concluent les auteurs, ne peut estimer la moyenne invasive ^[795]. Une étude brésilienne de 12 chats, dont les chiffres ont été lus sur la page de la revue, trouvait une sous-estimation Doppler de 12,58 mmHg (90,32 contre 102,90 mmHg) ^[796]. La sous-estimation systolique va donc, face à face, de 12,6 à 25 mmHg dans trois études ^{[791, 793, 796]} quand deux autres trouvent des biais de -8,8 à +7,4 mmHg ^{[794, 795]}.

Oscillométrie. Elle était l'appareil le moins exact (erreur moyenne de 10 à 22 mmHg) et le plus souvent en échec chez 11 chats, et sous-estimait d'autant plus que la pression montait ^[792]. Chez 6 chats, les écarts restaient significatifs pour les trois pressions dans les trois plages, la tonte du poil sous le brassard ne changeant rien ^[797]. Chez 8 autres, l'oscillométrie était la meilleure des trois techniques pour la systolique, avec un biais de -15,9 ± 8,1 mmHg ^[793]. Au Danemark, la diastolique et la moyenne de 6 chats satisfaisaient au standard AAMI (biais au plus de 5, écart-type au plus de 8 mmHg) sur toute la plage, la systolique étant sous-estimée de 5,2, 12,1 et 17,7 mmHg en hypotension, normotension et hypertension ^[798]. À l'inverse, aucun des trois oscillomètres vétérinaires testés sur 21 chats n'était recommandable, avec des biais systoliques de -10,3 à -14,9 mmHg et des limites d'accord d'environ ±37 à ±43 mmHg ^[799]. Deux appareils dédiés au chat donnaient chez 8 chats une systolique inacceptable mais une moyenne acceptable selon l'AAMI (biais de -1,9 à 0,2, limites de ±11,7 à ±14,6 mmHg) et suivaient la tendance dans au moins 93 % des cas ^[800]. Un autre, sur 30 chats et 150 paires, remplissait tous les critères de l'ACVIM sauf la corrélation, inférieure à 0,9 ^[801]. Chez 4 chats, une combinaison d'oscillométrie et de photopléthysmographie avait des biais de 3,4, 0,2 et -2,4 mmHg, sans limites d'accord dans le résumé ^[802]. Contre une télémétrie implantée chez 6 chats, l'oscillométrie corrélait de 0,75 à 0,97, ce qui ne dit rien de l'accord ^[803]. Un brassard placé 5 cm au-dessus du cœur abaissait la lecture médiane de 8,2 mmHg au membre thoracique et de 6,5 mmHg au membre pelvien chez 29 chats, où la systolique pelvienne dépassait la thoracique (112 ± 26 contre 103 ± 21 mmHg) ^[804]. Un oscillomètre plus ancien était plus répétable, en Suisse, chez 40 chats anesthésiés (0,96) que chez le chat vigile (0,68), sans référence invasive ^[805], et l'étude brésilienne trouvait un écart de 1,25 mmHg seulement avec un appareil dédié ^[796]. Dans un refuge britannique (2026, d'après le résumé), un oscillomètre automatique dédié au chat a été comparé au Doppler sur 131 mesures, chez 26 chats dont 6 seulement étaient anesthésiés. Le biais moyen y était de +3 mmHg, avec des limites d'accord larges, de -21 à +27 mmHg dans le sous-groupe de 16 chats mesurés trois fois, pour un accord complet sur la classe d'hypertension ^[806].

Aux pressions basses. C'est là que les appareils divergent le plus. Comparée au Doppler chez 50 chats, une oscillométrie haute définition ne restait à moins de 10 mmHg d'écart que dans 66,7 % des 30 mesures du groupe de systolique inférieure à 100 mmHg, contre 86,7 % des 120 mesures aux pressions normales, et surestimait les basses pressions ^[807]. La thèse berlinoise de 2026, 21 chats ASA I-II contre l'artère coccygienne et dont seul le résumé anglais a été lu, va dans le même sens : en hypotension, le biais systolique atteignait +22,64 ± 45,90 mmHg pour l'oscillométrie haute définition et +23,39 ± 39,20 mmHg pour l'appareil dédié, et le biais sur la moyenne +17,65 et +11,95 mmHg, contre -7,89 ± 35,63 mmHg pour le Doppler. Aucun des trois appareils ne satisfaisait aux critères de l'ACVIM ^[808]. Deux oscillomètres peuvent donc masquer une hypotension en la surestimant ^{[807, 808]}, alors que les études de 1995 et 2002 décrivaient une sous-estimation aux pressions hautes ^{[792, 798]}. Les auteurs qui concluent jugent ces techniques utiles pour repérer une tendance, la mesure directe devant être envisagée si l'on veut une pression exacte ^[793], ou la moyenne acceptable et la tendance bien suivie par les appareils dédiés ^[800]. La mesure directe reste la référence de la plupart de ces études, le Doppler tenant ce rôle dans celle de 50 chats ^[807] et dans celle du refuge ^[806], et l'étude suisse n'en ayant aucune ^[805], l'artère pédieuse dorsale étant cathétérisée chez le chat dans plusieurs des autres ^{[799, 794, 795]}. Dans les enquêtes canadiennes, une mesure invasive était présente dans 18 cliniques québécoises et chez 11 des 109 répondants anglophones, dont un seul en routine ^{[96, 97]}. La pose du cathéter artériel a elle-même été évaluée. En 2024, un essai américain a tiré au sort, membre par membre, la technique de pose chez 26 chats, d'après le résumé. La pose n'a réussi que sur 9 membres sur 52 (17,3 %), 5 sur 26 guidée par le Doppler (19,2 %) contre 4 sur 26 à la palpation (15,4 %) ^[809].

Température, profondeur, glycémie et gaz du sang

Température. Thermomètre rectal intermittent, sonde rectale ou sonde œsophagienne continue sont admis par le collège américain ^[219], et l'AAHA de 2020 tient la surveillance thermique pour « critical », le réchauffement devant commencer tôt ^[20]. Selon l'ACVAA de 2025, la température rectale se prend au moins toutes les 15 minutes chez tout chat anesthésié ou sous sédation modérée à profonde et au moins toutes les 30 minutes au réveil, et le réchauffement actif commence sous 37,8 °C ^[95]. Les essais félins emploient une sonde œsophagienne ^{[103, 102, 810]} ou rectale ^{[811, 812, 813]}. Chez 101 chats, la plupart des animaux de l'étude (185 sur 207, chiens compris) ayant été mesurés dans les 15 minutes qui suivaient l'induction de l'anesthésie, la température axillaire ne différait de la rectale que de 0,23 °C en moyenne, mais avec des limites d'accord de -2,61 à +3,08 °C, un écart individuel trop large pour qu'un relevé axillaire isolé vaille un relevé rectal ^[814]. La concordance des sites plus avant dans l'anesthésie ou au réveil n'a fait l'objet d'aucune étude trouvée. En pratique, 23 des 108 répondants anglophones et 28 des 128 répondants québécois ne prenaient pas toujours la température au réveil ^{[97, 96]}.

Capnographie. Recommandée par le collège américain en 2009 et devenue un minimum en 2025, avec une ETCO2 au-delà de 60 mmHg à corriger selon le texte de 2025 ^{[219, 95, 764]}, elle est traitée avec la ventilation pour l'hypoventilation, l'hypercapnie et l'usage du capnographe (voir § 6). Dix réintubations pour sonde obstruée plaidaient, selon Brown et Murison, pour une capnographie systématique ^[84].

Profondeur de l'anesthésie. L'AAHA définit le plan chirurgical par l'absence de réflexe palpébral, un tonus modéré de la mâchoire et l'absence de mouvement volontaire ^[20], la version de 2011 citant, parmi ses observations physiques, la position de l'œil, le tonus de la mâchoire et le réflexe palpébral ^[80]. L'AAFP retient le tonus de la mâchoire, les réflexes palpébraux, les mouvements et la réponse à la stimulation chirurgicale, et le passage lu ne parle pas de la position de l'œil ^[11]. Parmi 108 répondants anglophones canadiens, 105 surveillaient le réflexe palpébral, 100 le tonus de la mâchoire, 97 la position de l'œil et 65 le réflexe de retrait ^[97]. Les indices électroencéphalographiques n'ont pas été validés chez le chat. La valeur de l'index bispectral avant stimulation renseignait peu, d'après leurs résumés, chez 17 chattes sous isoflurane, seule sa variation après un stimulus douloureux suivant la profondeur ^[815]. Dans deux études de 8 chats, l'index valait en moyenne 30, 21 et 5 à 0,8, 1,0 et 1,5 fois la MAC du sévoflurane, et 32, 20 et 5 pour l'isoflurane, illisible à 0,5 MAC et faussé par des bouffées de suppression à 2,0 MAC. Pour les auteurs, les seuils employés chez l'homme ne s'appliqueraient pas au chat ^{[674, 816]}. L'indice d'état cérébral variait beaucoup chez 10 chats, et la concentration expirée d'isoflurane prédisait mieux les signes cliniques (probabilité de prédiction 0,94) ^[817]. Le réflexe de clignement évoqué varie avec la MAC, le réveil survenant vers 0,43 ± 0,20 MAC dans une étude turque, outil de recherche plutôt que de clinique ^[818]. Chez 49 chattes en ovariectomie, un indice d'activité parasympathique détectait seul la moitié des stimuli chirurgicaux, 13,9 % s'accompagnant d'une réaction hémodynamique et 36,1 % n'étant détectés par aucun moyen. Cet indice constitue, selon les auteurs, un complément de la fréquence cardiaque ^[819]. Les signes cliniques et la fraction expirée d'agent restent la base, et cette dernière est traitée avec l'entretien (voir § 5).

Curarisation. Dès qu'un curare est employé, le stimulateur de nerf périphérique fait désormais partie des recommandations minimales de l'ACVAA, qui écrit que les curares ne devraient pas être administrés sans lui ^[95]. Deux essais félins récents, lus en résumé, suivent le bloc au train-de-quatre. En Italie (2026), chez 24 chats opérés d'une fracture du fémur et tirés au sort, une injection unique de cisatracurium s'accompagnait de moins de sévoflurane, d'une chirurgie plus courte et d'une douleur plus faible ^[820]. Au Brésil (2025), chez 30 chats randomisés, le sugammadex levait un bloc profond au rocuronium de façon rapide et complète aux deux paliers les plus élevés, avec une recurarisation transitoire chez un chat du palier intermédiaire, l'effectif par groupe n'étant pas donné ^[821]. Une revue américaine de 2025, connue par son résumé, fait le point sur la surveillance, l'antagonisation et le bloc résiduel chez le petit animal ^[822]. Le rocuronium et le sugammadex n'ont aucune spécialité vétérinaire en France (voir § 12).

Glycémie. Seul l'état du patient justifie de la mesurer selon le collège américain ^[219]. D'après l'AAHA de 2020, une hypoglycémie, surtout chez le petit patient et le nouveau-né, peut prolonger le réveil, et elle est à écarter devant une hypotension persistante ^[20]. Les mesures félines vont plutôt dans l'autre sens. Aucun des 75 chatons de 8 à 16 semaines à jeun depuis la veille puis stérilisés n'est descendu sous 60 ni sous 70 mg/dl après l'opération, mais 44 % dépassaient 150 mg/dl (environ 33 sur 75, notre calcul), et les auteurs jugent, d'après le résumé, la crainte d'une hypoglycémie après un jeûne prolongé peut-être injustifiée pour une intervention courte chez l'animal sain ^[55]. Un seul témoin sur 10, dans un essai croisé, descendait à 57 mg/dl ou moins après 90 minutes d'anesthésie ^[823]. Chez 112 chats sains opérés sous isoflurane, la glycémie montait dans tous les groupes, davantage après médétomidine ^[824], hyperglycémie des agonistes alpha-2 discutée avec la prémédication (voir § 4). L'intervalle de contrôle de la glycémie chez le chat sain n'est établi par aucune étude féline.

Gaz du sang. Réservés par le collège américain aux patients les plus malades ^[219], ils servent de référence aux études de méthode et presque jamais à la surveillance : 17 répondants anglophones possédaient un analyseur, dont 3 l'utilisaient en routine ^[97], et un seul répondant québécois sur 131 s'en servait pour surveiller ^[96]. Une étude sud-africaine de 2025 (6 chats anesthésiés, croisée, d'après le résumé) a comparé les variables acido-basiques du sang artériel et du sang veineux central en normovolémie et en hypovolémie ^[825].

Hypotension

Des seuils qui diffèrent. Hormis les recommandations et la série britannique, les travaux de cette partie n'ont été lus que dans leur résumé. L'AAFP propose, « for the purposes of these Guidelines », une systolique inférieure à 90 mmHg et une moyenne inférieure à 60 mmHg, en reconnaissant que d'autres anesthésistes emploient d'autres seuils ^[11]. Trois seuils figurent dans l'AAHA de 2020, une systolique sous 80 à 90, une moyenne sous 60 à 70 et une diastolique sous 40 mmHg ^[20], et ses recommandations de fluidothérapie de 2024 demandent de maintenir une moyenne d'au moins 60 mmHg ^[21]. Pour l'ACVAA de 2025, l'évaluation du patient et l'intervention se déclenchent sous une moyenne de 60 à 65 mmHg, ou à 90 mmHg ou moins au Doppler ^[95]. Pendant l'intervention, les recommandations ISFM et AAFP de 2024 visent, pour le chat traité au long cours par un AINS, une moyenne d'au moins 70 mmHg, ou plus de 90 mmHg au Doppler, soit pour la moyenne un plancher plus élevé de 5 à 10 mmHg (notre calcul) ^[129]. Brown et Murison retiennent une moyenne sous 60 ou une systolique sous 80 mmHg, et comptent à part les lectures basses répétées ^[84]. Les études expérimentales visent une moyenne sous 60 mmHg ^{[826, 827]}, une cible de 70 à 80 ^[458] ou une réponse définie par une moyenne supérieure à 70 ^[828] ou d'au moins 65 mmHg ^[826]. Chez le chien, 151 spécialistes américains et européens définissent l'hypotension par une systolique de 87 ± 8 mmHg ou une moyenne de 62 ± 4 mmHg, presque les valeurs auxquelles ils la traitent ^[829]. Aucune enquête équivalente n'a été trouvée chez le chat.

Fréquence, seuil par seuil. Les deux recommandations écrivent que l'hypotension est fréquente, même chez le chat sain et pour une intervention courte selon l'AAFP ^{[11, 20]}. Dans l'hôpital universitaire du Colorado, au cours d'une année des années 1990, 58 chats sur 683 (8,5 %) ont été hypotendus, sans que le résumé donne la définition ^[218]. L'enquête prospective de 66 cliniques ontariennes de 1993, 8 702 chats, chiffre les complications toutes causes à 1,3 % sans détailler l'hypotension dans son résumé ^[94]. Dans l'audit de Cambridge, d'après son résumé, l'hypotension représentait 10,3 % des 1 001 événements ayant appelé une intervention, chiens et chats confondus ^[279]. La série britannique en tire une prévalence de 3 %, que le résumé de l'audit ne permet pas de vérifier ^[84]. Les pressions y étaient surtout mesurées en oscillométrie, et une seule lecture basse suffisait à classer un chat comme hypotendu ^[84]. Les auteurs écrivent 22,6 % de chats hypotendus et 11,9 % de lectures basses multiples. Leur tableau 6 totalise 193 chats hypotendus sur 857 (22,5 %, notre calcul) et 90 chats à lectures multiples sur ces 857 (10,5 %, notre calcul) : le texte se réfère aux 1 019 chats, les tableaux excluent les six chats sous butorphanol et les données manquantes, et l'écart sur les lectures multiples n'est pas expliqué. Les proportions changent d'échelle chez des chats malades : 22 sur 27 (81,5 %) lors de la pose d'une dérivation urétérale sous-cutanée à Montréal, dont 17 ont reçu un inotrope ou un vasopresseur ^[830], 15 sur 37 (40,5 %) lors d'une chirurgie d'obstruction urétérale à Londres ^[831]. Ces chiffres ne s'additionnent pas : définitions, populations et moyens de mesure diffèrent.

Facteurs associés. L'acépromazine en prémédication s'associait, dans cette série, à une lecture basse avec un OR de 17,07 (IC 7,28-42,56) et à des lectures basses multiples avec un OR de 7,05 (3,27-16,17), par rapport à la médétomidine. L'hypotension augmentait aussi avec la concentration maximale d'isoflurane, la durée et un poids plus faible (P = 0,005), sans lien avec l'intubation ni l'opioïde ^[84]. Aucune autre série trouvée ne chiffre l'effet de l'acépromazine sur l'hypotension du chat. Le même travail trouve 39,82 % d'hypotendus chez les chats hypothermes contre 20,96 % chez les normothermes (P < 0,001) ^[84], et une hypothermie légère provoquée abaissait la pression de 10 chats malgré moins d'isoflurane ^[832]. Chez 196 chats opérés pour une dérivation urétérale, les 56 anémiques (hématocrite inférieur à 25 %) étaient plus souvent hypotendus ^[833]. Chez 37 chats acromégales hypophysectomisés, l'hypotension était moins fréquente avec un agoniste alpha-2 ^[834]. Un inhibiteur de l'enzyme de conversion faisait baisser la pression de 10 chats sains de 39 ± 13 % sous isoflurane, contre 17 ± 12 % après placebo, dans un essai croisé japonais ^[835]. L'arrêt de ces traitements avant l'anesthésie est discuté avec la préparation (voir § 3). Pour l'AAHA de 2020, la séquence commence par la réduction de l'agent volatil, puis l'hypovolémie, la bradycardie et la vasodilatation ou la faible contractilité, et ce n'est que si l'hypotension persiste que l'hypoglycémie, l'hypothermie, l'anémie et les troubles électrolytiques sont recherchés ^{[20, 21]}.

Conséquences. L'indice vasculaire cortical rénal médian de 6 chats sains tombait à 41,6 % en hypotension (moyenne inférieure à 60 mmHg) contre 74,6 % en normotension, l'indice de résistance montant de 0,70 à 0,87, sans mesure de lésion ^[827]. Une hausse de la troponine I accompagnait l'hypotension et les perfusions de dopamine ou de phényléphrine chez 6 chats atteints de cardiomyopathie hypertrophique sévère ^[836]. Maintenir la pression et la perfusion rénale était pour l'AAHA de 2011 l'enjeu principal chez l'insuffisant rénal ^[80]. La lésion rénale aiguë et la cécité corticale, où l'hypotension figure parmi les hypothèses, sont traitées avec les complications propres au chat (voir § 10). Entre la durée ou la profondeur d'une hypotension peranesthésique et une atteinte rénale ou neurologique mesurée ensuite, aucune étude féline n'a établi de lien.

Ce que décrivent les recommandations, et les études de molécules. L'AAHA de 2024 cite, sans dose, la correction d'un réglage excessif du vaporisateur, les cristalloïdes administrés avec discernement, l'anticholinergique devant une bradycardie, le réchauffement, les analgésiques ou les blocs locaux qui épargnent l'agent volatil, puis, si l'hypotension persiste, les inotropes, les vasopresseurs ou les colloïdes, en rappelant que « not all cases of hypotension can be corrected with fluid administration » ^[21]. Les mêmes classes figurent en 2020, l'AAHA distinguant l'inotrope, devant une contractilité basse, du vasoconstricteur, devant une vasodilatation ^[20]. Pour l'AAFP, si la pression ne remonte pas, l'arrêt de l'anesthésie peut s'envisager, et un bolus de cristalloïde « may be contraindicated » chez le chat cardiomyopathe ou en insuffisance rénale anurique ^[11]. Déjà en 2013, le texte sur les fluides mettait en garde contre les fluides comme seul moyen de corriger une hypotension anesthésique ^[105], et chez le chat anesthésié l'expansion plasmatique d'un bolus est brève ^[837], plus faible encore en hypothermie ^[832]. Un rapport de cas britannique décrit un chat hypotendu et tachycarde qui ne répondait ni aux analgésiques ni au bolus : le cathéter était hors de la veine, ce qu'une infirmière avait soupçonné en fin d'intervention sans être suivie et que le réveil a confirmé, et le chat est mort d'un arrêt cardiaque ^[838]. Les études félines de molécules vasoactives sont expérimentales ou rétrospectives, sur de petits effectifs, et mesurent des variables hémodynamiques. Sous isoflurane, chez 6 chats sains, dopamine, dobutamine, adrénaline et phényléphrine augmentaient toutes la délivrance d'oxygène, la pression moyenne montant avec toutes sauf la dobutamine, la dopamine ayant « the most useful effects » sur le débit cardiaque ^[839]. Avec une cardiomyopathie hypertrophique, 6 chats voyaient leur pression systémique et pulmonaire monter sous dopamine comme sous phényléphrine, mais seule la dopamine augmentait le débit cardiaque ^[836]. Sous vatinoxan, la noradrénaline et la phényléphrine maintenaient la moyenne de 5 chats entre 70 et 80 mmHg, et non la dopamine ^[458]. Chez 8 chats, la noradrénaline corrigeait l'hypotension due à l'isoflurane selon la dose, avec tachycardie et arythmies au-delà du palier faible ^[840]. Au Japon, une série rétrospective de 1 679 chiens et chats, dont le résumé ne donne pas le nombre de chats, trouve que l'éphédrine intraveineuse élève la moyenne du chat sans faire baisser sa fréquence cardiaque, avec ou sans atropine préalable, à la différence du chien ^[828]. Chez 10 chats hypotendus en radiothérapie, la même équipe rapporte une réponse dans 70 % des cas sans atropine et 80 % avec, pendant 4 (1 à 10) et 3 (1 à 5) minutes, des pourcentages incompatibles avec deux groupes de cinq chats et qui portent sans doute sur des épisodes ^[826]. L'éphédrine intramusculaire donnée avant l'anesthésie retardait sans l'empêcher l'apparition d'une systolique inférieure à 80 mmHg chez 10 chats ^[841]. Un cas japonais de 2026, connu par son seul titre, décrit une perfusion continue d'adrénaline pour la prise en charge hémodynamique périopératoire d'un chat ^[842]. Aucun essai félin ne compare des stratégies de traitement sur un critère de devenir, rein, réveil ou mortalité.

Hypothermie et réchauffement

Quatre définitions. Sauf la série britannique, lue en entier, et trois thèses lues en partie, les études de cette partie n'ont été lues que dans leur résumé. L'hypothermie se définit sous 98 °F dans l'AAHA de 2020, soit 36,7 °C, mais son encadré des facteurs de risque à corriger avant l'anesthésie en donne 99 °F, soit 37,2 °C ^[20]. Le seuil retenu par la série britannique est de 37 °C, et de 34 °C pour l'hypothermie sévère ^[84]. Une série espagnole de 2012 gradue à partir de la normothermie (38,50 à 39,50 °C) : légère de 36,50 à 38,49 °C, modérée de 34,00 à 36,49 °C, sévère sous 34,00 °C ^[10]. Une étude américaine de 2002, absente de PubMed et connue par la série britannique, prenait 35 °C ^{[843, connu par 84]}. Les fréquences publiées dépendent d'abord de ce seuil.

Fréquences. Sur 275 dossiers de chats anesthésiés à Valence pour tous types d'interventions, l'hypothermie de fin d'anesthésie était légère dans 26,5 % des cas, modérée dans 60,4 % et sévère dans 10,5 % : environ 268 chats sur 275 (97,5 %) finissaient sous 38,5 °C et 195 (70,9 %) sous 36,5 °C, selon notre calcul, ce dernier chiffre étant celui que reprend la série britannique ^[10]. Chez les 1 019 chats sains stérilisés de cette série, réchauffés par tapis et air pulsé et anesthésiés de 5 à 205 minutes (médiane de 45 minutes chez la femelle, 15 chez le mâle), 13,8 % sont passés sous 37 °C et aucun sous 34 °C. Les tableaux donnent 120 chats sur 866 (13,9 %, notre calcul) ^[84]. L'étude de 1998, non lue, trouvait 51,4 % de chats sous 35 °C selon la série qui la cite, chiffre que nous ne pouvons vérifier ^{[843, connu par 84]}. Hyperthermie et hypothermie sont rangées ensemble dans l'audit de Cambridge, 5,0 % des événements ayant appelé une intervention chez le chien et le chat ^[279], et la thèse toulousaine de 2014 qualifie l'hypothermie péri-opératoire de phénomène « quasi systématique », sans chiffre dans son résumé ^[844]. Un 13,8 % sous 37 °C et un 97,5 % sous 38,5 °C ne mesurent pas la même chose.

Vitesse de refroidissement. À Valence, la température passait de 38,2 ± 1,0 °C avant la prémédication à 35,4 ± 1,4 °C une heure après l'induction, 35,0 °C à deux heures et 34,6 °C à trois heures ^[10]. À Toulouse, dans un essai sur 34 chattes ASA I, sans autre chauffage que des fluides réchauffés ou non, la perte atteignait 3,4 ± 0,7 °C chez les témoins et 3,6 ± 0,7 °C sous fluides chauffés en une heure, soit environ 0,06 °C par minute, dans une salle à 22 °C ^[102]. En Arizona, chez 164 chattes anesthésiées 53 ± 13 minutes dans un programme de stérilisation, la pente n'était que de 0,022 °C par minute sans protection et 0,016 avec des chaussettes chauffantes ^[811]. La même équipe, sur 49 chattes, mesure une chute rapide pendant les 30 premières minutes, d'environ 0,067 °C par minute chez les témoins (0,12 °F par minute, notre conversion), puis un ralentissement vers 0,028 °C par minute ^[845]. L'écart de près de trois entre les pentes toulousaine et américaine n'est expliqué par aucune des deux études : salle, préparation et fenêtre de mesure diffèrent, et la seconde étude d'Arizona montre que la première demi-heure pèse lourd ^{[102, 811, 845]}. Pendant une IRM au Japon, 14 chats non couverts perdaient 1,85 °C en médiane contre 0,8 °C pour 12 chats isolés ^[846], et 43 chatonnes de 8 à 18 semaines étaient à 35,1 °C en moyenne à 35 minutes, la mesure débutant avec la tonte ^[813]. Les recommandations situent la perte la plus rapide juste après l'induction, par vasodilatation ^[20], ce qu'illustre chez 238 chiens une baisse de 38,1 à 36,7 °C entre l'induction et le début de la chirurgie ^[847].

Facteurs associés. La durée, la chirurgie abdominale ou orthopédique et un risque anesthésique élevé s'associaient à l'hypothermie à Valence, et une température de départ plus haute donnait une température finale plus haute ^[10]. Toujours dans la série britannique, la durée (P < 0,001), un poids plus faible (P = 0,009) et une concentration maximale d'isoflurane plus haute (P = 0,001) comptaient, ni la race ni la morphologie brachycéphale ni l'opioïde (12,68 % sous méthadone contre 18,60 % sous buprénorphine, P = 0,059) ^[84]. Un poids inférieur à 2,3 kg, une note d'état corporel inférieure à 4, la durée de chirurgie et la température après l'induction prédisaient la température au réveil de chattes stérilisées en Arizona, où le rinçage à l'alcool ou à la chlorhexidine ne changeait rien ^[848], pas plus que chez la chatonne ^[813]. L'AAFP attribue la sensibilité du chat au rapport élevé entre sa surface et sa masse ^[11]. Une méta-analyse trouve chez le chat ASA III ou plus un risque d'hypothermie modérée multiplié par 1,93 (IC 1,24-3,00) et d'hypothermie sévère par 2,37 (1,51-3,73) (voir § 3) ^[145].

Conséquences : ce qui est dit, ce qui est mesuré. L'AAFP associe l'hypothermie à une immunité diminuée, à plus d'infections de plaie, à une cicatrisation retardée, et le frisson du réveil à une consommation d'oxygène accrue, sans étude féline dans les passages lus ^[11]. S'y ajoutent dans l'AAHA de 2020 un métabolisme retardé des médicaments, troubles cardiovasculaires et respiratoires, dépression cérébrale et réveil prolongé, la référence citée pour ce dernier point étant une étude chez 69 chiens ^{[20, 849]}. Coagulation et hypotension sont citées en plus par une revue de 2015 ^[850]. Quatre effets sont mesurés chez le chat. Le réveil est plus lent : des chattes non isolées se tenaient debout en 47,0 minutes (erreur standard 5,8) contre 26,4 minutes (erreur standard 5,8) pour des chattes isolées (16 chattes, P = 0,01) ^[103], et une étude viennoise associe une température basse en fin d'anesthésie à une extubation plus tardive et à des frissons ^[104]. Les chats morts de CEPSAF avaient une température postopératoire de 35,9 ± 1,3 °C contre 36,8 ± 1,1 °C chez les témoins, une association et non une cause (voir § 2) ^[92]. L'hypothermie légère provoquée à 35 °C abaissait fréquence cardiaque et pression de 10 chats malgré moins d'isoflurane, réduisait l'expansion plasmatique d'un bolus et ne s'accompagnait d'aucune diurèse de froid ^[832]. 39,82 % des chats hypothermes de la série britannique étaient hypotendus, contre 20,96 % des normothermes ^[84]. L'hyperthermie de rebond, dont l'AAFP relie l'ampleur à celle de l'hypothermie, est traitée avec les complications propres au chat (voir § 10). Sur la coagulation ou l'infection du site opératoire en hypothermie, rien n'a été trouvé chez le chat.

Réchauffement : recommandations et essais félins. Couvertures à circulation d'eau chaude et air pulsé sont les moyens les plus efficaces pour l'AAHA de 2020, les fluides tièdes, le réchauffeur de ligne et l'isolation des pieds ralentissant la perte ^[20]. L'AAFP juge l'air pulsé plus efficace que les couvertures, serviettes ou papier bulle, et veut un réchauffement commencé avant la prémédication et poursuivi au réveil ^[11]. Pour le préchauffage chez le chat, aucune étude n'a été trouvée, et aucune comparaison entre air pulsé et couverture à eau : chez 238 chiens, panneaux chauffants et air pulsé se valaient ^[847], et chez 96 chiens l'association d'un tapis chauffant, de bouillottes et d'une lampe radiante limitait le mieux la chute ^[851].

Les fluides réchauffés donnent deux résultats opposés. À Toulouse, ils n'avaient aucun effet seuls (-3,6 contre -3,4 °C en une heure), et la thèse issue du même essai, sur les mêmes 34 chattes, montre pourquoi : lors d'une mesure ex vivo préliminaire, le soluté sortait de la gaine chauffante à 39,6 ± 1,1 °C et n'était plus qu'à 32,2 ± 0,6 °C au robinet à trois voies isolé (31,6 °C sans isolation) ^{[102, 844]}. Ces deux documents comptent pour une seule preuve. À Vienne, en 2010, un soluté maintenu en continu entre 38 et 39 °C donnait chez 30 chats une température significativement plus haute à 60 minutes qu'un soluté à température ambiante, d'après le résumé, les auteurs jugeant défavorable une salle à moins de 26 °C et d'autres moyens nécessaires ^[104]. Publiée en 2011, la thèse de R. Steinbacher n'a été vue que par sa notice ^[852]. La perte de chaleur dans la ligne et l'écart de température des salles (22 °C à Toulouse, 26 °C conseillés à Vienne) pourraient expliquer la différence, une hypothèse qu'aucune étude ne teste.

L'isolation des extrémités et du tronc a été la plus étudiée. En Arizona, des chaussettes de coton seules n'avaient aucun effet, des chaussettes chauffantes élevaient la température finale de 0,3 °C (IC 0,02-0,56) ^[811]. Deux épaisseurs de duvet sur les extrémités élevaient la température la plus basse d'environ 0,7 °C, et un élément chauffant ajouté d'environ 1,1 °C, un gain supplémentaire de 0,4 °C qui selon les auteurs ne justifierait peut-être pas les contraintes du chauffage actif (conversions des degrés Fahrenheit, notre calcul) ^[845]. En Nouvelle-Zélande, du papier bulle et une alèse sur les membres et le thorax de 16 chattes donnaient 36,0 contre 34,5 °C au début de la chirurgie et 37,2 contre 36,0 °C à la fin, avec un réveil plus rapide ^[103]. Pendant une IRM, papier bulle et duvet réduisaient la perte de 1,85 à 0,8 °C ^[846], une bouillotte en silicone sous l'abdomen avec une couverture maintenait 38 °C contre 37,0 °C avec la couverture seule chez 30 chats en Roumanie ^[812]. Un lavage péritonéal à 40 ± 1 °C élevait la température de 0,9 °C quand un liquide à 34 °C ne la modifiait pas significativement (-0,5 °C, p = 0,64), chez des chats et de petits chiens ^[810].

D'autres moyens n'ont rien montré. Un circuit anesthésique chauffé et humidifié ne changeait pas significativement la température de 20 chattes, l'écart à partir de 35 minutes restant non significatif (p = 0,066), la température montant peu à peu avec le circuit chauffé et baissant avec le circuit standard ^[853]. Le nez artificiel n'a d'effet ni dans une thèse toulousaine de 2018, où les chattes perdaient environ 3 °C dans les 25 premières minutes d'oxygénothérapie dans tous les groupes puis baissaient plus lentement, en plateau (51 à 53 chattes selon les passages du texte) ^[854], ni dans une thèse berlinoise de 2010 sur 25 chats, où il ne hâtait pas l'extubation et ne changeait pas la température, le refroidissement de plus de 1 °C au réveil n'ayant pu être observé chez le chat à cause des excitations ^[855]. Deux thèses, deux pays, même résultat. Des acides aminés ramifiés intraveineux ne limitaient pas la perte de chaleur et s'accompagnaient de plus de glycémies basses (4 et 3 sur 10 contre 1 sur 10) ^[823]. En clientèle canadienne anglophone, les moyens déclarés étaient le tapis à eau chaude (67 répondants sur 111), l'air pulsé (42), le tapis électrique (39), le réchauffeur de fluides (28), les sacs d'avoine chauffés (19) et les lampes (15) ^[97], et 74 répondants québécois sur 128 (58 %) arrêtaient le réchauffement à 37 °C ^[96].

Brûlures. Une mise en garde de l'AAHA de 2020 vise toute source de chaleur non conçue pour le patient anesthésié ^[20]. Les cas publiés sont canins : quatre chiens brûlés par des gants de latex remplis d'eau chaude, la brûlure survenant au-delà de 45 °C au contact de la peau ^[856]. Un article de 1977 intitulé « Thermal burns in cats » n'a été vu que par son titre ^[857], et l'ordre de Colombie-Britannique a une norme distincte sur les dispositifs de thermorégulation, que nous n'avons pas lue ^[767]. Aucun cas félin de brûlure par un dispositif de chauffage peranesthésique n'a été trouvé.

Fluides et surcharge

Aucun débit ni aucun volume n'est repris ici, même quand la source en donne. Sauf mention, les études de cette partie n'ont été lues que dans leur résumé.

Les recommandations, version par version. Avant 2013, le débit peranesthésique recommandé était unique et élevé, « lacking a foundation of evidence », écrit l'AAHA en 2024 ^[21], et le texte de 2013 qualifiait déjà ce « paradigme » de non fondé sur des preuves ^[105]. Aucun débit général ne figurait dans l'AAHA de 2011, qui demandait chez le cardiaque sévère d'ajuster prudemment les fluides pour ne pas provoquer d'insuffisance cardiaque congestive ^[80]. Les recommandations AAHA et AAFP de 2013, lues en partie, abaissent le débit maximal pour éviter l'hypervolémie, « particularly in cats (due to their smaller blood volume) », proposent faute de données un débit de départ plus bas chez le chat que chez le chien, déconseillent le remplissage préopératoire du patient normovolémique et écrivent que des débits élevés peuvent aggraver le devenir (poids, eau pulmonaire, coagulation, motilité digestive, oxygénation tissulaire, infections, température) ^[105]. En 2020, l'AAHA recommande des cristalloïdes équilibrés chez la plupart des patients anesthésiés, avec un débit de base propre à chaque espèce ^[20], et l'AAFP de 2018 fait noter débit et volume total sur la fiche ^[11]. L'enquête canadienne résume ce changement de 2013 par une baisse du débit recommandé, avec une valeur propre au chat ^[97].

L'AAHA de 2024, soutenue par l'AAFP et lue en partie, réitère les débits réduits en reconnaissant qu'ils « have not undergone formal study » tout en étant largement adoptés ^[21]. Pour le chat, une fourchette de départ y remplace la valeur unique de 2013, sa borne haute rejoignant le débit du chien. Le texte ajoute qu'un animal normovolémique sous anesthésie injectable brève n'a en général pas besoin de fluides intraveineux, fixe un volume cumulé au-delà duquel le patient se réévalue, et dresse la liste des signes de surcharge à guetter sous anesthésie : bruit de galop ou souffle nouveau, « especially in cats », œdème, chémosis, pattes gonflées, jetage clair, crépitements, SpO2 basse, épanchement pleural, ascite ^[21]. Il propose le terme de « fluid intolerance », admet les indices de variabilité de la pression pulsée ou de la pléthysmographie sous ventilation contrôlée pour juger de la réponse au remplissage, et déconseille, chez l'insuffisant rénal IRIS 3 ou 4, de corriger l'hypotension par des débits excessifs. Après une chirurgie de convenance, « Most healthy animals […] do not require fluids in the postoperative period », la reprise précoce de l'alimentation et de la boisson étant recommandée ^[21]. Deux de ses trois scénarios de surcharge sont félins : les fluides intraveineux prolongés chez un chat insuffisant rénal anurique, les fluides sous-cutanés chez un chat atteint d'une cardiopathie occulte ou déclarée ^[21]. CEPSAF associait les fluides intraveineux à la mort anesthésique du chat, une association dont ses auteurs disent qu'elle pourrait refléter une confusion par l'état de santé et la procédure (voir § 2) ^[85].

Ce qui est mesuré chez le chat. L'élimination d'un cristalloïde et d'un colloïde est fortement réduite sous anesthésie, selon le résumé d'une étude croisée de 10 chats sains, la diurèse cumulée étant environ 3,5 fois plus faible pour le cristalloïde et 2,5 fois pour le colloïde que chez le chat vigile. Un bolus de cristalloïde y produit une expansion plasmatique brève, avec un risque d'accumulation périphérique ^[837]. La même cinétique, étudiée en hypothermie légère, montre une expansion plus petite et pas de diurèse de froid, et les auteurs suggèrent de calculer les fluides sur le poids idéal ^[832]. Un remplissage rapide n'altérait pas le glycocalyx endothélial dans l'immédiat chez des chats sains anesthésiés, c'est au contraire le groupe sans fluides dont le glycocalyx s'amincissait dans un sous-groupe de vaisseaux (p = 0,029). En introduction, les auteurs écrivent que le chat est « prompt to fluid overload » ^[858]. Menée à Toulouse en 2021 sur 21 chats mâles, une thèse trouve que le rapport entre les diamètres de la veine cave caudale et de l'aorte diminue en fin de chirurgie, et que cette échographie est faisable chez le chat anesthésié, sans validation comme guide du remplissage ^[859]. Deux études expérimentales de 2025, lues en résumé, précisent la cinétique et sa surveillance. Un bolus rapide de cristalloïde quittait les vaisseaux plus vite qu'un bolus lent, sans différence d'expansion plasmatique maximale ni d'aire sous la courbe, chez 10 chats de laboratoire anesthésiés (États-Unis) ^[860]. Rendus hypervolémiques, 10 chats anesthésiés voyaient le rapport veine cave caudale sur aorte et le rapport oreillette gauche sur racine aortique augmenter dès la surcharge initiale, piste échographique pour la repérer ^[861], là où la thèse toulousaine voyait le rapport veine cave caudale sur aorte diminuer en fin de chirurgie ^[859]. Enfin, une étude sud-africaine de 6 chats mesure la pression oncotique et l'osmolalité après une hémorragie suivie d'un remplissage par Ringer lactate ou par tétra-amidon ^[862].

Cœur occulte et insuffisance cardiaque après l'anesthésie. La prévalence de la cardiomyopathie hypertrophique chez le chat apparemment sain et la faible valeur du souffle sont traitées avec l'évaluation préanesthésique (voir § 3). Quatre centres européens ont comparé 21 chats atteints d'un épaississement myocardique transitoire avec insuffisance cardiaque gauche à 21 chats atteints de cardiomyopathie hypertrophique, dans une étude cas-témoins lue en partie : 15 des premiers avaient connu un événement déclenchant, contre 6 des seconds. L'anesthésie générale était l'événement le plus fréquent, chez 7 chats (33 %, notre calcul), pour une stérilisation dans 3 cas, et tous ont survécu, le traitement étant arrêté chez 20 des 21 ^[38]. Une étude néerlandaise compare 15 chats en insuffisance cardiaque, soupçonnés ou reconnus atteints d'un épaississement transitoire, après une stérilisation à 300 témoins, tous jugés sains à l'examen clinique et aucun n'ayant eu d'échographie avant l'anesthésie ^[37]. Deux rapports de cas, l'un après une ovariohystérectomie chez une Ragdoll de 15 mois ^[863], l'autre après une entérotomie ^[335], décrivent le même tableau, l'échographie se normalisant en deux semaines dans le premier et en deux mois dans le second. La surcharge est fréquente et lourde chez des chats malades : lors d'obstruction urétrale, 11 chats en surcharge présumée comparés à 51 témoins montraient un risque lié au bolus d'admission (OR 5,1 ; IC 1,3-20), au souffle apparu (OR 4,5) et surtout au bruit de galop (OR 75 ; IC 8,1-694), avec une hospitalisation de 4,1 contre 1,8 jours ^[864]. À VetAgro Sup, sur 168 chats obstrués entre 2016 et 2021, des signes de surcharge apparaissaient chez 15 des 104 chats ayant eu un événement cardiovasculaire (14,4 % de ces 104, soit 8,9 % des 168 selon notre calcul) et un galop chez 28,1 % d'entre eux d'après le résumé, seule série française trouvée sur la surcharge ^[865]. À Montréal, 29 des 64 chats échographiés parmi 94 opérés d'une dérivation urétérale (45 %) étaient en surcharge, associée à une survie médiane de 430 contre 1 020 jours. Une cardiomyopathie légère n'en augmentait pas la fréquence, la créatinine d'admission si ^[866]. L'incidence de l'insuffisance cardiaque ou de l'épanchement pleural après une anesthésie de convenance, dans une population de chats non sélectionnée, n'est mesurée nulle part : les données sont des séries de cas et des populations malades.

Bradycardie, arythmies, hypoxémie et hypercapnie

Seuils et moyens de détection. L'AAFP situe la fréquence cardiaque normale du chat anesthésié entre 100 et 180 battements par minute ^[11]. Pour la série britannique, la bradycardie commence sous 90 et la tachycardie au-delà de 180 ^[84], seuil de tachycardie que donne aussi l'AAHA ^[20]. L'hypoxémie commence sous 95 % de SpO2 pour l'AAHA, qui la dit sévère sous 90 % ^[20], seuil retenu par deux séries ^{[84, 740]}. L'hypercapnie est définie par une ETCO2 supérieure à 45 mmHg dans la série britannique ^[84], et l'AAHA situe à 60 mmHg le seuil de la ventilation (voir § 6) ^[20]. Pour compter la fréquence, l'AAFP classe le stéthoscope œsophagien en tête, l'auscultation et le Doppler bons, l'oxymètre fiable si son signal l'est, et l'ECG mauvais, son activité électrique n'étant pas la fréquence mécanique ^[11]. L'ECG sert au rythme : « should also be monitored » en 2009 ^[219], prérequis en 2020 ^[20], il était déclaré par 35 répondants québécois sur 130 et 56 anglophones sur 109 ^{[96, 97]}, et par 48 % des cliniques australiennes ^[782], mais n'était pas employé dans la série britannique ^[84]. Les recommandations décrivent comme courantes la tachycardie et la bradycardie sinusales, le bloc auriculoventriculaire et les arythmies ventriculaires, à repérer par l'auscultation, l'ECG ou la discordance entre pouls et fréquence, et à traiter selon leur gravité et leur effet sur la pression ^{[20, 80]}.

Fréquences. En dehors de la série britannique, les séries citées ici n'ont été lues que dans leur résumé. La bradycardie touchait 16,7 % des chats stérilisés de la série britannique, 165 sur 979 renseignés au tableau 4 (16,9 %, notre calcul) ^[84], 11,3 % dans l'étude américaine de 2002 connue par cette série ^{[843, connu par 84]} et 8 chats sur 37 (21,6 %) opérés d'une obstruction urétérale ^[831]. Elle y était plus fréquente avec la médétomidine qu'avec l'acépromazine (OR 3,56 ; IC 1,21-14,40), avec la durée (P = 0,007) et, de façon inattendue pour les auteurs, avec un poids plus élevé, sans lien avec l'hypothermie (P = 1) ni avec l'hypotension ^[84]. Les arythmies offrent l'écart le plus net entre moyens de détection. Sous ECG continu, un essai randomisé britannique de 2000 en trouvait chez 6 des 46 chats anesthésiés à l'halothane (13 %), 3 dans chaque groupe de prémédication ^[257]. Une série japonaise de 1984, également sous halothane et lue par son résumé anglais, relevait un pouls irrégulier chez 71 chats sur 886 (8,0 %), surtout des extrasystoles ventriculaires multiples, contre 20 chiens sur 652 (3,1 %) ^[867]. L'hôpital du Colorado comptait 12 dysrythmies sur 683 chats (1,8 %) ^[218]. Sans ECG, Brown et Murison n'en trouvaient que chez 0,2 % des chats, à l'auscultation ^[84], et l'audit de Cambridge les situe à 5,8 % des événements ayant appelé une intervention, chiens et chats confondus ^[279]. Ces études n'ont ni la même époque ni le même agent, mais la comparaison de 0,2 % sans ECG et de 13 % sous ECG continu rappelle que ce qui n'est pas surveillé ne se compte pas. Un trouble du rythme moins connu, la dissociation auriculoventriculaire isorythmique, est décrit chez 3 chats par une série canadienne de 2026, dont les auteurs le disent fréquent d'après leur expérience clinique et peu décrit, d'après le résumé : les 2 chats hypotendus ont reçu un anticholinergique, et le trouble s'est résolu seul chez le troisième ^[868].

L'hyperkaliémie peranesthésique. Deux cas publiés en 2024 et 2025, connus par leur résumé, décrivent une hyperkaliémie survenue pendant l'anesthésie. En Australie, un chat de 5 ans opéré d'extractions dentaires a présenté une bradycardie et des anomalies de l'ECG, avec une kaliémie à 7,7 mmol/L, l'anesthésie a été interrompue et il a guéri, ses auteurs jugeant le phénomène sous-reconnu ^[869]. Aux États-Unis, un chaton de 6 mois a fait une rhabdomyolyse, une hyperkaliémie et une fibrillation ventriculaire réanimée, puis une lésion rénale aiguë résolue en 24 heures, les auteurs soupçonnant un syndrome de perfusion du propofol jamais décrit chez le chat, hypothèse et non démonstration ^[870]. L'hyperkaliémie de l'obstruction urétrale, présente avant l'anesthésie, est traitée à part (voir § 11).

Hypoxémie et hypercapnie. Une SpO2 inférieure à 90 % n'apparaissait que chez 0,3 % des chats stérilisés de la série britannique ^[84], contre 24 des 79 chats bronchoscopés dans deux hôpitaux universitaires britanniques (30,3 % écrits par les auteurs, 30,4 % selon notre calcul), de 22,4 à 52,4 % selon le centre ^[740]. Dans ce dernier travail, la désaturation dépendait de la gestion des voies aériennes, 22 à 23 % avec une sonde ou un masque laryngé contre 48,0 % avec un cathéter trachéal. Pour l'audit de Cambridge, 2,8 % des événements relèvent de la désaturation et 13,5 % de l'hypoventilation ^[279]. L'hypercapnie concernait 8,7 % des chats de la série britannique ^[84] et 1 chat sur 683 au Colorado ^[218]. Ventilation, apnée et capnographie sont développées ailleurs (voir § 6).

8. Analgésie et évaluation de la douleur

Sur les 282 sources réunies pour cette partie, 18 ont été lues en texte intégral, 56 en partie, 203 en résumé seul, 4 par leurs seules métadonnées, et une n'est connue que par une autre source qui la cite. L'accès de chacune figure au tableau des sources, et le texte le rappelle quand une conclusion repose sur un résumé. Trente et une publications de 2024 à 2026 s'y ajoutent, 26 lues en résumé et 5 connues par leur seul titre.

Une douleur sous-traitée : trente ans d'enquêtes

Les données sur la pratique viennent d'enquêtes déclaratives par questionnaire, menées dans une vingtaine de pays depuis 1994. Aucune n'observe les actes eux-mêmes, et, chez les vétérinaires, les taux de réponse vont de 10,4 % des membres d'une association lettone ^[871] à 76,0 % des vétérinaires canadiens sollicités en 1994 (317 sur 417) ^[872]. Les répondants volontaires sont vraisemblablement les plus sensibilisés, un biais de sélection que les auteurs d'une enquête ontarienne signalent eux-mêmes ^[873].

Les premières mesures, 1994 à 2005. Dans l'enquête canadienne de 1994, la part des chats recevant un analgésique après l'intervention allait de 70 % après chirurgie orthopédique à 9 % après castration, contre 84 % et 10 % chez le chien. Hors orthopédie, les deux espèces en recevaient dans des proportions voisines, d'après le résumé ^[872]. Les craintes citées pour les opioïdes forts chez le chat étaient l'excitation, la dépression respiratoire et la bradycardie, et 77 % des répondants jugeaient leurs connaissances insuffisantes ^[872]. La même enquête dessinait une distribution bimodale : 49,5 % d'« utilisateurs », qui traitaient en général tous leurs opérés d'une chirurgie abdominale, face à des vétérinaires qui n'en traitaient presque aucun, la douleur perçue et la crainte des opioïdes forts séparant les deux groupes dans un modèle de régression juste pour 68 % des répondants ^[874]. Deux ans plus tard, 55 % des 264 techniciens canadiens répondants (sur 322) estimaient qu'au moins un risque de la morphine ou de l'oxymorphone l'emportait sur le bénéfice ^[875]. Cette enquête oppose ses 68 % de techniciens satisfaits de leurs connaissances à 24 % des vétérinaires, alors que l'enquête vétérinaire de 1994 donne 23 % et sa reprise de 2001 environ la moitié ^{[875, 872, 114]}.

Au Royaume-Uni, en mars 1996, certains vétérinaires estimaient qu'un degré de douleur postopératoire prévenait une activité excessive, d'après le résumé du volet chien ^[876]. Le volet chat de cette enquête (Lascelles, Capner et Waterman-Pearson, 1999) reste introuvable dans PubMed et n'a pas été lu : son chiffre central, 71 % des chiens contre 56 % des chats analgésiés après une laparotomie exploratrice dont la douleur était notée à l'égal chez les deux espèces, n'est connu que par une revue [connu par S118]. En Finlande, en 2003, 441 répondants sur 911 relevaient que le chat recevait moins souvent un analgésique que le chien après des interventions semblables ^[877]. En Nouvelle-Zélande, 320 questionnaires exploitables sur 1 200 envoyés (26,7 % selon notre calcul, 28 % dans le résumé, dénominateur corrigé non expliqué) montraient un usage périopératoire allant de 50 % pour la castration du chat, le taux le plus bas, à 91 % pour l'ostéosynthèse du chien ^[878]. L'Afrique du Sud, où l'enquête de 2000 a été répétée en 2005, comptait 56 % de chats et 74 % de chiens recevant un analgésique périopératoire, 94 % et 84 % en incluant les prémédications à propriétés analgésiques, le résumé ne disant pas à quelle année se rapportent ces pourcentages et notant une hausse significative de l'usage des analgésiques ^[281]. Une thèse berlinoise de 2005, dont le chapitre de synthèse a été lu en texte intégral, trouvait chez 151 praticiens répondants (sur 270) 15 % qui analgésiaient le chat après toutes les interventions, contre 17,5 % pour le chien, et seulement 3 praticiens qui prolongeaient l'analgésie du chat au-delà des quatre premières heures après chirurgie abdominale, contre 11 pour le chien. La douleur comme « immobilisateur » y restait l'argument contraire principal ^[879].

La France en 1999. L'enquête de Hugonnard et de ses coauteurs, menée en juin 1999 et lue en résumé, a recueilli 189 réponses sur 379 (49,9 %). Les répondants se disaient à 99,5 % modérément à extrêmement préoccupés par la douleur, mais 8,1 % employaient des opioïdes chez le chat, contre 16,1 % chez le chien, en invoquant la législation des stupéfiants (79,9 %) et une méconnaissance de leur pharmacologie (73,7 %) ^[115]. AINS et glucocorticoïdes étaient employés par 96,7 % des répondants chez le chat, l'acide tolfénamique en tête. L'inappétence servait d'indice de douleur chez le chat pour 46,3 % des répondants, contre 29,3 % chez le chien (p < 0,001), et 59 % jugeaient inadéquates leurs méthodes de contrôle de la douleur féline, contre 47 % pour le chien ^[115]. Hugonnard et ses coauteurs concluent à une confiance excessive dans la capacité à reconnaître la douleur : 14,3 % seulement jugeaient leur connaissance insuffisante ^[115]. Aucune enquête française publiée depuis et chiffrant l'usage des opioïdes chez le chat n'a été trouvée. Bareille, dans sa thèse soutenue à Alfort en 2021 et lue en résumé, décrit deux tiers de vétérinaires évaluant la douleur postopératoire, sans toujours structurer leur méthode, une castration et une ovariectomie jugées plus douloureuses chez le chien et une analgésie postopératoire plus fréquente dans cette espèce, sans effectif dans le résumé ^[880].

Le Canada, mesuré quatre fois. Entre 1994 et 2001, d'après les tableaux de l'enquête de 2001 (326 réponses sur 564 vétérinaires éligibles, échantillon aléatoire), la part des chats recevant un analgésique après l'incision (en 1994, après l'opération, ce que les auteurs signalent en jugeant une comparaison générale possible) est passée de 16,6 à 43,1 % pour l'ovariectomie, de 9,3 à 30,0 % pour la castration, de 47,7 à 79,5 % pour l'onychectomie, de 33,8 à 78,6 % pour la dentisterie majeure et de 70,1 à 93,7 % pour les autres interventions orthopédiques ^[114]. Avant l'incision, en 2001, 87,2 % des chattes et 85,3 % des chats castrés en recevaient. Pour les cinq interventions communes aux deux espèces, la différence entre chien et chat n'était plus significative, mais le butorphanol représentait 53,7 % des analgésiques préincisionnels félins, et les auteurs dénoncent une dépendance excessive aux opioïdes faibles ^[114]. Un vétérinaire sur huit environ (12,1 %) était classé non utilisateur d'analgésique, avant comme après l'incision, pour la castration du chat, 8,4 % pour l'ovariectomie, classement qui désigne ceux qui n'analgésient pas tous leurs cas, la distribution étant surtout « tous ou aucun » ^[114]. En Ontario, en 2012, 16 à 22 % des 239 répondants (taux de 13,1 %) n'analgésiaient pas l'ovariectomie ni la castration du chat, contre environ 9 % pour le chien, et les analgésiques étaient administrés et remis plus souvent au chien (P < 0,05) ^[881]. Une enquête de commodité de la même année y trouvait 78 % de répondants jugeant suffisantes leurs connaissances sur la reconnaissance de la douleur ^[873]. En 2025, 379 des 381 répondants ontariens (99,7 % dans le résumé, 99,5 % selon notre calcul) donnaient un opioïde, un AINS ou les deux pour l'ovariectomie, et 379 sur 382 pour la castration (99,2 %). La castration restait le parent pauvre de la sécurité, avec un cathéter veineux chez 219 répondants sur 380 (57,6 %) contre 366 sur 387 pour l'ovariectomie (94,6 %), et une intubation chez 166 sur 375 (44,3 %) contre 379 sur 386 (98,2 %) ^[882]. Au Québec francophone, 29 % des répondants (44 sur 150) présentaient l'analgésie comme optionnelle, au choix du client ^[96], et près d'un tiers des 126 praticiens anglophones du reste du pays la tenaient pour optionnelle en chirurgie de routine ^[97].

Le Royaume-Uni et l'Australie. Au printemps 2013, environ 98 % des 720 répondants britanniques donnaient un AINS périopératoire aux chiens et aux chats stérilisés, mais les taux d'opioïdes et d'AINS remis après la sortie étaient plus bas chez le chat, et la stérilisation était jugée plus douloureuse chez le chien ^[883]. Onze ans plus tard, sur 150 participants, l'analgésie multimodale de la stérilisation était déclarée dans 43 % des réponses pour la chatte et 44 % pour la chienne, quand les blocs locorégionaux l'étaient dans 82 % pour la chienne et 43 % pour la chatte (p < 0,001) ^[884]. Sur 614 répondants australiens, en 2017 et 2018, 513 ont rempli le volet félin : l'anesthésie locale était disponible dans plus de 99 % des structures et employée régulièrement chez le chat par 55 %, et 84,7 % n'utilisaient aucune échelle validée ^[885].

Ailleurs, depuis 2014. Les 1 298 vétérinaires brésiliens interrogés attribuaient au chat des scores de douleur plus bas qu'au chien pour la laparotomie, l'orchiectomie et les soins dentaires, et le tramadol (79 %) était l'opioïde le plus employé ^[886]. En Suisse, en 2010, 258 questionnaires analysés sur 1 000 envoyés montraient des analgésiques que la plupart des vétérinaires déclaraient donner avant l'intervention (71 à 96 %) ou après (2 à 23 %), et une anesthésie locorégionale employée par 43,8 % des répondants ^[887]. Les répondants slovènes (73 sur 680) attribuaient aussi au chien des scores de douleur chirurgicale plus élevés ^[888]. En Colombie, 77 des 131 répondants connaissaient l'analgésie multimodale (58,7 % dans le résumé, 58,8 % selon notre calcul), et 71 d'entre eux citaient l'homéopathie comme approche « alternative » préférée ^[889]. Les chattes néo-zélandaises recevaient le plus souvent une injection unique d'opioïde ou d'AINS le jour de l'intervention, quand la chienne rentrait avec plusieurs jours d'AINS oral (361 réponses pour la chatte) ^[320]. Aux États-Unis, parmi 1 324 membres d'un réseau professionnel en ligne, 791 (59,7 %) employaient un opioïde pour l'ovariohystérectomie de la chatte, 697 (52,6 %) un AINS, 665 (50,2 %) remettaient un AINS pour la maison, et 1 150 (86,9 %) rendaient la chatte le jour même ^[1]. Dans l'Ohio, 80,5 % des chattes ovariectomisées sortaient avec un antalgique contre 54,9 % des chats castrés (p < 0,001), et 8,8 % des répondants formaient le propriétaire à une échelle de douleur, pourcentages sans effectif dans le résumé ^[890]. La Thaïlande (389 répondants, espèces non séparées dans le résumé) ^[891], la Lettonie (101) ^[871] et l'Argentine (154 sur 161) ^[892] complètent ce tableau : opioïdes en routine dans 80,0 % des structures lettones mais fentanyl absent d'une région entière, et 66 % des praticiens argentins insatisfaits de leur formation initiale.

Les échelles, minoritaires. L'usage d'une échelle validée reste partiel partout où il est mesuré. En Espagne, 44 % des 292 répondants évaluent la douleur chez tous leurs patients et 28 % emploient une échelle validée, la Feline Grimace Scale chez 93 % des utilisateurs d'une échelle féline ^[893]. L'usage en routine concerne 70 des 147 répondants américains (47,6 %) et 52 des 130 australiens (40 %), chiens et chats confondus ^{[894, 895]}. En Afrique, sur 249 répondants de 20 pays, 169 (67,9 %) n'avaient aucun instrument pour le chat et 27 (10,8 %) employaient la Feline Grimace Scale. La morphine n'était disponible que chez 90 (36,1 %), la lidocaïne chez 245 (98,4 %) ^[246]. L'enquête mondiale de 2026 (2 194 réponses, 88 pays, questionnaire en six langues dont le français) place la Feline Grimace Scale en tête des instruments (43,6 %), le méloxicam (76,4 %) et la buprénorphine (48,1 %) en tête des analgésiques de la douleur aiguë, et associe à l'Asie l'absence d'AINS et d'opioïde chez le chat opéré ^[896]. Son volet européen (833 réponses) relie à l'Europe de l'Est l'absence d'AINS et l'opioïde donné seulement après l'intervention, et à l'Europe de l'Ouest le diplôme de spécialité et l'exercice en structure labellisée pour le chat. Sur ces 833 répondants, 404 (48,5 %) n'avaient aucun outil de douleur chronique ^[897]. Une revue nord-américaine nomme ce déficit « oligoanalgesia », le décrit jusque dans les hôpitaux d'enseignement et propose formation et échelles comme remèdes, d'après le résumé ^[898].

Les propriétaires. Au Canada, 98,6 % des 849 propriétaires répondants (sur 1 200) jugeaient important d'être assurés que tous les analgésiques nécessaires seraient employés, et 56,4 % pensaient que l'onychectomie devrait être interdite ^[899]. Aux États-Unis, 98 % des 948 répondants (sur 1 600) jugeaient importante une prise en charge adéquate de la douleur, et 59 % tenaient le dégriffage pour douloureux ^[900]. Les 317 propriétaires d'une clinique universitaire zurichoise accordaient une grande importance à la supervision de l'anesthésie et de l'analgésie par un spécialiste, d'après le résumé anglais d'un article en allemand ^[364]. Chez 362 propriétaires américains, une courte information sur les signes de douleur augmentait l'inquiétude et l'intention de consulter, et 90 % jugeaient utile une forme modifiée de l'échelle de l'université d'État du Colorado ^[901]. En Chine continentale et à Hong Kong, 2 080 propriétaires de chiens et de chats interrogés (étude publiée en 2024) se disaient favorables aux antalgiques tout en craignant leurs effets indésirables, et beaucoup doutaient de savoir reconnaître la douleur, d'après le résumé ^[902].

Ces enquêtes, de plans et de populations différents, ne se comparent pas terme à terme. Elles dessinent une progression nette de l'analgésie postopératoire du chat et un écart persistant avec le chien sur trois points mesurés : l'analgésie remise pour la maison ^{[883, 881, 320, 890]}, les blocs locorégionaux ^{[885, 884]} et la douleur attribuée aux mêmes actes ^{[886, 883, 888, 884, 880]}.

Ce qui distingue le chat

Taylor et Robertson rangent en 2004 les causes du sous-traitement félin sous quatre chefs : une douleur difficile à détecter, le chat ne montrant pas de comportement douloureux manifeste, peu de médicaments autorisés pour l'espèce, une réputation de toxicité (excitation aux opioïdes, toxicité des AINS) et des voies métaboliques déficientes, source tantôt de toxicité réelle, tantôt d'absence d'effet ^[118]. La « manie » aux opioïdes, selon eux, provient surtout de publications anciennes où les doses dépassaient de 20 à 40 fois une dose clinique adéquate, et un usage approprié des opioïdes procure au chat une excellente analgésie ^[118]. Cette revue a été lue en texte intégral.

La capacité de glucuronidation hépatique des médicaments exogènes est très faible chez le chat, d'où la toxicité des molécules phénoliques comme le paracétamol et la demi-vie prolongée d'autres substances ^[118]. La base moléculaire en est connue depuis 2000 : chez le chat domestique, le gène UGT1A6 est un pseudogène, porteur de cinq mutations délétères dans l'exon 1, retrouvées identiques chez cinq autres chats non apparentés, dont quatre présentes chez un margay, et son ARNm est absent du foie de quatre chats, d'après le résumé. Les auteurs relient ce défaut au régime strictement carnivore des félidés ^[132]. En 2007, une revue des AINS en tire une prudence d'emploi liée à cette faible glucuronidation, constate des preuves en faveur d'un usage court du carprofène, de la flunixine, du kétoprofène, du méloxicam et de l'acide tolfénamique, et n'en trouve, à cette date, aucune pour un usage chronique sûr ^[903]. Depuis, les recommandations de 2010 et de 2024 sur l'usage prolongé ont modifié ce constat. En 2013, Court jugeait encore mal comprises les causes des différences de réponse du chat aux médicaments, d'après le résumé ^[608]. Une piste génétique s'ouvre pour les opioïdes : au Japon, l'analyse du gène du récepteur mu chez 100 chats de races variées a mis au jour quatre variants, tous synonymes (sans changement de la protéine), dont les auteurs disent que l'effet sur l'efficacité des opioïdes reste à étudier, recherche fondamentale connue par son résumé (2025) ^[904].

Le comportement reste, pour Taylor et Robertson, l'indice le plus fiable de la douleur du chat : fréquence cardiaque, température, cortisol ou bêta-endorphines n'ont pas permis de la quantifier ^[118]. Les mêmes auteurs rappellent qu'un chat qui a froid, faim, peur ou la vessie pleine souffre davantage, et recommandent de lui offrir un endroit où se cacher pendant l'hospitalisation ^[118]. C'est ce comportement que les instruments d'évaluation rendent mesurable.

Les échelles de douleur

Les revues systématiques. Merola et Mills (2016) ont analysé, dans leur revue lue en partie dans son texte intégral, 100 articles sur l'évaluation comportementale de la douleur féline (63 retenus parmi les 300 trouvés dans deux bases, plus 37 tirés de leurs références, un article comptant pour deux études), répartis en dix grands types d'instruments construits le plus souvent autour de chirurgies programmées, et constatent que peu de sous-types rapportent leur validité, leur fiabilité et leur sensibilité ^[905]. Selon la grille COSMIN, la Feline Grimace Scale est l'une des quatre échelles de grimace, sur douze examinées dans neuf espèces, à atteindre un niveau de preuve élevé, d'après le résumé ^[906]. Parue en 2026, une revue systématique de 25 études et 15 instruments canins et félins attribue la meilleure qualité de preuve à l'UNESP-Botucatu, à sa forme courte et à la Feline Grimace Scale, et juge les propriétés de mesure des instruments félins supérieures à celles des canins. Les instruments publiés dans une autre langue que l'anglais en sont exclus ^[907]. Les recommandations ISFM de 2022 retiennent ces mêmes instruments, avec un seuil d'intervention pour chacun : au moins 4 sur 12 pour la forme courte de l'UNESP-Botucatu, au moins 5 sur 20 pour la Glasgow CMPS-Feline, au moins 0,4 sur 1,0 pour la Feline Grimace Scale. Elles admettent une analgésie de secours sous le seuil quand le vétérinaire estime que le chat peut avoir mal ^[26]. En 2019, Steagall et Monteiro tenaient pour inconnus l'effet de la maladie et de la sédation sur les scores, la douleur dentaire et l'outil du propriétaire, d'après le résumé ^[908] : les études publiées de 2020 à 2026 ont en partie comblé ces trois lacunes.

Glasgow CMPS-Feline. Mise au point en 2014 sur un prototype testé chez 25 chats hospitalisés avant et après analgésie, l'échelle a reçu, sur 116 chats, un seuil d'intervention de 4 sur 16 pour la version révisée (26,7 % de mauvais classements) et de 3 sur 10 pour l'échelle numérique associée (14,5 %), d'après le résumé ^[909]. La version définitive de 2017 ajoute deux items d'expression faciale, oreilles et museau, et passe sur 20 points. L'article de Reid, Scott, Calvo et Nolan qui la valide n'est connu ici que par son titre ^[910], et son seuil de 5 sur 20 par les recommandations ISFM ^[26]. Les deux seuils appartiennent à deux versions différentes et ne se transposent pas de l'une à l'autre. L'ajout facial s'appuie sur une étude d'images : sur 68 observateurs de photographies de chats douloureux ou non, 13 % seulement reconnaissaient plus de 80 % des chats douloureux, quand des distances standardisées de la bouche et des oreilles séparaient les deux groupes dans 98 % des cas ^[911]. Testée à Hanovre (étude publiée en 2024) chez 45 chats malades et 10 chats sains par 16 évaluateurs, la version allemande avait une fiabilité inter-évaluateurs modérée (ICC 0,59), intra-évaluateur bonne (0,88), classait les 10 chats sains comme non douloureux et était jugée simple d'emploi, d'après les résumés anglais et allemand ^[912]. Aucune validation de la Glasgow en français n'a été trouvée.

UNESP-Botucatu, forme longue et traductions. L'échelle multidimensionnelle de Botucatu a été affinée en 2011 chez 40 chattes ovariectomisées issues d'un essai randomisé contre placebo. Elle comptait cinq dimensions, la fréquence et le rythme respiratoires en ont été retirés, et la cohérence interne était excellente pour l'échelle entière et pour trois dimensions, très bonne pour la vocalisation, inacceptable pour la fréquence cardiaque, d'après le résumé ^[272]. Sa validation de 2012, en portugais, trouvait une concordance d'au moins 70 % avec la référence pour tous les items, sauf chez l'étudiant de premier cycle au moment de douleur maximale (50 % pour la posture, 53 % pour le confort, 67 % pour les comportements divers), ce qui a conduit les auteurs à réserver la suite des essais aux vétérinaires diplômés ^[913]. En 2013, sur 30 chattes et 4 observateurs, le seuil retenu était un score supérieur à 7 sur 30, avec une sensibilité de 100 % et une spécificité de 98,85 % ^[258]. Dans la version anglaise, la cohérence interne atteignait 0,86 pour l'expression de la douleur et 0,87 pour les changements psychomoteurs, mais 0,28 pour les variables physiologiques. Au même seuil, la sensibilité était de 96,5 % et la spécificité de 99,5 %, pour des évaluateurs anesthésistes ou techniciens en anesthésie, et les auteurs rappellent qu'une échelle validée dans une langue ne l'est pas d'office dans une autre ^[259]. Traduite directement du portugais et revue par des anesthésistes d'Argentine, du Chili, d'Espagne et d'Uruguay, la version espagnole de 2014 donnait un alpha de Cronbach de 0,92 pour le total et de 0,55 pour les variables physiologiques, une sensibilité de 91,9 %, une spécificité de 91,2 % et une aire sous la courbe de 0,97 ^[260]. La version francophone, établie au Québec en 2017 par double traduction, synthèse, rétrotraduction et revue par trois évaluateurs bilingues, obtenait un alpha de 0,918 pour le total et de 0,608 pour les variables physiologiques, une sensibilité de 97,8 %, une spécificité de 99,1 %, une aire sous la courbe de 0,999 et une fiabilité par item de 0,72 (appétit) à 0,93 ^[261]. Son résumé français écrit pourtant « 0,94 ; 0,90 ; et 0,61 » pour le score total, trois valeurs qui correspondent en fait aux trois domaines, et les passages lus décrivent 27 vidéos regardées pour 30 chattes annoncées, sans explication ^[261]. La version italienne (30 vidéos, 5 observateurs) présentait une cohérence interne excellente pour deux domaines, modérée pour les variables physiologiques, au même seuil ^[914].

La forme courte. Validée en 2022 dans huit langues (portugais, anglais, français, espagnol, italien, allemand, chinois, japonais) sur 120 vidéos de 30 chattes, la forme courte montrait une fiabilité inter-observateurs de 0,84 à 0,97 et intra-observateur d'au moins 0,92, une sensibilité et une spécificité de 99 %, et un seuil de 4 sur 12 encadré d'une zone d'incertitude de 3 à 4. Chaque version linguistique n'a été testée que par un observateur, limite écrite par les auteurs, et les scores totaux étaient plus élevés en allemand, plus bas en japonais ^[915]. En 2026, sur 40 vidéos de 10 chattes notées par 24 évaluateurs (profanes, propriétaires, étudiants, vétérinaires expérimentés), elle gardait un ICC d'au moins 0,81 dans tous les groupes, une sensibilité de 0,98 à 1 et une spécificité de 0,83 à 1, alors que l'échelle visuelle analogique n'était fiable que chez les évaluateurs expérimentés, d'après le résumé ^[916].

Vidéo contre clinique. Sur des vidéos d'ovariectomie revues par des évaluateurs entraînés, la forme longue atteint 91 à 100 % de sensibilité et de spécificité ^{[258, 259, 260, 261]}, la forme courte 99 % ^[915]. Évaluées en clinique chez 10 témoins et 40 chats douloureux de causes variées (20 médicaux, 20 chirurgicaux dont 12 orthopédiques), les mêmes échelles donnent à l'équipe de Belli (2021) une sensibilité de 83,25 % pour la forme longue, 78,60 % pour la courte et 74,28 % pour la Glasgow, et des spécificités de 72,00, 84,67 et 70,00 %, que les auteurs qualifient de modérées ^[262]. La fiabilité y est modérée à bonne (intervalles des ICC de 0,73 à 0,86 pour la forme longue, de 0,63 à 0,82 pour la courte), la corrélation entre formes courte et longue de 0,85, et avec la Glasgow de 0,79 et 0,78 ^[262]. Les deux séries ne mesurent pas la même situation : une chirurgie standardisée vue en différé d'un côté, des chats tout-venant évalués en temps réel de l'autre. Les performances obtenues sur vidéo ne valent donc pas mesure de l'exactitude en pratique.

Feline Grimace Scale. Développée à Montréal en 2019 chez 35 chats de propriétaires douloureux et 20 témoins filmés, l'échelle note de 0 à 2 cinq unités d'action : position des oreilles, plissement des paupières, tension du museau, position des moustaches, position de la tête. Sur 110 images notées par 4 observateurs, elle corrélait à un instrument déjà validé (rho = 0,86), avec une fiabilité inter-évaluateurs de 0,89, intra-évaluateur supérieure à 0,91, un alpha de 0,89, des scores abaissés par l'analgésie et un seuil fixé à un score supérieur à 0,39 sur 1,0 ^[121]. Lue en texte intégral, la thèse de doctorat qui porte ce travail relève déjà des scores plus élevés chez les évaluatrices et les ICC les plus faibles pour les moustaches (0,55) et le museau (0,63) ^[917]. Chez 65 chattes ovariectomisées incluses dans un essai randomisé, score en temps réel et score sur image concordaient (biais de −0,057, limites d'agrément de −0,351 à 0,237), ni la sédation par acépromazine et buprénorphine ni l'ovariectomie elle-même, à 24 heures, ne modifiaient le score, et les 13 chattes (20,0 %, notre calcul) qui ont reçu une analgésie de secours ont vu leur score passer de 0,47 à 0,21 en temps réel une heure après ^[268]. Après extractions dentaires (24 chats, 91 images), l'ICC du score total valait 0,84, celui du museau 0,56, et la présence du propriétaire ne changeait pas le score (p = 0,12) ^[269]. Quatre groupes de cinq évaluateurs (propriétaires, vétérinaires, étudiants, infirmiers) notant 100 images obtenaient un ICC supérieur à 0,8 pour le score final, de 0,39 à 0,74 pour le museau et les moustaches, une fiabilité intra-évaluateur de 0,87 chez les propriétaires, et des scores plus élevés chez les évaluatrices (p = 0,006) ^[123]. Menée en anglais et en espagnol, l'enquête mondiale de 2023 a recueilli 1 262 réponses complètes sur 3 039 dans 66 pays : les scores des propriétaires ne différaient de ceux de huit vétérinaires que pour le museau, l'ICC valait 0,65 pour le total mais 0,37 pour les moustaches et 0,38 pour la tête, et le score moyen était identique dans les deux langues (0,43 contre 0,44, P = 0,587) ^[122]. Chez 36 chatonnes de 10 semaines à 6 mois, dans un essai randomisé en aveugle, le score montait 1 et 2 heures après l'ovariectomie (médiane de 0,30 contre 0,10, P < 0,001), redescendait de 0,40 à 0,20 après le secours, avec une fiabilité modérée (ICC 0,68) ^[270]. L'analyse dimensionnelle de 2025 (100 images, 10 évaluateurs) décrit une échelle unidimensionnelle dont la tension du museau est la seule unité de sensibilité inférieure à 70 %, et les moustaches la seule de spécificité inférieure à 70 %. Les évaluatrices y attribuent encore des scores plus élevés (p = 0,02) ^[271]. Une limite de l'échelle apparaît chez le chat brachycéphale à douleur oculaire : chez 28 chats (95 images), la fiabilité était médiocre pour le museau (0,47) et les moustaches (0,34), bonne pour les oreilles (0,81), les yeux (0,84) et le total (0,76), et l'échelle restait sensible à l'analgésie (de 0,60 à 0,36 après l'intervention) ^[918]. Après chirurgie ophtalmique chez 30 chats, dont 24 brachycéphales, la méthadone réduisait le temps passé tête basse, yeux plissés et visage tendu, et l'attention portée à l'environnement passait de 9 à 51 % du temps ^[919]. L'effet d'une formation a été mesuré : chez 7 vétérinaires notant 50 images avant et après un entraînement (Canada, 2024, d'après le résumé), la fiabilité progressait pour chacune des unités du visage ^[920]. Le même groupe canadien a mis en accès libre, la même année, 24 vidéos de comportements de douleur aiguë du chat ^[921].

Autres instruments. Chez 68 chattes ovariectomisées (21 pour la fiabilité, 47 pour la corrélation), l'échelle de douleur aiguë de l'université d'État du Colorado montrait une fiabilité inter-évaluateurs bonne (ICC 0,61 chez les anesthésistes diplômés, 0,67 chez les résidents), mais une corrélation de 0,31 avec la Glasgow, sous le seuil de validité de 0,4 que s'étaient fixé les auteurs, qui la jugent insuffisamment validée ^[922]. L'ISFM ne la cite pas ^[26]. Glasgow, Colorado et Grimace, comparées chez 20 chats par trois évaluateurs d'expérience différente, ont donné sur 27 groupes d'observations appariées un accord faible dans 16 (59 %), nul à léger dans 8 (30 %), modéré dans 3 (11 %), sans supériorité d'aucune échelle (P = 0,179) ^[923]. Avec l'échelle visuelle analogique dynamique et interactive, chez 45 chattes, l'accord entre un observateur expérimenté notant en anglais et une observatrice inexpérimentée notant en français était bon pour la douleur et passable pour la sédation ^[924]. Chez la chatonne, l'équipe canadienne a décrit en 2025, sur 229 vidéos de 36 chatonnes de 6 mois au plus après ovariohystérectomie, les comportements de la douleur, d'après le résumé : avant analgésie, plus de temps sans attention à l'environnement, tête basse et yeux mi-clos, et sous analgésie multimodale, plus de jeu une heure après ^[925]. Ces 36 chatonnes pourraient être celles de l'essai sur la grimace féline, du même groupe et de même effectif, ce que les résumés ne permettent pas de vérifier ^{[925, 270]}.

Ce qui fausse le score. Chez 33 chats castrés, les 15 chats au score comportemental initial élevé franchissaient plus souvent le seuil d'intervention que les 18 autres, 9 franchissements contre 1 sur la sous-échelle psychomotrice de l'UNESP-Botucatu et 23 contre 3 sur la Glasgow révisée, alors que la sous-échelle d'expression de la douleur restait indemne ^[926]. Sans aucune chirurgie, dans un essai croisé de 11 chats, la kétamine élevait la sous-échelle psychomotrice jusqu'à 3 heures et faisait franchir le seuil d'intervention à 6 chats, alors que sur la sous-échelle d'expression de la douleur un chat de chaque groupe l'a franchi ^[516]. Les 14 chats « indépendants » d'une série de 29 avaient des scores de Glasgow et de Grimace plus élevés que les 15 « sociables », avant comme après l'intervention, à seuils mécaniques égaux ^[927]. Sur 24 vidéos notées par 7 vétérinaires femmes et 7 hommes, les femmes avaient un rapport de cotes de 4,88 (Grimace), 3,84 (UNESP-Botucatu courte) et 3,73 (Glasgow) pour atteindre le seuil de secours, la fiabilité restant excellente dans les deux groupes (ICC de 0,935 à 0,962) ^[928]. Trois autres travaux trouvent le même écart ^{[123, 271, 917]}, un quatrième à la seule mesure de 24 heures ^[916]. La Grimace, elle, n'est modifiée ni par la sédation acépromazine-buprénorphine ^[268] ni par la présence du propriétaire ^[269].

La douleur buccale. Filmés dans un essai randomisé en aveugle, 24 chats à maladie buccale minime ou sévère différaient : après extractions multiples, ils passaient moins de temps sans se frotter la face avec la patte, restaient plus longtemps debout, gardaient la queue immobile et peinaient plus souvent à saisir l'aliment sec jusqu'au sixième jour, sans différence avec un aliment mou ^[929]. Watanabe, dans sa thèse qui réunit ces essais, rapporte une analgésie de secours au seuil de 5 sur 20 de la Glasgow chez 11 des 12 chats du groupe sévère (91,7 %) et chez aucun des 12 du groupe minime, un score corrélé au nombre d'extractions (r = 0,84), et conclut à la nécessité d'une analgésie prolongée après extractions chez les chats à maladie buccale sévère ^[930].

Le propriétaire comme évaluateur. En Thaïlande, une échelle de douleur aiguë destinée aux propriétaires a été validée en 2025 chez 130 chats analysés sur 146 inclus : corrélation avec la Glasgow de rho = 0,66, avec la Grimace de 0,53, avec l'échelle du Colorado de 0,57, alpha de 0,76, et, au seuil de 9, sensibilité de 96 % et spécificité de 78 % rapportées à la Glasgow. Aucun test-retest n'a été fait, l'analgésie étant donnée sans délai pour raison éthique ^[931]. Les scores totaux de la Grimace et de la forme courte de l'UNESP-Botucatu restent fiables entre les mains de propriétaires ou de profanes, sur images ou vidéos ^{[123, 122, 916]}. Aucun instrument n'a été validé, dans les études lues, pour un emploi à la maison après la sortie. Les 90 % de propriétaires américains qui jugent utile une forme modifiée de l'échelle du Colorado expriment une opinion, non une validation ^[901], et 8,8 % seulement des répondants de l'Ohio, vétérinaires et techniciens, enseignent au propriétaire une échelle objective, contre 76,1 % qui lui apprennent à reconnaître des signes subjectifs ^[890]. S'agissant de douleur chronique, une thèse d'Alfort de 2022, lue en résumé, a testé chez 56 chats une grille de 29 questions notée de 0 à 52 : reproductibilité inter-opérateur moyennement satisfaisante, répétabilité excellente, concordance passable avec la grille des cliniciens. Son auteur ne connaissait aucune échelle globale de douleur chronique féline utilisable en clinique ^[932].

L'intelligence artificielle. Les exactitudes publiées de 2019 à 2026 ne se comparent pas entre elles : la douleur y est définie par le temps chirurgical, par un seuil de Glasgow ou par un score de Grimace, et la validation tient ou non l'individu testé hors de l'entraînement. Le socle méthodologique de 2019 plaçait 48 repères sur 932 images de 29 chattes ovariectomisées, dont les composantes de forme étaient liées aux scores UNESP-Botucatu, sans constituer encore un classifieur ^[933]. Le premier classifieur, en 2022, entraîné sur 464 images équilibrées de 26 chattes et validé en excluant un individu à chaque tour, dépassait 72 % d'exactitude, en apprentissage profond comme sur repères ^[934]. Sur 84 chats tout-venant de Hanovre (une image par chat, douleur définie par une Glasgow d'au moins 5 avec une cause clinique, les scores de 4 exclus), le modèle sur repères dépassait 77 % et l'apprentissage profond 65 % ^[935]. Entièrement automatisée, la chaîne tombait à 66 % sur images, contre plus de 72 % avec des repères placés à la main ^[936], et donnait sur vidéo plus de 70 % pour le jeu brésilien et 66 % pour celui de Hanovre ^[937]. Ces 66 à 77 %, mesurés en tenant l'individu hors de l'entraînement, s'opposent aux 95,5 % annoncés en 2023 pour des modèles destinés au téléphone, qui prédisaient le score de Grimace de 1 188 images notées par huit vétérinaires. La séparation des images par chat entre entraînement et test n'est pas décrite dans les passages lus, de sorte qu'un même chat a pu figurer des deux côtés ^[938]. Les méthodes d'explication divergent aussi : la région du nez et de la bouche compte le plus pour un modèle ^[935], celle des yeux pour une autre méthode appliquée à 450 images de 29 chats ^[939]. Chez le brachycéphale (200 images), la détection des repères est moins précise (erreur de 19,96 % contre 16,76 %) et la prédiction de la douleur se généralise mal (R² de 0,115), d'après le résumé ^[940]. Quatre robots conversationnels généralistes appliquant la Grimace à 50 images sous-estimaient tous le score, aucun n'associant un biais acceptable à des limites d'agrément restées sous le seuil d'analgésie, au point d'exposer, selon les auteurs, à des traitements excessifs ou insuffisants ^[941]. Hors douleur validée, la classification automatique de la posture atteint 93,1 % sur images, la reconnaissance de la vue de profil 92,6 %, avec une validation prospective encore requise selon des auteurs dont certains sont salariés d'un laboratoire ^[942], et l'électroencéphalogramme appliqué à la douleur arthrosique reste une preuve de concept sur 5 chats ^[943]. Aucune étude lue ne valide de façon prospective, en clinique ou à la maison, un outil automatisé destiné au propriétaire.

Les opioïdes après l'intervention

Les opioïdes de la prémédication sont traités avec la sédation (voir § 4), l'hyperthermie qui leur est associée avec les complications (voir § 10), leur statut en France avec les médicaments (voir § 12). Une grande part des durées citées ici vient de modèles de seuil thermique, une sonde chauffante appliquée sur le thorax de 6 à 12 chats sains : une durée d'antinociception n'est pas une durée d'analgésie après une chirurgie réelle.

Méthadone. Sur 76 chattes ovariectomisées analysées (90 incluses), dans un essai suisse randomisé contre placebo, en aveugle, une douleur modérée à sévère touchait 16 des 18 chattes sous placebo (88,9 %, notre calcul) et 14 des 19 sous dextromoramide (73,7 %), contre 1 des 19 sous méthadone racémique. Sous lévométhadone (20 chattes), une chatte était douloureuse à 60 minutes et deux à 120, sans que le résumé dise s'il s'agit des mêmes, et aucun effet indésirable comportemental, respiratoire ou cardiovasculaire n'est rapporté ^[506]. Par voie sous-cutanée, chez 8 chats, le seuil thermique s'élevait de 1 à 3 heures après méthadone, à 45 minutes seulement après buprénorphine et de 45 minutes à 1 heure après morphine. Pourtant, les auteurs jugent la morphine la meilleure et la méthadone prometteuse, et imputent la faiblesse de la buprénorphine à la voie sous-cutanée ^[944]. Associées à l'acépromazine en prémédication, chez 45 chats castrés ou chattes ovariohystérectomisées d'un essai randomisé par blocs, méthadone, buprénorphine et butorphanol ne différaient ni par les scores ni par les secours, mais seule la méthadone évitait la baisse postopératoire du seuil mécanique, ce que les auteurs lisent comme une possible action antihyperalgésique, en prévenant que le modèle chirurgical a pu masquer des écarts ^[373]. Avec la médétomidine (45 chats, trois groupes de 15), le secours a été nécessaire chez 5 chats sous butorphanol, 2 sous méthadone et aucun sous buprénorphine, différence non significative, l'analgésie étant jugée adéquate pendant les six premières heures ^[945]. Sur 120 chattes, dans le protocole dit QUAD, il l'a été chez 18 des 60 sous méthadone et 29 des 60 sous buprénorphine (30,0 % contre 48,3 %, notre calcul ; P = 0,028), toujours dans les six heures, avec des scores de Glasgow plus bas sous méthadone (P = 0,04) ^[505]. Publié en portugais, un essai brésilien rapporte, chez 24 chattes, un secours chez les 8 chattes sous kétamine seule, 5 des 8 sous méthadone seule (62,5 %) et 3 des 8 sous l'association (37,5 %) ^[946]. Quatre spécialités de méthadone ont le chat parmi leurs espèces cibles en France, toutes classées comme stupéfiants ^{[71, 27]}. Leurs RCP signalent chez le chat, comme très fréquentes, dépression respiratoire, excitation, hyperthermie et hyperalgésie, et une mydriase qui persiste après la fin de l'effet analgésique ^[27]. Une synthèse critique britannique de 2024, lue en résumé, a réuni quatre essais sur la stérilisation de la chatte : la méthadone faisait plutôt mieux dans deux, la buprénorphine dans un, sur une échelle non validée, et les deux se valaient dans le dernier, d'où la conclusion que davantage de preuves sont nécessaires ^[947].

Morphine. Injectée par voie intramusculaire chez 8 chats, la morphine élevait le seuil thermique entre la quatrième et la sixième heure ^[485]. 1 060 injections de morphine chez 165 chiens et chats ont été suivies dans une thèse toulousaine de 2008, lue en résumé : chez le chat, 8,7 % d'effets digestifs précoces et 2,4 % de vomissements, sans différence entre la première injection et les suivantes, à la différence du chien (30,6 % et 22,2 % à la première), le dénominateur félin n'étant pas donné ^[948]. En 2025, un essai brésilien randomisé de 39 chattes a compté un secours chez 4 des 14 chattes sous morphine (28,6 %), 3 des 13 sous méthadone (23,1 %) et 6 des 12 sans opioïde (50 %), différences non significatives (rapport de cotes 2,86, IC 0,76-11,43) ^[949]. La morphine n'a aucune spécialité vétérinaire en France, toutes espèces confondues ^[71].

Buprénorphine : la voie et la forme décident. Recensant 14 essais cliniques et 22 études expérimentales, la revue de Steagall, Monteiro-Steagall et Taylor (2014) décrit un effet décalé par rapport aux concentrations plasmatiques (hystérésis), qui interdit d'attendre un soulagement immédiat. Aux doses cliniques, la voie sous-cutanée ne semble pas procurer une analgésie adéquate, la voie buccale a donné des résultats inconstants, et les voies intraveineuse et intramusculaire sont préférées en douleur aiguë ^[502]. L'essai de référence sur les voies, au Brésil en 2010, a réparti 100 chattes ovariectomisées en quatre groupes de 25 : un secours a été nécessaire chez 6 chattes par voie intraveineuse, 4 par voie intramusculaire, 13 par voie sous-cutanée et 17 par voie buccale (24, 16, 52 et 68 %, notre calcul), les échecs étant significativement plus fréquents par les deux dernières voies, d'après le résumé ^[263].

La voie buccale est le point où laboratoire et clinique divergent le plus. Deux études d'une même équipe, chacune sur 6 chats de laboratoire, trouvent la solution déposée dans la bouche bien acceptée, sans salivation ni vomissement, avec un pic plasmatique en 15 minutes, une biodisponibilité médiane de 116,3 % et une élévation du seuil de 30 à 360 minutes, sans différence avec la voie intraveineuse ^{[501, 950]}. Le pH buccal, mesuré chez 26 chats, allait de 8 à 9 ^[501]. Avec une forme concentrée, la biodisponibilité buccale tombait à 24 % chez 6 chats ^[951], et une étude de 6 chats consacrée à la codéine ne trouvait à la buprénorphine buccale qu'une élévation du seuil à la troisième heure, plafonnée sous 47,6 °C chez 4 chats, que les auteurs attribuent à la déglutition, aux pertes à l'administration et à la variabilité ^[952]. En clinique, 17 chattes sur 25 sous voie buccale ont eu besoin d'un secours, contre 4 sur 25 par voie intramusculaire ^[263], alors que 100 propriétaires interrogés citaient les gouttes dans la bouche comme leur méthode d'administration préférée ^[501].

La voie sous-cutanée appelle une précision de forme. Avec la formulation standard, l'effet est faible chez 8 chats de laboratoire ^[944] comme chez les 25 chattes de l'essai clinique ^[263], et la voie sous-cutanée est déconseillée par l'ISFM en 2022 pour la buprénorphine standard, par l'AAHA et l'AAFP en 2015 pour les opioïdes en général ^{[26, 134]}. La formulation concentrée, autorisée aux États-Unis depuis le 18 juillet 2014 ^[238] et sans spécialité en France ^[71], donne au contraire, par voie sous-cutanée, une élévation du seuil de 1 à 30 heures chez 6 chats, contre 1 à 8 heures par voie intraveineuse et 1 à 12 heures par voie buccale, une biodisponibilité de 94 % et une demi-vie de 12,3 heures, d'après le résumé ^[951]. Le mémoire de maîtrise de Doodnaught (Montréal, 2017), lu en résumé, décrit une antinociception d'au moins 24 heures par cette voie ^[953]. Chez 12 chats, aux deux paliers les plus élevés, le seuil restait au-dessus de la valeur de base à la plupart des temps mesurés entre 1 et 30 heures, la demi-vie d'élimination allant de 10 à 34 heures, contre 1,35 à 5,33 heures au palier le plus faible, sans effet indésirable. Plusieurs auteurs déclarent avoir été consultants du fabricant ^[486]. Écrire « buprénorphine sous-cutanée » sans nommer la forme revient donc à se tromper dans un sens ou dans l'autre. Après extractions dentaires, chez 23 chats, la forme concentrée sous-cutanée et la forme standard intramusculaire, chacune selon son schéma, ont été suivies d'un secours chez 3 des 11 et 4 des 12 chats (27,3 % contre 33,3 %, p = 0,56), et d'une réaction à l'injection chez aucun et 3 (25 %, p = 0,12), chiffres lus dans la thèse qui reprend l'essai ^{[954, 930]}.

D'autres travaux complètent ce tableau. À Hanovre, en 1998, l'analgésie a échoué chez 7 des 30 chats d'une série clinique (23,3 %), même au palier élevé, surtout chez des animaux fracturés à lésions tissulaires sévères, chiens et chats confondus dans le résumé, d'après le résumé anglais d'un article en allemand ^[955]. Par voie rectale, chez 9 chats d'une thèse munichoise de 2019, le palier faible ne donnait aucune concentration mesurable et le palier élevé des concentrations faibles et très dispersées ^[956]. Sur 49 chattes errantes évaluées (25 sous sérum physiologique, 24 sous buprénorphine) parmi 115 chats errants stérilisés sur le terrain sous un protocole déjà multimodal, une injection sous-cutanée de buprénorphine en fin d'intervention n'a réduit ni les scores ni les dépassements de seuil, et, tous groupes confondus, 34,5 % des chattes dépassaient le seuil de la Glasgow à 3 heures et 38,8 % à 6 heures, sans effectifs dans les passages lus ^[957]. Huit spécialités injectables de buprénorphine ont le chat en France, toutes pour l'analgésie postopératoire, sept par voie intramusculaire ou intraveineuse et BUPRECARE 0,3 MG/ML par voie intramusculaire seule, aucune forme transmuqueuse ni transdermique ^{[71, 12]}.

Buprénorphine transdermique. Une solution appliquée sur la peau a été approuvée aux États-Unis le 20 janvier 2022, classée par la DEA à l'annexe III et réservée à l'administration à l'hôpital ^[239]. Elle n'a pas de spécialité en France ^[71]. Les quatre articles qui la décrivent sont signés par l'équipe du développeur, dans un même supplément, et tous les chats des essais cliniques ont eu une stérilisation associée à une onychectomie des antérieurs ^{[958, 959, 960, 961]}. En phase 2, chez 115 chats (placebo, palier faible, palier élevé, une application avant l'intervention, suivi de 96 heures), les taux de succès estimés étaient de 0,10, 0,56 et 0,71 ^[958]. En phase 3, sur 228 chats de 12 sites, dont 107 sous placebo et 112 traités dans l'analyse par protocole, 65 échecs ont été comptés sous placebo et 23 sous traitement, surtout le jour de l'intervention, d'après le résumé : les taux de succès estimés par le modèle valent 0,40 et 0,81, notre recalcul brut 39,3 % (42 sur 107) et 79,5 % (89 sur 112) ^[959]. La demi-vie terminale atteint 78 à 91 heures pour une biodisponibilité absolue de 16,0 %, avec sédation, mydriase et euphorie transitoires dans les quatre heures ^[961]. Sous traitement, les deux essais cliniques notent une température corporelle plus élevée d'environ 0,3 et 0,35 °C ^{[958, 959]}, l'étude pharmacocinétique une température rectale plus élevée de 0,6 à 0,9 °C jusqu'à 168 heures ^[961] (voir § 10). À plusieurs multiples de la dose, en applications répétées chez 32 chats, les effets respiratoires, cardiaques et digestifs restaient rares, mais la sédation et l'euphorie, transitoires au premier intervalle, se prolongeaient à chaque intervalle suivant ^[960]. La revue d'histoire et de pharmacologie qui ouvre le supplément, signée par un auteur lié au fabricant, présente la buprénorphine comme agoniste complet pour la douleur et partiel pour d'autres effets comme la dépression respiratoire ^[962].

Butorphanol : des durées qui divergent. Les quatre études expérimentales trouvées utilisent le même modèle de seuil thermique et ne s'accordent pas. Par voie intramusculaire, chez 8 chats, le seuil n'était élevé qu'à 5 minutes, et abaissé à 2 heures ^[485]. À quatre paliers, par voie intraveineuse, chez 6 chats, il l'était de 15 à 90 minutes d'après le résumé, sans relation dose-effet, avec une mydriase chez tous et une dysphorie fréquente ^[496]. Sur 6 chats, une autre étude donne 15 à 165 minutes pour le butorphanol, 15 à 345 minutes pour l'hydromorphone et 15 à 540 minutes pour l'association, la dysphorie accompagnant le butorphanol et les vomissements l'hydromorphone ^[497]. La quatrième, par voie intramusculaire chez 6 chats, trouve une élévation de 50 minutes à 8 heures, contre 35 minutes à 5 heures pour la buprénorphine, sans différence entre les traitements, et insiste sur une variabilité considérable d'un chat à l'autre ^[963] : c'est la seule à attribuer au butorphanol une durée de plusieurs heures. L'ISFM lui accorde 1 à 2 heures et écrit que le butorphanol n'apporte pas une analgésie adéquate employé seul pour une chirurgie de routine ^[26]. Le RCP d'une spécialité française rappelle que la réponse individuelle du chat peut varier et qu'augmenter la posologie peut ne rien changer à l'intensité ni à la durée de l'analgésie ^[124]. En clinique, au sein d'un protocole multimodal comprenant lidocaïne intratesticulaire et méloxicam, 47 chats castrés avaient des scores bas et identiques sous butorphanol ou buprénorphine, avec un secours chez 3 des 24 et 1 des 23, et plus de chats sous buprénorphine ont eu besoin d'isoflurane (12 contre 2) ^[478]. Buprénorphine ou butorphanol associés au carprofène ou au méloxicam donnaient, chez 100 chattes ovariectomisées (quatre groupes de 25), des scores tous bas, sans différence ^[541].

Fentanyl, tramadol, codéine, tapentadol. Étudié chez 6 chats, le patch de fentanyl délivrait moins de 36 % de la quantité théorique, avec des concentrations soutenues pendant cinq jours et une variation individuelle prononcée ^[964]. Chez 24 chats éveillés, anesthésiés ou opérés, ni l'anesthésie ni l'ovariectomie ne modifiaient les concentrations, très variables d'un individu à l'autre ^[965]. Chez 16 chattes, l'exposition de la moitié de la surface du patch abaissait les concentrations sans changer les scores de douleur, et l'état d'équilibre n'était atteint qu'entre 18 et 72 heures après la pose ^[966]. L'ISFM juge cette analgésie variable et parfois insuffisante ^[26]. Le fentanyl n'a de spécialité vétérinaire en France que pour le chien ^[71]. Le tramadol oral avait, chez 6 chats, une biodisponibilité de 93 %, une demi-vie terminale de 134 minutes après injection intraveineuse et de 204 minutes après prise orale, et son métabolite actif, l'O-desméthyl-tramadol, apparaissait rapidement, avec une demi-vie de 261 à 289 minutes ^[967]. Aux paliers moyen et élevé, le seuil thermique restait élevé jusqu'à 360 minutes ^[968]. Au Brésil, en double aveugle contre placebo (40 chattes, quatre groupes de 10), l'association du tramadol au védaprofène n'a demandé aucun secours, sans hyperalgésie, avec des scores inférieurs au placebo jusqu'à 72 heures, ce que les auteurs prennent pour une preuve du bénéfice d'une analgésie de trois jours après ovariectomie ^[969]. Sur cinq jours par palier chez des chats âgés arthrosiques (essai croisé, 24 chats dont 17 ont terminé), euphorie, dysphorie, sédation, baisse d'appétit ou diarrhée sont apparues chez 8 des 19 et 6 des 18 chats aux paliers élevé et moyen, contre 2 des 21 au palier faible ^[970]. Les 17 spécialités vétérinaires de tramadol autorisées en France sont toutes pour le chien ^[71]. La codéine orale n'élevait pas le seuil thermique chez 6 chats ^[952]. Associé au grapiprant chez 51 chattes ayant terminé un essai à quatre bras (60 incluses), le tapentadol n'agissait que jusqu'à la troisième heure ^[971], et le mémoire montréalais déjà cité lui trouve, au palier élevé, une durée comparable à celle de la buprénorphine intramusculaire, deux heures, en signalant que la palatabilité est une limite significative ^[953].

Naloxone. Après hydromorphone, chez 7 chattes analysées, la naloxone réduisait significativement l'antinociception dès la première heure, alors que le butorphanol la préservait mieux, d'où la proposition des auteurs de l'employer comme antagoniste partiel hors urgence vitale ^[509]. Après morphine péridurale chez un chat castré, un rapport de cas décrit un prurit intense, résistant à l'acépromazine et disparu 20 minutes après la naloxone ^[972]. Aucune étude clinique de la naloxone dans le surdosage d'opioïdes chez le chat n'a été trouvée, et la naloxone n'a pas de spécialité vétérinaire en France ^[71].

Sans opioïde. Les essais d'anesthésie sans opioïde trouvent le plus souvent un besoin d'opioïde après l'intervention chez l'adulte. Avec un protocole injectable associant bupivacaïne intrapéritonéale et méloxicam, 11 des 15 chattes adultes ont reçu un secours de buprénorphine, contre 2 des 8 chatonnes, et les auteurs concluent que la plupart des adultes ont eu besoin d'un opioïde ^[511]. Chez 27 chattes adultes analysées dans un essai masqué, aucune des 13 chattes sous buprénorphine n'a eu besoin d'un secours, contre 5 des 14 sans (p = 0,04) ^[510]. Sur 29 chatonnes de 10 semaines à 6 mois anesthésiées sans opioïde, le secours a été nécessaire chez les 15 privées d'analgésie multimodale et chez 1 des 14 qui recevaient méloxicam et bupivacaïne intrapéritonéale, la prise de nourriture mesurée à une heure atteignant 71,9 % dans le second groupe et 13,9 % dans le premier ^[119]. L'essai brésilien de 2025 déjà cité rapporte 6 secours sur 12 sans opioïde, sans différence significative avec les bras opioïdes ^[949]. Chaque essai emploie son propre seuil et sa propre échelle : ces proportions de secours ne se comparent pas d'une étude à l'autre.

Les durées retenues par l'ISFM. Le tableau des opioïdes des recommandations ISFM de 2022 donne une durée d'analgésie allant jusqu'à 6 heures pour la morphine, l'hydromorphone et la méthadone, de 12 à 24 heures pour la morphine péridurale, de 1 à 2 heures pour la péthidine et le butorphanol, jusqu'à 8 heures pour la buprénorphine standard, jusqu'à 24 heures pour la forme concentrée et jusqu'à 72 heures pour le patch de fentanyl ^[26]. Selon le même texte, les opioïdes réduisent moins la concentration alvéolaire minimale chez le chat que chez le chien, au plus de 25 % pour le rémifentanil au palier élevé contre 79 % chez le chien ^[26] (voir § 5).

Les AINS et le rein

En France, le méloxicam, le robénacoxib et le carprofène injectable ont des spécialités félines, le kétoprofène n'en a aucune pour le chat, et l'acide tolfénamique, autorisé chez le chat, n'y a aucune indication de douleur ^{[71, 205]} (voir § 12). L'effet de l'anesthésie sur le rein est traité avec les complications (voir § 10), le traitement du chat âgé ou insuffisant rénal avec les populations particulières (voir § 11).

Efficacité périopératoire. Les premiers essais britanniques ne départagent pas les molécules. Chez 40 chattes ovariectomisées, une injection au réveil de carprofène, de kétoprofène, de méloxicam ou d'acide tolfénamique donnait des scores bas et comparables, avec un secours dans chacun des trois derniers groupes, et aucun produit n'empêchait la sensibilité de la plaie, d'après le résumé ^[973]. Méloxicam et carprofène, chez 80 chattes, ne différaient ni par la douleur ni par la biochimie, avec un secours chez 2 chattes sur 40 sous méloxicam et 1 sur 40 sous carprofène ^[974]. Lors de l'onychectomie de 138 chats, le méloxicam préopératoire faisait mieux que le butorphanol à 3, 5, 12 et 24 heures, avec une impression générale excellente ou bonne chez 75 % des chats contre 44 % ^[975]. Chez 51 chattes ovariectomisées, aucune des 20 chattes sous méloxicam, oral ou sous-cutané, n'a eu besoin d'un secours, contre 3 des 10 sous buprénorphine orale, 2 des 10 sous buprénorphine sous-cutanée et 1 des 11 témoins ^[976]. Comparés à un placebo chez 65 chattes, acide tolfénamique et méloxicam élevaient les seuils mécaniques de la plaie à tous les temps mesurés, avec un effet comparable sur 24 heures ^[977], et une étude thaïlandaise de 30 chattes trouve le même avantage à l'acide tolfénamique et au robénacoxib sur le placebo à 24, 30 et 48 heures, sans allongement du temps de saignement ^[978]. L'habilitation hanovrienne de Kramer (2003), lue en texte intégral, place chez 60 chats opérés d'une fracture le carprofène en tête dès le premier jour et la buprénorphine en dernier, mais juge l'analgésie insuffisante le premier jour avec tous les produits testés, sans effet indésirable digestif, rénal ou hépatique relevé ^[979]. À Giessen, en 2007, une thèse sur 80 chats comptait 19 des 24 chats non analgésiés (79,2 %, notre calcul) au-dessus du seuil de douleur dans les 24 heures, et les chats traités le seul jour de l'intervention avaient plus mal pendant trois jours que ceux traités plus longtemps ^[130]. À Toulouse, en 2010, une thèse lue en résumé décrit des différences pas toujours significatives à l'hôpital entre morphine, méloxicam et placebo, et une meilleure satisfaction des propriétaires avec un protocole analgésique ^[980].

Robénacoxib. Les essais du robénacoxib, financés pour la plupart par le fabricant, en font un AINS au moins équivalent au méloxicam au score du clinicien. Au Japon, chez 96 chats de 8 centres, l'injection de robénacoxib l'emportait sur le méloxicam (rapport 1,47 ; IC 1,19-1,78), sans secours dans aucun groupe ^[981]. En Italie, chez 30 chattes, le robénacoxib seul ou associé à la buprénorphine faisait mieux que la buprénorphine seule de la deuxième à la sixième heure ^[982]. Sur 249 chats, dans le modèle américain associant stérilisation et onychectomie, avec butorphanol et blocs des quatre points, le robénacoxib oral réduisait le secours de 46,3 % sous placebo à 16,5 %, ce dernier pourcentage ne tombant juste sur aucun entier de l'effectif randomisé (167), si bien que le dénominateur d'analyse reste inconnu ^[983]. Dans le même modèle, l'injection réduisait le secours de 73 sur 175 sous placebo (41,7 %) à 34 sur 173 (19,7 %, P = 0,037), 174 chats ayant été randomisés dans le bras traité, avec des effets indésirables (infection ou déhiscence de plaie, saignement, vomissement, baisse d'appétit, léthargie) aussi fréquents dans les deux groupes ^[127]. En chirurgie orthopédique, chez 147 chats, une injection de robénacoxib était non inférieure au méloxicam (efficacité relative 1,029), et la poursuite des comprimés ne changeait rien aux scores au-delà du premier jour par rapport au placebo ^[984]. Le suivi par le propriétaire renverse l'image : au troisième jour après ovariectomie, sur 141 chattes, 101 propriétaires (71,6 %) donnaient un score de 0, et les comportements anormaux et les scores étaient plus fréquents et plus élevés sous robénacoxib que sous méloxicam (p = 0,03 et 0,005). Les auteurs en concluent qu'un AINS systématique après la sortie n'est peut-être pas nécessaire, tout en écrivant que l'évaluation par le propriétaire n'est pas validée ^[985].

Grapiprant, védaprofène. Antagoniste du récepteur EP4 sans inhibition des cyclo-oxygénases, le grapiprant était non inférieur au robénacoxib oral chez 33 chattes analysées (37 incluses) ^[986], et cliniquement semblable au carprofène chez 33 chattes d'un essai brésilien en portugais ^[987]. Au long cours, le panel ISFM et AAFP de 2024 ne le recommande pas chez le chat, faute de données de sécurité suffisantes ^[129]. Le védaprofène n'a été retrouvé que dans l'essai présenté avec les opioïdes, donné seul (secours chez tous les chats de ce groupe) ou associé au tramadol ^[969].

Sécurité, deux situations qu'on ne confond pas. Les études rénales portent sur deux situations distinctes, que la littérature oppose parfois sans le dire : un traitement oral prolongé chez un chat stable, et une injection pendant une anesthésie où l'hypotension est possible. Dans la seconde, une série australienne décrit 18 chats en lésion rénale aiguë après méloxicam injectable, tous dans les indications et à la posologie de l'étiquette australienne : 13 des 18 l'avaient reçu le jour de l'acte, 12 des 18 en association avec une anesthésie ou une sédation, et 14 sont sortis vivants, 4 étant morts ou euthanasiés (notre calcul), d'après le résumé ^[128]. Dans l'enquête jointe, 89 % des 187 répondants donnaient un AINS pour la chirurgie, 98 % d'entre eux du méloxicam, et 84 % de ceux-ci par voie sous-cutanée, pratique que les auteurs demandent fermement d'abandonner chez le chat, surtout si une déshydratation ou une hypotension est possible ^[128]. Cette série de cas, sans dénominateur, ne mesure pas un risque. Au Royaume-Uni, un essai a réparti 60 chattes en cinq groupes de 12 selon le produit et le moment de l'injection : l'anesthésie y activait le système rénine-angiotensine malgré l'inhibition des cyclo-oxygénases, sans effet du produit ni du moment sur les marqueurs rénaux, mais une chatte ayant reçu du méloxicam à l'induction a présenté une lésion rénale aiguë suspectée de grade IRIS II, et les groupes injectés dès l'admission ont eu besoin d'un secours plus tôt (16 sur 24) ^[186]. Après chirurgie dentaire, chez 24 chats en trois groupes de 8, méloxicam et carprofène n'avaient pas d'effet significatif sur le débit de filtration glomérulaire mesuré par la clairance de l'iohexol, et le méloxicam n'en avait pas non plus sur la NAG urinaire à 24 heures, dosée seulement dans les groupes méloxicam et témoin ^[988].

Pour la première situation, deux études rétrospectives australiennes dont deux auteurs sont salariés du fabricant ne trouvent pas d'aggravation sous méloxicam oral prolongé. Chez 38 chats de plus de 7 ans, dont 22 insuffisants rénaux stables suivis en médiane 467 jours (327 jours pour les 16 autres), la créatinine ne différait pas chez les chats sans maladie rénale, et la maladie progressait moins chez les insuffisants rénaux traités que chez leurs témoins ^[989]. La seconde rapporte une longévité médiane de 18,6 ans chez les insuffisants rénaux et de 22 ans chez les autres, sans effectif dans le résumé ^[990]. Sur un mois, contre placebo, chez 193 chats arthrosiques évalués, dont 40 insuffisants rénaux, le robénacoxib ne modifiait ni les effets indésirables ni la biologie ^[991]. Le regroupement de quatre essais de 4 à 12 semaines, financés par le fabricant, sur 449 chats, compte au moins un effet indésirable chez 106 des 222 chats traités (47,7 % selon notre calcul, 47,8 % dans le résumé) et 93 des 227 sous placebo (41,0 %), soit un risque relatif de 1,15 (IC 0,93-1,43), une créatinine plus élevée de 4,36 µmol/L sous traitement et un risque relatif de 1,09 chez 126 insuffisants rénaux, les cas graves et les maladies non contrôlées ayant été exclus ^[992]. Ces données ne contredisent pas la série de 18 lésions aiguës : elles ne portent ni sur la même voie, ni sur le même moment, ni sur les mêmes chats.

La flunixine et le kétoprofène provoquaient, chez le chat adulte, des lésions de l'estomac et de l'intestin grêle, très rares chez le chaton de moins de trois mois, sans lien avec les concentrations plasmatiques, dans deux études expérimentales japonaises lues en résumé ^{[993, 994]}. La pharmacovigilance européenne des coxibs (déclarations spontanées à EudraVigilance Veterinary), complétée par une cohorte clinique munichoise dans une thèse de 2017 sur chiens et chats réunis, relève surtout des troubles digestifs légers, mais aussi des atteintes rénales, de la léthargie et des décès déclarés, le risque de troubles digestifs et de décès augmentant avec l'âge, les paliers élevés et la durée, sans fréquence calculable ^[995]. Le panel de 2024 tient pour inconnue la prévalence des effets indésirables des AINS chez le chat, avec des vomissements chez jusqu'à 14 % des chats traités au long cours ^[129]. Après chirurgie gastro-intestinale, une série rétrospective américaine de 154 chats (2024, d'après le résumé) ne trouve pas plus de complications sous robénacoxib. Les complications majeures touchaient 1 des 43 chats traités (2,3 %) contre 14 des 111 non traités (12,6 %), la mort ou l'euthanasie dans les 16 jours 1 sur 43 (2,3 %) contre 10 sur 111 (9,0 %), et les complications toutes confondues 10 sur 43 (23,3 % selon notre calcul, 23,2 % écrit) contre 34 sur 111 (30,6 %) ^[996]. Faute de tirage au sort, les chats les plus malades ont pu ne pas recevoir l'AINS, et la série rassure sans prouver, face à une maladie digestive que l'ISFM range parmi les contre-indications ^[26].

Textes de recommandation. En 2022, l'ISFM énumère les contre-indications : maladie digestive, intolérance, maladie rénale non stabilisée, maladie hépatique, troubles de la coagulation, hypovolémie et hypotension, AINS ou corticoïde concomitant. Elle ajoute que renoncer aux AINS par crainte de leurs effets indésirables n'est pas recommandé et peut gravement compromettre la prise en charge de la douleur ^[26]. Le panel ISFM et AAFP de 2024 écarte les AINS chez le patient hypovolémique ou hypotendu, juge préférable, si l'hypotension se corrige, de les administrer à la fin de l'intervention ou après, et associe leur emploi périopératoire au maintien d'une pression artérielle moyenne d'au moins 70 mmHg, ou supérieure à 90 mmHg au Doppler ^[129]. Il attribue au méloxicam et au robénacoxib des preuves fortes de sécurité et d'efficacité dans la douleur arthrosique, y compris en maladie rénale chronique stable et précoce, rappelle que jusqu'à 69 % des chats arthrosiques ont aussi une maladie rénale chronique, et propose qu'un chat sous AINS au long cours reçoive le même AINS lors d'une intervention, sauf contre-indication ^[129]. Lu en résumé, le texte de 2010 notait que certains AINS venaient d'être autorisés au long cours chez le chat dans certains pays, sur des données félines rares et beaucoup d'extrapolation ^[188], et une revue courte du conseil de la douleur de la WSAVA décrivait en 2019 un passage « de la controverse à l'optimisme » ^[997]. Les RCP français du méloxicam demandent d'éviter l'animal déshydraté, hypovolémique ou hypotendu, et ceux du méloxicam comme du robénacoxib d'envisager une fluidothérapie pendant l'anesthésie ^{[125, 126]}.

Le méloxicam, d'un continent à l'autre. Une même molécule n'a pas le même statut selon le pays. La FDA a fait ajouter à tous les méloxicams, aux États-Unis, un encadré selon lequel l'usage répété chez le chat a été associé à une insuffisance rénale aiguë et à la mort, et qui interdit toute administration supplémentaire, injectable ou orale. Le méloxicam injectable n'y est approuvé chez le chat que pour une injection unique avant l'intervention, et les formes orales ne le sont pas du tout ^[998]. La date d'ajout de l'encadré n'est pas écrite sur la page officielle lue, mise à jour le 26 novembre 2024. La presse professionnelle la situe en 2010, sans que la source primaire ait pu être consultée ^[998]. Dans l'Union européenne, des suspensions orales de méloxicam pour chat sont autorisées, avec une indication pour les troubles musculo-squelettiques aigus et chroniques, de même que le robénacoxib en comprimés ^{[71, 125, 126]}. Les recommandations internationales de 2010 et de 2024 admettent le traitement prolongé sous conditions ^{[188, 129]}, alors que celles de l'AAHA et de l'AAFP, en 2015, rappellent qu'aux États-Unis aucun AINS n'est approuvé au long cours chez le chat ^[134]. En Australie, c'est la voie sous-cutanée périopératoire, majoritaire chez les prescripteurs, que visent les auteurs de la série de 18 chats ^[128].

Anesthésie locale et régionale

La lidocaïne a en France des spécialités félines pour l'infiltration, l'anesthésie dentaire et ophtalmique, la péridurale et la pulvérisation laryngée, aucune pour la voie intraveineuse, alors que la bupivacaïne, la bupivacaïne liposomale et la ropivacaïne n'ont aucune spécialité vétérinaire ^{[71, 91]} (voir § 12). La bupivacaïne liposomale a été approuvée aux États-Unis le 3 août 2018 pour le bloc nerveux périphérique après onychectomie ^[240]. La pulvérisation laryngée relève des voies aériennes (voir § 6). Pour la douleur viscérale des stérilisations programmées, les recommandations ISFM de 2022 citent le bloc intratesticulaire, l'infiltration de l'incision, l'instillation intrapéritonéale et le bloc du plan abdominal transverse, rappellent de ne pas dépasser la dose maximale féline ^[26] et renvoient, pour les deux techniques les plus simples, à une revue du conseil de la douleur de la WSAVA qui les dit simples et peu coûteuses ^[999]. Un RCP français de lidocaïne met en garde contre la plus grande sensibilité du chat à cette molécule ^[91].

Infiltration de l'incision. En Suède, chez 75 chattes ovariectomisées réparties en trois groupes de 25, un bolus supplémentaire de propofol a été nécessaire pendant l'intervention chez 60 % des témoins, contre 43 et 44 % après infiltration de lidocaïne seule ou associée à la bupivacaïne, la fréquence cardiaque montant davantage chez les témoins à l'excision du second ovaire et du corps utérin ^[1000]. Au Brésil, chez 45 chattes, seule l'association de la ropivacaïne au méloxicam réduisait le besoin d'isoflurane (aire sous la courbe de 17,8 contre 23,1 et 22,8), avec un secours chez 4 des 15 témoins et 1 des 15 dans chacun des deux autres groupes, différence non significative (P = 0,17) ^[1001]. Dans un programme américain de stérilisation à grand volume, en double aveugle contre placebo, la bupivacaïne déposée sur les ligaments suspenseurs, le corps utérin et le tissu sous-cutané de l'incision abaissait les scores à 1 heure et à la sortie chez 212 chattes, la différence n'atteignant la signification que chez les chattes de plus de 2,7 kg, pour un geste d'un peu plus d'une minute ^[1002]. L'essai suivant, sur 151 chattes, donnait des scores semblables à 1 heure avec bupivacaïne, mélange bupivacaïne-lidocaïne-adrénaline, dexaméthasone ou méloxicam déposés au même endroit, et un avantage du méloxicam sur le mélange adrénaliné à 3 heures (P = 0,018) ^[1003].

Instillation intrapéritonéale. Chez 45 chattes en trois groupes de 15, l'analgésie de secours a été nécessaire chez 12 chattes sans traitement (80 %), 4 après bupivacaïne intrapéritonéale (27 %) et 2 sous méloxicam (13 %) (P = 0,002) ^[136]. Chez 8 chattes, la concentration plasmatique maximale de bupivacaïne était atteinte en moyenne à 30 minutes, avec une demi-vie d'élimination de 4,79 heures et aucun signe de toxicité ^[1004]. Associée à l'adrénaline ou à la dexmédétomidine chez 16 chattes, elle restait sous les seuils toxiques, avec un seul secours ^[1005]. Chez 60 chattes, 6 des 30 ont reçu un secours dans chacun des deux groupes, bupivacaïne seule ou associée à la dexmédétomidine, l'ajout abaissant un peu les scores à 12 heures ^[1006]. La technique entre dans les protocoles sans opioïde présentés avec les opioïdes : chez la chatonne, associée au méloxicam, elle fait passer le besoin de secours de 15 sur 15 à 1 sur 14 ^{[119, 511]}. Deux essais randomisés de 2024, lus en résumé, sont moins favorables. Aux États-Unis, chez 47 chattes, la bupivacaïne intrapéritonéale donnée avant l'incision n'avait que des effets minimes sur l'antinociception peropératoire, sans différence de secours face au robénacoxib donné au réveil ^[1007]. En Turquie, chez 24 chattes, la lévobupivacaïne intrapéritonéale n'était utile que pendant les deux heures suivant l'intervention, et l'ajout de dexmédétomidine n'apportait pas de bénéfice net ^[1008]. Dans l'essai de 2016, la bupivacaïne intrapéritonéale réduisait le secours postopératoire de 12 chattes sur 15 à 4 sur 15 ^[136], alors qu'elle changeait peu l'antinociception peropératoire en 2024 ^[1007], deux critères différents.

Castration. En Norvège, chez 39 chats, la lidocaïne intratesticulaire et sous-cutanée réduisait les hausses de fréquence cardiaque et de pression artérielle à la traction du cordon, et les auteurs concluent à une réponse nociceptive atténuée ^[1009]. À Alfort, un essai randomisé de 49 chats comparait la lidocaïne intratesticulaire, la péridurale sacrococcygienne à la lidocaïne et la méthadone intraveineuse. L'article ne trouve pas de différence peropératoire ni au score UNESP-Botucatu, mais une échelle visuelle analogique plus élevée dans le groupe intratesticulaire que dans le groupe méthadone (p = 0,001), un secours avant la fin de l'évaluation chez 4 des 15, 3 des 15 et 1 des 19 chats, et un bénéfice des blocs plus court que celui de la méthadone, d'après le résumé ^[1010]. Tirée du même essai, la thèse vétérinaire écrit dans son résumé qu'il n'y a aucune différence significative sur les scores de douleur postopératoires ^[1011]. Les deux textes ne disent pas la même chose du même essai, et seuls leurs résumés ont été lus. Chez 88 chats d'un programme à grand volume, la lidocaïne seule ou associée à la bupivacaïne, contre placebo, réduisait la hausse peropératoire de la fréquence cardiaque et les profondeurs d'anesthésie jugées insuffisantes, avec des scores de douleur et des complications de plaie semblables ^[1012]. En Thaïlande, chez 45 chats, le bloc intratesticulaire comme l'instillation sur le cordon réduisaient la stimulation, le bloc donnant des signes vitaux plus stables et moins de douleur postopératoire ^[1013]. Chez 501 chats déjà sous protocole multimodal, l'instillation de lidocaïne adrénalinée dans le cordon n'apportait aucun bénéfice mesurable sur la douleur ni sur les complications ^[1014]. Après pulvérisation laryngée puis injection intratesticulaire de lidocaïne, chez 14 chats, les concentrations plasmatiques maximales médianes étaient jugées sans danger par les auteurs pour la dose totale étudiée ^[716].

Blocs dentaires. Chez 29 chats opérés d'extractions, les blocs maxillaire ou alvéolaire inférieur abaissaient la fréquence cardiaque, la pression artérielle et le réglage de l'isoflurane pendant les extractions, et les scores à 2 heures (médiane 1 contre 3) et à 4 heures (2 contre 4) ^[135]. Les 24 chats de l'étude montréalaise déjà décrite avec la thèse de Watanabe avaient reçu des blocs : malgré eux, les chats à maladie buccale sévère ont eu besoin d'un secours dans 11 cas sur 12 (91,7 %), contre aucun des cas minimes, jusqu'au troisième jour, et leur prise d'aliment sec est restée plus basse pendant les six jours de l'étude ^{[137, 930]}. Sur 23 cadavres (46 hémimaxillaires), la diffusion était meilleure par le canal infraorbitaire et par le foramen maxillaire que par le seul foramen infraorbitaire, sans aucune injection intraoculaire. Le nerf maxillaire passe très près du globe chez le chat aux grands yeux, rappellent les auteurs ^[1015]. Un cas publié décrit un chat devenu aveugle et glaucomateux après un bloc maxillaire par voie buccale, la perforation du globe étant confirmée à l'énucléation, et ses auteurs jugent ces complications rares mais peut-être sous-déclarées ^[1016]. De 2014 à 2018, en Australie et en Nouvelle-Zélande, 13 chats ont présenté des complications oculaires après des soins dentaires, certains après un bloc maxillaire transbuccal : 7 ont été énucléés (54 %), 1 euthanasié pour sa maladie oculaire, et un site de pénétration sclérale a été vu sur 3 des 6 globes examinés ^[183]. Faute de dénominateur, cette série ne dit pas combien de blocs se sont passés sans incident. Les complications liées aux ouvre-bouche sont traitées avec les complications propres au chat (voir § 10). Après blocs maxillaires et alvéolaires inférieurs bilatéraux chez 10 chats, à deux volumes, la bupivacaïne atteignait son pic en 5 à 10 minutes, sous les concentrations décrites comme toxiques chez le chat, et restait détectable à 600 minutes ^[1017]. Pourtant, un chat de 12 ans a présenté une dépression cardiovasculaire sévère 5 minutes après un bloc mandibulaire à la bupivacaïne, puis une activité de type convulsif au réveil, avec récupération complète après réanimation ^[1018]. D'autres blocs de la tête ont été décrits depuis 2024, tous lus en résumé ou par leur titre. Une série britannique de 7 chats rapporte des blocs des nerfs périphériques du crâne dorsal pour craniotomie (2022-2023, publiée en 2025) ^[1019]. En Italie, un bloc rétrobulbaire supratemporal à l'aveugle, d'abord étudié sur cadavres puis chez 12 chats opérés de la cornée ou de l'œil (6 par groupe, 2024), n'a demandé aucune intervention de l'anesthésiste, contre 6 chez les témoins, avec un meilleur réveil et sans frottement de l'œil ^[1020]. Une incapacité unilatérale et temporaire à fermer la gueule après un bloc du nerf trijumeau, pendant une ostéotomie ventrale de la bulle, n'est connue que par le titre d'un cas américain de 2025 ^[1021].

Péridurale. La morphine péridurale prolonge l'effet bien au-delà de l'intervention, l'anesthésique local seul agit surtout pendant. Après ovariectomie, une péridurale sacrococcygienne associant morphine et ropivacaïne réduisait le recours à un AINS de secours de 83 % des témoins à 21 % des chattes traitées, chez 58 chattes réparties en deux groupes de 29 (24 et 6 chattes, notre calcul), avec une analgésie allant jusqu'à 20 heures et une miction retardée, d'après le résumé ^[1022]. Associant morphine et lidocaïne par la même voie chez 20 chattes, elle prévenait les hausses de fréquence cardiaque, de pression artérielle, de seuil mécanique et de score observées chez les témoins ^[1023]. La morphine lombosacrée à deux paliers, chez 20 chattes (6 témoins, 7 et 7 traitées), réduisait le secours postopératoire de 83 % chez les témoins à 28 et 7 %, ce dernier pourcentage ne correspondant à aucun entier sur 7, mais ne supprimait pas le besoin de fentanyl pendant l'intervention ^[1024]. Lombosacrée ou sacrococcygienne, la lévobupivacaïne seule abaissait chez 36 chattes l'isoflurane et le fentanyl peropératoires, sans aucun bénéfice postopératoire, et retardait la station debout ^[1025]. Le tramadol péridural ne procurait pas d'analgésie peropératoire fiable chez 16 chattes, les bolus de fentanyl restant identiques. Dans PubMed, les auteurs de cet essai apparaissent sous des initiales interverties, et leurs noms n'ont pas pu être confirmés chez l'éditeur ^[1026]. Lors d'obstruction urétrale, chez 88 chats d'un essai en double aveugle, la péridurale caudale réussissait dans 70 % des cas, réduisait le propofol nécessaire au sondage et retardait le premier secours (médiane de 10 heures contre 4) ^[1027], technique décrite pour lever l'obstruction sous sédation légère ^[1028]. Un bloc paravertébral lombaire, dans un essai japonais de 42 chattes en six groupes de 7, demandait moins d'isoflurane avec lidocaïne et dexmédétomidine qu'avec lidocaïne seule, sans ataxie ni trouble urinaire. Ses auteurs citent un taux de 9 % de troubles urinaires après péridurale chez le chat, d'après une source non lue ici ^[1029]. Pour la chirurgie du membre pelvien, une thèse de Hanovre lue en texte intégral trouve chez 12 chats une analgésie équivalente avec les blocs fémoral et sciatique échoguidés et avec la péridurale, sans rétention urinaire ni déficit moteur durable ^[1030]. Chez 38 chattes ovariectomisées au Portugal (18 et 20 par groupe, 2024, d'après le résumé), la péridurale sacrococcygienne à la bupivacaïne atténuait la hausse des paramètres hémodynamiques sans empêcher l'activation du système sympathique ^[1031]. Au niveau thoracique, une série rétrospective italienne de 9 chats (2025, d'après le résumé) compte un échec et aucune complication significative ^[1032].

Blocs échoguidés de la paroi abdominale. Après un bloc du plan abdominal transverse à la bupivacaïne et à la lidocaïne, aucune des chattes traitées d'un essai italien de 20 chattes n'a eu besoin de méthadone dans les 24 heures, alors que toutes les témoins en ont reçu ^[1033]. Au Canada, dans un essai masqué contre placebo, le secours a concerné les 13 témoins et 3 des 16 chattes traitées (P < 0,001), avec des scores plus élevés chez les témoins à 2, 4 et 8 heures ^[1034]. Chez 12 chattes, les concentrations de bupivacaïne restaient sous les seuils toxiques aux deux paliers étudiés ^[1035], et la thèse qui réunit ces travaux signale un risque d'injection intrapéritonéale et, chez les chats de petit format, un risque d'échec du bloc ^[1036]. Au Japon, le bloc du carré des lombes réalisé en décubitus sternal réduisait un peu l'isoflurane par rapport à l'approche classique, au cours de laquelle l'aiguille approchait les organes abdominaux chez tous les chats, sans différence de secours postopératoire ^[1037]. L'ajout de dexmédétomidine au même bloc abaissait chez 28 chattes le fentanyl peropératoire cumulé, sans différence de secours ni de scores ^[1038], et le carré des lombes se montrait équivalent à la péridurale lombosacrée dans un essai pilote de 20 chattes, avec un seul secours à 6 heures ^[1039]. Le bloc du plan de l'érecteur du rachis réduisait de 22,85 % le fentanyl de secours peropératoire chez 16 chattes, de façon non significative, sans gain après l'intervention ^[1040].

Bloc du carré des lombes depuis 2024. Quatre essais randomisés lus en résumé, dont trois européens et tous chez la chatte ovariectomisée, portent sur ce bloc échoguidé. Chez 37 chattes italiennes (19 témoins, 18 avec bloc), le fentanyl de secours peropératoire a été nécessaire chez 14 témoins contre 1 chatte du groupe bloc, soit 14 sur 19 (73,7 %) contre 1 sur 18 (5,6 %) avec les effectifs des méthodes, le résumé ayant inversé ses dénominateurs, et sans aucune différence après l'opération (méthadone, vomissements, appétit à 6 heures) ^[1041]. Sur 48 chattes réparties en trois groupes de 16, dans un essai dont PubMed ne donne pas le pays, le bloc au palier de volume élevé réduisait le secours peropératoire et la douleur postopératoire face au palier faible et au témoin, sans toxicité ni complication relevée ^[1042]. Au Portugal, chez des chattes harets, il donnait la même analgésie qu'une péridurale sacrococcygienne, celle-ci entraînant plus d'hypotension, une extubation plus tardive et plus de blocage moteur, l'effectif n'étant pas donné par le résumé ^[1043]. Sur 36 chattes harets de la même équipe (2025), le fentanyl peropératoire a été nécessaire chez 4 chattes sur 16 avec le bloc contre 10 sur 16 sans (25 % contre 62,5 %), 32 chattes seulement étant analysées, écart que le résumé n'explique pas ^[1044]. Un cinquième essai, italien, sur le bloc à faible volume de ropivacaïne n'est connu que par son titre, son résumé étant vide ^[1045], et un hématome rétropéritonéal après ce bloc chez un chat thrombopénique fait l'objet d'un cas italien de 2026, connu lui aussi par son seul titre ^[1046]. Lus ensemble, ces essais montrent une épargne d'opioïdes pendant l'intervention ^{[1041, 1042, 1044]}, quand l'effet après l'intervention reste incertain, nul dans l'essai italien de 37 chattes, présent au palier de volume élevé dans celui de 48 ^{[1041, 1042]}. Ce bloc suppose un échographe.

Autres blocs de la paroi. Sur 37 chattes de refuge américaines (2024, étude sur cadavres puis essai randomisé, d'après le résumé), les 17 chattes ayant reçu un bloc de la gaine des muscles droits sans AINS avaient 5,3 fois plus souvent besoin d'un secours que les 20 qui recevaient du robénacoxib, et les auteurs jugent insuffisante l'analgésie postopératoire fondée sur ce seul bloc ^[1047]. Un cas américain de 2026 associe le bloc du plan abdominal transverse à la kétamine à dose sous-anesthésique chez un chat en douleur abdominale aiguë, d'après le résumé ^[1048]. Avec les essais intrapéritonéaux de 2024, ces comparaisons ne trouvent pas une technique locale seule supérieure à l'AINS ^{[1047, 1007]}.

Formes prolongées, anesthésie tumescente. Après ovariectomie, en bloc de l'incision et de la paroi abdominale, la bupivacaïne liposomale était équivalente au protocole témoin (bupivacaïne standard puis robénacoxib) jusqu'à 42 heures chez 47 chats, avec des scores bas jusqu'à 68 heures et un secours par groupe ^[1049]. Sur 29 chats amputés d'une série rétrospective, dont 22 en avaient reçu, l'arrêt des opioïdes (18 contre 22 heures) et la sortie (25 contre 42 heures) étaient plus précoces et les analgésiques systémiques ajoutés plus rares (5 % contre 29 %), sans différence statistiquement significative ^[1050]. En chirurgie digestive, l'infection du site opératoire touchait 2 des 55 chats qui en avaient reçu et 1 des 23 qui n'en avaient pas reçu, dans une série rétrospective qui portait aussi sur 211 chiens ^[1051]. Pour la mastectomie unilatérale, l'anesthésie locale tumescente donnait un pic de lidocaïne à 90 minutes sans concentration toxique et une analgésie postopératoire médiane de 6 heures ^[1052].

Toxicité. Dans un modèle expérimental de 1985 où la perfusion était poursuivie jusqu'à la toxicité, le rapport entre doses cardiovasculaire et nerveuse toxiques valait 4,0 pour la lidocaïne et 4,8 pour la bupivacaïne. Tous les chats sous lidocaïne ont été réanimés rapidement, deux chats sous bupivacaïne n'ont pas atteint le critère de réanimation, différence non significative ^[1053]. Toutes les mesures de concentration après bloc ou instillation restent sous les seuils toxiques publiés pour le chat ^{[1005, 716, 1017, 1035, 1052]}, et celles de l'instillation intrapéritonéale chez 8 chattes n'ont causé aucun signe de toxicité observable ^[1004]. Aucune série clinique mesurant la fréquence de la toxicité des anesthésiques locaux chez le chat n'a été trouvée : les seules données sont ce modèle et des cas ^{[1053, 1018]}. Les accidents de la péridurale sont connus de la même façon. En Argentine, un chaton de 5 mois a gardé une paralysie des membres pelviens sans amélioration pendant 6 semaines après une péridurale lombosacrée en injection unique, conduite selon les recommandations, et a été euthanasié, l'autopsie montrant une lésion de la moelle par l'aiguille (2025, d'après le résumé) ^[1054]. Ses auteurs rappellent les différences anatomiques et de développement de l'espèce, la moelle descendant plus bas chez le chat. Deux autres publications ne sont connues que par leur titre : des injections intravasculaires involontaires lors de péridurales sacrococcygiennes chez le chien et le chat (Espagne, 2026) et un surdosage accidentel de morphine péridurale chez un chat (Royaume-Uni, 2024) ^{[1055, 1056]}.

Les adjuvants

La gabapentine donnée avant la visite ou en prémédication est traitée avec la préparation (voir § 3) et la sédation (voir § 4), l'épargne de concentration alvéolaire minimale par les agents injectables avec l'entretien (voir § 5). Côté français, la gabapentine et l'amantadine n'ont aucune spécialité vétérinaire, les spécialités vétérinaires de paracétamol sont toutes destinées au porc, et le métamizole n'a chez le chat que des indications viscérales et spasmodiques ^{[71, 1057]} (voir § 12). La prégabaline donnée à la maison avant une ovariohystérectomie abaissait, dans un essai italien de 2026 (54 chattes, randomisé contre placebo, d'après le résumé), les scores de douleur à toutes les mesures faites pendant les 60 minutes du réveil (voir § 4) ^[73].

Kétamine. En perfusion à deux paliers faibles chez 8 chats vigiles, la kétamine n'élevait le seuil thermique qu'à 15 ou 45 minutes, d'où la conclusion d'un effet minime sur l'antinociception thermique et mécanique ^[1058]. Wickstead et Martinez (2025), dans une revue systématique cotée selon GRADE, ont retenu 14 études, dont 3 chez le chat : la kétamine pourrait influencer les scores au-delà de la douzième heure, sans modifier le besoin d'analgésie de secours, et les concentrations obtenues avec des doses extrapolées de l'homme sont plus basses que prévu ^[1059]. Deux essais chez le chat tirent dans deux sens. Employée seule, la kétamine laissait les 8 chattes d'un groupe brésilien recourir au secours ^[946], alors que, dans un essai de 70 chattes en sept groupes de 10, sa perfusion seule abaissait les scores par rapport aux témoins, comme celles du maropitant et de la lidocaïne, sans bénéfice des associations, plus de chattes ayant reçu un secours sous association que sous maropitant seul ^[1060]. La kétamine élève aussi, on l'a vu, la sous-échelle psychomotrice des scores et peut déclencher un secours à tort ^[516]. Face à une douleur somatique ou neuropathique, en orthopédie ou sur le rachis, les recommandations ISFM ajoutent antagonistes NMDA, kétamine et amantadine, et gabapentinoïdes ^[26].

Lidocaïne intraveineuse. Entre elles, les études félines ne s'accordent pas, sans se réfuter : elles ne mesurent pas la même chose. En 2005, chez 6 chats, la lidocaïne réduisait la concentration alvéolaire minimale de l'isoflurane de façon linéaire avec sa concentration plasmatique, de −6 à 6 % aux concentrations les plus basses jusqu'à 44 à 59 % aux plus élevées ^[668]. Les mêmes auteurs, chez 6 chats, trouvaient à épargne égale une fréquence cardiaque, un index cardiaque et un volume d'éjection plus bas et des lactates plus élevés qu'avec l'isoflurane seul, et concluaient, d'après le résumé, que la lidocaïne n'est pas recommandée chez le chat pour réduire les besoins d'isoflurane ^[683]. La clairance de la lidocaïne et sa demi-vie diminuaient sous isoflurane par rapport au chat éveillé, et son métabolite actif, la MEGX, était aussi modifié ^[1061]. En face, deux essais cliniques brésiliens récents décrivent un bénéfice sans toxicité visible. L'isoflurane de fin d'expiration baissait d'environ 18 % chez 24 chattes ovariectomisées en trois bras de 8 (bolus puis perfusion, bolus seul, placebo), les secours peropératoires ne différaient pas, les secours morphiniques postopératoires étaient moins nombreux sous perfusion (P = 0,038), et aucun signe de toxicité n'a été observé, d'après le résumé ^[1062]. Chez 70 chattes, la perfusion de lidocaïne seule abaissait les scores postopératoires par rapport aux témoins, sans effet indésirable ^[1060]. Les études de 2005 mesuraient le débit cardiaque chez 6 chats de laboratoire, les essais de 2021 et 2026 les scores et les secours chez des chattes opérées sans mesurer le débit : aucune étude clinique ne mesure les deux à la fois. Aucune spécialité vétérinaire de lidocaïne n'a d'indication intraveineuse en France ^[71].

Dexmédétomidine. En antinociception thermique, seul le palier le plus élevé de dexmédétomidine produisait un effet, inférieur à celui de la buprénorphine, alors que la sédation augmentait avec la dose ^[1063], et l'association à la buprénorphine dépassait la dexmédétomidine seule au palier faible ^[484]. Chez 73 chattes, dans un essai à trois débits de perfusion contre placebo, l'analgésie de secours peropératoire concernait 33 % des chattes au débit le plus élevé contre 80 % des témoins, 80 et 86 % aux deux autres débits, avec moins d'agitation au réveil, un réveil un peu plus long et une pression artérielle plus élevée, que les auteurs jugent potentiellement critique en clinique ^[1064]. Selon une thèse hanovrienne de 2009, lue en texte intégral, 30 chats sous perfusion de dexmédétomidine ou de fentanyl n'avaient besoin d'une ventilation mécanique que dans le groupe fentanyl (6 sur 15 contre aucun), avec des besoins d'isoflurane comparables, nettement abaissés par une anesthésie locorégionale ajoutée, et une hyperglycémie transitoire sous dexmédétomidine ^[1065]. L'emploi des alpha-2 agonistes chez le chat cardiaque est traité avec la sédation (voir § 4) et les populations particulières (voir § 11).

Gabapentine. Chez 52 chattes ovariectomisées, l'UNESP-Botucatu conduisait au secours 5 des 19 chattes sous gabapentine et buprénorphine (26 %), 2 des 15 sous méloxicam et buprénorphine (13 %) et 9 des 18 sous buprénorphine seule (50 %), différence non significative (P = 0,08). Appliquée aux mêmes chattes, la Glasgow en aurait désigné 14 des 18 dans ce dernier groupe (78 %), contre 5 des 19 et 4 des 15, et les auteurs évoquent une erreur de type II due au petit effectif ^[1066]. La gabapentine préopératoire ne changeait, contre placebo, chez 34 chattes de refuge, ni le stress, ni la manipulation, ni la douleur, et aucune chatte n'a reçu de secours ^[546]. Deux thèses toulousaines, lues en résumé, décrivent une prise alimentaire plus élevée dans les heures suivant le réveil sous gabapentine ou mirtazapine, contre placebo ^{[1067, 1068]}. Pour l'arthrose, le panel ISFM et AAFP de 2024 ne cite, pour la gabapentine, qu'un seul petit essai contre placebo de 20 chats ^[129]. Les essais ne montrent donc pas d'effet analgésique postopératoire significatif, quand une thèse toulousaine de 2023 fondée sur 68 réponses la décrit comme employée de façon très fréquente par une grande proportion des vétérinaires français interrogés ^[342].

Amantadine. Chez 6 chattes, sa biodisponibilité orale atteignait 130 % pour une demi-vie terminale d'environ 5 à 6 heures ^[1069], et elle ne modifiait pas significativement l'antinociception de l'oxymorphone chez 6 chats, sauf chez deux d'entre eux ^[1070]. Un unique essai périopératoire, brésilien, porte sur 20 chattes et décrit, contre placebo, des scores et des secours plus bas sans effet indésirable, sans chiffres dans le résumé ^[1071]. Dans l'arthrose, chez 13 chats d'un essai croisé, les propriétaires jugeaient la mobilité meilleure sous amantadine alors que l'activité mesurée par un collier baissait ^[1072].

Paracétamol : toxique pour le chat. Aucune étude n'évalue comme analgésique chez le chat le paracétamol, qui lui est toxique ^{[26, 1073, 249]} : chacune des sources félines lues porte sur sa toxicité. Le mécanisme est connu : l'UGT1A6, qui glucuronide le paracétamol, est un pseudogène chez le chat domestique ^[132]. Selon une étude expérimentale de 1984, le chat éliminait surtout un sulfoconjugué dont la part diminuait quand la dose augmentait, les auteurs attribuant la sensibilité de l'espèce à une glucuronidation déficiente et à la saturation de la sulfoconjugaison, avec, aux doses moyenne et élevée, des demi-vies plus longues que chez le chien malgré des doses plus faibles et des lésions hépatiques diffuses ^[1073]. Le surdosage cause surtout méthémoglobinémie et hémolyse chez le chien et le chat, le para-aminophénol étant le métabolite mis en cause, avec la contribution possible d'un déficit en N-acétyltransférase, d'après une étude in vitro et chez la souris ^[133]. Dans son texte de 2022, l'ISFM décrit une méthémoglobinémie menaçant la vie, une anémie et la formation de corps de Heinz ^[26]. Lors d'une étude expérimentale de 1995 comparant acétylcystéine et bleu de méthylène, 3 chats mâles sont morts d'insuffisance hépatique, et l'acétylcystéine seule a donné la meilleure réponse globale ^[1074]. Publié en Australie en 1987, un rapport de cas décrit un chat moribond et cyanosé 14 heures après une prise, puis anémique et ictérique, rétabli en 12 jours sous traitement spécifique avec des anomalies biologiques encore présentes à 3 semaines ^[1075]. La revue d'un centre antipoison américain recommande l'acétylcystéine dans tous les cas, même quand l'anamnèse est incertaine ^[1076]. À Alfort, une thèse de 2023, lue en résumé, écrit que l'administration de paracétamol est à proscrire chez le chat et que son usage reste limité chez les praticiens français ^[249], et une revue brésilienne demande que le propriétaire soit averti de ne jamais en donner à son chat ^[1077]. Parmi les vétérinaires australiens et néo-zélandais interrogés en 2024, 991 sur 1 022 (97,0 %) avaient déjà prescrit du paracétamol à un petit animal, presque toujours au chien, et des prescriptions isolées au chat conduisent les auteurs à demander davantage de formation, sans nombre de cas félins dans le résumé ^[1078].

Métamizole. Très employé en Amérique du Sud pour la stérilisation, selon les recommandations ISFM, le métamizole a provoqué salivation et vomissements chez 4 et 2 chats sur 6 après injection intraveineuse et intramusculaire dans une étude de pharmacocinétique, sans corps de Heinz ni anomalie biochimique dans une autre ^[26]. Cette étude de 6 chats donne pourtant 67 %, 34 % et 15 % selon la voie, intraveineuse, intramusculaire et orale, alors que 2 et 1 chats sur 6 font 33,3 et 16,7 % (notre calcul) ^[1079]. Sur 288 vétérinaires répondants d'une enquête sud-américaine lue en texte intégral, 236 (81,9 %) l'employaient chez le chat et 27,2 % en avaient observé des effets indésirables, sialorrhée, vomissements, agitation, hémolyse intravasculaire, réaction allergique et apathie, avec un arrêt cardiaque et une hypotension rapportés. Faute d'études, l'introduction de l'article suggère la prudence, voire l'abstention, tandis que sa discussion juge l'effet analgésique probable et les doses à préciser ^[1080]. Chez 30 chattes, deux paliers de dipyrone et le méloxicam donnaient une analgésie comparable, avec une inhibition non sélective des cyclo-oxygénases et aucune anomalie biologique ^[1081]. Ajoutée au tramadol chez 28 chattes, la dipyrone n'assurait pas une meilleure analgésie selon les auteurs, bien que des scores plus bas que sous tramadol seul aient été notés à la 3e heure avec certains schémas, sans excès de corps de Heinz ^[1082]. L'association orale tramadol-dipyrone, dans un essai de 36 chattes signé en partie par des salariés du fabricant, comptait un secours chez 1 chatte sur 12, contre 4 sous tramadol et 5 sous dipyrone seuls, sans test donné dans le résumé, mais la sialorrhée touchait les 12 chattes sous dipyrone seule, 9 sous tramadol et 2 sous l'association ^[1083]. Chez 26 chattes, un secours dans les trois heures a été nécessaire chez 87,5 % sous métamizole, 50,0 % sous grapiprant et 62,5 % sous l'association, dont les auteurs jugent l'analgésie insuffisante ^[1084]. En Colombie, chez 30 chattes, les scores étaient plus bas sous métamizole que sous méloxicam à 12, 24, 30, 36, 54 et 60 heures, avec la version anglaise de l'UNESP-Botucatu, alors qu'une version espagnole validée existait ^{[1085, 260]}. La preuve est cotée « Weak » par une synthèse critique de trois essais canins et félins, avec un peu moins de douleur et pas davantage d'effets indésirables signalés ^[1086].

Cannabidiol. Le seul essai périopératoire trouvé, chez 22 chattes, décrit plus de sédation avant l'intervention et moins de fentanyl peropératoire sous cannabidiol, mais une morphine de secours nécessaire chez toutes les chattes des deux groupes ^[1087]. Hors chirurgie, l'huile de cannabidiol réduisait de 11 % selon le résumé la MAC de l'isoflurane, alors que ses moyennes (de 1,77 à 1,62 %) donnent 8,5 % (notre calcul), chez 16 chats thaïlandais (2025, étude expérimentale, d'après le résumé) ^[692]. Sans groupe témoin, la même équipe lui trouve chez 9 chats sains une sédation légère et une manipulation plus facile pendant 2 à 4 heures, les seuils nociceptifs restant inchangés ^[1088]. Deux études de tolérance d'un centre lié à l'industrie de l'alimentation animale, chez des chats sains, relèvent une hausse des ALAT dans la première ^[1089], et la biodisponibilité relative était environ onze fois plus élevée avec un repas ^[1090]. Dans l'arthrose, à Utrecht, 14 des 26 chats ont terminé un essai croisé contre placebo, les 12 abandons tenant surtout au refus de la pâte, parfois à des vomissements, avec des scores améliorés chez ceux qui ont terminé ^[1091]. Dans une revue systématique de 2014 à 2024, seuls 2 articles sur 22 sont félins ^[1092]. Côté français, une thèse toulousaine de 2023 rapporte que, parmi les 236 vétérinaires répondants, ces produits étaient jugés sûrs d'emploi, même chez le chat, mais chers et d'effets thérapeutiques discutables, malgré le peu de publications ^[1093]. Le cannabidiol n'a pas d'AMM chez l'animal de compagnie en France, d'après une thèse de 2023 et l'Index ANSES-ANMV du 21 octobre 2026, qui n'en recense aucune spécialité ^{[342, 71]}.

Autres molécules. Le maropitant réduisait de 15 % la concentration alvéolaire minimale du sévoflurane pendant la stimulation du ligament ovarien chez 10 chattes, sans gain au palier élevé ^[1094]. La flupirtine n'avait aucun effet sur le seuil thermique de 9 chats dans une thèse hanovrienne de 2004, avec vomissements et ataxie aux paliers élevés, et seule l'hydromorphone élevait le seuil dans ce modèle, ni le méloxicam, ni la kétamine, ni la xylazine, ni l'acépromazine ^[1095]. La flupirtine est absente des recommandations ISFM de 2022 ^[26].

Analgésie multimodale et préventive

Pour chaque type de douleur, les recommandations ISFM de 2022 associent plusieurs classes, AINS, opioïdes, alpha-2 agonistes et techniques locales, et rappellent qu'une douleur mal traitée au moment de l'intervention peut évoluer vers une douleur persistante, illustrée par une chatte de 7 ans qui garde la patte levée après une onychectomie ^[26]. Associer deux classes réduit le besoin de secours dans la plupart des essais lus : aucun secours pendant 72 heures avec tramadol et védaprofène contre placebo ^[969], 1 chatonne sur 14 avec méloxicam et bupivacaïne intrapéritonéale contre 15 sur 15 sans ^[119], aucune chatte sur 13 quand la buprénorphine complète un protocole sans opioïde contre 5 sur 14 ^[510], 3 chattes sur 8 avec méthadone et kétamine contre 5 sur 8 avec méthadone seule ^[946]. Instillée sur les pédicules ovariens chez 80 chattes italiennes réparties en quatre groupes de 20, la lidocaïne réduisait le secours par rapport au sérum physiologique, que l'abord soit médian ou par le flanc ^[1096]. La nociception peropératoire ne différait pas entre le flanc et la ligne blanche chez 38 chattes harets et errantes portugaises (19 par abord, 2024, d'après le résumé), l'abord par le flanc étant plus court et l'incision plus petite ^[1097]. L'expérience du chirurgien compte aussi : dans un essai randomisé brésilien de 16 chattes (8 par groupe, un chirurgien expérimenté contre des chirurgiens inexpérimentés, 2024, d'après le résumé), l'opération par un chirurgien inexpérimenté s'accompagnait d'une fréquence cardiaque et d'une pression plus élevées, surtout au clampage du pédicule, de plus de fentanyl de secours et de plus de chattes ayant besoin d'un secours après l'intervention ^[1098]. Le bénéfice n'est pas constant pour autant. Les associations de maropitant, de lidocaïne et de kétamine n'ajoutaient rien aux molécules seules ^[1060], la buprénorphine de fin d'intervention ne changeait rien chez des chattes errantes déjà sous AINS ^[957], la dipyrone n'ajoutait rien au tramadol ^[1082], et l'association du métamizole au grapiprant restait insuffisante ^[1084].

Avant l'incision. Après onychectomie, le méloxicam donné avant l'intervention faisait mieux que le butorphanol sur 24 heures ^[975]. Lors d'un essai comparant deux durées de méloxicam chez 50 chats dégriffés et stérilisés, aucun secours n'a été nécessaire, et la démarche était meilleure quand la première injection précédait l'intervention, ce que les auteurs prennent pour un appui au principe de l'analgésie préventive ^[1099]. À l'inverse, des AINS injectés dès l'admission plutôt qu'à l'induction étaient suivis d'un secours plus précoce, 16 chattes sur 24 ^[186], et le panel de 2024 juge préférable, chez le chat exposé à l'hypotension, l'injection en fin d'intervention ^[129]. D'après leur résumé, les recommandations AAHA de 2022 décrivent une analgésie proactive et préventive plutôt qu'un contrôle des dégâts ^[13].

Combien de temps. Les données divergent. Dans la thèse de Giessen, les chats traités le seul jour de l'intervention avaient plus mal pendant trois jours que ceux traités plus longtemps ^[130], et l'essai du tramadol et du védaprofène montre un bénéfice jusqu'au troisième jour après ovariectomie ^[969]. Après chirurgie orthopédique, pourtant, la poursuite du robénacoxib n'améliorait pas les scores au-delà du premier jour ^[984], et au troisième jour après ovariectomie, 71,6 % des propriétaires ne notaient aucune douleur ^[985]. Les enquêtes montrent une chatte qui reçoit souvent une seule injection le jour de l'intervention ^[320], et les auteurs australiens proposent d'allonger la durée de l'analgésie postopératoire ^[885].

Douleur chronique postchirurgicale et onychectomie

Pour Robertson et Lascelles (2010), une douleur postchirurgicale persistante peut survenir à tout âge et s'observe chez de jeunes chats après onychectomie, mais des preuves solides manquent, d'après le résumé ^[1100]. Aucune étude sur une douleur chronique après ovariectomie ou castration du chat n'a été trouvée, sur 129 résultats d'une requête dédiée.

Onychectomie. Wilson et Pascoe (2016), dans leur revue systématique sur 20 publications dont 18 essais, décrivent un usage anormal du membre à 2 et 12 jours que ni le patch de fentanyl ni le butorphanol ne normalisent, un essai ne trouvant plus de boiterie à 6 mois, et une douleur moindre après laser qu'après bistouri, d'après le résumé ^[1101]. Dans une cohorte rétrospective américaine de 137 chats dégriffés et 137 témoins, l'onychectomie était associée à des rapports de cotes de 2,9 pour la douleur dorsale, 7,2 pour la malpropreté, 4,5 pour les morsures et 3,06 pour le léchage excessif. Des fragments de troisième phalange restaient visibles à la radiographie chez 86 des 137 chats dégriffés (63 %), associés à plus de douleur dorsale et d'agressivité, et même après une technique complète, les cotes de morsure (3,0) et de malpropreté (4,0) restaient plus élevées que chez les témoins ^[1102]. Chez 86 chats dégriffés opérés pour retirer ces fragments, de 2013 à 2023, tous les troubles notés, malpropreté, morsures, boiterie et infection chronique, se sont améliorés ^[1103]. Une analyse secondaire montréalaise de huit études sur l'arthrose trouve chez les chats dégriffés et arthrosiques plus d'hyperalgésie et d'allodynie, plus de troubles biomécaniques et des anomalies de conduction nerveuse que chez les arthrosiques non dégriffés, quel que soit le nombre de pattes opérées ^[1104].

Une part importante des essais d'analgésiques nord-américains, ceux du robénacoxib et de la buprénorphine transdermique, a été menée chez des chats dégriffés ^{[983, 127, 958, 959]}. Leurs résultats viennent donc d'un modèle chirurgical interdit en France.

Le droit. Cette interdiction se rattache à la Convention européenne pour la protection des animaux de compagnie, faite à Strasbourg le 13 novembre 1987 : son article 10, paragraphe 1, interdit les interventions chirurgicales à des fins non curatives, dont « l'ablation des griffes et des dents », sauf intervention jugée nécessaire par un vétérinaire ou destinée à empêcher la reproduction. La France l'a signée le 18 décembre 1996 et publiée par le décret n° 2004-416 du 11 mai 2004, sa seule réserve portant sur la coupe de la queue ^[241]. Le décret n° 2008-871 du 28 août 2008 a repris l'interdiction à l'article R. 214-21 du Code rural et sanctionne la vente d'animaux qui l'ont subie, selon une note de service de la DGAL de 2012 lue en texte intégral ^[242]. Le nombre d'États qui ont ratifié la convention n'a pas pu être établi, la page du Conseil de l'Europe ayant refusé l'accès.

Ailleurs. Après l'interdiction de l'onychectomie en Colombie-Britannique en 2018, les abandons pour griffades n'ont pas augmenté dans un réseau de refuges (0,18 % des abandons) et les euthanasies demandées par les propriétaires ont diminué, sur 41 157 puis 33 430 admissions ^[1105]. Aux États-Unis, en 2014, 2 503 des 3 441 vétérinaires répondants (72,7 %) pratiquaient l'onychectomie ^[1106], et 75,8 % des 500 répondants d'une enquête ontarienne publiée en 2016 ^[1107]. Côté propriétaires, 56,4 % des Canadiens interrogés voudraient l'interdire ^[899] et 59 % des Américains la jugent douloureuse ^[900]. L'AAFP a publié en 2017 une prise de position sur le dégriffage, connue ici par son titre seul ^[1108].

Amputation, soins dentaires. Après amputation, une série rétrospective de 2026 décrit une douleur neuropathique chez 2 des 4 chats de la série, réfractaire à deux analgésiques oraux et soulagée par une péridurale pendant plusieurs mois, une seule injection ayant suffi chez un chat amputé ^[1109]. Sous bupivacaïne liposomale, la série de 29 chats amputés a été présentée avec l'anesthésie locale ^[1050]. Après extractions multiples, des secours analgésiques restaient nécessaires jusqu'au troisième jour et les scores de douleur restaient au-dessus de leur valeur de départ jusqu'au quatrième (le jour de l'opération comptant pour le premier) et la prise d'aliment sec restait diminuée pendant toute la durée de l'étude ^{[137, 930]}.

Analgésie à la maison

Ce qui est remis au propriétaire varie : un AINS pour la maison chez 665 des 1 324 répondants américains (50,2 %) ^[1], un antalgique à la sortie pour 80,5 % des chattes ovariectomisées et 54,9 % des chats castrés dans l'Ohio ^[890], moins souvent pour le chat que pour le chien au Royaume-Uni et en Ontario ^{[883, 881]}. Au Michigan, dans une clinique de stérilisation à bas coût, 227 propriétaires ont répondu sur 5 241 sollicités (4,3 % selon notre calcul, 4,4 % écrit, 2024, d'après le résumé). Un antalgique avait été prescrit à la sortie pour 5 chats sur 74 (6,8 % selon notre calcul, 6,7 % écrit), contre 14 chiens sur 88 (15,9 %), différence non significative. Une fois à la maison, 12 propriétaires de chats sur 68 (17,6 %) jugeaient leur animal douloureux ^[1110]. Reste à pouvoir l'administrer. Sur 2 507 questionnaires d'une enquête internationale venus de 57 pays, 77,0 % des propriétaires avaient déjà été mordus ou griffés en médicamentant leur chat, 53,0 % préféraient les liquides aux comprimés, et 35,4 % n'avaient pas terminé un traitement, souvent parce que c'était trop difficile. Environ la moitié ne recevaient que parfois ou jamais de conseils pour administrer ^[131]. En Nouvelle-Zélande, 26 des 66 propriétaires de chats suivis (39,4 %) n'ont pas observé le traitement prescrit et 16 (24,2 %) ont eu des difficultés, surtout face à un chat qui résiste ^[1111]. En Finlande, la dose prescrite était impossible à donner pour 16 des 67 médicaments déclarés (23,9 %), et les médicaments autorisés pour le chat étaient plus souvent appétents (rapport de cotes 4,9), comme les formes liquides par rapport aux solides (4,8) ^[1112].

La forme la plus simple à donner n'est pas la plus efficace : 100 propriétaires interrogés en 2003 préféraient les gouttes dans la bouche ^[501], voie qui a donné les résultats cliniques les moins constants de la buprénorphine ^{[263, 502]}. La buprénorphine transdermique, forme la plus durable, est réservée aux États-Unis à l'administration à l'hôpital ^[239]. Pour repérer la douleur à la maison, le propriétaire dispose d'une échelle thaïlandaise validée chez 130 chats ^[931] et de la Grimace, fiable entre ses mains sur images ^[122], mais aucune étude ne valide ces outils après la sortie, et 8,8 % seulement des répondants de l'Ohio, vétérinaires et techniciens, en enseignent une ^[890].

Ce que disent les recommandations

Le détail des textes, version par version, figure avec les recommandations (voir § 14). Seul leur contenu sur l'analgésie du chat est repris ici. Dans sa version modifiée en 2006, la prise de position de l'ACVA, devenu ACVAA, posait un principe général, celui de tout tenter pour prévenir ou soulager la douleur animale, sauf raison impérieuse, un traitement réussissant si la douleur n'empêche ni de manger, ni de dormir, ni de se toiletter ^[1113]. Les premières recommandations conjointes de l'AAHA et de l'AAFP, en 2007, demandaient une attention particulière au choix des analgésiques chez le chat, attribuaient moins d'effets comportementaux félins à la buprénorphine, à la péthidine et à la méthadone, associaient l'hydromorphone à l'hyperthermie et à l'agitation, jugeaient le butorphanol moins efficace et moins durable que les autres opioïdes, et plaçaient l'onychectomie au-dessus des stérilisations pour la douleur, sans mentionner le paracétamol dans les passages lus ^[116]. Leur mise à jour de 2015, lue sur un peu plus de la moitié du texte, cite l'UNESP-Botucatu comme instrument validé, déconseille la voie sous-cutanée des opioïdes chez le chat, accorde une efficacité clinique possible à la buprénorphine buccale, contre-indique le paracétamol chez le chat et rappelle qu'aux États-Unis aucun AINS n'est approuvé au long cours chez le chat ^[134]. Les recommandations d'anesthésie de l'AAFP de 2018 renvoient la douleur à ce texte, recommandent vivement la péridurale sacrococcygienne pour le sondage urétral et écrivent que l'hyperthermie aux opioïdes ne justifie pas de priver le chat d'analgésie ^[11] (voir § 10).

Publiées en janvier 2022, les recommandations de l'ISFM sont les premières consacrées à la douleur aiguë du chat : trois échelles validées avec leurs seuils, des durées d'opioïdes, une mise en garde contre l'abandon des AINS par crainte de leurs effets, des techniques locales pour les stérilisations, la toxicité du paracétamol ^[26]. La même année, celles de l'AAHA proposent un arbre de décision par niveaux et des outils d'évaluation de la douleur chronique par le propriétaire, d'après le résumé ^[13]. La deuxième édition des recommandations de la WSAVA, datée de 2022 par l'association et mise en ligne le 27 octobre 2022, est parue dans le volume de 2023 du Journal of Small Animal Practice. Selon l'annonce de la WSAVA, elle insiste sur les échelles de douleur aiguë et chronique, et son texte n'a été lu que dans sa traduction française officielle, et celui de la première édition de 2014 n'a pas été lu ^{[113, 1114]}. Présentés avec les AINS et l'anesthésie locale, les textes de 2010 et de 2024 sur les AINS au long cours, la capsule de la WSAVA sur les AINS et le rein et celle sur les techniques intrapéritonéales et incisionnelles ne sont pas repris ici ^{[188, 129, 997, 999]}. En 2025, les recommandations de surveillance de l'ACVAA, qui révisent celles de 2009, ne portent pas sur l'analgésie au sens strict mais demandent une évaluation de la douleur au réveil avec une échelle ^[95], et celles de la FelineVMA sur la santé bucco-dentaire tiennent l'analgésie multimodale périopératoire pour un élément standard des soins dentaires ^[191]. Aucune prise de position de l'IVAPM sur l'analgésie du chat n'a été trouvée.

9. Réveil, retour à la maison et suivi

Surveillance du réveil et critères de sortie

Ce que demandent les textes. Le réveil, pour l'AAHA de 2011, « begins when the anesthetic gas is turned off. It does not end at the time of extubation », et il se surveille par une personne formée à en reconnaître les complications jusqu'au retour à des valeurs proches de la normale, le réchauffement continuant tant que la température ne monte pas de façon régulière ^[80]. En 2009, le collège américain fixait un minimum (pouls et sa qualité, couleur des muqueuses, respiration, signes de douleur, température) et des contrôles au moins toutes les 5 minutes lorsque la personne responsable n'est pas dédiée ^[219]. L'AAFP veut la même vigilance qu'en cours d'anesthésie, le cathéter laissé en place et le capnographe sur la sonde jusqu'à l'extubation ^[11]. Avec sa version de 2020, l'AAHA fait garder l'oxymètre tout au long du réveil et observer le patient « until they are alert, normothermic, and ambulatory », laisser le cathéter jusqu'à l'extubation et au décubitus sternal, vider une vessie distendue, protéger la cornée jusqu'au retour du clignement, dans un environnement calme, peu éclairé et chaud ^[20]. La norme de Colombie-Britannique fait noter fréquences et température entre 15 et 60 minutes après l'extubation ^[767], la liste de l'AVA fait reprendre au réveil voies aériennes, respiration, circulation, température et douleur avec une personne désignée ^[770], et l'ACVAA de 2025 recommande des listes de transmission pendant le réveil immédiat ^{[764, 95]}. Son texte intégral place dans les trois heures suivant l'arrêt de l'anesthésie le risque le plus élevé de morbidité et de mortalité, veut une surveillance visuelle continue jusqu'à la stabilité, une température prise au moins toutes les 30 minutes et une évaluation de la douleur par une échelle de douleur, la grimace féline nommée d'abord, ces échelles étant validées à des degrés divers ^[95]. Le délai d'un réveil « optimal » diffère d'un texte à l'autre : 15 à 30 minutes pour l'AAFP ^[11], 10 à 30 minutes après la fin de l'anesthésie pour l'AAHA ^[20].

L'œil. Œil contre œil, dans une étude allemande de 41 chats connue par son résumé, la production de larmes restait diminuée 6 heures après le réveil sous pommade et 18 heures sous gel, et un blépharospasme apparaissait à 2 heures du côté de la pommade chez 38 chats (92,7 %), jamais du côté du gel. Les auteurs préfèrent le gel ^[31]. Le soir de l'anesthésie, un chat qui cligne ou ferme un œil peut donc réagir au produit de protection lui-même, d'après cette seule étude. Connue elle aussi par son résumé, une étude prospective canadienne de 2025 regarde la cornée. Chez 42 chats dont les yeux étaient lubrifiés pendant toute l'anesthésie, aucun ulcère n'est apparu, mais 14 chats sur 42 (33,3 %) présentaient une érosion de la cornée. Compté par œil, cela fait 23 yeux sur 84 (27,4 %). La production de larmes restait diminuée pendant les quatre heures du suivi, et l'érosion s'associait à l'exposition de la cornée (P = 0,003) et, selon le résumé, au choix de l'opioïde, que l'analyse multivariable du texte intégral place à P = 0,08 ^[32]. La FelineVMA demande, dans ses recommandations félines de santé bucco-dentaire de 2025, de poursuivre la lubrification au réveil ^[191].

Ce que font les cliniques. Au Canada anglophone, 11 répondants sur 109 (10 %) surveillaient le réveil comme l'anesthésie. La surveillance s'arrêtait au décubitus sternal chez 76 (70 %), à l'extubation chez 47 (43 %) et à la normothermie chez 34 (31 %) ^[97]. Au Québec, les proportions étaient de 14 sur 130 (11 %), puis 58 %, 41 % et 50 % ^[96]. Dans les trois cliniques britanniques de la série de 2024, un infirmier dédié surveillait l'anesthésie, mais le réveil était confié à un assistant de soins, un élève ou un infirmier ^[84]. La seule mort de l'étude est survenue au réveil, par dyspnée puis arrêt respiratoire et cardiaque, apparemment dus à une obstruction ou à un spasme des voies aériennes, et les auteurs demandent une surveillance postopératoire « as vigilant as during anaesthetic maintenance » ^[84]. Dans l'enquête australienne de 2024, les auteurs recommandent l'évaluation de la douleur au réveil et des listes de transmission ^[782].

Critères de sortie. L'AAHA, en 2011, ne laisse sortir qu'un patient « awake, aware, warm, and comfortable », capable d'interagir sans danger avec ses propriétaires et de maintenir son homéostasie, avec des consignes écrites sur les médicaments à donner ^[80]. Sans liste de critères, la version de 2020 décrit un continu qui commence avant que l'animal quitte la maison et s'achève quand il y revient avec une fonction physiologique adaptée et une douleur absente ou minime ^[20]. Une reprise de l'alimentation et de la boisson aussitôt que possible est voulue par les recommandations de fluidothérapie de 2024, qui envisagent des fluides sous-cutanés à la maison chez le chat âgé qui ne mangera pas bien ^[21]. L'ACVAA ne laisse sortir, en 2025, qu'un animal normotherme, orienté, qui marche sauf si la maladie ou l'intervention l'en empêche, sans nausée ni douleur ^[95]. Aucun critère de sortie chiffré, température minimale, délai depuis l'extubation ou score, n'a été trouvé dans les recommandations ni dans les études félines.

Sortie le jour même. D'après son résumé, parmi 1 324 vétérinaires généralistes américains interrogés pour une enquête publiée en 2023 sur la stérilisation de la chatte, 1 150 (86,9 %) rendaient la chatte le jour même et 989 (74,7 %) appelaient le propriétaire dans les un ou deux jours suivants ^[1]. Un programme de stérilisation de masse portant sur 501 mâles notait les complications avant une sortie le jour même ^[1014]. Entre une sortie le jour même et une nuit d'hospitalisation, aucune étude ne fait de comparaison chez le chat.

Moment des décès

Le réveil reste la période où meurent le plus de chats dans les grandes cohortes ^{[92, 83]}. Les taux et les facteurs de risque sont traités à part (voir § 2). Dans CEPSAF, dont la thèse donne la répartition de 175 morts félines, 2 sont survenues après la prémédication, 14 à l'induction, 53 pendant l'entretien et 106 après l'intervention (60,6 %, notre calcul) ^[92]. Parmi ces 106, 66 sont survenues dans les trois heures suivant la fin de la procédure, puis 9 entre 3 et 6 heures, 7 entre 6 et 12 heures, 12 entre 12 et 24 heures et 10 entre 24 et 48 heures ^[92]. Les trois premières heures concentrent donc 66 morts sur 175 (37,7 %, notre calcul), et 22 morts (12,6 %, notre calcul) tombent entre 12 et 48 heures, fenêtre qui, pour un chat rendu le jour même, se passe à la maison. CEPSAF ne dit pas où se trouvaient les chats, c'est une déduction. L'article de 2008 sur le risque de mort dans CEPSAF, lu en texte intégral, donne 61 % de morts postopératoires chez le chat contre 47 % chez le chien ^[139], et l'AAFP comme l'AAHA reprennent ce résultat en l'arrondissant à 60 % pour le chat, ce qui en fait une seule voix ^{[11, 20]}. La cohorte multinationale COMPLRED, 14 962 chats, trouve 74,5 % de morts postopératoires d'après son résumé ^[83]. Parmi les chats morts examinés par quatre laboratoires canadiens, la période la plus représentée était celle des six premières heures du réveil, avec 49 chats sur 173 ^[150].

Une autre répartition se dessine dans les programmes de stérilisation de masse. Sur 54 chats autopsiés dans l'État de New York, 28 étaient morts après la prémédication et l'induction, avant la chirurgie, et 21 après l'opération ^[144]. En Floride, sur 34 morts parmi 71 557 chats opérés, 10 étaient préopératoires, 3 peropératoires, 20 postopératoires et 1 postérieure à la sortie ^[140]. L'ensemble est lu par une revue de la portée comme un déplacement : les études anciennes désignaient l'induction et l'entretien, les plus récentes les trois premières heures après l'anesthésie, en invoquant la demande en oxygène du réveil, l'obstruction des voies aériennes après l'extubation et une surveillance moindre ^[62]. Dans l'enquête CEPSAF, les chats morts se distinguaient de leurs témoins par un réveil jugé mauvais (OR 51,5 ; IC 6,8-108,2), un décubitus sternal plus tardif (57,8 ± 112,1 contre 17,7 ± 16,0 minutes, p < 0,001) et une température postopératoire plus basse ^[92].

Réveil prolongé

Aucune source ne définit le réveil prolongé par une durée. L'AAFP a été lue en partie, les essais dans leur seul résumé. L'AAFP le range avec la dysphorie et le délire d'émergence parmi les complications courantes du réveil immédiat, le dit « generally multifactorial », lié à l'hypothermie, à l'hypovolémie et à un métabolisme des médicaments altéré, et décrit un traitement de soutien centré sur le réchauffement et l'apport d'oxygène aux tissus ^[11]. Les délais de 15 à 30 et de 10 à 30 minutes des recommandations désignent un réveil optimal, non un seuil d'alerte ^{[11, 20]}.

Les causes mesurées chez le chat sont surtout thermiques et pharmacologiques. Sans isolation thermique, donc plus froides, des chattes se sont tenues debout après 47,0 minutes contre 26,4 chez des chattes isolées ^[103], et une température basse s'associe à une extubation plus tardive à Vienne ^[104], alors que le nez artificiel ne hâtait pas l'extubation à Berlin ^[855]. L'hypoglycémie est citée par l'AAHA comme cause de réveil prolongé chez le petit patient, sans étude féline à l'appui ^[20]. Après une anesthésie injectable associant kétamine et agoniste alpha-2 pour castration, le décubitus sternal survenait en 129 ± 32 minutes sous médétomidine sans antagoniste contre 64 ± 34 minutes avec atipamézole, et en 110 ± 27 contre 54 ± 6 minutes sous dexmédétomidine (P < 0,001), la station debout demandant 150 et 126 minutes sans antagoniste, les chatons récupérant plus vite que les adultes après atipamézole ^[1115]. Chez 128 chats de la même équipe, le délai jusqu'au décubitus sternal était de 52,9 ± 22,3 minutes avec le rapport de doses d'atipamézole le plus élevé et de 65,7 ± 24,7 avec le plus bas, la seule différence significative entre les quatre groupes (P ≤ 0,05) ^[1116]. L'AAFP décrit après une perfusion d'alfaxalone une station debout atteinte en une à deux heures, et après une perfusion prolongée de propofol une marche sans ataxie retardée ^[11]. Anesthésiés au propofol plusieurs jours de suite, 6 chats se réveillaient plus lentement à partir du deuxième jour ^[612], d'environ 25 minutes selon un rapport de cas qui cite cette étude ^[614]. Alfaxalone et propofol en induction donnaient des temps de réveil très proches dans deux essais britanniques, tous deux avant un entretien à l'isoflurane ^{[596, 640]}. Le furosémide réduit, chez le chat, la filtration glomérulaire et tend à prolonger, sans différence significative, l'élimination de la kétamine, une base pharmacologique sans étude clinique d'un réveil prolongé chez l'insuffisant rénal ^[187]. Un réveil prolongé après un soin dentaire a été le premier signe d'une encéphalopathie hypoxique-ischémique chez l'un des deux chats d'une série britannique (voir § 10) ^[1117], et un décubitus sternal tardif distinguait les chats morts de CEPSAF de leurs témoins ^[92].

Dysphorie et qualité du réveil

Pour l'AAFP, un réveil dysphorique peut tenir à la douleur ou aux médicaments (opioïdes, kétamine, alfaxalone, benzodiazépines), le délire d'émergence se traduisant par des débattements, des roulades et des tentatives désordonnées de fuite, dont la douleur est « the most common differential » ^[11]. Le texte attribue à une titration de dexmédétomidine ou de médétomidine un réveil plus calme, à l'hyperesthésie liée à l'alfaxalone des réveils difficiles, et décrit le chat qui panique après l'extubation s'il ne parvient pas à respirer normalement ^[11]. L'évaluation de la douleur au réveil est traitée à part (voir § 8).

Les fréquences dépendent d'une définition que les séries ne donnent pas, et les essais qui suivent n'ont été lus que dans leur résumé. Chez Brown et Murison, 0,6 % des réveils sont « undesirable », sans définition ni description (environ 6 chats sur 1 019, notre calcul) ^[84]. L'audit de Cambridge range 4,6 % de ses 1 001 événements dans l'excitation du réveil et 14,9 % dans l'éveil ou la douleur non contrôlée, chiens et chats confondus ^[279]. Les essais comparent surtout les agents d'induction. Filmés en aveugle, 93 chats ne différaient pas par la qualité globale du réveil entre propofol et alfaxalone, mais plus de chats pédalaient et tremblaient sous alfaxalone (p = 0,032) ^[640]. Pour 45 chattes cotées sur 18 paramètres pendant 60 minutes, l'alfaxalone donnait plus de gestes de la patte vers la tête à 5 minutes (p = 0,001), et l'association kétamine-diazépam plus de déambulation, de mouvements brusques et d'agitation à 30 minutes, l'agitation persistant à 60 minutes (p = 0,005) ^[641]. Dans un troisième essai, la qualité était jugée moyenne ou bonne chez la plupart des chats des deux groupes ^[596]. Les échelles employées, descriptive simple et visuelle analogique sur vidéo ^[640], grille catégorielle ^[641], scores non détaillés ^{[1115, 1116]}, ne sont validées de façon commune dans aucune de ces études. La dysfonction cérébelleuse persistante décrite chez des croisés persans ayant reçu de la kétamine, seul agent commun, est une séquelle, non une dysphorie (voir § 10) ^[1118], et la qualité du réveil après alfaxalone par voie intramusculaire est discutée avec la prémédication (voir § 4).

Troubles digestifs et reprise alimentaire

Vomissements et nausées. Ils sont surtout le fait de la prémédication (voir § 4). Dans cette partie, les études n'ont été lues que dans leur résumé, sauf deux revues lues en partie ^{[25, 36]}. Après dexmédétomidine seule, 16 chats sur 21 (76 %) vomissaient, et la stimulation du point PC-6 n'y changeait rien (18 sur 21) ^[16]. Sur 12 chats de laboratoire d'un essai croisé visant à provoquer le vomissement, 9 vomissaient sous hydromorphone et 7 sous dexmédétomidine (P = 0,67), l'hypersalivation et le léchage étant relevés comme signes de nausée ^[17]. Les vomissements figurent aussi parmi les cinq effets les plus déclarés des anti-inflammatoires non stéroïdiens au Royaume-Uni, chiens et chats confondus, dans une base de pharmacovigilance sans dénominateur ^[1119]. Le reflux gastro-œsophagien sous anesthésie touchait 9 chats sur 27 (33,3 %) lors de soins dentaires à Davis ^[42], dans une fourchette publiée de 12 à 33 % ^[753], et deux chats sains ont présenté une œsophagite sévère quelques jours après une anesthésie ^[44]. Ces lésions sont développées avec les voies aériennes (voir § 6). L'iléus postopératoire du chat n'a fait l'objet d'aucune étude trouvée.

Appétit. Parmi 50 chats castrés dans un essai randomisé, 88 % de ceux anesthésiés à l'alfaxalone avaient commencé à manger dans l'heure, contre 65 % sous kétamine (P = 0,039), à analgésie équivalente, l'appétit étant l'objectif secondaire de l'essai ^[19]. L'AAHA prévoit un appétit diminué pendant 12 à 24 heures ^[20] et recommande en 2024 une reprise précoce de l'alimentation et de la boisson ^[21]. Le stress anesthésique et chirurgical s'accompagne d'hyporexie ou d'anorexie, de somnolence et de troubles du sommeil selon une revue mexicaine ^[15], et une revue espagnole juge très probable que le stress réduise la prise alimentaire, l'anorexie de stress pouvant favoriser des affections graves ^[36]. Entre anorexie postopératoire et lipidose hépatique, le lien reste une déduction : une revue de 2018 décrit des anorexies de plusieurs jours à plusieurs semaines et une affection concomitante chez 50 à 95 % des chats atteints, sans nommer l'anesthésie, la chirurgie ni l'hospitalisation parmi les déclencheurs ^[25]. Le moment du premier repas après l'anesthésie, son bénéfice ou un risque de régurgitation n'ont été étudiés chez le chat dans aucun travail trouvé. Le jeûne nocturne n'entraînait pas d'hypoglycémie chez le chaton ^[55].

Les 24 à 48 premières heures

L'exemple de l'AAHA. L'encadré de 2020 qui donne un modèle de feuille de sortie anesthésique prévoit une sédation possible pendant les 12 à 24 heures suivant la sortie, l'animal restant facile à réveiller, un appétit diminué pendant 12 à 24 heures, davantage selon la chirurgie, et une toux légère pendant un ou deux jours par irritation due à la sonde ^[20]. Ce sont des consignes d'exemple, rédigées par un comité d'experts, sans étude citée. Pour la toux ou l'irritation laryngée après l'extubation, aucune étude féline mesurant la fréquence n'a été trouvée. La rupture trachéale, dont la toux peut être un signe, est traitée avec les complications propres au chat (voir § 10).

Ce qui se passe à la maison, d'après les études. Plusieurs complications ont un délai qui les place après la sortie. L'hyperthermie qui suit la buprénorphine à palier élevé était la plus fréquente au dernier temps de mesure, à 16-20 heures, et beaucoup de chattes rentraient encore hyperthermes dans une série de Cornell ^[185], ce qu'un essai randomisé de la même équipe retrouve, 27 chattes sur 43 au-dessus de 39,2 °C à 16-20 heures sous buprénorphine à palier élevé, contre 21 sur 44 sous morphine ^[184] (voir § 10). Dans la base française de pharmacovigilance, parmi une soixantaine de déclarations d'œdème pulmonaire postanesthésique chez le chat, survenues dans 65 % des cas après l'association de médétomidine et de kétamine, l'œdème était différé de 24 à 72 heures dans 7 cas sur 10, et souvent mortel ^[40] (voir § 10). L'insuffisance cardiaque par épaississement myocardique transitoire se déclare dans les jours qui suivent : léthargie, tachypnée et dyspnée progressives pendant la semaine qui a suivi la stérilisation d'une jeune Ragdoll ^[863], anesthésie parmi les événements précédant l'épisode chez 7 des 21 chats d'une série européenne ^[38], 15 chats en insuffisance cardiaque après stérilisation dans une étude néerlandaise ^[37]. Dans les jours qui suivent, une respiration rapide ou difficile est donc un signe décrit, à l'échelle de séries de cas.

Les yeux et la face. La mydriase des opioïdes est décrite chez le chat par le consensus de l'ISFM ^[26] et par les RCP français : pour la méthadone, elle « est observée longtemps après la disparition de l'effet analgésique » ^[27], pour la buprénorphine elle accompagne des signes d'euphorie et disparaît « habituellement en 24 heures » ^[12]. La procidence de la membrane nictitante figure parmi les effets de l'acépromazine associée à un opioïde dans une revue sur la sédation féline ^[108], et comme effet très rare dans un RCP d'acépromazine ^[29]. Le blépharospasme qui suit une pommade oculaire peut aussi se voir le soir même ^[31]. Aucune des publications réunies pour cette revue ne décrit une langue qui resterait sortie après le réveil.

Le comportement. Aucune étude décrivant un changement de comportement du chat attribuable à l'anesthésie elle-même n'a été trouvée. Interrogés avant, 48 heures après et 15 jours après une stérilisation de convenance de chiens et de chats jeunes et sains, les propriétaires ne décrivaient pas de déficit cognitif cliniquement handicapant dans une thèse toulousaine de 2021, d'après son résumé, qui ne donne pas l'effectif ^[14]. Les changements décrits après une chirurgie (posture antalgique, hyporexie, somnolence, léchage, vocalises) relèvent du stress et de la douleur ^[15]. Après un don de sang, des propriétaires interrogés sur 24 heures notaient un retour au comportement habituel plus rapide après sévoflurane qu'après une association injectable de kétamine, de midazolam et de butorphanol ^[1120]. Pour le retour d'un chat séparé des autres « owing to a medical problem », une revue décrit un conflit territorial ou une agression défensive, probablement due à l'odeur différente, sans chiffre et sans nommer l'anesthésie ni la visite vétérinaire ^[36]. D'après une étude qu'elle cite et que nous n'avons pas lue, une revue canadienne rapporte que 60 % des chats restaient en détresse après le retour d'une visite vétérinaire, quelle qu'elle soit [connu par S367].

Complications de la plaie relevées après la sortie. Connues par leur résumé, ces séries relèvent de la chirurgie plus que de l'anesthésie, et la fréquence qu'elles donnent dépend de la façon de chercher les complications. Les résumés informatiques d'un hôpital universitaire de l'Ontario, dans les années 1990, donnaient des complications postopératoires chez 38 chats sur 1 459 (2,6 %), alors que la lecture des dossiers papier d'un échantillon de 218 chiens et chats en trouvait 12,2 % chez les chats et 19,4 % chez les chiens, quatre à sept fois plus que les résumés informatiques ^[276]. Dans cinq cliniques privées de la même province, la fréquence allait de 1 à 24 % selon l'espèce et l'acte, celle des complications graves de 1 à 4 % ^[1121]. Au Texas, sur 775 chats et 1 213 chiens gonadectomisés dans un essai randomisé, les complications à sept jours passaient de 6,5 % avant 12 semaines d'âge à 10,8 % après 24 semaines, les graves restant entre 2,9 et 3,2 % ^[156]. Dans les cinq jours, 312 chattes stérilisées d'un refuge australien présentaient des complications de plaie dans 6,09 % des cas (19 chattes, notre calcul) ^[1122], et aucune des 20 chattes d'un essai brésilien n'en avait à la sortie, à J7 ni à J10 ^[1123]. L'étude suédoise des listes de contrôle recueillait une partie de ses complications à six semaines par téléphone auprès des propriétaires ^[99]. Pour protéger la plaie, un essai randomisé turc de 26 chattes stérilisées (13 par groupe, 2025, d'après le résumé) ne trouve pas de différence de douleur entre la collerette et un body de protection, mais 10 chattes sur 13 portant la collerette (76,9 %) cherchaient à l'enlever ou secouaient la tête, aucune avec le body ^[1124].

Consignes écrites et signes d'appel

Les consignes. Des consignes écrites sur les médicaments à donner à la maison et leurs effets indésirables sont demandées dès 2011 par l'AAHA ^[80]. Des consignes anesthésiques distinctes du formulaire chirurgical sont voulues en 2020 : elles guident les soins par le propriétaire, apaisent ses inquiétudes, décrivent les complications possibles et disent quand contacter l'équipe ^[20]. Deux études récentes, connues par leur résumé, en mesurent la forme plutôt que la compréhension. À Saint-Kitts, dans un programme d'étudiants, des consignes imposées au niveau de lecture d'un élève de sixième année (indice de Flesch-Kincaid moyen de 5,45 ± 0,89) n'empêchaient pas 34,3 % de complications sur 175 stérilisations de chiens et de chats (environ 60, notre calcul), sans lien avec la lisibilité ^[1125]. À New York, 58 % de 78 propriétaires d'animaux suivis en cancérologie préféraient, sur des consignes fictives, la mise en forme graphique, 19 % le texte seul et 23 % les deux versions, et 96 % ont répondu à l'enquête depuis un téléphone ^[1126]. Le résumé d'une étude de la lisibilité des comptes rendus de sortie rédigés par des étudiants et retouchés par des enseignants cliniciens indique que les scores moyens des deux groupes dépassaient le niveau de sixième année, sans différence significative entre eux ^[1127]. La compréhension et le souvenir des consignes par les propriétaires de chats après une anesthésie n'ont été mesurés par aucune étude.

Les signes d'appel décrits par les publications. L'exemple de l'AAHA fait rappeler la clinique si l'appétit ou l'activité ne sont pas revenus à la normale en 24 heures, si la toux devient « moist, progressive, or productive », ou devant un changement inquiétant du comportement ou de la vigilance ^[20]. Les séries d'insuffisance cardiaque après anesthésie ajoutent la respiration rapide ou difficile dans les jours suivants ^{[38, 863, 37]}, et la pharmacovigilance la dyspnée différée après une association d'agoniste alpha-2 et de kétamine ^[40]. Les séries chirurgicales situent les complications de plaie dans la première semaine ^{[156, 1122]}. Ces seuils viennent d'exemples rédigés par des experts et de séries de cas, et non d'études qui en auraient évalué la valeur. Un appel de suivi dans les un ou deux jours était pratiqué par 74,7 % des vétérinaires américains interrogés pour une enquête publiée en 2023 ^[1].

10. Complications propres au chat

Sur les 94 sources réunies pour cette partie, 11 ont été lues en texte intégral, 16 en partie, 63 en résumé seul et 3 par leurs seules métadonnées, une n'a pas été consultée. Les complications décrites ici reposent pour la plupart sur des séries de cas, des rapports isolés et des déclarations de pharmacovigilance, sans dénominateur : elles disent qu'un événement existe et comment il se présente, rarement à quelle fréquence. Ruptures trachéales et lésions œsophagiennes sont traitées avec les voies aériennes (voir § 6), l'hypothermie et l'hypotension avec la surveillance (voir § 7), le réveil prolongé, la dysphorie et les troubles digestifs avec le réveil (voir § 9). Deux publications de 2025 et 2026 s'y ajoutent, l'une lue en texte intégral, l'autre en résumé.

Cécité corticale et ouvre-bouche

La série de Purdue. Stiles et coauteurs ont réuni 20 chats aveugles après une anesthésie, dont le résumé seul a été lu : 13 avaient été anesthésiés pour une dentisterie (65 %, notre calcul), 4 pour une endoscopie, 2 pour une stérilisation et 1 pour une obstruction urétrale, et un ouvre-bouche avait été employé chez 16 (80 %, notre calcul) ^[176]. Trois chats avaient fait un arrêt cardiaque, et chez les 17 autres aucune cause précise n'a été trouvée. Dix-sept chats (85 %) présentaient d'autres déficits neurologiques ^[176]. La vision est revenue chez 14 chats (70 %), 4 (20 %) sont restés aveugles et 2 (10 %) ont été perdus de vue encore aveugles. Les déficits neurologiques ont régressé complètement chez 10 des 17 (59 %), sont restés légers chez 2 (12 %), ont conduit à l'euthanasie d'un chat (6 %), et 4 (23 %) ont été perdus de vue sans résolution documentée ^[176]. L'ouvre-bouche en ressort, pour les auteurs, comme facteur de risque potentiel d'ischémie cérébrale et de cécité ^[176]. Ni le délai de récupération, ni les protocoles, ni les épisodes d'hypotension ne figurent dans le résumé.

Le mécanisme, sur six chats. Cornell a consacré trois études à six chats anesthésiés chacune, bouche fermée puis ouverte. Dans la première, bouche fermée, électrorétinogramme et potentiels évoqués auditifs étaient normaux chez tous. Bouche ouverte au maximum, l'électrorétinogramme devenait anormal chez 2 chats et les potentiels auditifs chez 1, l'angiographie par résonance magnétique ne trouvait plus de flux dans les deux artères maxillaires chez 1 chat et un flux réduit à droite chez 2, et le scanner dynamique montrait une baisse d'au moins 10 % du pic de densité chez 3, sans qu'aucun chat devienne aveugle ou sourd ^[177]. L'année suivante, l'ouverture maximale altérait l'électrorétinogramme d'un chat sur six et réduisait le signal angiographique chez 4. Un ouvre-bouche en plastique de 42 mm, de la taille d'un capuchon d'aiguille, le réduisait chez un chat, les cales de 20 et 30 mm chez aucun, et la force exercée était significativement plus forte avec l'ouvre-bouche à ressort qu'avec tous les autres ^[178]. L'anatomie explique cet effet : l'artère maxillaire passe entre le processus angulaire de la mandibule et la bulle tympanique, dont elle n'était plus séparée, bouche ouverte, que par 4,3 et 3,6 mm (médianes gauche et droite) contre 6,9 et 7,1 mm bouche fermée, la distance étant plus courte du côté de l'ouvre-bouche (P = 0,03) ^[179]. L'opacification des artères maxillaires diminuait chez tous les chats, le cercle artériel et le tronc basilaire s'opacifiaient simultanément chez 4 sur 6 (67 %), et l'ouverture « did not consistently induce collateral circulation sufficient to produce comparable cerebral opacification » ^[179]. Les trois études de Cornell n'ont été lues qu'en résumé.

L'anatomie propre au chat. Une revue slovaque de 2024, lue en entier, rappelle que la carotide interne du chat régresse, son segment extracrânien étant absent chez l'adulte, et que le cerveau reçoit son sang de l'artère maxillaire par le rete mirabile, relié au cercle artériel par la fissure orbitaire ^[180]. Le risque croît avec la durée de la compression, et la revue reprend la recommandation de réduire l'ouverture ou de refermer la bouche à intervalles de quelques minutes, tirée d'un cas britannique de 2013 d'hypoxie cérébrale après pharyngoscopie sous ouvre-bouche ^{[180, 1128]}. Ce cas n'a été vu que par son titre ^[1128]. L'oreille interne, pauvre en circulation collatérale, s'expose au même mécanisme ^[180].

Les autres cas et les autres mécanismes. Aveugle depuis deux semaines après une anesthésie générale, un chat de 6 ans à réflexes pupillaires normaux présentait à la nécropsie une nécrose corticale « most consistent with anesthesia related hypoxia », en 2001, avant l'hypothèse de l'ouvre-bouche ^[1129]. À Berne, en 1985, un chat d'un an et demi, après un laryngospasme avec apnée et cyanose sous alfaxalone-alfadolone, présentait le lendemain ataxie, convulsions, désorientation et cécité. Tous les signes ont régressé en quelques jours sauf la cécité, les auteurs attribuant les troubles nerveux à une ischémie cérébrale passagère par hypoxie, selon eux aggravée par l'adrénaline ^[305]. C'est une cécité postanesthésique sans ouvre-bouche, par un mécanisme hypoxique. En 2025, une chatte de 5 ans, après deux heures de soins dentaires à pression artérielle moyenne de 66 à 108 mmHg, était aveugle au troisième jour, sans réflexe pupillaire, avec des décollements rétiniens ventraux. À quatre semaines, les rétines s'étaient recollées sur une nécrose choriorétinienne segmentaire, la récupération restant partielle, et la vision limitée était stable à 13 mois ^[1130]. Dans l'article, lu en texte intégral, les auteurs proposent une ischémie choriorétinienne par restriction du flux maxillaire pendant l'ouverture prolongée, jugent une cécité centrale improbable, et écrivent tantôt que l'acte s'est fait « without a mouth gag », tantôt que l'usage d'un ouvre-bouche « was not reported » ^[1130]. Parmi les cas d'une série britannique d'encéphalopathies hypoxiques-ischémiques globales (8 chiens, 2 chats) figure un Maine Coon de 18 mois qui, au réveil prolongé après une dentisterie, sans usage d'ouvre-bouche consigné, a convulsé, montrait à l'IRM une hyperintensité corticale pariétale et occipitale bilatérale, et gardait des déficits visuels et une hypermétrie, avec une récupération jugée médiocre à long terme. Un arrêt périanesthésique y était « considered most likely », sans être documenté ^[1117]. Sur les 10 animaux de la série, 4 ont récupéré complètement, 2 avec des déficits légers, 1 médiocrement, 3 sont morts ou ont été euthanasiés, et les premières améliorations survenaient dans les 48 à 72 heures ^[1117].

Le cervelet et les convulsions. Une série israélienne de 11 chats décrit une dysfonction cérébelleuse (ataxie des quatre membres, tremblement intentionnel, absence de clignement à la menace) apparue au réveil d'anesthésies « brief and uneventful », inchangée de six mois à huit ans plus tard. Tous étaient des croisés persans, 7 venaient de la même ville, la kétamine était le seul agent commun, et les auteurs avancent une hypothèse génétique, d'après le résumé ^[1118]. Les signes neurologiques puis les convulsions d'un Ragdoll de 2 ans dans les 48 heures suivant une entérectomie sont survenus chez un chat à shunt portosystémique non opéré, sans manipulation du shunt pendant l'acte, ce que les auteurs présentent comme une complication possible de l'anesthésie chez ces animaux ^[1131]. Implantés d'électrodes, 5 chats ne présentaient, après sévoflurane, enflurane ou isoflurane, aucune anomalie électroencéphalographique ni comportementale pendant cinq à sept jours, et les auteurs concluent qu'une convulsion postanesthésique ne relève peut-être pas de l'agent volatil lui-même ^[1132].

La surdité. Soixante-deux cas de surdité après anesthésie ont été recueillis par une enquête américaine entre 2002 et 2009, plus 5 par questionnaire, dont 43 après des soins dentaires et 16 après un nettoyage d'oreilles, sans lien avec la race, le sexe ou l'agent anesthésique. Les animaux âgés semblaient plus exposés, la perte auditive paraissait définitive et la prévalence faible. Quant au nombre de chats figurant parmi ces cas, le résumé ne le dit pas ^[165]. La revue anatomique y voit le même mécanisme de baisse du flux de l'oreille interne pendant l'ouverture prolongée ^[180].

Ce qu'en ont tiré les recommandations. Selon ses recommandations dentaires (2019), lues en partie, l'AAHA proscrit l'ouvre-bouche à ressort, qui peut compromettre le flux sanguin et causer myalgie, névralgie, cécité ou traumatisme de l'articulation temporo-mandibulaire, et demande, si une cale est nécessaire, de ne pas ouvrir complètement la bouche ^[181]. La WSAVA (2020), lue en anglais par le volet voies aériennes et dans sa traduction espagnole par le volet complications, présente l'ouvre-bouche comme facteur de risque et cause de cécité postanesthésique temporaire ou définitive par compression de l'artère maxillaire, exclut le modèle à ressort et décrit des cales de taille adaptée, à relâcher ou retirer périodiquement ^[182]. Aucun passage des recommandations félines de l'AAFP (2018) ne porte sur l'ouvre-bouche : les mots « gag », « maxillary », « blind » et « deaf » sont absents des deux moitiés du texte lu ^[11]. Ce sont donc les recommandations dentaires, et non toutes les recommandations, qui proscrivent l'ouvre-bouche à ressort.

Un biais de sélection. Une série nécropsique canadienne de 68 chats morts autour d'une anesthésie ne trouve aucune lésion cérébrale hypoxique ^[151], quand les rapports de cas en décrivent ^{[1129, 1117]}. Les chats aveugles survivent le plus souvent, 70 % récupérant la vue dans la série de Purdue ^[176], et n'arrivent pas à la nécropsie : l'écart tient au recrutement, non à une contradiction.

Autres lésions des soins dentaires

L'œil et le nerf optique. Treize chats d'Australie et de Nouvelle-Zélande (2014-2018), tous porteurs d'au moins une extraction maxillaire et pour certains d'un bloc du nerf maxillaire par voie transorale, ont présenté une complication oculaire à une médiane de 1,5 jour (0 à 14). Sept (54 %) ont été énucléés et un euthanasié. Trois des six globes examinés portaient un site de pénétration sclérale et quatre une rupture de la capsule du cristallin, et les auteurs demandent d'éviter les blocs maxillaires transoraux chez le chat ou d'y recourir avec une extrême prudence, d'après le résumé ^[183]. Les blocs locorégionaux eux-mêmes sont traités avec l'analgésie (voir § 8). Six jours après une extraction, un chat allemand de 12 ans a présenté une exophtalmie et une cécité gauche, puis une convulsion. Euthanasié, il portait un abcès rétrobulbaire, une névrite optique bactérienne ascendante et une méningo-encéphalite ^[1133].

La mâchoire. Une revue anatomo-chirurgicale espagnole décrit la fracture parasymphysaire comme une lésion iatrogène courante de l'extraction de la canine mandibulaire du chat, et recommande une radiographie avant et après l'extraction et une information préalable du propriétaire, sans aucun chiffre de fréquence ^[1134]. Chez 21 chats en luxation temporo-mandibulaire (Pennsylvanie, 2000-2018), les causes étaient une morsure de chien chez 8 (38 %), un accident de la route, une chute ou un traumatisme inconnu chez 4 chacun (19 %), un choc contre un objet chez 1 (5 %), sans cause iatrogène, d'ouvre-bouche ou d'anesthésie parmi les causes listées, l'article n'en traitant pas et classant 4 traumatismes comme inconnus. La réduction a réussi chez 18 sur 19 (94,7 %), avec une malocclusion chez 5 (23,8 %) ^[1135]. Le traumatisme articulaire que l'AAHA attribue aux ouvre-bouche à ressort ^[181] n'a donc pas de série publiée retrouvée. Quant aux lésions dentaires causées par la sonde d'intubation, aucune étude n'en a mesuré la fréquence.

Hyperthermie postanesthésique

Des seuils qui diffèrent. L'hyperthermie n'est pas définie de la même façon selon les études : au-delà de 39,2 °C ^{[438, 185, 184]}, de 39,5 °C ^[84], de 40 °C ^[383] ou de 103,5 °F, soit 39,7 °C ^[1120]. Leurs fréquences ne se comparent donc pas d'une étude à l'autre.

Les séries et les essais. Au seuil de 40 °C, dans une série rétrospective floridienne de 125 chats (2006), 64 % et 69 % des chats des deux groupes ayant reçu de l'hydromorphone (45 et 29 chats, soit 29 et 20 chats environ, notre calcul) dépassaient ce seuil, jusqu'à 42,5 °C, quand la température moyenne des trois groupes sans hydromorphone (acépromazine seule, ou associée à la buprénorphine avec ou sans kétoprofène) ne dépassait jamais la valeur préopératoire ^[383]. La température était basse en fin d'anesthésie dans tous les groupes, puis élevée de la première à la cinquième heure dans l'un des groupes sous hydromorphone ^[383]. À Cornell, un essai prospectif de 2007 (quatre groupes de 10 chats) voyait au moins un chat par groupe dépasser 39,2 °C dans les cinq heures. Les mesures supérieures à la température préanesthésique représentaient 86 % et 80 % sous hydromorphone, 25 % et 34 % sous médétomidine, avec des maxima de 41,6, 40,3, 39,2 et 40,1 °C, et les groupes ne différaient plus à la cinquième heure ^[438]. Sous thermistance abdominale, chez 8 chats en essai croisé, hydromorphone, morphine, buprénorphine et butorphanol élevaient tous la température par rapport à la valeur de base (38,9 ± 0,6 °C ; p < 0,005), l'association kétamine-hydromorphone aussi (p < 0,03), d'une façon légère à modérée, sous 40,1 °C, et spontanément résolutive ^[503].

La buprénorphine à palier élevé. À Cornell, une série rétrospective, lue en texte intégral, compare deux années successives, 100 chattes stérilisées sous morphine (2018) et 108 sous buprénorphine à palier élevé (2019). Au-delà de 39,2 °C, l'hyperthermie touchait 0 % contre 3 % à une heure, 47 % contre 56 % à quatre heures et 56 % contre 73 % à 16-20 heures (P = 0,03), les pourcentages étant donnés sans effectifs ^[185]. Les maxima atteignaient 41,5 °C sous buprénorphine et 40,7 °C sous morphine, beaucoup de chattes rentraient chez elles encore hyperthermes, sans traitement spécifique rapporté, et les dossiers ne permettaient pas de dater la fin de l'épisode ^[185]. L'essai randomisé qui a suivi (94 chattes, lu en résumé) trouve à 2, 4 et 16-20 heures 55 % (26 sur 47), 44 % (21 sur 47) et 62 % (27 sur 43) de chattes hyperthermes sous buprénorphine à palier élevé, contre 28 % (13 sur 46), 13 % (6 sur 46) et 47 % (21 sur 44 ; 47,7 % selon notre calcul) sous morphine (P = 0,001), sans différence de douleur ^[184]. Les auteurs préviennent que cette hyperthermie peut égarer le diagnostic d'une fièvre ^[184]. L'élévation de température liée à la buprénorphine transdermique est décrite avec l'analgésie (voir § 8).

Les autres données. Les 1 019 chats stérilisés de la série britannique comptaient 1,7 % de chats hyperthermes au-delà de 39,5 °C (environ 17, notre calcul), sans lien établi avec un médicament ^[84]. Un essai chilien de 2024, lu en résumé, décrit après une hypothermie à l'extubation une hyperthermie chez la plupart des chattes entre la première et la sixième heure, plus fréquente sous tramadol que sous morphine ou méthadone ^[1136]. Vingt chats donneurs de sang, en essai croisé, avaient l'hyperthermie pour principale complication après l'association kétamine-midazolam-butorphanol, tous répondant en deux heures à un traitement symptomatique, le résumé ne donnant pas le nombre de chats concernés ^[1120]. Un essai de 12 chats trouvait l'élévation de température plus probable après hydromorphone qu'après dexmédétomidine, sans portée clinique selon ses auteurs ^[17]. Selon l'audit de Cambridge, 5,0 % des événements indésirables relèvent de l'hyperthermie ou de l'hypothermie, sans séparation ni distinction d'espèce ^[279].

Mécanisme et prise en charge, selon les textes. À Cornell, les auteurs invoquent un déplacement du point de consigne hypothalamique par les opioïdes, que la buprénorphine, agoniste partiel de forte affinité, prolongerait, le stress, l'environnement et le traumatisme chirurgical pouvant s'y ajouter. Le robénacoxib donné n'empêchait pas l'élévation ^[185]. Une hyperthermie de rebond après anesthésie générale ou sédation est décrite par l'AAFP, liée à plusieurs opioïdes et à la kétamine, « not a reason to withhold opioid analgesics », et son ampleur pourrait dépendre de celle de l'hypothermie peranesthésique (voir § 7) ^[11]. Le traitement décrit est de soutien, avec une efficacité anecdotique de la naloxone et sans effet des AINS sur la température centrale dans ce contexte ^[11]. La naloxone n'a aucune spécialité vétérinaire en France (voir § 12) ^[71]. Surveiller la température de tout chat ayant reçu de l'hydromorphone, telle est la conclusion des deux études qui la concernent ^{[438, 383]}.

Deux points qui divergent. Sur la buprénorphine, la série de 2006 ne trouve aucune élévation moyenne au palier courant ^[383], l'étude de 2010 en trouve une avec les quatre opioïdes ^[503], et les travaux de Cornell trouvent la plus marquée au palier élevé ^{[185, 184]}. Le palier et le protocole expliquent probablement l'écart, sans qu'aucune étude l'ait testé. Sur le délai, l'élévation commence dès la première heure et dure au moins cinq heures dans la série floridienne ^[383], elle ne différait plus entre les groupes à cinq heures dans l'essai de 2007 ^[438], atteint son niveau le plus haut mesuré à 16-20 heures, dernier temps de mesure, sous buprénorphine à palier élevé ^{[185, 184]} et cède en deux heures au traitement symptomatique chez les donneurs de sang ^[1120].

Le rein

L'incidence d'une lésion rénale aiguë après une anesthésie chez le chat n'a été mesurée par aucune étude de cohorte trouvée. Les données disponibles relient le rein aux AINS injectables, à l'hypotension et à certaines chirurgies, et deux thèses mesurent un retentissement tubulaire passager. Le rôle propre des AINS est discuté avec l'analgésie (voir § 8), le chat insuffisant rénal avec les populations particulières (voir § 11), l'hypotension avec la surveillance (voir § 7).

Les AINS injectables. Dix-huit chats du Queensland ont fait une lésion rénale aiguë après une injection sous-cutanée de méloxicam, à la dose et pour l'indication de l'étiquetage australien, 12 d'entre eux dans le cadre d'une anesthésie générale ou d'une sédation, et 14 ont survécu jusqu'à la sortie. Les auteurs recommandent d'éviter la voie sous-cutanée, surtout quand une déshydratation ou une hypotension sont possibles, d'après le résumé ^[128]. Sur 187 vétérinaires interrogés dans le même travail, 89 % donnaient un AINS en routine pour l'analgésie chirurgicale, à 98 % du méloxicam, à 84 % par voie sous-cutanée ^[128]. Ces 18 cas, sans dénominateur, ne mesurent pas un risque. Signé en partie par les mêmes auteurs, un article de position de 2025 résume les données de pharmacovigilance et de la littérature qui associent les AINS injectables à la lésion rénale aiguë, « particularly in relation to the use of meloxicam in cats » ^[1137]. Vomissements, insuffisance rénale et morts étaient plus souvent déclarés avec les AINS injectables qu'oraux dans la base britannique de pharmacovigilance, chiens et chats confondus (P = 0,043), ce que les auteurs rattachent peut-être à l'administration périopératoire ^[1119].

Un essai randomisé. Chez 60 chattes stérilisées (cinq groupes de 12), l'activité rénine plasmatique était plus haute en fin de chirurgie qu'à deux heures (26,6 ± 2,8 contre 10,0 ± 3,9 ng/mL/h), signe d'une activation du système rénine-angiotensine pendant l'anesthésie malgré l'inhibition des cyclo-oxygénases, possiblement par hypotension ou stimulation chirurgicale. Ni le médicament ni le moment de son administration ne modifiaient les marqueurs rénaux, mais une chatte, sous méloxicam à l'induction, a fait une lésion rénale aiguë suspectée de grade IRIS II (1 sur 60, 1,7 %, notre calcul) ^[186].

L'hypotension et la chirurgie. Sur cinq chats opérés des voies biliaires, les événements menaçant le pronostic vital étaient une hypotension persistante et réfractaire, surtout pendant la manipulation biliaire, et une insuffisance rénale postopératoire, une pancréatite préexistante étant fréquente ^[1138]. Chez 97 chats en urétrostomie périnéale, souvent déjà en lésion rénale aiguë, la créatinine postopératoire ne différait pas selon le décubitus sternal ou dorsal ^[1139]. L'AAFP insiste sur une gestion active de la pression artérielle et sur une perfusion maintenue au réveil jusqu'à ce que le chat mange et boive, en écrivant qu'un bolus peut être contre-indiqué chez l'insuffisant rénal anurique. Le texte lu ne contient aucun passage sur la lésion rénale aiguë ^[11]. Au Doppler, chez 20 chats turcs anesthésiés, 10 au sévoflurane et 10 à l'isoflurane (2025, d'après le résumé), les index de résistance et de pulsatilité rénaux montaient avec la profondeur de l'anesthésie, sans mesure de ce que ce changement fait au rein ^[1140].

Deux thèses. À Munich, chez 13 chats anesthésiés toutes les deux semaines pour un fibrosarcome (57 anesthésies), le rapport protéine de liaison du rétinol sur créatinine urinaire augmentait quatre heures après l'induction dans 41 anesthésies (72 %, notre calcul) et baissait dans 16, d'autant plus que la pression artérielle moyenne était descendue sous 50 mmHg. Il revenait à la normale entre les séances, la créatinine sérique, mesurée avant chaque anesthésie, restant dans les valeurs de référence, sans effet défavorable à douze semaines ^[1141]. L'auteure conclut à une perte de fonction tubulaire passagère, confondue avec la doxorubicine et l'hyperthermie régionale du traitement ^[1141]. À Fortaleza, en 2022, la molécule urinaire KIM-1 augmentait chez des chattes stérilisées ayant reçu la kétamine intraveineuse au palier élevé, d'après un résumé qui ne dit rien du palier faible et ne donne ni l'effectif ni de conclusion sur la créatinine ^[646]. Ces deux indices de souffrance tubulaire ne mesurent pas l'incidence d'une lésion rénale aiguë clinique.

Œdème pulmonaire différé après agoniste alpha-2

Le cas commenté par la pharmacovigilance française. Deux chattes de moins d'un an ont été stérilisées en moins de vingt minutes sous médétomidine et kétamine intramusculaires, puis ont reçu de l'atipamézole et, pendant deux jours, de l'acide tolfénamique, dont aucune spécialité n'a d'indication de douleur chez le chat en France (voir § 12) ^{[40, 71, 205]}. Elles se sont réveillées normalement. À partir de la 48e heure, leur état s'est dégradé, avec dysorexie et difficultés respiratoires, et elles ont été présentées à 60 et 72 heures en dyspnée, puis avec une mousse hémorragique au nez. Les deux sont mortes, sans autopsie ^[40]. Le pharmacovigilant écrit que les troubles respiratoires aigus rapportés avec la médétomidine chez le chat sont « le plus souvent » un œdème pulmonaire différé de 48 à 72 heures, qui peut aussi survenir à l'induction ou au réveil ^[40]. Parmi « la soixantaine » de déclarations d'œdème pulmonaire postanesthésique du chat recensées par le centre de pharmacovigilance de Lyon, l'association médétomidine-kétamine figurait dans 65 % des cas, et « dans 7 cas sur 10, l'œdème pulmonaire est différé (24 à 72 heures), et souvent d'évolution fatale ». L'autopsie était généralement refusée et une cardiomyopathie sous-jacente n'a pas pu être exclue ^[40].

La série finlandaise. Sur 90 déclarations d'effets indésirables des agonistes alpha-2 chez le chat (Finlande, 2003-2013), un œdème pulmonaire était suspecté dans 61, probable dans 37 et possible dans 24. Les premiers signes apparaissaient entre une minute et deux jours, avec une médiane de 15 minutes. Quarante-trois chats ont survécu, 14 sont morts, l'issue de 4 est inconnue, et beaucoup n'avaient vraisemblablement pas de cathéter au moment des signes, ce qui, pour les auteurs, exclut une surcharge liquidienne au moins chez ces chats, d'après le résumé ^[39]. Le document français, qui cite cette étude, écrit 60 chats, un délai « moyen » de 15 minutes et des cas jusqu'à 48 heures ^[40] : les chiffres sont ici donnés d'après le résumé finlandais.

Deux délais face à face. La médiane finlandaise de 15 minutes ^[39] et les 7 cas sur 10 différés de 24 à 72 heures de la base française ^[40] décrivent deux présentations différentes, ou deux façons de déclarer. Aucune des deux bases n'a de dénominateur, et aucune ne permet de trancher.

Trois cas coréens. Trois chats de 5 mois à 2 ans, anesthésiés en clinique par un agoniste alpha-2 et un dissociatif intraveineux, dont deux avec de l'atropine, ont présenté une anorexie puis une dyspnée à 24, 36 et 48 heures, avec une infiltration alvéolaire diffuse et une dilatation des artères pulmonaires. Le résumé et le tableau donnent deux morts et une guérison, le texte des résultats deux guérisons, incohérence interne que l'article lu en entier ne résout pas ^[1142]. Pour expliquer le délai, les auteurs proposent une hypertension transitoire (vasoconstriction alpha-2, effet sympathomimétique du dissociatif, atropine bloquant la bradycardie compensatrice), puis une cascade inflammatoire secondaire à une lésion microvasculaire infraclinique ^[1142].

Les RCP. Selon la spécialité, les RCP français de la médétomidine classent l'œdème pulmonaire tantôt en effet très rare, tantôt en effet rare, ceux de la dexmédétomidine en effet rare ^{[197, 198]}. Ces catégories, qui diffèrent pour une même molécule, ne sont pas des incidences mesurées. Une insuffisance cardiaque par épaississement myocardique transitoire, qui se déclare aussi dans les jours suivant une anesthésie, entre dans le diagnostic différentiel (voir § 9). La fréquence réelle de l'œdème pulmonaire différé reste inconnue : les trois sources sont des déclarations spontanées ou une série de trois cas.

Propofol répété et corps de Heinz

Selon le RCP d'une spécialité française, l'anesthésie répétée au propofol « peut engendrer des lésions oxydatives et la formation de corps de Heinz » chez le chat, et un autre range l'anémie à corps de Heinz parmi les effets des anesthésies répétées (voir § 12) ^[86]. Cinq travaux félins l'ont étudiée, avec des résultats qui divergent selon la durée des séances et leur nombre. Six chats anesthésiés chaque jour au propofol jusqu'à sept jours (Mississippi, 1995, lu en résumé tronqué) voyaient le pourcentage de corps de Heinz augmenter significativement après le troisième jour, sans hémolyse. Cinq des six chats présentaient malaise, anorexie et diarrhée au cinquième, sixième ou septième jour, deux un œdème facial, et le réveil s'allongeait dès le deuxième jour ^[612]. Citant cette étude, un rapport de cas lui attribue 22 à 31 % de corps de Heinz au septième jour et un arrêt avant les dix jours prévus ^[614]. Sur trois jours, chez 10 chats texans, le propofol causait une apnée chez 3, et une légère hausse des corps de Heinz chez 6, sans portée clinique ^[594]. Trente-sept chats suisses de radiothérapie (5 anesthésies au propofol pour 13 d'entre eux, 12 pour les 24 autres) n'ont présenté aucun incident au réveil, et la baisse d'hématocrite et d'hémoglobine, significative après 6 et 12 anesthésies dans l'un des groupes, était jugée sans importance clinique, avec peu de corps de Heinz ^[607].

Le cas texan de 2020, lu en entier, est celui d'un chat de 9 ans induit 12 fois au propofol en trois semaines environ pour une radiothérapie, puis léthargique et moins gourmand, avec un hématocrite de 22 % (référence 24-45), une hémoglobine de 7,6 g/dL et des corps de Heinz cotés 3+ (25 à 50 % des hématies). Après l'arrêt du propofol, l'amélioration commençait en cinq jours, l'hématocrite remontant à 30 % en une semaine et à 38 % deux semaines plus tard. Une prednisolone commencée en fin de troisième semaine reste un facteur de confusion possible ^[614]. Un essai zurichois randomisé par blocs (39 chats, 10 à 12 anesthésies quotidiennes, alfaxalone ou propofol) mesurait une baisse de l'hématocrite de 2,3 ± 0,77 % entre la première et la sixième séance et de 4,1 ± 0,78 % entre la première et la dixième, avec un retour à la valeur initiale en trois semaines. Le score de corps de Heinz gagnait 1,86 ± 0,616, les réticulocytes augmentaient dans le groupe propofol, la dose cumulée n'avait pas d'effet, et les auteurs ne concluent à aucun changement « marked » ^[613].

Deux travaux non anglophones n'apportent pas de quoi trancher. Un résumé zurichois de 1996, qui mêle chiens et chats sans effectif, juge les anesthésies répétées au propofol possibles « même chez les patients âgés », sans parler de corps de Heinz, et ne prouve donc pas l'innocuité chez le chat ^[615]. Les 49 anesthésies répétées à l'alfaxalone de 14 chats, décrites par une thèse munichoise de 2015, se sont déroulées sans décès ni signe d'hypersensibilité, deux gonflements de la face et une accumulation de salive dans la trachée restant passagers et non attribuables avec certitude ^[638]. Sous perfusion d'étomidate, une hémolyse intravasculaire biologique, sans ictère, a aussi été mesurée chez 20 chattes brésiliennes (voir § 5) ^[654].

Lésions de position, myopathie et glandes salivaires

Aucune publication féline sur une neuropathie de position, une escarre de décubitus ou une myopathie postanesthésique acquise n'a été trouvée, sur vingt résultats examinés. Mort de façon inattendue après une anesthésie pour un acte programmé, un chat de 4 ans portait à la nécropsie une dystrophie musculaire (dystrophine absente, fibrose du diaphragme), et les auteurs demandent d'inclure la dystrophie et la cardiomyopathie qui l'accompagne dans le diagnostic différentiel d'une mort périanesthésique féline ^[1143]. Dans une analyse d'incidents critiques portant sur 16 arrêts périanesthésiques de chiens et de chats, les facteurs relevaient de l'animal (14), de l'humain (12), de la procédure (4), du médicament (1) et du matériel (1), et deux animaux ont fait leur arrêt après un changement de décubitus ^[287]. La position sternale ou dorsale ne changeait pas les complications anesthésiques de 97 chats en urétrostomie périnéale ^[1139]. Ailleurs, le décubitus dorsal intervient dans le reflux et le déplacement du dispositif supraglottique (voir § 6).

Un rapport canadien de 2025 décrit chez un chat le premier cas d'« anesthesia mumps » : un gonflement aigu, symétrique et transitoire des glandes mandibulaires et parotides pendant une IRM sous anesthésie, à cytologie normale. Les auteurs évoquent les mécanismes décrits chez l'humain (obstruction canalaire par la position, anticholinergiques, déshydratation) et jugent le phénomène « rare and benign but potentially alarming » ^[1144].

Anaphylaxie et réactions d'hypersensibilité

Aucun cas publié d'anaphylaxie à l'alfaxalone ou au propofol chez le chat n'a été trouvé, sur dix résultats examinés. Lues pour un peu plus d'un tiers, les recommandations RECOVER de 2026 sur l'allergie aiguë décrivent ces réactions comme relativement fréquentes chez le chien et moins fréquentes chez le chat, les vaccins, d'autres médicaments et les venins d'hyménoptères en étant les causes les plus rapportées ^[1145]. La seule étude féline citée dans la partie lue porte sur 73 chats aux réactions non compliquées (angio-œdème, urticaire, érythème), les chats en anaphylaxie en étant exclus, et aucune donnée sur l'anaphylaxie périopératoire du chat n'y figure ^[1145]. Dans les recommandations de l'AAFP, les mots « anaphyla » et « hypersensitiv » sont absents ^[11]. Deux chats de l'étude du propofol quotidien ont présenté un œdème facial, dans un contexte d'oxydation des hématies, et le résumé tronqué ne donne pas le jour de survenue de ces œdèmes ^[612].

La description la plus précise reste ancienne. Sous l'association alfaxalone-alfadolone, la casuistique bernoise de 1985 décrit des réactions anaphylactoïdes par libération d'histamine, probablement par action directe du solubilisant sur les mastocytes plutôt que par réaction antigène-anticorps, avec des œdèmes de la tête et des membres quelques minutes après l'injection ^[305]. Un chat castré sans incident après une phénothiazine, puis réinjecté du seul stéroïde quelques heures plus tard, avait les pattes et la tête « stark ödematös », résolus en une à deux heures, différence que les auteurs attribuent à l'effet antihistaminique de la phénothiazine ^[305]. La seconde partie de leur casuistique ajoute la chatte siamoise au laryngospasme suivi d'un arrêt, et tient ces œdèmes pour connus de tout praticien employant ces substances ^[306]. Ces observations portent sur une formulation ancienne. L'alfaxalone autorisée aujourd'hui en France est traitée avec l'induction (voir § 5) et avec les médicaments (voir § 12).

Arrêt cardiorespiratoire et réanimation

Ce que trouvent les séries cliniques et les nécropsies. Les taux de mortalité et leurs facteurs de risque sont exposés ailleurs (voir § 2). Dans l'audit déclaratif de Cambridge (1 386 anesthésies, dont 387 de chats), six morts sont survenues pendant l'anesthésie (0,43 %, chiens et chats confondus), et un événement indésirable était déclaré dans 35,5 % des anesthésies félines contre 57,3 % des canines (p < 0,01), d'après le résumé ^[279]. Le seul chat mort des 1 019 de la série britannique de 2024 a fait au réveil une dyspnée puis un arrêt respiratoire et cardiaque, sans incident pendant l'anesthésie, et n'a pas été réanimé avec succès ^[84]. À Guelph, une série nécropsique de 221 morts périanesthésiques, dont 90 chats, espèces mêlées dans le résumé, situe la mort après la prémédication ou la sédation dans 19 cas (9 %), à l'induction dans 22 (11 %), pendant l'entretien dans 73 (35 %) et dans les 24 heures suivantes dans 93 (45 %), pourcentages calculés sur les 207 cas dont la phase est connue ^[275]. Une maladie naturelle y était trouvée chez 130 animaux (59 %), une complication anesthésique ou chirurgicale chez 10 (5 %), aucune lésion chez 80 (36 %), le plus souvent jeunes, sains et opérés pour un acte programmé, et des lésions de réanimation chez 75 (34 %) ^[275]. En Saskatchewan, sur 68 chats autopsiés de 2015 à 2021 (article lu en texte intégral), la mort était rattachée à une complication anesthésique chez 5, chirurgicale chez 4, à une maladie préexistante chez 17, à une affection non diagnostiquée avant l'anesthésie chez 24, et restait inexpliquée chez 18. Parmi les morts survenues en clinique généraliste, 33 sur 37 (89 %) relevaient d'une affection non diagnostiquée ou d'une cause inconnue, 38 des 45 chats de généralistes (85 %) étaient classés ASA I ou II, et une rupture œsophagienne mortelle figure dans la série ^[151].

Deux analyses d'incidents détaillent la chaîne des causes. Un British Shorthair de 8 ans, en hypotension et tachycardie peropératoires réfractaires, dont le cathéter déplacé n'avait pas été vérifié, a fait un arrêt au réveil, et l'analyse décrit « a series of active failures » et une communication insuffisante ^[838]. L'analyse des 16 arrêts de chiens et de chats d'un hôpital universitaire, déjà citée, place les facteurs liés à l'animal et à l'humain loin devant le matériel ^[287].

La réanimation réussit mieux quand l'arrêt est anesthésique. En Géorgie, dans un hôpital universitaire (60 mois, 161 chiens et 43 chats, résumé seul), la réanimation a rétabli une circulation chez 56 chiens (35 %) et 19 chats (44 %), et 12 animaux sont sortis vivants, 9 chiens et 3 chats (7,0 % des chats, notre calcul). Le pronostic y était sombre sauf pour l'arrêt survenu sous anesthésie, et chez le chat la réussite s'associait à un plus grand nombre de participants et à l'absence de choc ^[289]. À Davis, de 2009 à 2012, la circulation revenait chez 87 animaux (58 %) et se maintenait plus de 20 minutes chez 49 (32 %), chiens et chats confondus, 15 (10 %) étant vivants à 24 heures et 8 (5 %) sortis vivants, et 34 % des nécropsies montraient des lésions de réanimation ^[290]. Après l'adoption des recommandations RECOVER, le même hôpital a suivi 47 chats et 172 chiens (219 épisodes) : l'arrêt était périanesthésique chez 13 chats (28 %) et 25 chiens (15 %), et 10 des 13 chats (77 %) retrouvaient une circulation, contre 16 des 25 chiens (64 %) ^[291]. Le chat avait plus de chances que le chien de retrouver une circulation (rapport de cotes 2,72 ; IC 95 % 1,12-6,61) et de sortir vivant (4,87 ; 1,52-15,58), les patients du service d'anesthésie bien plus de survivre (14,82 ; 3,91-56,17 ; p < 0,001), et aucun arrêt survenu hors de l'hôpital (59 sur 219) n'a laissé de survivant ^[291]. Sur les 47 chats, 26 (55 %) ont retrouvé une circulation, 16 (34 %) l'ont gardée au moins 20 minutes, 10 (21 %) étaient vivants à 24 heures et 9 (19 %) sont sortis, contre 3 % dans la série précédente du même hôpital (p = 0,0004). Huit des dix chats dont la circulation était revenue moins de 20 minutes ont été euthanasiés ^[288].

Les registres multicentriques donnent des survies plus basses. Dans le registre RECOVER de 2016 à 2021 (16 hôpitaux, 195 chats), la circulation revenait chez 58 chats (30 %), se maintenait plus de 20 minutes chez 25 (13 %), et 4 (2 %) sont sortis vivants, la défaillance respiratoire venant en tête des causes suspectées (20 %, deux espèces confondues), d'après le résumé ^[1146]. Sur les seuls arrêts intrahospitaliers de la même base, 56 chats (40,6 %) retrouvaient une circulation, 28 (20,3 %) la gardaient et 4 (2,9 %) sortaient. Le retour de la circulation et la survie y étaient associés à l'arrêt périanesthésique chez le chat comme chez le chien, et le retour de la circulation seul à une ETCO2 maximale d'au moins 15 mmHg et à une bradycardie initiale plutôt qu'une asystolie ^[1147]. Le rapport 2025 du registre, publié en 2026 et lu en texte intégral, porte sur 1 665 réanimations, dont 458 concernent des chats (27,5 %). Parmi ces 458 chats, la circulation revenait chez 129 (28,2 %) et se maintenait chez 77 (16,8 %), et 12 sont sortis vivants (2,6 % selon notre calcul, 3 % écrit) ^[264]. Au moment de l'arrêt, une anesthésie générale était en cours chez 22 des 458 chats (4,8 %), une sédation chez 30 des 436 renseignés (6,9 %). Le texte souligne que les résultats varient fortement selon le contexte, l'anesthésie notamment, sans isoler l'issue des seuls arrêts anesthésiques félins, et ses centres sont volontaires (dix hôpitaux universitaires et douze structures privées), le texte notant que la majorité sont des centres de référé ^[264]. La circulation revenait, à Berne, chez 23 % des animaux avant les recommandations et 28 % après, la survie passant de 1 à 4 %. L'anesthésie en cours augmentait les chances de retour de la circulation (rapport de cotes 4,26 ; IC 95 % 1,76-10,27), et la période suivant la publication de RECOVER, avec des formations annuelles, n'y était pas associée (rapport de cotes 1,38, IC 95 % 0,68-2,79) ^[292]. Parmi 15 chats et 25 chiens sortis vivants de trois hôpitaux (2012-2022), 85 % des arrêts étaient survenus sous anesthésie générale ou sédation. Huit pour cent ont fait de nouvelles convulsions, et un quart des propriétaires percevaient une incapacité persistante tout en jugeant la qualité de vie bonne, la stabilisation et l'amélioration neurologique pouvant demander 48 à 72 heures ^[293]. Réanimé pendant un bilan de cardiomyopathie, un British Shorthair ne présentait plus aucun déficit neurologique au réexamen, fait 4 à 12 semaines après l'événement chez les quatre animaux guéris de la série ^[1117].

Une réserve de l'étude de Davis. Dans sa discussion, l'étude écrit que la catégorie « arrêt périanesthésique » était large et incluait des animaux sédatés pour des actes peu invasifs ou diagnostiques, et que les animaux sous anesthésie générale au moment de l'arrêt, évalués à part, « did not have improved ROSC or survival to hospital discharge rates », sans chiffre. Ce constat porte sur un sous-groupe, alors que la même étude rapporte 77 % de retour de la circulation chez les chats en arrêt périanesthésique et un rapport de cotes de survie de 14,82 pour les patients du service d'anesthésie ^[291]. Les autres études vont dans le sens d'un meilleur pronostic de l'arrêt anesthésique ^{[289, 1147, 292, 1148]}.

La revue féline. Lue en entier, une revue américaine de 2021 donne des taux publiés de retour de la circulation de 42 à 71 % chez le chat, une survie à la sortie de moins de 10 % pour les arrêts de soins intensifs et jusqu'à 42 % pour les arrêts périanesthésiques, ces derniers ayant plus souvent une cause rapidement réversible. Les survies dépendent fortement du recours à l'euthanasie ^[1148]. Le chiffre de 42 % n'a pas été retrouvé dans les résumés des études de Géorgie et de Davis. Il viendrait d'une série de 1992 que la revue cite et qui n'a pas été lue [connu par S1148]. La même revue rappelle que la grande majorité des arrêts félins ne présentent pas de rythme choquable ^[1148].

Les recommandations RECOVER. En 2012, RECOVER comptait 101 recommandations cliniques et un algorithme ^[220]. La révision de 2024, établie selon la méthode GRADE et connue par son résumé, en compte 90, n'emploie plus l'adrénaline à palier élevé, et place la ventilation au masque avant le bouche-à-nez ^[226]. Les recommandations propres à l'arrêt anesthésique n'ont pas pu être lues.

Pharmacovigilance : ce qu'une déclaration prouve

La France. En 2023, l'agence a reçu 6 762 déclarations, 6 394 chez l'animal et 368 chez l'humain. Pour les déclarations animales transmises directement à l'agence et au centre de pharmacovigilance de Lyon, 90 % venaient de vétérinaires, et plus de 80 % des déclarations animales concernaient des carnivores domestiques, la moitié impliquant des vaccins ou des antiparasitaires externes, les deux classes les plus vendues ^[1149]. Le rapport définit le signal comme une information suggérant une nouvelle association causale possible ou un aspect nouveau d'une association connue, détecté par analyse des cas et par le rapport de cotes de déclaration, et les RCP de 55 médicaments ont été modifiés en 2023, contre 53 en 2022 ^[1149]. Ce rapport ne donne aucun chiffre par espèce ni par classe anesthésique. Les « Anesthésiques 3 % » de son infographie concernent les ruptures d'approvisionnement, non les effets indésirables ^[1149]. La fiche de l'agence demande de déclarer même sans certitude sur la responsabilité du médicament, notamment une mort, un effet inattendu ou un usage en dehors des conditions de l'autorisation, et rappelle que les études d'AMM, menées sur un nombre limité d'animaux, ne révèlent pas les effets rares ^[152]. Le seul bilan chiffré français trouvé sur un anesthésique du chat est la « soixantaine » de déclarations d'œdème pulmonaire ^[40].

L'Europe. L'agence européenne a reçu 33 656 déclarations en 2019 pour les produits à autorisation centralisée, 32 797 chez l'animal, chiens et chats représentant 87 % des cas, dont 5 430 déclarations pour 6 434 chats, et a examiné environ 740 signaux potentiels ^[1150]. Parmi les produits surveillés cette année-là, ceux dont la substance sert à l'analgésie ou à la sédation étaient le méloxicam, pour le surdosage chez le petit chien, et une spécialité de dexmédétomidine, pour la fréquence des erreurs de médication, sans aucun signal félin sur un anesthésique ou un opioïde ^[1150]. En 2018, 35 835 déclarations pour les mêmes produits, dont 4 775 chez le chat ^[1151]. Les recommandations réglementaires de 2023 pour les produits centralisés ne comportent aucune entrée pour la dexmédétomidine, la médétomidine, le méloxicam, la buprénorphine, l'alfaxalone, la kétamine ou le propofol ^[1152], et la dexmédétomidine inscrite à l'ordre du jour du comité d'octobre 2025 l'était pour une modification d'indication, non pour un signal de sécurité ^[1153]. Aucun bulletin européen postérieur à 2019 n'a été trouvé.

Ce qu'on ne peut pas en conclure. Sur 236 professionnels britanniques interrogés, 197 (83,5 %) avaient déjà déclaré un effet indésirable. Ils ne déclaraient pas quand l'effet était déjà connu (65,0 %), quand la causalité était incertaine (61,9 %) ou quand l'effet n'était pas grave (53,4 %). Pour ses auteurs, il est « rarely possible to be certain » qu'une déclaration corresponde à un vrai effet du médicament, et que la sous-déclaration fausse les incidences ^[153]. Une sous-déclaration marquée ressort aussi d'une enquête européenne de 3 545 vétérinaires ^[1154]. Les bilans annuels de l'agence britannique (2004 et 2006 à 2011) n'ont été vus que par leurs métadonnées ^[1155], et une thèse de Leipzig (2016) sur les déclarations liées à la kétamine et à la xylazine chez le chien et le chat, dont les résultats sont présentés séparément pour le chat, n'a pu être lue au-delà de sa table des matières ^[1156]. Une déclaration spontanée est un numérateur sans dénominateur : les 90 déclarations finlandaises et la soixantaine de déclarations françaises d'œdème pulmonaire disent que l'effet existe et comment il se présente, jamais à quelle fréquence il survient ^{[39, 40]}.

Comportement après l'anesthésie

Aucune étude publiée n'attribue à l'anesthésie elle-même un changement durable du comportement du chat, sur une cinquantaine de résultats examinés. Ce que voit le propriétaire au retour, et les quelques données qui s'y rapportent, sont décrits avec le réveil (voir § 9). Les changements rapportés après une chirurgie, hyporexie, somnolence, léchage de la plaie, vocalises, posture antalgique, relèvent, selon une revue mexicaine lue en résumé, de la réponse au stress et à la douleur ^[15]. Le conflit qui peut suivre le retour d'un chat séparé des autres pour un problème médical est décrit par une revue espagnole comme territorial ou défensif, probablement lié à une odeur différente, sans chiffre et sans que l'anesthésie soit nommée ^[36]. En 1985, les auteurs bernois signalaient pour le chien une agressivité jusqu'à 12 heures après certaines associations neuroleptiques et de brèves « absences » pendant un à deux jours, sans rien de chiffré chez le chat ^[305]. Après un arrêt cardiorespiratoire réanimé, un quart des propriétaires perçoivent une incapacité persistante, allant d'un changement de comportement à un besoin de soins pour l'alimentation et le décubitus, chiens et chats confondus ^[293]. Des propriétaires de chats donneurs de sang voyaient leur chat revenir plus vite à son comportement habituel après le sévoflurane qu'après une association injectable ^[1120].

Déclin cognitif du chat âgé

Il n'existe pas de données félines sur un déclin cognitif postopératoire comparable à celui décrit chez l'humain. La seule pièce est une thèse toulousaine de 2021, fondée sur un questionnaire soumis aux propriétaires à trois temps (avant l'intervention, 48 heures et 15 jours après) autour de la stérilisation de convenance de jeunes chiens et chats sains, et elle ne montre pas, d'après son résumé, de déficit cognitif cliniquement handicapant ^[14]. Elle ne dit rien du chat âgé. Cinq chats implantés, d'âge non précisé dans le résumé, ne présentaient aucune anomalie électroencéphalographique ni comportementale dans les cinq à sept jours suivant un agent volatil ^[1132]. Le seul lien que nous ayons trouvé entre l'âge et une séquelle sensorielle concerne la surdité, à laquelle les animaux âgés semblaient plus exposés ^[165]. L'âge croissant est un facteur de risque de mort dans CEPSAF, non de séquelle cognitive ^[85]. Les populations particulières, chat âgé compris, sont traitées à part (voir § 11).

Ce qu'ajoutent les thèses et la littérature non anglophone

Les thèses et articles non anglophones ajoutent à cette partie quatre éléments que le volet anglophone n'avait pas. Le premier est une cécité postanesthésique par hypoxie, sans ouvre-bouche, décrite dès 1985 ^[305]. Viennent ensuite la description clinique des réactions anaphylactoïdes à l'alfaxalone-alfadolone ^{[305, 306]}, et deux mesures d'une souffrance tubulaire rénale passagère sous anesthésie, qui nuancent sans la contredire l'absence d'étude d'incidence de la lésion rénale aiguë ^{[1141, 646]}. Le dernier tient à l'œil : dans une thèse munichoise de 2013 portant sur 41 chats aux yeux sains, la production de larmes restait diminuée jusqu'à 6 heures après la chirurgie du côté de la pommade et 18 heures du côté du gel, sans lien avec les paramètres anesthésiques ^[1157]. Du côté de la pommade, le blépharospasme, présent chez 38 chats sur 41 à 2 heures (92,7 %), durait encore chez 4 des 22 chats examinés à 72 heures (18,2 %), et une érosion cornéenne guérie sous traitement est apparue chez un chat (2,4 %) ^[1157]. La conséquence au retour à la maison est décrite avec le réveil (voir § 9). Les anesthésies répétées à l'alfaxalone ^[638], le propofol en radiothérapie ^[615] et l'hémolyse sous étomidate ^[654] complètent la question des hématies et des anesthésies répétées, la thèse sur la pharmacovigilance de la kétamine ^[1156] restant inexploitée.

11. Populations et situations particulières

Sur les 175 sources réunies pour cette partie, 4 ont été lues en texte intégral, 22 en partie, 133 en résumé seul et 16 par leurs seules métadonnées. Dix lignes du tableau des sources regroupent deux ou trois références, et 29 sources viennent d'une recherche complémentaire dans les thèses, les mémoires et la littérature non anglophone. Trois publications de 2025 et 2026 s'y ajoutent, deux lues en résumé et une recommandation lue en partie. Pour la plupart des populations décrites ici, aucune cohorte anesthésique n'existe : les chiffres viennent de la chirurgie qui réunit ces chats (urologie, thyroïde, césarienne, hernie diaphragmatique), de la maladie elle-même ou de recommandations d'experts, et le texte le précise à chaque fois. La mortalité selon l'âge, le poids, la race et l'urgence est traitée avec les facteurs de risque (voir § 2), le statut des médicaments cités avec la réglementation (voir § 12).

Chatons et stérilisation précoce

Le mot « chaton » ne désigne pas le même animal d'une étude à l'autre. Une revue allemande de 1997, connue par son résumé anglais, réserve le terme pédiatrique aux 12 premières semaines, en raison de l'immaturité des organes, et range ces patients parmi les sujets à haut risque anesthésique ^[1158]. La revue du refuge RSPCA de Manchester (2011), lue en partie, définit la stérilisation précoce comme faite avant 4 mois ^[154], une enquête française la fixe avant 16 semaines ^[158], et les essais retiennent moins de 12 semaines ^[156], moins de 24 semaines ^[1159], moins de 5,5 mois ^[157], 8 à 12 semaines ^{[155, 1160, 1161]}, 10 semaines à 6 mois ^[119], 6 mois au plus ^[1115] ou moins de 4 mois ^[120]. Ces séries ne se superposent donc pas.

Ce qui change. La physiologie pédiatrique n'est décrite, parmi les sources lues en texte, que par la revue de 2011. Le myocarde y a une forte part de tissu non contractile et une compliance ventriculaire limitée, le système sympathique immature bride la réponse cardiaque, et une faible perte de sang suffit à faire chuter la pression ^[154]. Les enzymes hépatiques restent immatures jusque vers 12 semaines et ralentissent le métabolisme des médicaments. Filtration glomérulaire et débit sanguin rénal sont réduits, le pouvoir de concentration urinaire faible expose à la déshydratation, et l'albuminémie, basse jusque vers 8 semaines, potentialise les molécules liées aux protéines ^[154]. Sur cette base, les auteurs tirent trois préoccupations, la sensibilité aux médicaments, la prolongation des effets et une compensation cardiovasculaire limitée, et jugent l'hypothermie nettement plus probable pendant l'acte et le réveil ^[154]. Sur l'anesthésie péripartum et néonatale, une revue de 2001, lue en résumé, annonce une description de la physiologie et de la pharmacologie du nouveau-né sans chiffre ^[1162], et une revue de 1991 sur les chiots et les chatons n'est connue que par son titre ^[1163]. Pour les chatons de moins de 6 semaines, aucune étude clinique d'anesthésie n'a été trouvée.

Hypoglycémie : trois recommandations, une seule mesure. La crainte de l'hypoglycémie fonde le jeûne court du chaton. La revue RSPCA de 2011 limite ce jeûne à 3 ou 4 heures, à 2 ou 3 heures avant 8 semaines, l'eau restant accessible jusqu'à une heure avant, et rappelle qu'une glycémie rarement surveillée peut expliquer un réveil prolongé ^[154]. De 6 à 16 semaines, les recommandations de l'ASV de 2016, lues en texte intégral, prévoient un petit repas 2 à 4 heures avant l'intervention et jamais plus de 4 heures sans nourriture ^[90]. Le tableau de l'AAHA de 2020 descend à 1 ou 2 heures au plus avant 8 semaines ou sous 2 kg, avec une glycémie surveillée et un passage en premier dans la journée ^[54] (voir § 3). Face à ces trois textes, une seule mesure a été publiée. En Arizona (étude prospective, 2018, d'après le résumé), 75 chatons de refuge de 8 à 16 semaines, à jeun depuis la veille puis stérilisés, n'ont eu ni signe clinique ni hypoglycémie, définie par les auteurs comme une glycémie inférieure à 60 mg/dl, et aucun chaton n'est non plus descendu sous 70 mg/dl après l'acte ^[55]. Une hyperglycémie postopératoire, définie au-delà de 150 mg/dl, en touchait 44 %, soit 33 sur 75 selon notre calcul, et la note d'état corporel était le seul prédicteur de la glycémie à jeun. Chez l'animal sain, pour un acte court, les auteurs jugent la crainte de l'hypoglycémie peut-être injustifiée ^[55]. Dans l'essai randomisé de la même équipe, sur 75 chatons et d'après le résumé, le sirop de maïs déposé sur les gencives après l'acte n'élevait pas significativement la glycémie, aucun chaton n'est descendu à 60 mg/dl ou moins, et les auteurs demandent de réévaluer ce geste de routine ^[1164]. Les deux camps ne parlent pas tout à fait du même animal : les recommandations visent d'abord les moins de 8 semaines, la mesure commence à 8 semaines, et aucune glycémie de chaton à jeun plus jeune n'a été publiée. Postérieur de deux ans à la mesure, le texte de l'AAHA ne l'a pas suivie ^{[54, 55]}. L'hyperglycémie mesurée s'accorde avec l'effet des alpha-2, qui réduisent la sécrétion d'insuline ^[154] (voir § 4).

Hypothermie. Dans l'essai belge de 2015, lu en partie, des chatons de 8 à 12 semaines posés sur une couverture à circulation d'eau chaude, réchauffés au réveil, avec une température relevée toutes les 15 minutes jusqu'à l'éveil, finissaient la chirurgie à 36,8 à 37,3 °C de moyenne selon le groupe ^[155]. En Floride, 43 chatonnes de 8 à 18 semaines avaient une température rectale moyenne de 35,1 °C après 35 minutes de préparation et de chirurgie, que la peau ait été rincée à l'alcool ou à l'eau (essai randomisé, 2021, d'après le résumé, p = 0,84) ^[813]. Le réchauffement n'est pas décrit dans ce résumé : l'écart entre les deux séries reflète des pratiques, pas l'âge. Une tonte modérée, un mouillage minimal, une isolation poursuivie au réveil, une couveuse pour les plus jeunes et le retour à la portée dès un réveil comparable sont décrits par la revue de 2011 ^[154]. L'hypothermie peranesthésique en général est traitée avec la surveillance (voir § 7).

Les agents, décrits sans dose. Le grand essai belge (448 chats, dont 380 chatons de 8 à 12 semaines et 68 chats de 6 à 8 mois, randomisé, 2015) compare les voies ^[155]. Les deux protocoles intramusculaires, un alpha-2 et la buprénorphine suivis de kétamine, ou médétomidine, buprénorphine et kétamine en une seule injection, donnaient une meilleure anesthésie et moins d'effets indésirables que l'alpha-2 déposé sur la muqueuse buccale. Après la prémédication, 54 chatonnes sur 84 (64,3 %) vomissaient par voie buccale, 14 sur 90 (15,6 %) par voie intramusculaire et 0 sur 20 avec l'injection unique, et chez les mâles 55 sur 76 (72,4 %), 15 sur 77 (19,5 %) et 0 sur 29. Une anesthésie complémentaire a été nécessaire chez 12 chatonnes sur 84 (14,3 %), 5 sur 93 (5,4 %) et 1 sur 20 (5,0 %) ^[155]. Le groupe intramusculaire des chatonnes compte 93 animaux dans les autres lignes du même tableau, et le dénominateur de 90 n'est pas expliqué dans la page lue (14 sur 93 donneraient 15,1 %). Rapporté au poids, le palier d'alpha-2 et de kétamine était plus élevé chez les chatons que chez les chats de 6 à 8 mois, et aucune mort anesthésique n'a été comptée sur les 448 animaux ^[155]. Le réveil restait long au regard d'un acte bref, la position sternale venant 158 à 181 minutes après en moyenne chez les chatonnes selon le protocole, et les auteurs estiment qu'un antagoniste de l'alpha-2 l'aurait probablement raccourci ^[155]. Sur 100 mâles de 2 à 66 mois, un essai britannique randomisé de 2016 le montre, d'après le résumé : l'atipamézole ramenait la station debout de 150 ± 38 à 79 ± 51 minutes après médétomidine et de 126 ± 27 à 70 ± 22 minutes après dexmédétomidine, plus vite encore chez les chatons, avec des effets indésirables minimes ^[1115].

Le protocole dit « quad », décrit par la revue RSPCA, réunit médétomidine, kétamine, midazolam et buprénorphine dans une seule injection intramusculaire. Il est né du constat que les protocoles intramusculaires autorisés n'obtenaient pas une profondeur fiable chez les chatons les plus légers, surtout sous 1,5 kg. Le midazolam y permet un palier plus faible d'alpha-2 et stimule l'appétit au réveil, ce que la revue juge utile contre l'hypoglycémie et l'hypothermie ^[154]. À Boston, en 1993, 96 chatons de 6 à 14 semaines ont reçu l'une de quatre associations intramusculaires, d'après un résumé tronqué : toutes sédataient et induisaient vite, la tilétamine-zolazépam donnait la meilleure analgésie de castration mais le réveil le plus long et le moins bon, les associations à opioïde le réveil le plus court, et antagoniser l'opioïde ne changeait rien au réveil ^[1165]. Sur 34 chatons de moins de 12 semaines induits à l'alfaxalone intraveineuse, puis entretenus à l'isoflurane (25) ou par alfaxalone répétée (8), soit 33 d'entre eux, une série australienne de 2012 menée par le fabricant jugeait acceptables l'induction, l'entretien et le réveil, sans groupe témoin, d'après le résumé ^[637]. Pourtant, le RCP français de la seule alfaxalone autorisée écrit que son innocuité n'est pas démontrée avant 12 semaines ^[87]. D'autres RCP posent des limites voisines : innocuité non établie avant 4 ou 5 mois selon la spécialité de propofol ^[86], administration non étudiée avant 12 semaines pour la dexmédétomidine ^[198], innocuité non démontrée avant 5 mois pour une méthadone ^[27], contre-indication avant 6 semaines pour le méloxicam ^[125], avant 4 mois pour RIMADYL INJECTABLE et avant 5 mois pour les cinq autres carprofènes injectables lus ^[202]. En Grèce, sur 40 chatons de laboratoire de 12 à 15 semaines anesthésiés deux fois à l'isoflurane (2009, essai croisé randomisé, d'après le résumé), un reflux gastro-œsophagien presque toujours acide et jamais visible survenait chez 20 avec un masque laryngé contre 9 avec une sonde trachéale (p = 0,013) ^[93] (voir § 6).

La douleur. Sur 145 chattes, dans un essai prospectif britannique de 2014 lu en résumé, les 60 chatonnes de moins de 4 mois avaient la même sensibilité de plaie que les 85 adultes mais une composante affective de la douleur plus faible, et ni la gestation ni les chaleurs ne modifiaient les scores ^[120]. À Montréal, sous un protocole injectable sans opioïde, 15 chatonnes sur 15 ont eu besoin d'une analgésie de secours sans analgésie multimodale, contre 1 sur 14 avec méloxicam et bupivacaïne intrapéritonéale (essai randomisé en aveugle, 2023, 29 chatonnes de 10 semaines à 6 mois, d'après le résumé, p < 0,001), et la douleur réduisait la prise alimentaire ^[119]. Quant aux échelles de douleur validées chez la chatonne, elles sont présentées avec l'analgésie (voir § 8).

Complications et mortalité. Au Texas, en 1997, 775 chats et 1 213 chiens randomisés selon l'âge estimé de la stérilisation (moins de 12 semaines, 12 à 23, 24 et plus) avaient 2,9 %, 3,2 % et 3,0 % de complications majeures, et 3,6 %, 5,6 % et 7,8 % de complications mineures, plus fréquentes chez les plus âgés, les deux espèces étant confondues dans le résumé ^[156]. En Belgique, la gonadectomie prépubère de 380 chatons s'est révélée aussi sûre qu'à l'âge traditionnel quelle que soit la technique, et plus rapide avec les ligatures chez la femelle et le nœud du cordon chez le mâle, d'après le résumé ^[1160]. Sur 800 chatons de refuge belges (essai prospectif, 2015, d'après le résumé) randomisés entre une stérilisation à 8-12 semaines et une à 6-8 mois, ni la mortalité jusqu'à 7 jours après le retour au refuge, ni les problèmes du premier mois, ni l'état de santé à 24 mois ne différaient, chiffres absents de ce résumé ^[1161]. Les auteurs posent deux conditions, un contrôle strict des maladies infectieuses et une observation postopératoire avant l'adoption ^[1161]. En Australie, 19 complications de plaie sur 312 chattes de refuge (6,09 %), sans lien avec l'âge, étaient 4,59 fois plus probables par voie médiane que par le flanc chez les chatonnes de 12 semaines ou moins (série rétrospective, 2015, d'après le résumé) ^[1122]. L'hôpital RSPCA de Manchester donne pour 2009 une morbidité à 3 jours inférieure à 0,1 % après stérilisation précoce, sans dénominateur ^[154]. 263 chats de refuge texans suivis 37 mois en médiane (cohorte, 2000, d'après le résumé) ne présentaient pas, au long cours, plus de maladies infectieuses, de troubles du comportement ni d'atteinte d'aucun appareil après une stérilisation prépubère ^[1159]. À Cornell, chez 1 660 chats suivis jusqu'à 11 ans (cohorte rétrospective, 2004, d'après le résumé), une stérilisation avant 5,5 mois ne s'associait à aucune hausse de la mortalité, des abandons ni des affections graves ^[157]. Au Japon, 131 chatons de 1 à 4 mois stérilisés tôt dans un programme de lutte contre les chats errants, vaisseaux coagulés au bistouri électrique, n'ont présenté aucun effet indésirable pendant ni après l'intervention, et les 32 propriétaires interrogés après les 6 mois du chat se disaient satisfaits (série clinique, 2005, résumé anglais d'un article en japonais) ^[1166]. Le protocole anesthésique n'y est pas décrit. La stérilisation à 7, 8 ou 9 semaines n'a pas altéré la réponse sérologique aux vaccins vivants de 32 chatons exempts d'organismes pathogènes spécifiés (Floride, essai prospectif contrôlé, 2008, d'après le résumé), et les auteurs admettent la vaccination en période périopératoire ^[159]. La réponse inflammatoire précoce au vaccin ne différait pas non plus, ex vivo, entre chattes vigiles et anesthésiées, selon une thèse toulousaine de 2025, lue en résumé, chez 25 chattes jeunes et saines ^[160]. La mortalité anesthésique selon l'âge et le poids est traitée avec les facteurs de risque (voir § 2).

En France et ailleurs. En 2017, 999 éleveurs ont répondu à une enquête en ligne de VetAgro Sup relayée par le LOOF (publiée en 2020, lue en partie) : 49 % demandaient toujours la stérilisation avant la vente, 32 % jamais, et 83 % de ceux qui la faisaient faire la plaçaient à 12 semaines ^[158]. Parmi les 516 éleveurs ayant fait stériliser tôt, 451 (87,4 %) n'avaient connu aucun incident, 39 (7,6 %) des incidents et 22 (4,3 %) des « accidents », que les auteurs définissent comme des événements menaçant la vie. Ces proportions comptent des éleveurs, non des chatons, dont l'article reconnaît ignorer le nombre total, et 451, 39 et 22 font 512, quatre réponses étant inutilisables car hors sujet, selon l'article ^[158]. L'anesthésie était la première inquiétude citée dans les commentaires libres (24 sur 157, 15,3 %), et près de la moitié des éleveurs qui ne faisaient pas stériliser tôt invoquaient le refus de leur vétérinaire (116 sur 245, 47,3 %) ^[158]. 567 éleveurs et 126 vétérinaires français ont été interrogés dans une thèse de 2023, lue en résumé ^[1167]. Parmi les éleveurs, 68 % font stériliser tôt (avant 16 semaines) de façon systématique et 24 % jamais, pourcentages sans effectif dans le résumé. Ceux qui stérilisent tôt pensent à 70 % que l'animal supporte mieux l'intervention jeune, quand 51 % des réfractaires redoutent un effet négatif sur la santé du chaton ^[1167]. Côté vétérinaire, 54 % se disent favorables, mais les chatons ne font que 10 % de leurs stérilisations, 19 % seulement appliquent une durée de jeûne adaptée au chaton, et 58 % trouvent le réveil et la récupération plus rapides qu'à l'âge habituel ^[1167]. Cette impression déclarée rejoint le réveil plus rapide des chatons mesuré après antagonisation de l'alpha-2 ^[1115], alors que l'essai belge jugeait ce réveil long au regard de l'acte ^[155]. D'une enquête française à l'autre, ni l'échantillon interrogé ni la pratique ne sont les mêmes (« toujours avant la vente » d'un côté, « systématiquement avant 16 semaines » de l'autre) : l'écart entre 49 et 68 % ne mesure pas une évolution ^{[158, 1167]}. En Australie, sur 7 463 chattes stérilisées nées entre 2010 et 2017 et suivies dans les dossiers électroniques de VetCompass, 21,5 % l'étaient à 4 mois, 59,8 % à 6 mois et 85,4 % à un an, plus tôt qu'avant 2010 (OR 1,76 pour une stérilisation à 4 mois ou avant), d'après le résumé d'une étude publiée en 2021 ^[1168]. Ailleurs en Europe, la crainte de l'anesthésie revient comme frein. Aux Pays-Bas, un mémoire d'Utrecht de 2013, lu en résumé, trouve que 21 % des vétérinaires pratiquent la castration juvénile (6 à 16 semaines), qui représente 9,0 % des castrations, que 89 % recommandent l'âge habituel de 6 à 9 mois, et que leurs principales inquiétudes « are related to anaesthesia and long-term complications », l'effectif n'étant pas donné ^[1169]. L'auteure situe les marges de progrès dans la surveillance de la température, l'alimentation au réveil et l'analgésie postopératoire ^[1169]. Pour un mémoire de Liège de 2021, lu en résumé, la réticence des vétérinaires est le plus grand frein à la stérilisation précoce en Europe ^[1170], et une thèse brésilienne de 2019, revue de la littérature lue en résumé, décrit des praticiens « intimidated by the technique » ^[1171].

Recommandations datées. En 2011, la revue RSPCA décrit jeûne court, extubation, isolation et retour à la portée ^[154]. L'AAFP de 2018 traite les stades de vie dans une figure que l'outil de lecture web n'a pas rendue en texte, et rappelle que la manipulation adaptée au chat et le risque d'hypothermie valent pour tous les chats ^[11]. Surtout chez le petit patient et le nouveau-né, l'AAHA de 2020 abrège le jeûne et fait surveiller la glycémie ^{[54, 20]}. Les recommandations des programmes de stérilisation de l'ASV (2008 et 2016) sont présentées avec les refuges.

Gériatrie féline

Les âges qui définissent le chat âgé ont changé d'une version à l'autre. En 2010, l'AAFP et l'AAHA distinguaient un stade mature (7 à 10 ans), sénior (11 à 14 ans) et gériatrique (15 ans et plus) ^[1172]. Leur révision de 2021 ne garde qu'un stade sénior, au-delà de 10 ans, suivi d'un stade de fin de vie qui peut survenir à tout âge, et qualifie ces bornes de démarcations inévitablement arbitraires ^[311]. Le tableau 3 du même texte écrit pourtant, dans la version web lue, « Senior (<10 years) », à l'inverse du texte ^[311]. Cette même année, les recommandations de l'AAFP sur le chat âgé, lues en partie, qui mettent à jour celles de 2009, lues en partie sur leur page PMC ^[106], admettent qu'un chat puisse être sénior dès 8 ans et font de « gériatrique » un état de santé sans âge associé ^[107]. Une revue irlandaise de 2008, lue en texte intégral, place le seuil gériatrique à 75-80 % de l'espérance de vie, soit vers 14 ans ^[164], la revue allemande de 1997 à 80 % ^[1158]. CEPSAF découpe à 12 ans (voir § 2), seuil que l'AAFP de 2021 reprend pour le risque anesthésique ^[107]. Une étude qui écrit « chat âgé » ne dit donc rien de précis tant qu'elle ne donne pas sa borne.

Ce qui change. Les descriptions viennent surtout de revues qui confondent chien et chat. Celle de 2008 décrit une réserve cardiaque réduite, des réflexes autonomes ralentis (baroréflexe, vasoconstriction), un poumon moins élastique dont les petites voies aériennes se ferment à un volume plus élevé, une clairance hépatique allongée de nombreux anesthésiques et une thermorégulation altérée, d'où des besoins moindres en agents injectables et inhalés ^[164]. Elle avance que 15 à 20 % des chats et chiens gériatriques auraient une insuffisance rénale, et que le frisson du réveil augmenterait la consommation d'oxygène jusqu'à 400 %, deux chiffres donnés sans source primaire dans la page lue ^[164]. Pour l'AAFP de 2021, la tachycardie est mal tolérée et la réserve cardiaque diminuée répond mal aux pertes comme aux surcharges liquidiennes. Les autres changements (foie, rein, thermorégulation, réveil prolongé) y sont décrits chez l'humain puis supposés chez le chat, avec un risque de surdosage qui augmenterait fortement sans ajustement ^[107]. En 2012, une revue de pharmacologie gériatrique prend le contre-pied, d'après le résumé : l'animal âgé en bonne santé aurait une physiologie, et sans doute une pharmacologie, voisines de l'adulte, et ce sont les dysfonctions d'organe infracliniques et les maladies avérées qui modifient la réponse aux médicaments ^[1173]. Une seconde revue de la même année, sur l'anesthésie et l'analgésie gériatriques, n'apporte rien de chiffré dans son résumé ^[1174]. Aucune mesure féline de la baisse de la MAC avec l'âge n'a été trouvée : l'affirmation repose sur l'humain et le chien.

Les comorbidités. L'AAFP de 2021 chiffre l'hyperthyroïdie à 10 % des chats de plus de 10 ans, l'arthrose jusqu'à 74 % des chats de 12 ans et plus, dont environ 68 % ont aussi une maladie rénale chronique, et situe le plus souvent l'hypertension après 10 ans ^[107]. Plus de 25 % des chats de 11 ans et plus y présentent des changements de comportement sans cause médicale reconnue ^[107] (voir § 10). Le recouvrement entre arthrose et maladie rénale revient dans l'AAFP de 2018 (68,8 % des chats inclus dans les études d'arthrose), qui demande de la prudence dans le positionnement pendant l'anesthésie ^[11]. Selon les études citées par iCatCare en 2026, la maladie rénale chronique touche 28 à 81 % des chats de plus de 12 ans ^[76], et la cardiomyopathie hypertrophique jusqu'à 29 % des chats âgés selon l'ACVIM (voir § 3). La seule série française trouvée, une thèse d'Alfort de 2022 lue en résumé, relève chez 220 chats gériatriques suivis au centre hospitalier universitaire de 2011 à 2021 une hypertension chez 50,9 %, une maladie rénale chronique chez 49,1 %, une hyperthyroïdie chez 29,1 %, une tumeur chez 26,8 %, une entéropathie chronique chez 24,1 %, une cardiomyopathie chez 12,7 % et un diabète chez 11,4 %, soit 112, 108, 64, 59, 53, 28 et 25 chats selon notre calcul ^[163]. C'est une population hospitalière, sans donnée d'anesthésie dans le résumé, qui ne se compare pas aux prévalences des recommandations. Un chapitre allemand de 2014 sur l'anesthésie du patient âgé n'est connu que par son titre ^[1175], et un mémoire de Liège de 2022 sur la consultation du chat de 11 ans et plus ne parle pas d'anesthésie dans son résumé ^[1170]. Sarcopénie et fragilité, associées à un moins bon pronostic, retiennent l'attention de l'AAFP de 2021, qui précise que l'âge seul n'est pas un facteur de fragilité ^[107]. Fragilité et issue anesthésique ne sont reliées par aucune étude féline. La recommandation de l'AAHA de 2023 sur l'animal âgé, lue en résumé, résume la position commune par « old age is not a disease » ^[162].

Le risque mesuré. Le seul chiffre ajusté de mortalité est celui de CEPSAF, présenté avec les facteurs de risque (voir § 2). Aucune étude des complications non mortelles (hypotension, hypothermie, réveil) stratifiée par âge n'a été trouvée chez le chat. Une idée isolée en est donnée par deux rapports de cas : une bradyarythmie inhabituelle chez un chat hypertendu de 14 ans anesthésié pour des soins dentaires (Australie, 2007, d'après le résumé) ^[1176], et une dissociation auriculo-ventriculaire isorythmique chez un chat âgé, publiée au Japon en 2026 et connue par son seul titre ^[1177]. Pour la radiothérapie, une série zurichoise de 1996, lue en résumé, juge les anesthésies répétées possibles « even in geriatric patients », sans effectif félin ^[615].

Les alpha-2 : deux positions. La revue irlandaise de 2008 conseille d'éviter autant que possible les alpha-2 chez l'animal âgé, leurs effets cardiovasculaires étant jugés trop délétères. Elle retient des benzodiazépines à palier faible, le propofol pour l'induction, l'isoflurane plutôt que l'halothane, et écarte l'induction au masque, l'anticholinergique systématique et l'acépromazine chez l'animal sous IECA ^[164]. Un alpha-2 à palier faible est au contraire admis par l'AAFP de 2018, y compris chez le chat atteint de cardiomyopathie hypertrophique, quand la réduction du stress et de la tachycardie et l'épargne d'anesthésique volatil l'emportent sur le risque ^[11] (voir § 4). Dix ans séparent les deux textes, et la page lue de la revue de 2008 ne cite aucune étude féline à l'appui de sa position. Aucun essai ne compare les deux attitudes chez le chat âgé. Pour le risque d'insuffisance hépatique iatrogène, la même revue écarte chez le chat le diazépam oral ^[164], et l'AAFP de 2021 rappelle les mesures de réduction du stress, dont la gabapentine donnée avant la visite ^[107].

Surveillance et réveil. Au minimum, la revue de 2008 demande un stéthoscope œsophagien, un oxymètre et une pression non invasive, recommande en plus ECG, capnographie et température, vise une pression moyenne au-dessus de 70 mmHg et donne de l'oxygène à tout patient gériatrique au réveil ^[164]. Il s'agit d'avis d'experts, sans étude féline comparative. De 2010 à 2021, la catégorie gériatrique a disparu des stades de vie pour devenir un état de santé ^{[1172, 311, 107]}.

Le chat cardiopathe

Le dépistage avant l'anesthésie, la prévalence de la cardiomyopathie hypertrophique et la valeur du souffle et du NT-proBNP sont traités avec l'évaluation préanesthésique (voir § 3), les alpha-2 et l'obstruction dynamique avec la sédation (voir § 4), la surcharge liquidienne peranesthésique avec la surveillance (voir § 7).

Aucune cohorte anesthésique. Sur les chats cardiopathes connus, aucune étude de mortalité ou de morbidité anesthésique n'a été trouvée, et les grandes enquêtes de mortalité n'isolent pas la cardiopathie comme facteur (voir § 2). Le risque connu est celui de la maladie. La cohorte rétrospective internationale REVEAL (21 pays, 2018, d'après le résumé) relève que 30,5 % des 1 008 chats atteints de cardiomyopathie hypertrophique préclinique ont fait une insuffisance cardiaque ou une thromboembolie, et 27,9 % sont morts d'une cause cardiovasculaire pendant l'étude. Le risque cumulé d'insuffisance cardiaque atteignait 7,0 % à 1 an, 19,9 % à 5 ans et 23,9 % à 10 ans, celui de thromboembolie 3,5 %, 9,7 % et 11,3 %, sans différence entre forme obstructive et non obstructive ^[1178]. Ces pourcentages, sans effectif dans le résumé, correspondent à environ 307 et 281 chats selon notre calcul, et décrivent la maladie, pas l'anesthésie.

Les déclencheurs. À Tufts, dans une série rétrospective de 260 chats (1990-1999, publiée en 2002, d'après le résumé), la fluidothérapie intraveineuse, l'anesthésie, la chirurgie et une corticothérapie récente figuraient parmi les événements ayant pu précipiter l'insuffisance cardiaque, sans nombre ^[1179]. D'après le consensus de l'ACVIM de 2020, lu en texte intégral, anesthésie générale, fluidothérapie et glucocorticoïdes à libération prolongée font partie des interventions qui justifient une évaluation cardiaque à partir de 9 ans, et les chats dont l'insuffisance suit un tel déclencheur pourraient vivre plus longtemps que ceux qui décompensent spontanément ^[61]. Une clinique féline texane contredit en partie le rôle des corticoïdes retard (étude rétrospective avec témoins, 2023, résumés anglais et français) : 6 insuffisances cardiaques sur 732 chats traités par acétate de méthylprednisolone (0,82 %) contre 6 sur 310 témoins, que l'article chiffre à 1,90 % et notre calcul à 1,94 % ^[1180]. Cette étude ne porte pas sur l'anesthésie.

L'épaississement myocardique transitoire. Le phénomène est présenté avec l'évaluation préanesthésique (voir § 3) et la surveillance (voir § 7). Aux Pays-Bas (cas-témoins rétrospectif, 2026, lu en partie), 15 chats ont fait une insuffisance cardiaque après une stérilisation, à un âge médian de 222 jours, 5 jours en médiane (1 à 14) après l'anesthésie, face à 300 témoins ^[37]. Tous avaient reçu de la kétamine et un alpha-2, comme les témoins, mais à un palier de kétamine plus élevé. Aucun n'avait reçu de buprénorphine ni de lidocaïne intratesticulaire, contre 279 témoins sur 300 (93,0 %) et 135 mâles témoins sur 180 (75,0 %), et 12 sur 15 (80,0 %) avaient eu un anti-inflammatoire pendant ou juste après l'acte, contre 299 sur 300 (99,7 %) ^[37]. Les auteurs avancent l'hypothèse d'une analgésie insuffisante, qui déclencherait l'épaississement par la libération de catécholamines, et écrivent eux-mêmes leurs limites : petit effectif, protocoles non standardisés, aucun diagnostic invasif, facteurs de confusion non pris en compte, dossiers incomplets ^[37]. Leur résumé donne 83,3 % de cas traités par méloxicam, pourcentage qui ne tombe sur aucun entier de 15 et correspond sans doute à 10 des 12 chats traités. Dix des 15 chats ont survécu, 5 étant euthanasiés avant guérison ^[37].

La série européenne de 2018 donnait une tout autre issue : 21 chats sur 21 ont survécu, et l'anesthésie générale précédait l'épisode chez 7 d'entre eux (33 %, notre calcul) ^[38]. Ces deux séries sont rétrospectives et petites, et l'écart de survie, 21 sur 21 contre 10 sur 15, tient peut-être davantage aux euthanasies, décidées par les propriétaires, qu'à la maladie. En Italie (série rétrospective, 2023, d'après le résumé), 27 chats d'âge médian 3 ans avaient un événement antérieur documenté dans 9 cas (33,3 %), et tous une lésion myocardique à l'admission, avec une insuffisance cardiaque chez 25, une hypothermie chez 13, une hypotension chez 8 et une bradycardie chez 7 ^[1181]. En Corée du Sud (série rétrospective, 2025, d'après le résumé), 16 des 53 chats à phénotype de cardiomyopathie hypertrophique suivis par échographies répétées avaient en fait un épaississement transitoire (30,2 %, notre calcul), prévalence que les auteurs jugent peut-être plus élevée qu'on ne le pense ^[1182]. Une Ragdoll néo-zélandaise de 15 mois, en insuffisance cardiaque une semaine après une ovariohystérectomie de routine, troponine I très élevée, a guéri en deux semaines et ses traitements ont été arrêtés (rapport de cas, 2024, d'après le résumé) ^[863]. Une Bengal japonaise de 14 mois, sans maladie connue, a fait une détresse respiratoire 9 jours après sa stérilisation, fils déjà retirés, avec hypertrophie ventriculaire gauche, dilatation atriale et œdème pulmonaire, puis a guéri sous diurétiques, l'hypertrophie régressant en un mois sans récidive deux ans après l'arrêt du traitement (rapport de cas, 2025, résumé japonais traduit par nos soins) ^[1183]. Son délai de 9 jours dépasse la médiane néerlandaise de 5 jours tout en restant dans l'intervalle observé (1 à 14) ^[37]. Un autre cas japonais, survenu le lendemain d'une castration, est présenté avec la sédation (voir § 4).

Les agents. La hausse de post-charge des alpha-2 pourrait réduire le débit cardiaque du chat atteint, écrit l'AAFP de 2018, qui en fait une réserve, mais un palier faible peut se justifier, et l'innocuité de l'alfaxalone-butorphanol n'a pas été confirmée dans la cardiomyopathie hypertrophique ^[11]. Dans la cardiomyopathie hypertrophique, kétamine et tilétamine-zolazépam sont écartées par deux revues (voir § 4), et la série néerlandaise associe un palier élevé de kétamine à l'épaississement transitoire, association rétrospective qui n'établit pas de causalité ^[37]. Publiée en allemand en 1995, une série de l'Ohio (137 chiens et 13 chats cardiopathes référés, résumé anglais) décrit les protocoles employés sans aucun chiffre propre au chat ^[333]. La suite de cette série, en deux articles de 1995 et 1996 lus en résumé, rapporte des arythmies après la prémédication et pendant l'anesthésie, une bradycardie sinusale dans 15,3 % des cas et des extrasystoles ventriculaires dans 14 %, une ventilation contrôlée pendant toute thoracotomie et une analgésie postopératoire nécessaire chez 20 %, chiens et chats toujours confondus ^[333]. En insuffisance aiguë, l'ACVIM envisage une sédation anxiolytique, le butorphanol étant cité en exemple, avec une manipulation douce, un lieu calme et une cachette, et admet une sédation pour l'échocardiographie quand elle est nécessaire, l'examen du chat vigile restant l'idéal ^[61]. L'acépromazine en insuffisance cardiaque ^[29], la dexmédétomidine dans les troubles cardiovasculaires ^[198] et la tilétamine-zolazépam dans la maladie cardiaque sévère ^[201] sont contre-indiquées par les RCP français.

Fluides et thromboembolie. L'ACVIM contre-indique la fluidothérapie intraveineuse chez le chat congestif, œdémateux ou porteur d'un épanchement (niveau de preuve faible) ^[61]. Deux revues de 2026, lues en résumé, insistent sur le chat âgé souvent atteint au cœur et au rein, chez qui les fluides de l'un s'opposent aux diurétiques de l'autre et toute expansion ou réduction volémique trop énergique lèse l'autre organe ^[1184], la seconde, dont le résumé ne cite pas le chat, sur une fluidothérapie guidée par des objectifs, électrolytes surveillés ^[1185]. L'ACVIM recommande une thromboprophylaxie au stade B2 en présence de facteurs de risque, le clopidogrel en premier (niveau de preuve moyen), mais aucune phrase des sections lues ne traite de sa conduite autour d'une anesthésie ^[61]. Une thromboembolie déclenchée par une anesthésie n'a été décrite dans aucune étude trouvée.

Races et textes datés. L'ACVIM cite le Maine Coon, le Ragdoll, le British Shorthair, le Persan, le Bengal, le Sphynx, le Norvégien et le Sacré de Birmanie parmi les races que l'on croit plus exposées à la cardiomyopathie hypertrophique, sans niveau de preuve, et recommande le test MYBPC3 chez les Maine Coon et Ragdoll reproducteurs, l'envisage chez les autres de ces deux races et le déconseille aux autres races ^[61]. Leur risque anesthésique n'est comparé à une population de référence par aucune étude (voir § 2). Les textes s'échelonnent d'une revue néerlandaise de 1998, connue par son seul titre ^[1186], à l'AAFP de 2018 ^[11], au consensus de l'ACVIM de 2020 ^[61] et aux deux revues de 2026 ^{[1184, 1185]}, et un article allemand de formation continue de 2024 n'est connu que par son titre ^[1187].

Insuffisance rénale chronique et chirurgie urologique

La lésion rénale aiguë après anesthésie est traitée avec les complications (voir § 10), les AINS et le rein avec l'analgésie (voir § 8), l'hypotension et les fluides avec la surveillance (voir § 7).

Recommandations publiées. Les recommandations d'iCatCare de 2026, lues en partie, écrivent que ni l'anesthésie ni l'analgésie ne doivent être refusées à cause d'une maladie rénale chronique, et que des actes qui soulagent, comme les extractions dentaires, ne doivent pas être évités pour cette raison, le rein restant à considérer dans le choix des médicaments et le plan d'anesthésie ^[76]. Connue par celle-ci, la version de 2016 n'avait pas de section d'anesthésie, et celle de 2026 en annonce une que le texte lu ne contient pas ^[76]. Au dépistage gantois cité par le même texte, une maladie rénale infraclinique (stade IRIS 2 ou plus) touchait 8 % des chats âgés apparemment sains, 15 % des séniors contre 3 % des 7-10 ans ^[76]. Le texte écarte les AINS chez le chat instable, déshydraté, hypovolémique, hypotendu ou au stade IRIS 4, signale le risque d'hypotension de leur association aux IECA, aux sartans ou à l'amlodipine, et note des concentrations sériques de gabapentine plus élevées chez l'insuffisant rénal ^[76]. Dans une fluidothérapie préanesthésique, l'AAFP de 2018 voit un moyen de restaurer normovolémie et hydratation, fait guider la prise en charge par le stade IRIS, admet que suspendre un IECA avant l'anesthésie pourrait réduire le risque d'hypotension peropératoire, et prolonge la perfusion au réveil jusqu'à ce que le chat mange et boive ^[11]. L'urémie modifierait, selon la revue de 2008, la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique et accroîtrait l'effet de certains médicaments ^[164]. La préparation et le choix des médicaments chez l'insuffisant rénal ou hépatique font l'objet d'une revue de 2010, lue en résumé, sans chiffre ^[1188], et une thèse bibliographique d'Alfort de 2024, lue en résumé, décrit comment obésité, gestation et insuffisances cardiaque, hépatique ou rénale modifient absorption, distribution, métabolisme et élimination des anesthésiques des carnivores ^[1189]. Après kétamine ou tilétamine-zolazépam, le réveil prolongé de l'insuffisant rénal est discuté avec la sédation (voir § 4), et les RCP français contre-indiquent la tilétamine-zolazépam (les deux ZOLETIL, non les deux spécialités nationales TILETAMINE ZOLAZEPAM VIRBAC) et une kétamine en cas d'insuffisance rénale, la méthadone en cas de dysfonctionnement rénal sévère ^{[201, 28, 27]}.

Les chiffres viennent de l'urologie. Aucune cohorte n'a mesuré le risque anesthésique d'un chat en maladie rénale stable opéré pour un autre motif. Les seuls chiffres concernent des chats azotémiques ou en insuffisance terminale opérés des voies urinaires, et ne se transposent pas au chat stable. Au Royal Veterinary College, 37 chats opérés d'une obstruction urétérale, tous azotémiques et 13 hyperkaliémiques, ont eu une bradycardie dans 8 cas (21,6 %), une hypotension dans 15 (40,5 %) et une hypothermie dans 32 (86,5 %) (cohorte rétrospective, 2015, d'après le résumé) ^[831]. Sept sont morts dans les 48 heures (18,9 %), plus âgés (9,8 ± 1,9 contre 6,4 ± 3,1 ans) et plus hyperkaliémiques que les survivants, la classe ASA IV-V, l'urgence, un bicarbonate donné avant l'acte, une créatinine élevée et un excès de base bas étant associés à la mort ^[831]. À Montréal (série rétrospective, 2017, d'après le résumé), 22 des 27 chats anesthésiés en moyenne 215 minutes pour la pose d'une dérivation urétérale sous-cutanée ont été hypotendus (81,5 %, notre calcul, le résumé écrivant seulement « fréquente »), 17 recevant inotropes et vasopresseurs, sans mort postopératoire ^[830]. Sur 196 chats opérés de la même façon à Londres (cohorte rétrospective, 2026, d'après le résumé), les 56 anémiques, définis par un hématocrite inférieur à 25 % (28,6 %), étaient plus souvent hypotendus et moins améliorés sur la créatinine, sans différence de survie ^[833].

La transplantation rénale fournit deux séries. À Davis, dans une série rétrospective publiée en 2002, 30 chats en insuffisance terminale ont eu une hypotension traitée dans 14 cas (47 %), une hypothermie dans 13 (43 %), une acidose dans 11 (37 %), une hypocalcémie dans 5 (17 %) et une hypoglycémie dans 4 (13 %), d'après le résumé ^[1190]. Après l'opération, 20 ont été hypertendus (67 %) et 3 ont convulsé (10 %), et la survie atteignait 100 % pendant l'acte, 96,7 % à 24 heures et 93,4 % à 7 jours, alors que 28 chats sur 30 donnent 93,3 % selon notre calcul ^[1190]. Sur 94 chats transplantés à l'université de Pennsylvanie (cohorte rétrospective, 2015, d'après le résumé), une anesthésie prolongée (médiane de 300 minutes) réduisait la survie globale mais pas celle à 30 jours, sans lien avec l'agent anesthésique ni avec le type ou le volume des fluides ^[1191]. Chez tous les chats dont l'opioïde agoniste µ avait été antagonisé au réveil, la survie atteignait au moins 30 jours, les deux chats désaturés sous 90 % pendant l'acte sont morts dans la semaine, et les plus de 12 ans survivaient moins ^[1191]. Les textes datés vont de l'ISFM de 2016, connue par iCatCare, à l'AAFP de 2018 ^[11] et à iCatCare 2026 ^[76].

Le rein du chat non insuffisant. Une souffrance tubulaire passagère sous anesthésie est mesurée par deux travaux non anglophones. À Munich, une thèse de 2015 lue en partie a suivi 13 chats atteints de fibrosarcome au fil de 57 anesthésies répétées : le rapport de la protéine de liaison du rétinol à la créatinine urinaire montait dans 41 anesthésies sur 57 (72 %, notre calcul), avec une tendance à monter davantage quand la pression artérielle moyenne passait sous 50 mmHg, sans corrélation démontrée avec la pression artérielle, puis revenait à la normale entre les séances, la créatinine sérique restant dans les valeurs de référence ^[1141]. La doxorubicine et l'hyperthermie régionale associées au traitement brouillent l'attribution à l'anesthésie ^[1141]. Un mémoire brésilien de 2022, lu en résumé, trouve le marqueur urinaire KIM-1 augmenté chez des chattes stérilisées ayant reçu la kétamine intraveineuse au palier élevé, le résumé ne disant rien du palier faible ni de l'effectif ^[646]. Ni l'un ni l'autre ne décrit de lésion rénale aiguë clinique (voir § 10).

L'obstruction urétrale

Ce qui se passe autour de la levée. À Lyon, l'unité de soins intensifs de VetAgro Sup a revu 168 chats atteints d'obstruction urinaire aiguë, 112 urétrales et 56 urétérales (série rétrospective, 2024, lue en partie) ^[865]. Un événement cardiovasculaire est survenu chez 104 d'entre eux (61,9 %, la discussion écrivant 59,2 %) : arythmie chez 35, dont 31 bradycardies et 4 extrasystoles ventriculaires, galop chez 30, surcharge liquidienne chez 15, défaut de perfusion chez 9 ^[865]. Ces types d'événements se rapportent aux 104 chats concernés et non aux 168 : la surcharge en touche 15 sur 104 (14,4 %), soit 8,9 % des 168 selon notre calcul. Seuls 36 % des événements étaient présents à l'admission et 52 % survenaient entre la levée de l'obstruction et la sortie, le premier en médiane 24 heures après ^[865]. La kaliémie (OR 1,894, IC 1,438-2,494), une maladie rénale préexistante (OR 4,497, IC 1,387-14,58) et une dilatation pyélique (OR 2,597) restaient associées en multivariable, et 8 chats sur 168 sont morts à l'hôpital (4,8 %), 6 par défaillance cardiorespiratoire ^[865]. Chaque chat avait reçu un opioïde et au moins un anesthésique intraveineux, sans analyse par agent, et les chiffres propres aux obstructions urétrales ne sont pas donnés ^[865]. Au Brésil (étude prospective, 2021, d'après le résumé), 21 chats obstrués sur 33 (63,6 %) avaient un ECG anormal à l'admission, normalisé les jours suivants, et 1 des 16 chats dosés une troponine anormale ^[1192]. En Israël (cas-témoins, 2011, d'après le résumé), la mortalité était de 8,5 % sur 82 chats, soit 7 selon notre calcul, avec un calcium ionisé plus bas chez les morts et une récidive de 22 % à 6 mois ^[1193]. Deux thèses françaises, lues en résumé, décrivent le chat à l'admission. Sur 47 chats obstrués reçus aux urgences (étude prospective, 2011), 17 étaient hyperkaliémiques (36,2 %), 31 présentaient des troubles du rythme (66 %), ces deux effectifs étant notre calcul, et 28 % une lésion myocardique à la troponine, et un chat dont la kaliémie atteignait 8 mmol/l ou plus avec un pH de 7,22 ou moins avait 68 fois plus de chances d'avoir un score ECG augmenté (IC 6,7-593,9) ^[1194]. Parmi 40 chats obstrués comparés à 40 chats sains (étude cas-témoins, 2022), 9 étaient hyperkaliémiques (22,5 %), 2 au-delà de 8 mmol/l selon notre calcul (5 % écrit), tous en acidose métabolique, et l'obésité, définie par une note supérieure à 6 sur 9, était un facteur de risque d'obstruction et de récidive ^[1195]. Les deux proportions d'hyperkaliémie, 36,2 % et 22,5 %, viennent de populations et de seuils que les résumés ne permettent pas de comparer, et les 66 % de troubles du rythme rejoignent les 63,6 % d'ECG anormaux de la série brésilienne ^{[1194, 1195, 1192]}.

L'hyperkaliémie. Parmi les 50 chats dont la kaliémie atteignait au moins 7,0 mEq/l (Davis, série rétrospective, 2022, d'après le résumé), 40 ont reçu glucose et insuline et 8 ont fait une hypoglycémie, 3 d'entre eux malgré le rapport glucose sur insuline couramment conseillé, et la gravité de l'hyperkaliémie n'était pas liée à la mortalité ^[1196]. L'essai randomisé de Tufts (2025, 34 chats à kaliémie supérieure à 7,5 mEq/l, d'après le résumé) ne trouve, sur la baisse de la kaliémie à 4 heures, aucun bénéfice de l'insuline-glucose, de la terbutaline ou du bicarbonate ajoutés aux fluides et au gluconate de calcium, et attribue la baisse rapide de la kaliémie et le bon pronostic à la levée rapide de l'obstruction, au gluconate de calcium et aux fluides ^[1197]. Ne pas corriger la déshydratation et les troubles électrolytiques semble associé à une issue défavorable selon l'AAFP de 2018, qui demande, en hyperkaliémie, une protection cardiaque immédiate ^[11].

Anesthésie générale ou sédation. À Iowa State (cohorte rétrospective, 2023, lue en partie), 74 des 200 chats sondés l'ont été sous anesthésie volatile (37 %) et 126 sous sédation seule (63 %), le propofol étant l'agent de sédation le plus employé (66 chats) ^[1198]. Les complications touchaient 28 chats sur 74 (37,8 %) contre 32 sur 126 (25,4 %), p = 0,16, et la récidive 25 sur 74 contre 25 sur 126 (p = 0,43). Le choix dépendait souvent de la préférence du clinicien, et un calcium ionisé bas s'associait aux complications et à la récidive précoce ^[1198]. Le texte donne une récidive à 24 heures de 36 chats sur 200 (18 %), quand le tableau 1 en additionne 50 (25 et 25), incohérence que la page lue ne résout pas. La survie à la sortie atteignait 94,5 %, soit 189 chats sur 200 et 11 euthanasies, dont 4 pour raisons financières ^[1198]. Sans randomisation, avec des groupes inégaux et des protocoles libres, cette étude ne tranche dans aucun sens.

Le propofol et la kétamine-diazépam corrigeaient de la même façon l'équilibre acido-basique de 10 chats à obstruction provoquée (Brésil, étude expérimentale comparative, 2012, résumés anglais et français), la station debout venant en 16 minutes contre 75, et les auteurs gardent l'association, injectable par voie intramusculaire, pour les chats peu coopératifs ^[1199]. Dans l'Ohio, en 2010, un essai clinique non contrôlé a proposé à 15 chats dont les propriétaires refusaient le traitement classique une prise en charge sans sonde associant sédation, cystocentèses de décompression, fluides sous-cutanés et environnement calme, réussie chez 11 (73,3 %, notre calcul), d'après le résumé. Les échecs, 3 uroabdomens et 1 hémoabdomen, touchaient des chats plus azotémiques ^[1200]. Une péridurale sacrococcygienne à l'anesthésique local, jugée facile, est vivement recommandée par l'AAFP de 2018 ^[11], technique décrite avec l'analgésie (voir § 8). Aucune comparaison directe de l'alfaxalone aux autres agents pour la désobstruction n'a été trouvée. Deux textes sur l'anesthésie du chat obstrué ne sont connus que par leur titre, une revue de 1992 ^[1201] et un article français de formation continue de 2020 ^[1202].

La surveillance après le sondage. Plus de la moitié des événements cardiovasculaires lyonnais surviennent après la levée de l'obstruction ^[865], et l'insuline donnée contre l'hyperkaliémie expose à l'hypoglycémie ^[1196]. Aucune recommandation consensuelle propre à l'anesthésie de l'obstruction urétrale n'a été trouvée, l'AAFP de 2018 restant le seul texte qui en traite ^[11].

L'hyperthyroïdie

Le maintien du traitement le jour de l'acte est traité avec la préparation (voir § 3), les sédations publiées chez ces chats avec la prémédication (voir § 4).

Ce qui change. Dans ses recommandations de 2016 sur l'hyperthyroïdie, lues en partie, l'AAFP décrit une activité bêta-adrénergique accrue et une activation du système rénine-angiotensine-aldostérone qui élèvent le débit cardiaque, une cardiopathie associée fréquente, à réévaluer une fois l'euthyroïdie obtenue, et des chats qui ne deviennent hypertendus qu'après ce retour ^[167]. L'hyperthyroïdie masque aussi une maladie rénale, à réévaluer après traitement, et l'hypothyroïdie iatrogène est à éviter chez l'insuffisant rénal ^[76]. Dans une population adressée pour iode radioactif (série rétrospective de 140 chats, Royaume-Uni, 2018, d'après le résumé), 42 chats avaient moins de 10 ans au diagnostic (30 %), 25 des 31 formes sévères restaient instables malgré le traitement (80,6 %), et les anomalies cardiaques étaient plus fréquentes dans la forme sévère (p = 0,014) ^[1203]. La cardiomyopathie thyréotoxique peut écarter ces chats des traitements curatifs, iode radioactif ou thyroïdectomie, en raison d'un risque anesthésique plus élevé, écrivent les auteurs ^[1203]. Seize chats hyperthyroïdiens comparés à 15 euthyroïdiens de plus de 8 ans avaient un profil viscoélastique évoquant une hypercoagulabilité (Canada, étude prospective observationnelle, 2024, d'après le résumé), dont la conséquence anesthésique n'a pas été étudiée ^[1204]. Sur 107 chats hyperthyroïdiens, une thèse lyonnaise de 2023, lue en résumé, confronte à la littérature la fréquence et l'évolution des troubles cardiovasculaires, sans chiffre dans le résumé ^[1205].

Avant la thyroïdectomie. Selon l'AAFP de 2016, chirurgie et anesthésie s'accompagnent parfois d'une morbidité et d'une mortalité substantielles, le succès dépend de la stabilisation préopératoire et de l'expérience du chirurgien, et le traitement médical sert aussi à stabiliser le chat avant tout acte ^[167]. L'euthyroïdie est jugée souhaitable avant un acte programmé par l'AAFP de 2018, qui admet, pour un chat hyperthyroïdien à anesthésier en urgence pour un autre problème et dont le cœur bat très vite, un bêtabloquant commencé avant l'anesthésie, et cite l'esmolol en perfusion si la tachycardie persiste en cours d'anesthésie malgré une profondeur adéquate ^[11]. À Utrecht (série rétrospective de 101 chats opérés, 2006, d'après le résumé), 29 chats sur 91 étaient hypokaliémiques avant l'acte (31,9 %), 2 sont morts dans les 3 jours (2,0 %) et 5 sur 86 ont eu une hypocalcémie transitoire (5,8 %) ^[1206]. Avec un chirurgien expérimenté et un protocole peu dépresseur, non détaillé, les complications restent rares selon les auteurs, et les dénominateurs changent d'une ligne à l'autre du résumé (91, 101, 86) sans explication ^[1206]. L'AAFP de 2016 situe l'hypocalcémie postopératoire entre 6 et 82 % selon la technique ^[167] : la série d'Utrecht, en technique intracapsulaire modifiée, se place au bas de cette fourchette. À Édimbourg, dans un essai croisé (21 chats, 1999, d'après le résumé), le propranolol puis l'association à l'iodate de potassium était mieux toléré et plus efficace que l'ordre inverse, la T4 n'étant normale au moment de l'acte que chez 36 % et 10 % des chats selon le groupe ^[1207]. Après thyroïdectomie bilatérale (81 chats, Royaume-Uni, étude rétrospective transversale et longitudinale, 2019, d'après le résumé), 15 chats sur 68 restaient ou redevenaient hyperthyroïdiens (22 %) et 33 sur 68 devenaient hypothyroïdiens (49 %). La récidive à long terme touchait 9 chats sur 23, 39 % selon notre calcul quand l'article écrit 44 % ^[1208].

Iode radioactif et crise thyréotoxique. L'absence d'anesthésie générale compte parmi les avantages de l'iode radioactif, et la sédation pour l'injection ou la scintigraphie n'est pas traitée dans la partie lue ^[167]. Selon une revue américaine de 2007, lue en résumé, la crise thyréotoxique au sens humain n'a pas été décrite chez l'animal, et son auteur définit un syndrome félin comparable ^[1209]. Une seconde revue, de 2010, lue elle aussi en résumé, retient plusieurs facteurs déclenchants proposés et insiste sur une reconnaissance précoce ^[1210]. Pour une crise déclenchée par une anesthésie, aucune série féline chiffrée n'a été trouvée. Les sources lues mettent l'accent sur la préparation (antithyroïdien, bêtabloquant) plutôt que sur un agent anesthésique, et l'AAFP et l'ISFM proposent pour ce chat une association sans alpha-2 (voir § 4). Parmi les RCP français, celui d'une kétamine contre-indique l'hyperthyroïdie non traitée, celui du glycopyrronium la thyréotoxicose ^{[28, 1211]}. Trois textes datés en traitent : l'AAFP de 2016 ^[167], l'AAFP anesthésie de 2018 ^[11] et iCatCare 2026, qui aborde l'hyperthyroïdie comme comorbidité de la maladie rénale ^[76]. Deux articles allemands de formation continue sur l'anesthésie des endocrinopathies du chien et du chat (2018, 2020) ne sont connus que par leur titre ^[1212].

Le diabète sucré

Le jeûne abrégé et l'ajustement de l'insuline le matin sont traités avec la préparation (voir § 3), l'hyperglycémie des alpha-2 avec la sédation (voir § 4).

Ce qu'écrivent les textes. Le diabétique devrait être bien équilibré avant tout acte et programmé en premier dans la journée selon l'AAFP de 2018, avec une glycémie contrôlée avant et pendant l'acte, toutes les 30 minutes, puis vérifiée au réveil si besoin ^[11]. Deux revues, lues en résumé, en donnent le fond. Celle de 2023 fait de la stabilisation préopératoire de la glycémie, de l'hydratation et des électrolytes la clé pour limiter la morbidité et la mortalité, et de la glycémie périopératoire le guide de l'insuline et du glucose ^[316]. Celle de 1995 réserve l'ambulatoire aux actes mineurs, avec des mesures contre l'excès d'insuline, et les soins intensifs aux grandes chirurgies ^[1213]. Aucune cohorte de chats diabétiques anesthésiés n'a été trouvée, ni pour l'incidence de l'hypoglycémie peranesthésique ni pour la mortalité. Les hypoglycémies chiffrées de cette partie viennent de chats non diabétiques, 4 transplantés rénaux sur 30 ^[1190] et 8 chats traités par insuline pour hyperkaliémie sur 50 ^[1196]. Les alpha-2 élèvent la glycémie en réduisant la sécrétion d'insuline ^[154], ce qui brouille la lecture d'une glycémie peranesthésique, et le RCP de référence de la médétomidine contre-indique le diabète sucré ^[197]. Aucun agent d'induction ou d'entretien propre au chat diabétique n'est recommandé par les sources lues, et la revue de 2023 qui annonce une discussion des agents n'a pas été lue au-delà du résumé ^[316].

Les inhibiteurs de SGLT2, une question ouverte depuis 2024. Les essais réunis par une revue de 2025, lue en partie, comptent une acidocétose chez 4 des 84 chats sous bexagliflozine, dont 3 euglycémiques, et chez 18 des 252 chats sous vélagliflozine (7,1 %) : 11 sur 214 nouvellement diagnostiqués (5,1 %), 7 sur 38 déjà sous insuline (18,4 %), la plupart dans les 7 premiers jours ^[166]. Sa section sur l'acidocétose écrit pourtant « 4.8% of 81 cats », après « Four cats (4.8%) » parmi 84 dans la description de l'essai : 4 sur 84 donnent 4,76 %, 4 sur 81 donnent 4,94 % ^[166]. Chez l'humain, la chirurgie, une maladie intercurrente, l'hyporexie et la restriction glucidique sont tenues pour déclencheurs de l'acidocétose sous gliflozine. Celle-ci peut être euglycémique, donc reconnue tard, et l'effet glycosurique persisterait plusieurs jours après l'arrêt ^[166]. Lues en partie, les recommandations d'iCatCare de 2025 réservent ces molécules aux chats diabétiques en bon état clinique, rendent obligatoire le dosage des corps cétoniques chez le chat qui devient malade et demandent l'arrêt en cas d'acidocétose euglycémique ^[1214]. Les déclarations de pharmacovigilance reçues par la FDA jusqu'au deuxième trimestre 2025 (2 876 pour la bexagliflozine, 2 776 pour la vélagliflozine, analyse chinoise de 2026, d'après le résumé) donnent des signaux d'acidocétose plus forts pour la bexagliflozine et un délai médian d'apparition des effets de 9 et 5 jours, sans dénominateur puisqu'il s'agit de déclarations spontanées ^[1215]. Un tiers des 202 vétérinaires interrogés en France sur la vélagliflozine a été confronté à une acidocétose, rapporte une thèse de 2025, lue en résumé, sans rien dire de l'anesthésie ^[1216]. Parmi les études félines lues, aucune ne traite de la suspension d'un inhibiteur de SGLT2 avant une anesthésie, la chirurgie et le jeûne n'y figurant comme déclencheurs qu'à partir de données humaines ^[166]. Parmi les textes lus, seules les recommandations de l'AAHA sur le diabète du chat, parues en avril 2026 et lues en partie, en parlent. Leur FAQ demande que le propriétaire soit invité à ne pas donner la prise du jour de l'anesthésie, en s'appuyant sur les recommandations de médecine humaine, avec une glycémie surveillée pendant l'intervention, et leur section 6 rappelle que ces chats font plus souvent une acidocétose sans hyperglycémie ^[77]. C'est une recommandation d'experts extrapolée de l'homme, sans étude féline citée, dans un texte financé par quatre entreprises de santé animale ^[77].

Textes datés. Pour le diabète, deux textes sont peu lus, l'ISFM de 2015 ^[1217], connu par un résumé qui ne mentionne pas l'anesthésie, et l'AAHA de 2018 ^[77], celui de l'AAHA de 2026 ayant été lu en partie, pour sa section 6 et sa FAQ ^[77]. S'y ajoutent l'AAFP de 2018 ^[11], l'AAHA de 2020 (voir § 3), iCatCare 2025 ^[1214], dont le texte lu n'a pas de section d'anesthésie, et les articles allemands sur les endocrinopathies, connus eux aussi par leur titre ^[1212]. De 2018 à 2025, l'arrivée des gliflozines a créé une question périopératoire que ces textes ne traitaient pas, et que l'AAHA aborde en 2026 par extrapolation ^[77].

Le foie, la lipidose et le shunt porto-systémique

Ce qui change. Avec l'âge, la baisse du débit sanguin hépatique allonge la clairance plasmatique de nombreux anesthésiques, selon la revue de 2008 ^[164], et la revue de 2010 sur l'insuffisant rénal ou hépatique n'est connue que par son résumé ^[1188]. Le chat malade qui ne mange pas est exposé à la lipidose hépatique, rappelle l'AAFP de 2018 ^[11], ce qui relie le sujet à la reprise alimentaire au réveil (voir § 9). En Israël (série rétrospective de 71 chats en lipidose et 85 témoins, 2017, d'après le résumé), la lipidose était secondaire à une affection digestive, une pancréatite ou une cholangiohépatite chez 31 chats (44 %), suivait un événement stressant chez 14 (20 %) et restait idiopathique chez 20 (28 %) ^[1218]. Vingt-sept chats sont morts (38 %), et l'hypotension pendant l'hospitalisation figurait parmi les facteurs associés à la mort, avec l'hypoalbuminémie, l'hyperammoniémie, l'hyperbilirubinémie et les épanchements ^[1218].

La pose de sonde. Dans la lipidose, l'anesthésie du chat sert d'abord à poser une sonde d'alimentation. À Cornell (série rétrospective de 44 chats en lipidose primaire confirmée à l'histologie, 2008, d'après le résumé), le propofol, employé chez 27, n'était associé ni à un facteur de risque, ni au besoin de produits sanguins, ni à la durée en soins intensifs, ni à la survie ^[1219]. Au Michigan (série rétrospective de 48 chats, 2024, d'après le résumé), la survie à 3 mois était de 17 sur 25 (68 %) quand l'alimentation entérale commençait dans les 12 heures, de 13 sur 23 (57 %) au-delà (p = 0,55), avec une hospitalisation plus courte en cas de mise en route différée ^[1220]. Une période de stabilisation avant l'alimentation entérale ne réduisait pas la survie ni n'allongeait l'hospitalisation selon les auteurs, le résumé ne disant rien de l'anesthésie de pose ^[1220]. À Alfort (thèse de 2021, 76 chats en lipidose de 2008 à 2020, série rétrospective lue en résumé), 41 chats sur 76 étaient vivants à un mois (54 %), et, après ajustement sur l'âge, la lipidose secondaire, une hypothermie inférieure à 37 °C au diagnostic et l'acidose restaient associées à la mort ^[1221]. La mortalité de la lipidose dépend de sa fenêtre : 38 % de mortalité globale, fenêtre non précisée dans le résumé, en Israël ^[1218], 35 morts sur 76 à un mois à Alfort (46 %) ^[1221], 18 non-survivants sur 48 à 3 mois au Michigan, soit 37,5 % selon notre calcul ^[1220]. Aucun résumé lu ne chiffre la mortalité propre à la pose de sonde.

Les benzodiazépines. En 1996, une série de cas américaine décrivait une nécrose hépatique fulminante chez 11 chats après diazépam oral répété, prescrit pour le comportement ou la miction, avec 10 morts ou euthanasies sur 11 dans les 15 jours, d'après le résumé ^[476]. C'est pour cette raison que la revue de 2008 écarte le diazépam oral chez le chat ^[164], et les RCP français du diazépam classent comme très rare une nécrose hépatique aiguë « chez les chats uniquement » ^[199]. Il s'agit d'une toxicité idiosyncrasique de la voie orale répétée, et la série ne renseigne pas sur l'injection unique de prémédication. Chez un chaton de 7 mois à shunt porto-systémique et encéphalopathie hépatique, le diazépam intraveineux donné contre des convulsions a aggravé la stupeur, que le flumazénil en perfusion a corrigée (rapport de cas américano-australien, 2023, d'après le résumé) ^[1222].

Le shunt porto-systémique. Après ligature d'un shunt unique, 31 chats sur 50 ont présenté des signes neurologiques (62 %), dont 11 des convulsions, et 5 des 31 sont morts avant la sortie (Londres, cohorte rétrospective, 2021, d'après le résumé) ^[1223]. Le lévétiracétam préopératoire ne les prévenait pas, et seule une osmolalité plus basse à 24 heures y était associée ^[1223]. Une méta-analyse irano-suisse de 12 études (2024, d'après le résumé) donne 38,9 % de signes neurologiques et 20,2 % de convulsions après ligature, une mortalité de 17 % en présence de signes neurologiques et de 37,2 % en présence de convulsions, et seulement des preuves limitées pour la prévention par antiépileptique ^[1224]. À Liège, un mémoire de 2022, lu en résumé, compte sur 19 chats opérés d'un shunt extrahépatique unique par anneau améroïde 10,5 % de complications peropératoires (hypotension, bradycardie, mort, réveil prolongé), soit 2 chats selon notre calcul, 50 % de complications à court terme (comportement anormal, ataxie, convulsions, amaurose, ptyalisme), dont 11,1 % de convulsions selon le résumé (« parmi eux »), soit 1 chat sur 9 selon notre calcul ^[1225]. Aucun entier de 19 ne donne 50 %, qui correspond à 9 chats sur 18, ce qui suggère un dénominateur réduit d'un chat après l'acte, selon notre calcul. La définition des complications y est plus large qu'à Londres, où 62 % des chats avaient des signes neurologiques ^{[1223, 1225]}. Un Ragdoll de 2 ans à shunt non opéré, déjà ataxique depuis 3 jours, a convulsé dans les 48 heures d'une entérectomie qui ne touchait pas au shunt, comme deux chiens de la même série, et les auteurs demandent d'en informer le propriétaire d'un animal à shunt non opéré qui doit subir une anesthésie pour une chirurgie sans rapport avec le shunt (série de cas irlandaise et britannique, 2025, d'après le résumé) ^[1131]. Sur 42 chats à shunt congénital (Londres, série rétrospective, 2017, d'après le résumé), le temps de prothrombine était allongé chez 14 chats et le temps de céphaline activée chez 11, sur 16 chats testés selon notre calcul, sans aucune complication hémorragique périopératoire ^[1226].

Agents et textes. Aucune recommandation féline propre à l'anesthésie de l'insuffisant hépatique n'a été trouvée, ni aucune comparaison d'agents en dehors de la lipidose. En cas d'atteinte hépatique, la tilétamine-zolazépam, une kétamine, la méthadone et le diazépam sont contre-indiqués à des degrés divers par leur RCP français ^{[201, 28, 27, 199]}. Le propofol répété et les corps de Heinz relèvent des complications (voir § 10).

Obésité, maigreur et cachexie

Le poids comme facteur de mortalité est traité avec les facteurs de risque (voir § 2). L'obésité du chat et du chien est décrite par une revue américaine de 2015, lue en résumé, comme un état inflammatoire chronique qui modifie les fonctions endocrine, respiratoire et cardiovasculaire ainsi que la pharmacocinétique, d'où une attention au soutien respiratoire et cardiovasculaire et à l'ajustement des doses ^[1227]. Dans le cas du chat obèse, l'AAFP de 2018 calcule les doses sur le poids idéal, juge la préoxygénation utile pour retarder la désaturation, surtout chez le brachycéphale obèse, et demande une surveillance étroite de l'oxygénation au réveil ^[11]. L'OR de CEPSAF des chats de 6 kg ou plus est traduit par le même texte en un risque de mort trois fois plus élevé (voir § 2). Sur 72 chats d'intérieur à Copenhague (étude transversale, 2012, d'après le résumé), la fibrine se formait plus vite chez les 18 obèses, définis par plus de 45 % de graisse mesurée par absorptiométrie, sans que la portée clinique de cette hypercoagulabilité soit établie ^[1228]. Une étude préliminaire sur 4 cadavres de chats obèses (Montréal, 2025, d'après le résumé) décrit la répartition de la graisse dans la paroi et la diffusion d'un bloc du plan transverse de l'abdomen selon le poids maigre ou réel ^[1229] (voir § 8). Un mémoire bibliographique de Liège (2025), lu en résumé, réunit pour le chien et le chat obèses préoxygénation, accès à la ventilation mécanique, surveillance respiratoire et cardiovasculaire renforcée et adaptation des agents à l'excès de tissu adipeux, le résumé ne séparant pas les données félines ^[1230]. L'oxygénation, la ventilation et la durée du réveil n'ont été mesurées selon la note d'état corporel dans aucune étude clinique féline.

À l'autre extrême, une cohorte américaine de 1 138 chats suivis dans 27 cliniques entre 1991 et 1996 (publiée en 2000) donnait aux chats émaciés un risque de mort 4,4 fois plus élevé qu'aux chats de poids optimal, d'après le résumé ^[1231]. L'écart cessait d'être significatif après ajustement sur l'âge et exclusion des morts de la première année, la maladie grave et l'âge expliquant, selon les auteurs, une large part, peut-être la totalité, de ce surrisque ^[1231]. Ce n'est pas une étude d'anesthésie. La cachexie s'associe à une mortalité anesthésique plus élevée dans une grande série internationale (voir § 2), et le RCP de référence de la médétomidine contre-indique les animaux émaciés ou débilités ^[197]. Aucun agent à préférer ou à écarter chez le chat obèse ou cachectique n'est nommé par les sources lues.

Les brachycéphales

Le risque de mort selon la race et la morphologie figure avec les facteurs de risque (voir § 2). Les données comparatives sur les voies respiratoires abondent, mais hors anesthésie. Dans un questionnaire de l'Illinois (194 brachycéphales contre 1 003 non brachycéphales, 2023, d'après le résumé), les propriétaires rapportaient plus souvent ronflement (OR 6,89, IC 5,06-9,41), écoulement nasal (OR 8,26), dyspnée (OR 5,32, IC 3,42-8,28), récupération lente après l'effort (OR 3,17) et difficulté à mâcher (OR 5,19) ^[168]. Au Royaume-Uni (1 000 questionnaires et mesures sur photographies, 2016, d'après le résumé), plus le museau était court et le nez haut placé, plus le score respiratoire était élevé (r = −0,56, p < 0,001) ^[1232]. Le scanner de 69 Persans et 10 européens (Giessen, 2021, d'après le résumé) montre une ouverture naso-osseuse d'autant plus basse que la brachycéphalie est marquée, sans corrélation pour les autres zones des voies nasales, certains Persans recoupant les européens ^[1233]. Les gaz du sang artériel de 7 Persans et Exotics et de 7 chats non brachycéphales ont été comparés dans un mémoire de master brésilien de 2026, lu en résumé : PaO2 de 75,3 ± 11,5 contre 93,9 ± 13,5 mmHg, SaO2 de 91,3 ± 4,5 contre 96,7 ± 0,95 %, PaCO2 de 34,4 contre 27,2 mmHg, avec une compensation métabolique partielle que l'auteur lit comme une tendance à une hypoxémie discrète avec rétention de CO2 ^[1234]. Les conditions du prélèvement, chat vigile ou sédaté, ne sont pas précisées dans la partie lue, et l'effectif est minime. La vestibuloplastie des narines sténosées a amélioré la respiration des 37 chats d'une série parisienne de 2026, sans complication majeure péri- ou postopératoire à la première chirurgie, d'après le résumé ^[169], et une série américaine de 27 chats publiée la même année est connue par son résumé, qui rapporte une amélioration clinique durable chez 25 chats sur 27 ^[1235]. Sur le Persan, une thèse bibliographique française de 2021, lue en résumé, rassemble syndrome obstructif respiratoire, dystocies, polykystose rénale et cardiomyopathie hypertrophique, et plaide pour un type moins extrême ^[1236].

Sur l'anesthésie elle-même, les textes sont brefs. La morphologie de la face figure, dans l'AAFP de 2018, parmi les éléments à considérer pour les voies aériennes, phrase dont l'outil de lecture web n'a rendu qu'un fragment, et le même texte cite la préoxygénation du brachycéphale obèse ^[11]. L'ASV, dans ses recommandations de 2016, range tous les brachycéphales parmi les chats qui peuvent bénéficier d'une intubation, même en stérilisation de masse, et parmi les patients qui peuvent demander des agents moins dépresseurs et antagonisables ^[90] (voir § 6). À Zurich, en 2025, une Persane de 7 ans anesthésiée pour une cholécystectomie a reçu en fin d'acte une sonde naso-gastrique qui est entrée dans le cerveau, avec apnée immédiate, absence de réveil et euthanasie, cas dont les auteurs ne connaissent aucune description antérieure chez le chien ni chez le chat (rapport de cas, d'après le résumé) ^[1237]. À Vienne, sur les premières anesthésies de 3 364 chats (mémoire de 2022, lu en texte intégral), les 76 Persans présentaient une hypotension dans 12 cas (15,8 %), une bradycardie dans 11 (14,5 %) et une apnée dans 4 (5,3 %), contre 254 (9,3 %), 206 (7,5 %) et 65 (2,4 %) chez les 2 740 européens, pourcentages de notre calcul, sans différence significative selon l'auteure ^[148]. Une difficulté d'intubation à l'induction a été notée chez 1 Persan et 30 européens ^[148]. L'extubation, l'obstruction au réveil et la désaturation selon la forme du crâne n'ont fait l'objet d'aucune étude féline trouvée, pas plus que la comparaison d'agents chez le brachycéphale. Les recommandations d'extubation tardive du brachycéphale viennent du chien. Chez ces chats, la perte de fiabilité de l'échelle de grimace est traitée avec l'analgésie (voir § 8).

Gestation et césarienne

La chatte gestante. Aux États-Unis (étude prospective comparative, 18 chattes en fin de gestation contre 25 témoins, ovariohystérectomie programmée, 2022, d'après le résumé), la pression artérielle mesurée au Doppler, la pression de perfusion abdominale et l'hématocrite étaient plus bas chez les gestantes avant comme après l'acte, et la pression intra-abdominale plus élevée avant ^[170]. Les pertes de sang et la durée y étaient plus élevées, et les auteurs demandent une surveillance renforcée ^[170]. Chez 193 chattes américaines (étude prospective observationnelle, 2021, d'après le résumé), les pertes de sang médianes étaient de 2,0 ml chez les gestantes contre moins de 0,5 ml (p < 0,0001), avec une hypercoagulabilité et une fibrinolyse accrue, sans saignement cliniquement significatif ^[1238]. Dans le programme de masse de l'ASPCA (cohorte prospective de 9 513 chattes, 2026, d'après le résumé), un saignement peropératoire est noté chez 970 chattes, ce que l'article chiffre à 10,6 % alors que 970 sur 9 513 donnent 10,2 % ^[171]. Un saignement majeur touchait 77 chattes (0,8 %) et une autotransfusion 28 (0,3 %). Chaleurs, fin de gestation et période suivant une gestation augmentaient le saignement, la gestation l'autotransfusion, et un réveil prolongé, des muqueuses pâles ou un temps de recoloration supérieur à 2 secondes le signalaient ^[171]. Chez la chatte gestante, les RCP français des ZOLETIL (tilétamine-zolazépam) ^[201], d'une acépromazine ^[29], de trois médétomidines à la rubrique des contre-indications ^[197], de deux dexmédétomidines ^[198] et du carprofène ^[202] posent une contre-indication, les deux autres tilétamine-zolazépam (spécialités nationales) ne demandant qu'une évaluation du rapport bénéfice-risque et les cinq autres médétomidines écrivant « ne pas utiliser » ou « non recommandée » à la rubrique gestation ^{[201, 197]}. Des morts de chattes gestantes en programme de capture sont rapportées avec les facteurs de risque (voir § 2).

La césarienne. Les études anesthésiques de la césarienne féline font défaut, écrivent les auteurs bolonais, qui ne connaissent aucune comparaison antérieure d'agents d'induction chez la chatte ^[172]. Leur série rétrospective (2014-2022, publiée en 2024, lue en partie) réunit 14 césariennes d'urgence sans prémédication, induites à l'alfaxalone (8) ou au propofol (6) et entretenues à l'isoflurane, avec une lidocaïne pulvérisée sur le larynx et un opioïde réservé à l'après-extraction du dernier chaton. Cinq chattes ayant reçu une péridurale en ont été exclues ^[172]. Les chatons étaient vivants à la naissance dans 29 cas sur 30 après alfaxalone (96,7 %) et 16 sur 20 après propofol (80 %), à 24 heures dans 27 sur 29 (93,1 %) et 14 sur 16 (87,5 %), sans différence significative ^[172]. Chez toutes les mères, induction et entretien se sont déroulés sans incident, avec une hypotension transitoire chez 4 sur 14 (3 sur 6 sous propofol, 1 sur 8 sous alfaxalone), et l'anesthésie était plus longue (l'ovariohystérectomie, faite chez 10 chattes, y avait contribué selon les auteurs) et l'extraction du premier chaton plus tardive dans le groupe propofol, sans cause identifiée pour celle-ci ^[172]. Les deux agents sont utilisables, jugent les auteurs, dans les limites qu'ils écrivent : série rétrospective, petit effectif, pas de score d'Apgar félin à l'époque ^[172]. La buprénorphine est contre-indiquée par son RCP français en prémédication de césarienne ^[12], la tilétamine-zolazépam en césarienne par les RCP des ZOLETIL ^[201].

Une seconde série, viennoise (mémoire de 2025 sur 2015-2022, lu en partie), réunit 70 césariennes analysées pour 75 annoncées, chez des British Shorthair et des européennes (21 chacune), des Maine Coon (7) et des Ragdoll (4) d'âge moyen 2,5 ans ^[1239]. La prémédication faisait appel au butorphanol (38,57 %) ou au sufentanil (28,57 %) et manquait dans 14,29 % des cas, l'induction au propofol (71,42 % dans le résumé, 74,29 % dans les résultats, soit 52 sur 70) ou à l'alfaxalone (25,72 % dans le résumé, 25,71 % dans les résultats, soit 18 sur 70), l'entretien à l'isoflurane (82,86 %), et un alpha-2 n'a servi que 4 fois ^[1239]. Des complications maternelles ont touché 64 chattes sur 70 (91,4 %) : hypothermie chez 40 (57,1 %), bradycardie chez 32, hypercapnie chez 20 (28,6 %), hypotension chez 16 (22,9 %), hypoxémie chez 3 (4,3 %), avec des médicaments d'urgence chez 6, dont l'éphédrine chez 4 ^[1239]. Sur 172 chatons nés par césarienne, 142 étaient vivants à l'extraction (82,6 %, notre calcul) et 30 morts, 26 sont morts ou ont été euthanasiés ensuite, et 173 des 260 chatons de ces portées ont survécu (66,5 %), naissances naturelles d'avant l'acte comprises ^[1239]. En régression logistique, l'alfaxalone s'associait, face au propofol, à moins de portées comptant au moins un chaton mort pendant l'acte (OR 0,14, p = 0,032), sans effet de la prémédication, des complications ni de la durée ^[1239]. Bologne et Vienne vont dans le même sens, non significatif sur 50 chatons d'un côté, significatif sur 70 chattes de l'autre, avec des critères différents et sans randomisation dans aucune des deux ^{[172, 1239]}. Plusieurs dénominateurs de la série viennoise ne se recoupent pas : la bradycardie vaut 45,71 % dans le résumé (32 sur 70) mais 61,54 % dans les résultats, soit 32 sur 52, la tachycardie 69,81 % (37 sur 53), et le texte écrit « 57/270 » chatons nés vivants avant l'acte pour un total de 260, le pourcentage écrit de 21,92 % correspondant à 260 ^[1239].

À Giessen (série rétrospective, 2025, lue en partie), 153 chattes en dystocie ont été traitées médicalement dans 17 % des cas et chirurgicalement dans 83 %, par ovariohystérectomie (59 %), césarienne conservatrice (35 %) ou résection en bloc (6 %) ^[173]. Quatre chattes sont mortes, toutes en état critique à l'admission (choc, torsion ou rupture utérine, anémie sévère), deux pendant l'induction de l'anesthésie et deux pendant la chirurgie. Le résumé compte 153 accouchements, les résultats 163 (« Of the 542 kittens from 163 deliveries ») : 4 sur 153 donnent 2,6 %, 4 sur 163 donnent 2,45 %, et ce second dénominateur est le seul qui se rapproche des 2,4 % écrits (2,45 % se tronque à 2,4 % et s'arrondit à 2,5 %) ^[173]. Les mort-nés étaient 210 sur 542, 38,8 % dans l'article et 38,7 % selon notre calcul, et 13 sur 22 dans les gestations à un seul chaton. Propofol après préoxygénation ou prémédication midazolam-kétamine, les deux protocoles employés n'ont pas été analysés comme facteur, et les auteurs rappellent que presque tous les anesthésiques franchissent le placenta ^[173]. À Botucatu, au Brésil (étude prospective comparative, 2022, d'après le résumé), les 13 chatons nés par césarienne d'urgence avaient, face aux 19 nés naturellement, des scores d'Apgar plus bas, moins de réflexes, une fréquence respiratoire et une SpO2 plus basses (p = 0,0535) et une glycémie plus élevée. Cinq des 32 chatons sont morts (15,6 %), dont 4 dans les deux premiers jours, et les auteurs proposent des scores d'Apgar et de réflexes félins ^[1240]. Une thèse française de 2023, lue en résumé, relie dans 454 mises bas d'élevage (2 068 chatons) la mortinatalité à la durée du travail, 10 % au-delà de 4 heures contre 4 % en deçà, sans donnée de césarienne ni d'anesthésie ^[1241].

Combien de chattes en ont besoin ? Selon une enquête internationale auprès d'éleveurs de chats de race (448 éleveurs, 853 portées de 45 races, 29 pays, 2024, d'après le résumé), le vétérinaire est intervenu pour une dystocie dans 14,9 % des portées et une césarienne a été faite dans 10,7 %, surtout chez le Cornish Rex, sans différence significative entre races. La césarienne pesait sur la mortalité des chatons jusqu'à 12 semaines, chiffre absent du résumé ^[1242]. Au Royaume-Uni, une enquête par questionnaire de 1995 trouvait une dystocie dans 5,8 % de 2 928 portées, de 0,4 % dans une colonie de croisés à 18,2 % chez le Devon Rex, avec un OR de 22,6 pour les races pures face aux croisés et un surrisque des crânes dolichocéphales et brachycéphales face aux mésocéphales, d'après le résumé ^[175]. Les deux populations diffèrent, l'une incluant des croisés et l'autre non : l'écart entre 5,8 et 14,9 % ne démontre pas une évolution. Une expérimentation allemande de 1989 sur la césarienne n'est connue que par une phrase de résumé ^[1243], et la revue de 2001 sur l'anesthésie péripartum, lue en résumé, n'apporte pas de chiffre ^[1162]. Un article français de formation continue sur la dystocie de la chienne et de la chatte (2021) n'est connu que par son titre ^[1244]. Aucune donnée féline chiffrée sur la péridurale ou le bloc de la ligne blanche en césarienne n'a été trouvée.

Le nouveau-né. Sur la réanimation du nouveau-né, les recommandations RECOVER de 2025, fondées sur une revue systématique (28 questions PICO, 59 recommandations) et lues en partie, recommandent d'administrer l'antagoniste approprié au chaton à réanimer dont la mère a reçu un opioïde, un alpha-2 ou une benzodiazépine (recommandation forte, preuve très faible), les preuves restant insuffisantes chez le chaton vigoureux ^[174]. Elles recommandent une stimulation tactile immédiate, une température maintenue entre 35 et 37,2 °C (forte, preuve modérée) et la ventilation en pression positive, et se prononcent contre le balancement pour vider les voies aériennes (forte, avis d'experts) et contre le doxapram de routine (forte, preuve modérée), tout en suggérant d'éviter l'atropine de routine en bradycardie (faible, avis d'experts) ^[174]. Elles suggèrent le doxapram chez le chaton apnéique ou haletant qui ne répond pas à la ventilation, ou bradypnéique et sans réponse aux autres mesures de soutien (faible, preuve très faible) ^[174]. Pourtant, c'est la seule molécule dont le RCP français vise le chaton, pour la stimulation de la respiration et la réanimation post-natale ^[204]. L'agent anesthésique de la mère n'est choisi par aucune de ces recommandations. La série bolonaise décrit une réanimation par réchauffement, séchage, frottement vigoureux et aspiration, poursuivie au moins 30 minutes tant que le cœur bat ^[172]. Deux textes datés seulement s'appliquent ici, l'ASV de 2016, qui range la gestation avancée parmi les situations où l'intubation peut être bénéfique ^[90] (voir § 6), et RECOVER 2025 ^[174].

Urgences et traumatisés

La classe ASA, son suffixe E et l'urgence comme facteur de mortalité sont traités avec les facteurs de risque (voir § 2) et la préparation (voir § 3), l'arrêt cardiorespiratoire avec les complications (voir § 10).

Le chat en choc. En Pennsylvanie, sur 29 chats morts d'un sepsis sévère confirmé à la nécropsie (série rétrospective, 2000, d'après le résumé), le tableau associait léthargie, muqueuses pâles, pouls faible, tachypnée, hypo- ou hyperthermie, bradycardie, douleur abdominale diffuse, anémie, hypoalbuminémie et ictère, combinaison que les auteurs proposent pour reconnaître le sepsis sévère du chat, la bradycardie en faisant partie ^[1245]. Aux urgences de Bologne (1 440 chats, série rétrospective, 2025, d'après le résumé), 510 chats étaient hypothermes à l'admission (35,4 %) et la mortalité hospitalière atteignait 21,9 % ^[1246]. La température médiane y était de 35,4 °C chez les non-survivants contre 38,2 °C chez les survivants, le risque de mort croissait avec la profondeur de l'hypothermie, et, en cas de sepsis, 79 chats sur 124 étaient hypothermes (63,7 %), avec un OR de mort de 2,62 ^[1246]. Au Brésil (27 chats en choc et 27 sains, cohorte prospective, 2025, d'après le résumé), l'indice de choc, rapport de la fréquence cardiaque à la pression systolique, valait 1,87 ± 0,47 contre 1,47 ± 0,2, avec un seuil de 1,54 (aire sous la courbe de 0,78), alors que ni la fréquence cardiaque ni la lactatémie ne séparaient les deux groupes ^[1247]. Mimant chez des chats donneurs de sang une perte de 16 % du volume sanguin, une thèse d'Alfort de 2020, lue en résumé, a trouvé le rapport veine cave caudale sur aorte à l'échographie répétable, reproductible et nettement abaissé, l'indice de choc étant aussi étudié, sans effectif dans le résumé ^[1248]. Hypothermie et bradycardie signalent la gravité du chat critique avant toute anesthésie, et leur prise en charge peranesthésique relève de la surveillance (voir § 7).

Les seules comparaisons d'agents chez le chat hypovolémique sont expérimentales et anciennes. À Guelph, en 1988, chez des chats privés de 25 % de leur volume sanguin, l'halothane abaissait encore le débit cardiaque, les pressions et la fréquence (8 chats), tandis que la kétamine-acépromazine laissait le débit sans baisse significative mais faisait encore chuter les pressions (10 chats), d'après les résumés de deux articles ^[1249]. Chez le traumatisé ou le chat en choc, aucun protocole n'a été comparé à un autre en clinique. La section de l'AAFP de 2018 consacrée au patient critique n'a été rendue qu'en partie par l'outil de lecture web ^[11]. Le RCP de référence de la médétomidine contre-indique l'état de choc, celui de l'acépromazine l'hypovolémie et le choc ^{[197, 29]}. En Allemagne, une revue de 1993, lue en résumé anglais, décrit chez le chien et le chat polytraumatisés une conduite qui stabilise d'abord respiration, circulation et système nerveux central, avec une analgésie dès ce stade, avant une anesthésie « modifiée équilibrée » pour la chirurgie qui sauve la vie ^[1250]. Deux chats en dyspnée sévère ont été maintenus, à Giessen en 1996, sous anesthésie intraveineuse continue prolongée par l'alfaxalone-alfadolone, association retirée depuis du marché (rapport de cas, résumé anglais) ^[623].

La hernie diaphragmatique. En Allemagne, en 1993, l'anesthésie de 18 chats opérés d'une hernie diaphragmatique traumatique s'est déroulée sans incident chez 14, et 4 chats sont morts (22,2 %, notre calcul), 2 pendant la chirurgie et 2 dans les 24 heures, le résumé citant le choc, la maladie hépatique et l'insuffisance rénale parmi les causes de mort les plus fréquentes dans la hernie diaphragmatique, sans les rattacher à ces 4 chats (résumé anglais d'un article en allemand) ^[1251]. Au Tennessee (série rétrospective de 34 chats, 2003, d'après le résumé), la moitié a eu des complications postopératoires, surtout tachypnée et dyspnée, et la mortalité dépendait des lésions associées et de l'âge, non des épisodes d'hypotension ou d'hypoxie sévère sous anesthésie ni de l'ancienneté de la hernie ^[1252]. Au Texas (série rétrospective de 17 chats et 79 chiens, 2017, d'après le résumé), 15 chats sur 17 sont sortis vivants (88,2 %), 10 sur 12 parmi les cas aigus, et le délai entre traumatisme et chirurgie n'était pas lié à la survie, chiens et chats confondus ^[1253]. Une anesthésie plus longue, des lésions des tissus mous associées (OR 4,3) ou combinées à des lésions orthopédiques (OR 7,3) et la dépendance à l'oxygène (OR 5,0) s'y associaient à la mort, chiens et chats confondus ^[1253]. À Guelph (série rétrospective de 63 chiens et 29 chats, 2005, d'après le résumé), 82 animaux sur 92 sont sortis vivants (89,1 %), sans résultat félin séparé ^[1254]. Sur 90 chats italiens opérés sans drain thoracique (série rétrospective, 2023, d'après le résumé), les complications peropératoires touchaient 3,3 % des chats et les postopératoires 12,4 %, pour une survie de 93,3 %, moins bonne à long terme avec des comorbidités, une intervention en urgence ou un âge plus élevé ^[1255]. À Liège, une série de 50 chats opérés d'une hernie diaphragmatique traumatique (mémoire de 2020) ne livre aucun résultat dans la partie publiée de son résumé ^[1170]. Aucune preuve ne guide le moment de la chirurgie chez le traumatisé, la hernie diaphragmatique exceptée, d'après une revue de 2015 lue en résumé ^[1256]. Hypotension et hypoxie ne pesaient pas sur la mortalité au Tennessee, la durée d'anesthésie pesait au Texas : les deux séries sont petites et ne mesurent pas la même chose.

Le traumatisé en général. Dans un registre de traumatologie du Colorado (251 chats, 2017-2020, série rétrospective publiée en 2023, d'après le résumé), 31 chats ont été opérés au bloc (12 %), 58 aux urgences (23 %) et 162 pas du tout (65 %), et la survie à la sortie était de 99 % pour les deux groupes opérés réunis contre 73,5 % chez les autres (p < 0,0001) ^[1257]. Les groupes ne se comparent pas, les chats les plus graves n'étant pas opérés ou mourant avant, et le tableau du même résumé compte 29 chats opérés au bloc au lieu de 31. Ce chiffre ne mesure aucun effet de la chirurgie ni de l'anesthésie ^[1257]. Une rupture trachéale après intubation est traitée avec les voies aériennes (voir § 6).

Imagerie : scanner et IRM

Le scanner sans contention chimique. Dans l'Illinois (série clinique et étude de dispositif, 2011, d'après les résumés de deux articles), un dispositif de maintien a permis le scanner thoracique de chats éveillés chez 20 chats sains sur 22 ^[1258]. Chez 54 chats malades scannés éveillés, l'examen a apporté un diagnostic correct supplémentaire chez 14 sur 50 (28 %) et une information supplémentaire chez 37 sur 50 (74 %) par rapport à la radiographie ^[1258]. Ces chats ne sont pas comparés à des chats anesthésiés : la sécurité y est affirmée, non mesurée contre un témoin. Chez 11 chats scannés avec et sans anesthésie générale (étude croisée, 2013, d'après le résumé), la qualité des images de l'œil et de l'orbite ne différait pas, sans artefact de mouvement ^[1259]. En Thaïlande (étude rétrospective comparative de chats sains et de chattes atteintes de carcinome mammaire, 2021, d'après le résumé), l'anesthésie générale augmentait la densité pulmonaire et l'atélectasie (OR 15, IC 2,02-111,18), estimation très imprécise ^[1260]. Le scanner éveillé y gardait plus d'artefacts de mouvement en région thoracique caudale chez les chats sains, mais détectait, chez des chattes atteintes de carcinome mammaire que les auteurs disent souvent âgées et polymorbides, plus de chattes atteintes et des nodules plus nombreux et plus petits que la radiographie ^[1260]. Une technique taïwanaise de 2018 sans anesthésie générale n'est connue que par son titre ^[1261].

Ce que l'anesthésie fait au poumon. Le poumon déclive de 8 chats sains anesthésiés (Sydney, étude expérimentale, 2018, d'après le résumé) perdait du volume et gagnait en densité dès la mise en décubitus latéral, sans aggravation ensuite jusqu'à 40 minutes ^[1262]. Sur 7 chats (Virginia Tech, essai croisé randomisé, 2012, d'après le résumé), aucun des quatre protocoles de ventilation testés ne supprimait l'atélectasie, et la manœuvre de recrutement et l'hyperventilation avec pression expiratoire positive, deux protocoles distincts, offraient les meilleurs compromis entre qualité d'image et stabilité hémodynamique, la pression artérielle baissant après chaque protocole ^[1263]. Ces résultats ne contredisent pas l'étude orbitaire : ils portent sur un autre organe.

Produits de contraste. À Vienne (52 chats dont des azotémiques, étude prospective contrôlée, 2022, d'après le résumé), un produit de contraste iodé ou gadoliné n'avait aucun effet à court terme sur la créatinine, la SDMA ni le rapport protéines sur créatinine urinaires moyens, à condition d'une hydratation adéquate. Une protéinurie limite apparaissait chez 11,4 % des chats après contraste ^[1264]. Aucune série chiffrée de réactions anaphylactoïdes aux produits de contraste n'a été trouvée chez le chat (voir § 10).

L'IRM. La salle froide et l'interdiction du matériel métallique y compliquent la lutte contre l'hypothermie (voir § 7). À Tokyo (étude comparative, 2021, d'après le résumé), la baisse médiane de température atteignait −1,85 °C chez 14 chats non couverts contre −0,8 °C chez 12 chats couverts de papier bulle et d'une couverture en duvet ^[846]. À Bucarest (essai randomisé, 30 chats, IRM de la tête de 60 minutes, 2024, d'après le résumé), la température finale était de 37,0 °C sous une couverture seule contre 38 °C avec une bouillotte en silicone sous l'abdomen ajoutée à la couverture (p = 0,033), la baisse étant déjà significative après la prémédication ^[812]. À Melbourne, en 2016, un rapport de cas décrit un chat de 12 ans anesthésié pour une IRM, qui a reçu par accident une perfusion d'alfaxalone dix fois supérieure à celle prévue, suivie d'un réveil prolongé avec dépression cardiorespiratoire, et qui est sorti après des soins de soutien. Des pompes dites intelligentes sont recommandées par les auteurs ^[1265]. Aucune série de complications d'anesthésie pour IRM n'a été trouvée chez le chat.

Le TEP-scanner. Chez des chiens et des chats sains étudiés en croisé (Saskatchewan, 2025, résumé tronqué), la sédation augmentait la fixation musculaire du traceur par rapport à l'anesthésie générale, d'autant plus qu'elle était légère, la part féline n'étant pas isolée dans la partie lue ^[1266]. Pour le scanner ou l'IRM, aucun protocole de sédation n'a été comparé chez le chat, et aucune recommandation féline propre à l'imagerie n'a été trouvée.

Anesthésies répétées. Les traitements qui imposent une anesthésie à chaque séance ont été étudiés en allemand. La série zurichoise de radiothérapie déjà citée avec le chat âgé y décrit un réveil rapide et sans agitation ^[615]. En 2015, une thèse munichoise, lue en partie, a suivi 14 chats classés ASA 2 ou 3 pour un fibrosarcome inopérable, dont 9 ont terminé l'étude, sur 49 anesthésies associant méthadone, alfaxalone et isoflurane : bradycardie traitée lors de 18 séances chez 9 chats, tachycardie lors de 9 séances chez 6, hypotension ayant demandé une perfusion de dopamine chez 13 chats, ni hypoxémie ni hypercapnie, aucun mort ^[638]. Selon la thèse, la technique est praticable mais marquée par des effets d'accompagnement non optimaux, sans groupe témoin et avec un cytostatique et une hyperthermie régionale associés ^[638]. La souffrance tubulaire mesurée chez des chats comparables est décrite avec le rein ^[1141].

Refuges et stérilisation à grande échelle

La mortalité des programmes de masse est traitée avec les facteurs de risque (voir § 2), la sédation du chat errant ou piégé avec la prémédication (voir § 4), l'intubation en programme de masse avec les voies aériennes (voir § 6).

L'ASV, version par version. Pour les programmes de stérilisation, les premières recommandations de l'Association of Shelter Veterinarians (2008, lues en résumé) couvrent soins préopératoires, matériel, surveillance, protocoles, préparation aux urgences, chirurgie pédiatrique, juvénile et adulte, réveil et sortie ^[1267]. Rédigée par 20 vétérinaires et lue en texte intégral, leur mise à jour de 2016 ne sort l'animal errant ou intraitable de sa cage-piège qu'après sédation, admet un poids estimé aussi précisément que possible quand la pesée est impossible et un examen clinique après la prémédication ^[90]. Elle juge le risque d'hypothermie considérable pour la plupart des animaux de ces programmes et demande de chercher à maintenir la température normale de l'admission à la sortie, d'éviter le contact avec les surfaces froides surtout après la prémédication et de glisser une couverture sous l'animal dès l'induction, puis de bout en bout, chatons, petits, fragiles et malades étant les plus exposés ^[90]. Elle refuse l'approche « une dose pour tous » et admet des tableaux par tranche de poids, avec prudence aux extrêmes. Quand le poids est inconnu, comme chez le chat de colonie, elle mise sur des agents antagonisables, l'évitement des dépressions cardiorespiratoires marquées et une estimation soigneuse du poids ^[90]. Ce texte recommande une injection unique associant un alpha-2, un opioïde et un dissociatif pour une analgésie multimodale et une anesthésie équilibrée, déconseille l'induction au masque ou en caisson hors exception, et prévoit, au choix du vétérinaire, pour les brachycéphales, les gériatriques et les malades graves des protocoles moins dépresseurs qui peuvent recourir à des agents antagonisables ^[90]. Le réveil s'y fait sous observation directe et continue, les chatons avec leur portée, et les patients pédiatriques, gériatriques, fragiles et à risque reçoivent dès que possible de petites quantités d'eau et de nourriture contre l'hypoglycémie et la déshydratation ^[90]. Il recommande de repérer tout chat de colonie stérilisé par l'ablation du bout d'une oreille et demande de s'assurer de l'hémostase du pavillon avant la fin de la surveillance du réveil ^[90].

Le protocole idéal de refuge, pour une revue de 2010 lue en résumé, a une large marge de sécurité à tout âge, un petit volume à injecter, un début et une fin rapides, une durée chirurgicale suffisante en une injection et des antagonistes, et les auteurs proposent une association de tilétamine-zolazépam, de dexmédétomidine et d'un opioïde, pour 30 à 45 minutes d'anesthésie ^[540]. En France, deux thèses lues en résumé décrivent le contexte sans donnée d'anesthésie : une enquête de 2024 auprès de 139 associations de capture-stérilisation-relâcher, pour qui la capture est « chronophage, complexe et peut être source de stress ou de blessure pour le chat », et la mise en œuvre du programme lyonnais de 2019-2020 ^[1268]. La série japonaise de 131 chatons stérilisés tôt relève du même cadre de lutte contre les chats errants ^[1166]. Le poids estimé à l'œil, que l'ASV admet faute de pesée, a été confronté à la balance dans cinq campagnes américaines de stérilisation de chats libres (308 chats pesés après coup, 2025, d'après le résumé). L'estimation tombait à 20 % près du poids réel dans 44 % des cas pour les étudiants vétérinaires, 56 % pour les vétérinaires et 35 % pour les techniciens, les petits chats étant surestimés et les gros sous-estimés ^[1269]. Les doses calculées restaient dans la cible pour 85 % des estimations d'étudiants, contre 95 à 96 % pour les deux autres groupes, dont le résumé ne donne pas les effectifs. Les chiffres propres à ces programmes figurent avec la gestation et le chaton : saignement de 9 513 chattes ^[171], réveil raccourci par l'antagonisation de l'alpha-2 ^{[1115, 155]}, absence d'hypoglycémie chez 75 chatons à jeun depuis la veille ^{[55, 1164]}, complications de plaie ^[1122]. La mortalité n'a été comparée directement entre protocoles dans aucune étude de programme de masse. Entre textes, le jeûne du chaton illustre la divergence la plus nette : RSPCA 2011, ASV 2016 et AAHA 2020 donnent trois durées différentes, aucune fondée sur une mesure féline ^{[154, 90, 54]}. L'intubation non systématique sous protocole injectable, admise par l'ASV, est confrontée aux données de mortalité avec les voies aériennes (voir § 6).

Rétrovirus, anémie, hypertension, épilepsie, asthme

FIV et FeLV. Publiées en 2020 et lues en partie, les recommandations de l'AAFP sur les rétrovirus demandent pour le chat infecté la même qualité de soins anesthésiques, analgésiques, chirurgicaux et périopératoires que pour tout chat, et le même bilan préopératoire. L'antibioprophylaxie y reste réservée, comme ailleurs, aux immunodéprimés avérés et aux chirurgies à risque de contamination modéré à élevé, et l'analgésie multimodale est soulignée en cas de gingivostomatite ^[1270]. L'isolement en service de maladies contagieuses n'est pas requis. Instruments dentaires et chirurgicaux et sondes trachéales sont nettoyés et stérilisés entre deux patients, perfusions et poches ne se partagent pas, et un fil de suture réutilisé a déjà transmis le FIV ^[1270]. Pour ces chats, aucune étude du risque anesthésique propre n'a été trouvée.

Anémie. La série londonienne de dérivations urétérales associe l'anémie, définie par un hématocrite inférieur à 25 %, à plus d'hypotension, sans différence de survie ^[833]. Sur 88 animaux transfusés en globules rouges pendant une anesthésie générale (Londres, cohorte rétrospective, 18 chats et 70 chiens, 2025, d'après le résumé), la survie atteignait 79,5 %, meilleure en classe ASA I-II, et, en classe IV-V, une transfusion commencée avant l'anesthésie s'associait à une meilleure survie (p < 0,001), sans réaction transfusionnelle, les chiffres félins n'étant pas séparés ^[1271]. L'anesthésie fausse elle-même la mesure. L'hématocrite et la numération des globules rouges de 12 chats sains (Saskatchewan, étude prospective, 2012, d'après le résumé) baissaient de 25 % et l'hémoglobine de 24 % après l'induction, et 3 prélèvements sur 12 faits sous anesthésie auraient fait conclure à une anémie absente avant ^[1272]. À Vienne, un essai randomisé de 2020 sur 17 chattes saines (8 et 9 par groupe), lu en résumé, ne trouve au contraire aucune baisse significative de l'hématocrite après induction à l'alfaxalone ou au propofol, ni de différence entre les deux, malgré une tendance à la baisse (−10,79 % sous propofol, −6,35 % sous alfaxalone) et trois valeurs passées sous 30 % puis revenues en fin d'anesthésie ^[1273]. Agents, moments de prélèvement et effectifs diffèrent entre les deux études, qui ne se contredisent pas forcément mais interdisent toute règle générale ^{[1272, 1273]}. L'auteure viennoise suggère l'alfaxalone chez l'anémié en s'appuyant sur d'autres études ^[1273]. Sous kétamine-diazépam, une thèse toulousaine de 2008, lue en résumé, trouvait chez 42 chats sédatés une baisse marquée des érythrocytes, de l'hématocrite, des leucocytes, des plaquettes, de l'albumine, du potassium et du calcium ^[1274]. Chez 31 chats donneurs de sang anesthésiés à la tilétamine-zolazépam (Milan, étude prospective, 2015, d'après le résumé), la température baissait en moyenne de 0,7 °C et les pressions montaient après le don, sans pâleur ni collapsus au réveil ^[1275]. L'anémie est contre-indiquée par le RCP d'une acépromazine ^[29]. Le groupe sanguin, qui compte avant toute transfusion, est abordé avec les races.

Hypertension. Le risque d'hypertension croît avec l'âge, et elle est le plus souvent reconnue chez les chats de 10 ans et plus ^[107]. Suspendre un IECA avant l'anesthésie pourrait réduire le risque d'hypotension, admet l'AAFP de 2018 sur la foi d'une étude canine ^[11], et iCatCare signale que l'association des AINS aux IECA, aux sartans ou à l'amlodipine pourrait accroître ce risque ^[76]. Que faire de l'amlodipine le jour de l'anesthésie, aucune source lue ne le dit (voir § 3). Lu en texte intégral, le consensus de l'ACVIM de 2018 sur l'hypertension ne contient aucune recommandation sur l'anesthésie et rappelle seulement que la pression se mesure chez un patient non sédaté, calme et acclimaté ^[361]. Quant à l'ISFM, ses recommandations de 2017 n'ont pas pu être lues ^[1276]. Le risque anesthésique du chat hypertendu n'est mesuré nulle part, et le seul cas trouvé reste celui de la bradyarythmie du chat de 14 ans ^[1176].

Épilepsie. Sur l'anesthésie du chat épileptique, aucune étude clinique féline n'a été trouvée. L'épilepsie figure parmi les contre-indications de la kétamine dans un RCP français ^[28], et celles des dissociatifs sont discutées avec la prémédication (voir § 4). Sous anesthésie à l'enflurane (Japon, 1999, modèle expérimental, d'après le résumé), la dexmédétomidine à palier élevé abaissait le seuil convulsif chez des chats, effet supprimé par la yohimbine ^[1277]. Les convulsions qui suivent la ligature d'un shunt ou l'anesthésie d'un chat à shunt non opéré sont décrites avec le foie ^{[1223, 1131]}. La ponction de liquide cérébrospinal du chat présenté pour des signes neurologiques a été suivie dans une série rétrospective australienne (2012-2022, 118 chats, publiée en 2026, d'après le résumé) : 7 chats sont morts dans les 24 heures (5,9 %) et 9 ont eu une complication (7,6 %), apnées comprises, des taux que les auteurs jugent bas ^[1278].

Asthme et voies respiratoires profondes. Dans ces maladies, les complications de la sédation et de l'anesthésie générale peuvent être nettement accrues selon l'AAFP de 2018, qui maintient le traitement de l'asthme jusqu'au matin de l'anesthésie inclus, prévient que ces chats peuvent décompenser vite et cite la terbutaline sous-cutanée, dont l'action demande 15 à 30 minutes ^[11]. La bronchoscopie fournit les seuls chiffres. Dans deux centres britanniques (79 bronchoscopies, série rétrospective, 2019, d'après le résumé), une désaturation, définie par une SpO2 inférieure à 90 %, survenait dans 24 cas, 30,4 % selon notre calcul quand l'article écrit 30,3 %, avec 22,4 % dans un centre contre 52,4 % dans l'autre ^[740]. Elle touchait 22,9 % des chats intubés et 22,2 % de ceux sous masque laryngé, contre 48,0 % avec un cathéter trachéal d'insufflation d'oxygène (p = 0,034), et la terbutaline ne la modifiait pas significativement (27,5 % contre 35,7 %) ^[740]. Pendant ces bronchoscopies, deux pneumothorax (2,5 %) et un arrêt cardiaque mortel (1,3 %) ont été comptés, et les auteurs qualifient l'examen de procédure à haut risque ^[740]. À Davis (série rétrospective de 68 chats, propofol en perfusion et ventilation par jet, 2007, d'après le résumé), des complications ont marqué 38 % des procédures, légères chez 24 % des chats, et 6 % des chats sont morts ou ont été euthanasiés après l'examen, soit 4 chats selon notre calcul (5,9 %) ^[1279]. Lue en résumé, une thèse toulousaine de 2007 décrit, sous propofol, une morbidité faible et une mortalité nulle sur 14 lavages broncho-alvéolaires, dont 12 chez des chiens et 2 chez des chats selon le résumé anglais ^[1280]. Un cas d'impossibilité de ventiler un chat asthmatique sous anesthésie et lavage n'est connu que par son titre ^[1281]. Les séries ne mesurent pas le même événement, désaturation dans l'une, complications globales dans l'autre.

Les races

Une race n'est présentée ici comme exposée que si une étude la compare à une population de référence. Seule comparaison disponible, la mortalité anesthésique par race est présentée avec les facteurs de risque (voir § 2). L'absence de mort dans un petit groupe ne prouve pas l'absence de risque : pour 0 mort sur 84 Sphynx, 64 Ragdoll ou 211 Maine Coon, la règle de trois donne une borne supérieure de l'intervalle de confiance à 95 % d'environ 3,6 %, 4,7 % et 1,4 % selon notre calcul, toutes au-dessus du taux de 0,64 % des européens de la même série ^[141]. Les complications non mortelles par race ne sont comparées à une population de référence que dans une seule étude. À l'université vétérinaire de Vienne (mémoire de 2022, série rétrospective de 2015 à 2020, lu en texte intégral), la première anesthésie de 3 364 chats, 624 de race et 2 740 européens, n'a fait apparaître aucune race plus exposée aux complications que l'européen, y compris parmi les races prédisposées à une maladie ^[148]. Les résumés allemand et anglais annoncent pourtant 379 chats de race, quand les résultats et le tableau 4 en comptent 624, total qui retombe sur les 3 364 annoncés ^[148]. En chiffres bruts, les 245 chats « des forêts » (201 Maine Coon, 32 Norvégiens, 4 Sibériens, 8 autres) avaient une hypotension dans 32 cas (13,1 %), les 44 Bengals une bradycardie dans 6 (13,6 %) et les 85 chats « masqués et points » (Siamois, Sacré de Birmanie, Ragdoll) une hypoxémie dans 9 (10,6 %), contre 9,3 %, 7,5 % et 4,8 % chez les européens, pourcentages de notre calcul ^[148]. Six chats seulement étaient des Sphynx ou des Rex, aucun n'a fait d'hypothermie profonde, et l'auteure, qui en attendait davantage chez les races sans poil, n'a pas pu le confirmer ^[148]. Les six morts périopératoires, toutes attribuées à une maladie grave (défenestration, lymphome, accidents), ne sont imputées à l'anesthésie dans aucun cas, et l'auteure écrit ses limites : série rétrospective, dossiers peut-être incomplets, petits groupes ^[148]. Les morts comptées par COMPLRED et ces complications viennoises ne mesurent pas le même événement, ce qui laisse coexister le risque relatif de mort plus élevé des Persans (voir § 2) et l'absence d'excès significatif de complications ^[148]. Une revue viennoise de 2023, lue dans ses résumés, confronte les récits de propriétaires publiés en ligne à la littérature : un risque de mort anesthésique accru propre aux chats de race n'a pas pu être démontré, et l'auteure juge plus probable que la prédisposition de certaines races à des maladies puisse aggraver les effets des agents ^[1282].

Plusieurs particularités de race touchent l'anesthésie sans qu'aucun risque anesthésique n'ait été mesuré. Sur 1 072 croisés et 1 100 chats de race aux États-Unis (enquête comparative, 1991, d'après le résumé), aucun chat de groupe B n'a été trouvé chez les Siamois et races apparentées, l'American Shorthair et le Norvégien, la proportion la plus basse revenant aux croisés (0,28 %) et la plus forte, de 15 à 59 %, à l'Abyssin, au Sacré de Birmanie, au British Shorthair, au Devon Rex, à l'Himalayen, au Persan, au Scottish Fold et au Somali ^[1283]. Chaque chat B porte de puissants alloanticorps anti-A naturels, et une revue systématique de 2021 réunit 28 études par race et origine géographique ^[1283]. Une chatonne Burmese de 6 mois a présenté des lésions cutanées nécrotiques après une ovariohystérectomie de routine, attribuées à une extravasation sous-cutanée lors de ses mouvements pendant la pose du cathéter et l'induction, sur une peau à collagène déficient (rapport de cas, Australie, 2015, d'après le résumé) ^[1284]. L'hypokaliémie périodique des Burmese, Bombay, Tonkinois et Tiffanie, myopathie liée au gène WNK4 et favorisée par le stress, la myopathie du Devon Rex et la glycogénose de type IV du Norvégien sont décrites par deux revues, australienne (2015) et suisse (2004), dont les résumés ne parlent pas d'anesthésie ^[1285]. La dystocie varie avec la race dans une enquête de 1995 ^[175], alors que celle de 2024 voit des taux de 0 à 22,2 % selon la race sans différence statistiquement significative entre races ^[1242], la cardiomyopathie hypertrophique aussi selon l'ACVIM, sans risque anesthésique mesuré ^[61]. Sur le Maine Coon et le poids, rien n'a été trouvé, et les six Sphynx et Rex viennois ne suffisent pas à conclure sur l'hypothermie des races sans poil ^[148].

12. Médicaments et cadre réglementaire en France

Cette partie dit ce que l'autorisation de mise sur le marché (AMM) permet en France chez le chat, substance par substance, pour les agents de l'anesthésie, de la sédation, de l'analgésie périopératoire et leurs adjuvants, puis le cadre qui s'applique quand aucune spécialité ne convient. L'usage clinique des molécules relève des parties consacrées à la sédation (voir § 4), à l'induction (voir § 5) et à l'analgésie (voir § 8). La comparaison avec ce qui est autorisé dans d'autres pays figure ailleurs (voir § 13).

Source de vérité retenue : l'Index des RCP de l'ANSES-ANMV, dont la page d'accueil annonçait le 21 octobre 2026 une mise à jour du jour même, téléchargé en entier ce matin-là, soit 3 226 spécialités valides, puis interrogé par substance et par sel ^[71]. Pour 144 spécialités, le résumé des caractéristiques du produit (RCP) a été téléchargé le même jour et lu en partie, rubriques nommées : espèces cibles, indications, contre-indications, mises en garde, effets indésirables, voie, conditions de délivrance. Les AMM centralisées n'ont pas de RCP sur l'Index, qui renvoie à la base de données de l'Union ^[1286]. Dans cette base, chaque document est protégé par une question anti-robot, qui n'a pas été contournée : les indications de ces spécialités ne sont donc connues que par les avis du comité des médicaments vétérinaires de l'Agence européenne (CVMP) pour les produits qu'ils concernent ^{[1287, 1288, 1289, 1290, 221]}, la fiche produit de la base ne donnant que les espèces cibles, les voies, le statut et les dates ^[72]. Avant d'écrire qu'une substance n'a aucune spécialité pour le chat, nous avons relu la rubrique 3.1 des RCP voisins ^[1291], parce que la colonne des espèces cibles de l'Index s'est révélée incomplète pour quatre spécialités au moins ^[71]. Aucune des spécialités citées ne figure parmi les neuf AMM que l'Index signalait suspendues ce jour-là ^[71].

Une AMM valide ne prouve pas que le produit soit vendu. Le champ « Available in » de la base de l'Union, rempli par le titulaire, ne cite pas la France pour CERENIA injectable, SEVOFLO ni SOLENSIA, qui y sont autorisés, et reste vide pour SEVOHALE, autorisé aussi, alors qu'il la cite pour DEXDOMITOR 0,5 mg/ml, SEDADEX 0,5 mg/ml, PREVOMAX, ELMARO, BONQAT et MIRATAZ ^[72]. Ce champ est déclaratif : il ne démontre ni une absence de vente ni une disponibilité réelle.

Ce que l'Index autorise chez le chat

Les α2-agonistes forment la famille la plus fournie. Huit médétomidines et neuf présentations de dexmédétomidine ont le chat parmi leurs espèces cibles, dont cinq présentations centralisées de dexmédétomidine (DEXDOMITOR, CEPEDEX, SEDADEX) ^{[71, 197, 198, 72]}. Leurs libellés ne se recouvrent pas. DOMITOR, DORBENE VET, MEDETOR, NARCOSTART, SEDATOR et DORMOSTART ajoutent à la sédation et à la prémédication (DORMOSTART ne vise la prémédication que chez le chien), pour le chat seulement, une « Anesthésie générale pour des interventions chirurgicales mineures et de courte durée, en association avec la kétamine », que DORMILAN et SEDEDORM n'ont pas ^[197]. Les dexmédétomidines non centralisées visent chez le chat des « Procédures et examens non invasifs, engendrant une douleur faible à modérée » et la prémédication, la sédation profonde associée au butorphanol restant écrite pour le chien ^[198]. D'un libellé à l'autre, la voie change : intramusculaire seule chez le chat pour les quatre dexmédétomidines non centralisées (ASTHENODEX, DEXDORMOSTART, DEXMEDOCORD, DEXMOPET), intramusculaire, intraveineuse ou sous-cutanée pour DOMITOR ^{[197, 198]}. Neuf xylazines ont le chat selon leur RCP, huit selon l'Index, et aucune n'est réservée au vétérinaire ^{[71, 214]}. Quant aux neuf atipamézoles, toutes injectables par voie intramusculaire, leur indication nomme la médétomidine et la dexmédétomidine, jamais la xylazine ^[200].

Trois diazépams injectables par voie intraveineuse, autorisés entre 2014 et 2018 chez le chien et le chat, comptent dans leur indication l'« Utilisation dans le cadre d'un protocole pré-anesthésique ou de sédation », et la substance est classée psychotrope ^{[199, 208]}. Le zolazépam n'existe qu'associé à la tilétamine ^[201]. Pour l'anxiété liée à la visite, une seule spécialité : BONQAT, prégabaline en solution buvable pour chats, AMM centralisée de juillet 2021, déclarée disponible en France ^{[71, 72]}. Son RCP n'a pas été lu, et son indication n'est connue que par la FDA, qui écrit « the alleviation of acute anxiety and fear associated with transportation and veterinary visits in cats » ^[222].

Huit kétamines, toutes autorisées chez le chat, et quatre spécialités de tilétamine-zolazépam, dont les deux ZOLETIL de Virbac, composent l'offre des anesthésiques dissociatifs ^{[71, 201, 28]}. Sur la kétamine seule, les libellés se contredisent : ANESKETIN et KETAMIDOR l'admettent chez le chat pour la contention et de petites interventions sans myorelaxation, NARKAMON l'exclut pour toutes ses espèces cibles, et CLORKETAM n'interdit que son usage « comme seul anesthésique dans les interventions douloureuses » ^[28]. Les cinq propofols vétérinaires sont tous intraveineux ^[86]. L'entretien par perfusion à débit constant figure dans l'indication de PROPOMITOR et dans la forme de PROPODINE, « émulsion injectable/pour perfusion », alors que PROPOVET MULTIDOSE, qui contient de l'alcool benzylique comme conservateur, porte la contre-indication « Ne pas utiliser en perfusion prolongée » ^[86]. Une seule alfaxalone est autorisée, ALFAXAN MULTIDOSE, par voie intraveineuse seule, avec la contre-indication « Ne pas utiliser en association avec d'autres anesthésiques intraveineux » ^[87]. L'ALFAXAN d'origine, sans conservateur, est « Surrendered » dans la base de l'Union depuis le 25 octobre 2024 et a quitté l'Index ^{[626, 71]}. Deux thèses d'Alfort, celles de Dresco (2015) et de Marginier (2017), lues dans leur seul résumé, ont étudié la voie intramusculaire, qui sort donc des termes de l'AMM ^{[1292, 1293]}. Les cinq pentobarbitals qui ont le chat sont tous indiqués pour l'« Euthanasie », aucun pour l'anesthésie ^[206].

Six isofluranes et trois sévofluranes ont le chat, ISO-VET 100 % ne l'ayant pas à l'Index ^{[71, 88, 89]}. Le chat n'est entré dans l'AMM de SEVOFLO, autorisé en 2002 pour le chien, que par une variation dont l'avis du CVMP date du 5 octobre 2017 ^[221].

Côté opioïdes, la méthadone compte quatre spécialités, avec deux indications chez le chat, l'analgésie et la « Prémédication en vue d'une anesthésie générale ou d'une neuroleptanalgésie en association avec un neuroleptique », par voie intramusculaire chez le chat pour les quatre spécialités ^[27]. Les huit buprénorphines portent toutes la même indication féline, « Analgésie post-opératoire », sept s'injectant par voie intramusculaire ou intraveineuse et BUPRECARE 0,3 MG/ML par voie intramusculaire seule, la potentialisation des sédatifs étant réservée au chien ^[12]. Bien plus disparates, les butorphanols visent la douleur modérée de chirurgie des tissus mous (DOLOREX), les douleurs viscérales (TORPHASOL), l'analgésie pré- et postopératoire (TORBUGESIC) et, pour six d'entre eux (TORBUGESIC compris), la sédation associée à la médétomidine ou l'anesthésie associée à la médétomidine et à la kétamine ^[124].

Parmi les AINS, l'Index donne au chat 27 méloxicams (28 avec METAXX 5 MG/ML, dont il omet le chat), 7 robénacoxibs, 7 carprofènes, ces derniers tous injectables, et 6 spécialités d'acide tolfénamique ^{[71, 125, 126, 202, 205]}. Pour le méloxicam injectable, deux familles de libellés coexistent : la douleur postopératoire « après ovariectomie et petite chirurgie des tissus mous » (MELODYNE 5 MG/ML, MELOXICAM CEVA 5 MG/ML, METAXX 5 MG/ML), ou la douleur et l'inflammation légères à modérées après chirurgie orthopédique ou des tissus mous (MELOXYM, MELOSOLUTE, LOZENORD) ^[125]. L'indication chat de METACAM 5 mg/ml a été modifiée par une variation, avis du CVMP des 16 et 17 janvier 2024, dont le texte final n'a pas été lu ^[1290]. Aucun des cinq RCP d'acide tolfénamique lus ne donne au chat une indication de douleur opératoire : syndromes fébriles pour TOLFEDINE, traitement adjuvant des maladies des voies respiratoires supérieures pour TOLFEDOL, ALGENAMIC et TOLFELAB, la « Réduction de la douleur post-chirurgicale » de TOLFEDINE 40 mg/ml étant écrite pour le chien ^[205]. Un usage analgésique périopératoire de ces spécialités chez le chat relève donc de la cascade (même espèce, autre indication) ^{[205, 212]}. Les trois métamizoles autorisés chez le chat visent des douleurs viscérales ou spasmodiques, sans indication opératoire ^[1057].

Trois lidocaïnes ont le chat : LIDCOSAL, pulvérisation laryngopharyngée autorisée pour le chat seul afin de faciliter l'intubation « en empêchant la stimulation du réflexe laryngé », LUROCAINE (anesthésie loco-régionale) et LIDOR (anesthésie ophtalmique et dentaire, infiltration, épidurale) ^[91]. Aucune n'a d'indication intraveineuse ^[91]. PROCAMIDOR, à base de procaïne, couvre chez le chat l'infiltration et la conduction, l'épidurale étant écrite pour le chien ^[91]. Un collyre de tétracaïne a le chien et le chat, RCP non téléchargé ^[71].

Sept maropitants injectables ont le chat, dont trois AMM centralisées (CERENIA, PREVOMAX, ELMARO) ^{[71, 203]}. La « Prévention des nausées et vomissements péri-opératoires et amélioration du réveil d'anesthésie générale suite à l'utilisation de morphine » est écrite pour le chien seulement, et la prévention des vomissements du chat, indication générale, n'exclut pas le contexte opératoire ^[203]. Ni le métoclopramide (cinq spécialités) ni les métamizoles n'ont d'indication opératoire ^{[1294, 1057]}. ROBINUL V, seul glycopyrronium vétérinaire, est un « Agent pré-anesthésique destiné à limiter la sialorrhée éventuelle, l'excès de sécrétions et diminuer le risque de choc vagal » chez le chien et le chat ^[1211]. Les deux DOPRAM-V (doxapram) n'ont chez le chat, à la rubrique « Indications » de leur RCP, que les chatons, pour la « Stimulation de la respiration et réanimation post-natale » ^[204]. La rubrique « Posologie » de la forme injectable décrit pourtant aussi une « Stimulation de la respiration lors de chirurgie » chez les chiens et les chats, pendant et après anesthésie générale, de sorte que le RCP se contredit d'une rubrique à l'autre et que l'emploi comme analeptique au réveil d'un chat adulte ne sort pas clairement de ses termes. DOPRAM-V SOLUTION INTRANASALE est d'ailleurs la seule spécialité vétérinaire intranasale relevée, et aucun sédatif ni aucun opioïde vétérinaire n'a cette voie ^{[71, 204]}. Hors du champ de l'anesthésie, la mirtazapine transdermique MIRATAZ et la capromoréline ELURACAT ont des AMM centralisées pour le chat, indications non lues, et le frunévetmab (SOLENSIA) est un anticorps classé parmi les analgésiques (code ATCvet QN02BG90 de la fiche), indication non lue ^{[71, 72]}.

Substance	Spécialités avec le chat (titulaire)	Voie chez le chat	Indication chez le chat, résumée	Délivrance, statut ANSM	Sources
Acépromazine	CALMIVET COMPRIMES et CALMIVET SOLUTION INJECTABLE (Vetoquinol), TEMPRACE 0,5 MG/ML (Le Vet. Beheer)	orale, IV ou IM, IV seule pour TEMPRACE	tranquillisation, pré-anesthésie, sédation	ordonnance, non listée	^{[71, 29]}
Médétomidine	DOMITOR (Orion), DORBENE VET (Syva), DORMILAN et SEDEDORM (Vetpharma), DORMOSTART (Alfasan), MEDETOR (CP-Pharma), NARCOSTART (Le Vet), SEDATOR (Eurovet)	IM, IV ou SC (DOMITOR)	sédation pour examen, prémédication, anesthésie courte associée à la kétamine pour six des huit	réservée au vétérinaire, non listée	^{[71, 197]}
Dexmédétomidine	DEXDOMITOR 0,5 et 0,1 (Orion), CEPEDEX 0,5 (CP-Pharma), SEDADEX 0,1 et 0,5 (Le Vet. Beheer), toutes centralisées, ASTHENODEX et DEXMOPET (Vetpharma), DEXDORMOSTART (Alfasan), DEXMEDOCORD 0,5 (Accord)	IM seule chez le chat (ASTHENODEX, DEXDORMOSTART, DEXMEDOCORD, DEXMOPET), IV et IM (centralisées, chien et chat confondus)	actes non invasifs à douleur faible à modérée, prémédication	réservée sauf DEXMOPET, non listée	^{[71, 198, 72]}
Xylazine	ROMPUN 2 % (Elanco), PAXMAN (Virbac), SEDAXYLAN (Eurovet), XYLASOL (CP-Pharma), BELAZIN (Bela-Pharm), SEDACHEM (Interchemie), XYLEXX (Alfasan), XYLAMIDOR (VetViva Richter), DORVEXA VET (Forte Healthcare)	IV, IM ou SC (ROMPUN)	sédation, prémédication, analgésie et myorelaxation selon le libellé	ordonnance, non réservée, non listée	^{[71, 214]}
Atipamézole	ANTISEDAN (Orion), ALZANE (Syva), ANTIDORM, NOSEDORM et TIPAFAR (Vetpharma), ATIPAM (Eurovet), DORMOSTOP (Alfasan), NARCOSTOP (Le Vet), REVERTOR (CP-Pharma)	IM	antagonisme de la médétomidine et de la dexmédétomidine	réservée, non listée	^{[71, 200]}
Diazépam	ZIAPAM (Domes Pharma), DIAZEDOR (VetViva Richter), SOLUPAM (Dechra)	IV seule	convulsions et spasmes, protocole pré-anesthésique ou de sédation	ordonnance (ZIAPAM réservé), psychotrope	^{[71, 199, 208]}
Prégabaline	BONQAT (Orion), centralisée	orale	anxiété et peur aiguës du transport et des visites (texte de la FDA, RCP non lu)	ordonnance, non listée	^{[71, 72, 222]}
Tilétamine et zolazépam	TILETAMINE ZOLAZEPAM 100 VIRBAC et 50 VIRBAC, ZOLETIL 100 et ZOLETIL 50 (Virbac)	IM ou IV	anesthésie générale	réservée, tilétamine stupéfiante sauf préparations injectables, régime de l'article R. 5132-80	^{[71, 201, 207, 1295, 1296]}
Kétamine	CLORKETAM 1000 (Vetoquinol), KETAMINE 1000 VIRBAC FRANCE (Virbac), KETAMIDOR (VetViva Richter), ANESKETIN (Eurovet), ANAESTAMINE (Le Vet. Beheer), KETABEL (Bela-Pharm), KETEXX (Alfasan), NARKAMON (Osalia)	IV ou IM (CLORKETAM), IM, SC ou IV (ANESKETIN)	contention, sédation, anesthésie générale, seule ou associée selon le libellé	réservée, stupéfiant	^{[71, 28, 207, 209]}
Propofol	PROPOVET MULTIDOSE (Zoetis), VETOFOL (Norbrook), PROPOSURE (Axience), PROPODINE (Dechra), PROPOMITOR (Orion)	IV	anesthésie courte, induction, entretien par doses répétées ou par perfusion (PROPOMITOR, PROPODINE)	réservée pour trois, non listé	^{[71, 86]}
Alfaxalone	ALFAXAN MULTIDOSE (Zoetis France)	IV seule	induction avant anesthésie gazeuse, induction et entretien	réservée, non listée	^{[71, 87]}
Pentobarbital	DOLETHAL, EUTHASOL VET., EUTHOXIN, EXAGON, REPOSE	non lue	euthanasie seulement	psychotrope	^{[206, 208]}
Isoflurane	VETFLURANE (Virbac), ISOFLO (Zoetis), ISOFLURIN (Vetpharma), ISOFLU-VET et ISOTHESIA (Piramal), ISORANE (Karizoo)	inhalation, évaporateur étalonné	induction et entretien	réservée, non listé	^{[71, 88]}
Sévoflurane	SEVOFLO (Zoetis Belgium) et SEVOHALE (Chanelle), centralisées, SEVOTEK (Karizoo)	inhalation	induction et entretien	réservée, non listé	^{[71, 89, 72]}
Méthadone	COMFORTAN (Eurovet), SYNTHADON 10 (Le Vet. Beheer), INSISTOR (VetViva Richter), METHADYNE (Zoetis)	IM	analgésie, prémédication associée à un neuroleptique	réservée, stupéfiant	^{[71, 27, 207]}
Buprénorphine	BUPRECARE 0,3 MG/ML (Ecuphar), BUPRECARE MULTIDOSE, VETERGESIC MULTIDOSE (Ceva), BUPAQ MULTIDOSE (VetViva Richter), BUPAQ 0,3 MG/ML, BUPREDINE MULTIDOSE (Le Vet. Beheer), BUPRELAB (Labiana), BUPROXAN MULTIDOSE (Alfasan)	IM ou IV (BUPRECARE 0,3 MG/ML : IM seule)	analgésie postopératoire	réservée, psychotrope	^{[71, 12, 208]}
Butorphanol	DOLOREX (Intervet), TORPHASOL (Animedica), ALVEGESIC VET. (V.M.D.), TORBUGESIC VET (Zoetis), TORPHADINE (Le Vet. Beheer), BUTADOR (VetViva Richter), BUTORGESIC (CP-Pharma), BUTORVET (Chanelle)	IV, SC ou IM (TORBUGESIC)	douleur selon le libellé, sédation ou anesthésie en association pour six	réservée sauf BUTORGESIC, préparations injectables non listées	^{[71, 124, 208]}
Méloxicam	METACAM 5, 0,5 et 2 (Boehringer) et génériques centralisés, MELODYNE (Ceva), MELOXICAM CEVA, MELOXYM (C & H Generics), MELOSOLUTE (CP-Pharma), METAXX, LOZENORD (Accord), ARTHROKAN CLEMENT THEKAN	SC ou IV, orale	douleur postopératoire (deux familles de libellés), troubles musculo-squelettiques (formes orales)	ordonnance, non listé	^{[71, 125, 72]}
Robénacoxib	ONSIOR injectable et comprimés (Elanco), centralisée, ROBENORD (Accord), ROBEXERA 20 MG/ML, ROBEXERA 6 MG et ROGIOLA (Krka), ROBENTROL (Chanelle)	SC, orale	douleur et inflammation d'une chirurgie orthopédique ou des tissus mous (injectable)	ordonnance, non listé	^{[71, 126, 1289]}
Carprofène	RIMADYL INJECTABLE (Zoetis), CARPROX VET et RYCARFA (Krka), CARPROFELICAN, CARPROSOL, CARTAXX (Alfasan), CARPROFEN ORION, centralisée	IV ou SC	douleur postopératoire, aucun comprimé avec le chat	ordonnance, non listé	^{[71, 202]}
Acide tolfénamique	TOLFEDINE 40 MG/ML et TOLFEDINE 6 MG (Vetoquinol), TOLFEDOL (S P Veterinaria), ALGENAMIC (Vetpharma), TOLFELAB (Labiana), TOLFENAMIC ACID VMD, centralisée	injectable sauf IM chez le chat, orale	syndromes fébriles, adjuvant des affections respiratoires hautes, aucune indication de douleur	délivrance non relevée, non listé	^{[71, 205]}
Métamizole	CALMAGINE (Vetoquinol), ESTOCELAN, SPASMIZOLE	non relevée	douleurs viscérales et spasmodiques, aucune indication opératoire	non relevé	^{[71, 1057]}
Lidocaïne	LIDCOSAL (Dechra), chat seul, LUROCAINE (Vetoquinol), LIDOR (VetViva Richter)	pulvérisation laryngopharyngée, injections locales, épidurale	intubation (LIDCOSAL), loco-régionale, infiltration, épidurale, aucune indication IV	ordonnance (LIDCOSAL et LUROCAINE réservées), non listée	^{[71, 91]}
Procaïne	PROCAMIDOR (VetViva Richter)	injections locales	infiltration, conduction, épidurale écrite pour le chien	non relevé, non listée	^[91]
Tétracaïne	TETRACAINE COLLYRE (Domes Pharma)	oculaire	anesthésie de surface (RCP non téléchargé)	non relevé	^[71]
Maropitant	CERENIA (Zoetis Belgium), PREVOMAX (Dechra), ELMARO (Elanco), centralisées, VETEMEX (CP-Pharma), VOMINIL (VetViva Richter), MAROPITANT BIOVETA, MAROPICORD (Accord)	SC ou IV	prévention et traitement des vomissements, hors mal des transports	ordonnance, non listé	^{[71, 203, 1288]}
Métoclopramide	EMEPRID COMPRIMES (Ceva), EMEPRID SOLUTION BUVABLE et SOLUTION INJECTABLE, METOMOTYL 5 (Le Vet. Beheer), MCEPE (CP-Pharma)	IV, IM ou SC, orale	vomissements, motilité digestive réduite, aucune indication opératoire	délivrance non relevée, non listé	^{[71, 1294]}
Glycopyrronium	ROBINUL V (Vetoquinol)	IV, IM ou SC	agent pré-anesthésique (sialorrhée, sécrétions, choc vagal)	délivrance non relevée, non listé	^[1211]
Atropine	VT DOSES ATROPINE 1 POUR CENT (collyre), FELIDIARIX (comprimé associé à des sulfamides)	oculaire, orale	mydriase des uvéites, diarrhée, aucune atropine injectable avec le chat	délivrance non relevée, non listée	^[1211]
Doxapram	DOPRAM-V SOLUTION INJECTABLE et SOLUTION INTRANASALE (Vetoquinol)	injectable, intranasale	chatons seulement : stimulation respiratoire, réanimation post-natale	délivrance non relevée, non listé	^[204]

« Réservée » : administration exclusivement réservée au vétérinaire, d'après l'Index. Statut « Non listé » : absent des listes consolidées des stupéfiants et des psychotropes de l'ANSM ^{[207, 208]}. « Non relevé » : information non extraite des rubriques lues. Le détail par spécialité (procédure, date d'AMM) figure en annexe.

Plusieurs substances de l'anesthésie féline n'ont aucune spécialité vétérinaire autorisée en France pour le chat à l'Index au 21 octobre 2026, ce qui place leur emploi dans la cascade de l'article 112 du règlement (UE) 2019/6 ^[212]. Le midazolam n'a qu'une spécialité vétérinaire, DORMAZOLAM, pour le cheval non producteur de denrées, contre quinze spécialités humaines actives ^{[1291, 341]}. Pour aucune espèce, la gabapentine n'a de spécialité vétérinaire, alors que la base publique des médicaments en recense 59 spécialités humaines actives ^{[71, 341]}. La trazodone n'a ni spécialité vétérinaire ni spécialité humaine active en France ^{[71, 341]}. Étomidate, thiopental et méthohexital manquent à l'Index, pour toutes les espèces, de même que l'halothane, le desflurane, l'enflurane, le méthoxyflurane et le protoxyde d'azote ^[71]. L'association médétomidine-vatinoxan (ZENALPHA) et le gel buccal de dexmédétomidine (SILEO), tous deux centralisés, ont le chien pour seule espèce cible ^{[71, 72]}.

Chez les opioïdes, l'absence est plus marquée encore : la morphine n'a de spécialité vétérinaire pour aucune espèce, les trois résultats « morphine » de l'Index étant de l'apomorphine, émétique pour chiens ^{[71, 1291]}. FENTADON, seul fentanyl vétérinaire, a pour seule espèce cible le chien (rubrique 3.1 : « Chiens. ») ^[1291]. Ni le rémifentanil, ni le sufentanil, ni l'hydromorphone, ni la péthidine, ni l'oxymorphone, ni la nalbuphine n'ont de spécialité vétérinaire ^[71]. Les dix-sept tramadols vétérinaires sont tous destinés au chien ^{[71, 1291]}. Aucune naloxone vétérinaire n'existe, alors que les RCP de méthadone y renvoient : « La méthadone peut être antagonisée par la naloxone » (METHADYNE, rubrique 3.6) ^{[71, 27]}. Les formes transmuqueuse et transdermique de buprénorphine n'ont pas davantage de spécialité pour le chat ^[71].

Le kétoprofène vétérinaire, seize spécialités, ne vise que les bovins, les porcins et les équins, et les sept paracétamols vétérinaires sont réservés au porc ^{[71, 1291]}. Bupivacaïne, y compris liposomale, et ropivacaïne n'ont aucune spécialité vétérinaire, la mépivacaïne vétérinaire est réservée au cheval, la benzocaïne aux salmonidés et à une pommade rectale pour chien ^{[71, 1291]}. L'oxybuprocaïne n'existe qu'en collyre humain ^{[71, 341]}. Aucune atropine injectable, aucun ondansétron, aucun flumazénil, dantrolène, curare ni sugammadex vétérinaire n'a le chat, la seule néostigmine vétérinaire visant les grands animaux ^{[71, 1211]}. La plupart ont des spécialités humaines actives, dont le décompte figure en annexe, mais la base publique des médicaments ne contient aucune spécialité de péthidine, d'halothane, d'enflurane ni de trazodone, et aucune bupivacaïne liposomale ^[341].

Parmi les substances de l'anesthésie et de l'analgésie périopératoire, huit seulement ont pour le chat au moins une AMM centralisée, valable dans toute l'Union : dexmédétomidine, sévoflurane, méloxicam, robénacoxib, carprofène, acide tolfénamique, maropitant et prégabaline ^{[71, 72]}. Les autres spécialités félines de ce champ sont nationales, décentralisées ou en reconnaissance mutuelle, et leur existence dans d'autres États membres n'a pas été vérifiée.

Le chat dans les RCP

Au format du règlement (UE) 2019/6, la rubrique 3.6 du RCP range chaque effet indésirable dans une catégorie définie par une proportion d'animaux traités, que l'ancien format écrivait en toutes lettres (rubrique 4.6 de CALMIVET COMPRIMES) ^[29] :

très fréquent : plus de 1 animal traité sur 10
fréquent : plus de 1 mais moins de 10 animaux sur 100
peu fréquent : plus de 1 mais moins de 10 animaux sur 1 000
rare : plus de 1 mais moins de 10 animaux sur 10 000
très rare : moins de 1 animal sur 10 000, cas isolés compris
fréquence indéterminée : « ne peut être estimée sur la base des données disponibles » (TEMPRACE, rubrique 3.6) ^[29].

Aucun RCP lu ne dit sur quel effectif repose une catégorie. Pour une même molécule, la catégorie change d'un titulaire à l'autre, si bien qu'une fréquence ne se cite qu'avec le nom de la spécialité :

Substance	Effet	Catégorie selon la spécialité	Sources
Médétomidine	vomissements	très rare (DOMITOR), peu fréquent (DORBENE VET), fréquent (MEDETOR, DORMOSTART)	^[197]
Médétomidine	bradycardie	très rare (DOMITOR, NARCOSTART, SEDATOR), fréquent (DORBENE VET)	^[197]
Médétomidine	hausse de la pression artérielle	très rare (DOMITOR), très fréquent (DORMOSTART)	^[197]
Médétomidine	œdème pulmonaire	très rare (DOMITOR), rare (DORBENE VET, MEDETOR, NARCOSTART, SEDATOR)	^[197]
Propofol	apnée	très rare (PROPOVET MULTIDOSE), très fréquent (PROPOMITOR), « fréquemment observée » sans catégorie chiffrée (VETOFOL)	^[86]
Isoflurane, sévoflurane	hypotension	fréquence non déterminée (ISOFLO), très fréquent (SEVOTEK)	^{[88, 89]}

L'acépromazine injectable (CALMIVET) range en très rare l'hypotension, l'apnée, l'hypothermie, une hyperexcitation « Associée à une réaction paradoxale » et la protrusion partielle de la membrane nictitante, TEMPRACE une arythmie de fréquence indéterminée « À la suite d'une injection intraveineuse rapide » ^[29]. Leurs contre-indications diffèrent : celles de CALMIVET visent l'animal « en état de stress », l'hypothermie, l'hypovolémie, l'état de choc, l'insuffisance cardiaque, les troubles de la coagulation et l'anémie, celles de TEMPRACE la femelle gestante et l'usage à long terme ^[29].

Pour DOMITOR, le RCP met tous ses effets en très rare, œdème pulmonaire et décès par insuffisance circulatoire compris, mais note dans le même tableau des vomissements « chez de nombreux chats dans les 5 à 10 minutes après l'injection », et d'autres au réveil ^[197]. Il contre-indique la médétomidine lors de maladie cardiovasculaire sévère, de maladie respiratoire, d'atteinte hépatique ou rénale, de diabète sucré et de trouble oculaire où une hausse de la pression intraoculaire nuirait, MEDETOR, NARCOSTART et DORMOSTART y ajoutant la gestation ^[197]. Sa rubrique 3.4 prévient que « La médétomidine peut ne pas procurer une analgésie durant toute la période de sédation » ^[197].

Trois situations sont séparées chez le chat par DEXDORMOSTART. Utilisée seule, la dexmédétomidine y donne de façon très fréquente bradycardie, vomissements et muqueuses pâles ou cyanosées, rarement un œdème pulmonaire, et une opacité cornéenne de fréquence indéterminée « si les yeux restent ouverts pendant la sédation ». Suivie de kétamine, elle s'accompagne d'un bloc auriculoventriculaire très fréquent, d'hypoxie et d'hypothermie fréquentes, d'une apnée peu fréquente. En prémédication, l'arythmie devient l'effet très fréquent ^[198]. DEXMEDOCORD réunit ces situations dans une seule liste ^[198]. Ces RCP précisent que l'administration « aux chatons de moins de 12 semaines n'a pas été étudiée », et qu'après dexmédétomidine puis kétamine, « Un équipement de ventilation manuelle peut s'avérer nécessaire en cas de dépression respiratoire ou d'apnée » ^[198].

Avec XYLAMIDOR, la « Dépression respiratoire, arrêt respiratoire (en particulier chez le chat) » et des « Contractions utérines (chez le chat) » sont de fréquence indéterminée, et les vomissements sont « généralement observés dans les 3 à 5 minutes » ^[214]. ROMPUN contre-indique, chez le chien et le chat, l'obstruction œsophagienne, la torsion gastrique et les hernies ^[214]. L'atipamézole, rappellent ses RCP, « n'inverse pas l'effet de la kétamine » et peut « entraîner des crampes chez les chats lorsqu'il est utilisé seul » après elle, d'où un délai imposé, tandis qu'en inversion partielle l'hypothermie reste à prévenir « même après le réveil » ^[200].

Une mention n'existe que pour l'espèce féline dans les RCP de ZIAPAM, de DIAZEDOR et de SOLUPAM : la nécrose hépatique aiguë et l'insuffisance hépatique, très rares, « Chez les chats uniquement » (ZIAPAM, DIAZEDOR) ou « Uniquement chez le chat » (SOLUPAM), à côté d'une augmentation de l'appétit « Principalement chez les chats » (ZIAPAM), « En particulier chez les chats » (DIAZEDOR) ou « Principalement chez le chat » (SOLUPAM) ^[199]. ZIAPAM ne recommande pas le diazépam pour le contrôle des troubles convulsifs chez le chat intoxiqué de façon chronique au chlorpyrifos ^[199].

Sous ZOLETIL 100, la douleur immédiate à l'injection, très rare, porte la mention « Plus fréquent chez les chats », et une respiration apnéique « est plus fréquemment observée après injection intraveineuse qu'après injection intramusculaire », qui peut durer jusqu'à 15 minutes à palier élevé ^[201]. Les yeux restent ouverts, et le RCP demande de les protéger ^[201]. La césarienne et la gestation de la chatte figurent parmi les contre-indications ^[201]. Pour la kétamine, ANESKETIN décrit une dépression respiratoire « Dose dépendante, peut entraîner un arrêt respiratoire, en particulier chez les chats », et NARKAMON range l'arrêt cardiaque en très rare en contre-indiquant un « hyperthyroïdisme non traité », situation qui concerne le chat âgé (voir § 11) ^[28]. L'injection intramusculaire « peut être douloureuse » (CLORKETAM), et l'atropine en prémédication « peut réduire l'hypersalivation chez les chats » (ANESKETIN) ^[28].

Trois effets de PROPOVET MULTIDOSE sont notés « observé uniquement chez les chats », tous très rares : des troubles du comportement à type de « léchage des pattes / de la face », des efforts de vomissement et des éternuements. Une anémie hémolytique à corps de Heinz, très rare aussi, est inscrite pour les chiens et les chats, et le texte associe la réduction du risque à l'espacement des anesthésies ^[86]. PROPOMITOR décrit, chez les chats soumis à des anesthésies répétées, diarrhée, œdème facial, hyperglycémie, anémie à corps de Heinz et anorexie, et VETOFOL écrit que l'anesthésie répétée au propofol « peut engendrer des lésions oxydatives et la formation de corps de Heinz » ^[86]. L'innocuité n'est pas établie avant 5 mois pour PROPOVET MULTIDOSE, avant 4 mois pour PROPOMITOR et PROPODINE ^[86].

ALFAXAN MULTIDOSE classe en très fréquent l'apnée qui suit l'induction : « 44 % des chiens et 19 % des chats ont fait de l'apnée après l'induction dans les études cliniques », pendant 60 secondes en moyenne chez le chat, sans que le RCP donne l'effectif de ces études ^[87]. Intubation et apport d'oxygène sont alors demandés ^[87]. Ce même RCP juge que « Les propriétés analgésiques d'alfaxalone sont limitées », note qu'une benzodiazépine seule en prémédication « peut accroître la probabilité d'agitation psychomotrice », et tient l'innocuité pour non démontrée avant 12 semaines ^[87].

Pour l'isoflurane, ISOFLO range l'hyperthermie maligne en très rare, chez les « Animaux sensibles », et la contre-indique en cas de prédisposition connue ^[88]. SEVOTEK, sévoflurane, met en très fréquent l'hypotension, la tachypnée, l'apnée, les fasciculations, les vomissements et l'excitation, et ajoute que l'hypotension « peut entraîner une diminution du débit sanguin rénal » ^[89].

Les deux RCP de méthadone lus pour le chat rangent en très fréquent la dépression respiratoire, une excitation (léchage des babines, vocalisation, miction, défécation, mydriase, diarrhée), l'hyperthermie et l'hypersensibilité à la douleur, que COMFORTAN appelle « hyperalgésie » ^[27]. Leurs mises en garde notent qu'« une mydriase est observée longtemps après la disparition de l'effet analgésique », si bien qu'elle ne renseigne pas sur la persistance de l'analgésie, et demandent de la précaution pour les administrations répétées « En raison du risque d'excitation » ^[27]. VETERGESIC MULTIDOSE classe en fréquent la mydriase et des « signes d'euphorie (ronronnements, frottements et augmentation des déplacements) », en rare la sédation, en fréquence indéterminée la détresse respiratoire ^[12]. Son innocuité « n'a pas été pleinement évaluée chez des chats cliniquement affaiblis », ni étudiée en administration prolongée, et la voie intrathécale ou péridurale comme la prémédication de césarienne sont contre-indiquées ^[12]. Selon DOLOREX, « Chez les chats, la réponse individuelle au butorphanol peut être variable », et l'augmentation de la posologie « peut ne pas avoir d'incidence sur l'intensité ou la durée de l'analgésie », la dysphorie restant très rare, comme chez TORBUGESIC ^[124].

Les RCP d'AINS rapprochent l'anesthésie et la fonction rénale. MELODYNE demande d'éviter le méloxicam chez l'animal déshydraté, hypovolémique ou hypotendu « en raison du risque potentiel de toxicité rénale accrue », et MELOXYM écrit que « Durant l'anesthésie, une surveillance et une fluidothérapie doivent être envisagées systématiquement » ^[125]. ROBENTROL range l'insuffisance rénale en très rare, observée « Plus fréquemment chez les chats les plus âgés et lors d'usage concomitant avec des anesthésiques ou des sédatifs » ^[126]. RIMADYL INJECTABLE précise que « Chez le chat, l'innocuité du médicament a uniquement été documentée avec anesthésie gazeuse (thiopental/halothane) », deux agents absents aujourd'hui de l'Index, et signale une diminution du rythme cardiaque « Observée pendant l'anesthésie après l'administration », très rare ^{[202, 71]}. TOLFEDINE exclut les animaux « en déshydratation hypovolémique ou en hypotension » ^[205]. Les âges minimaux varient, 6 semaines pour le méloxicam, 4 mois pour le robénacoxib, 4 mois pour RIMADYL INJECTABLE et 5 mois pour les cinq autres carprofènes lus, parfois assortis d'un poids minimal ^{[125, 126, 202]}. Les liens entre AINS, anesthésie et rein sont discutés ailleurs (voir § 10).

LUROCAINE demande d'employer la lidocaïne « avec précaution chez les chats, qui sont plus sensibles à la lidocaïne », et LIDOR fixe un plafond de dose totale propre au chat ^[91]. LIDCOSAL, sans effet indésirable connu, prévient que le spasme laryngé « peut également être stimulé au moment du retrait de la sonde endotrachéale », geste qu'il situe sous anesthésie encore présente ^[91]. Une réaction modérée à sévère à l'injection sous-cutanée de maropitant touche « environ un tiers des chats » selon VOMINIL, proportion que l'avis du CVMP de 2012 sur CERENIA donnait déjà, sans effectif dans l'un ni l'autre texte ^{[203, 1288]}. Le glycopyrronium est contre-indiqué en cas de thyréotoxicose, de cardiomyopathie congestive ou de tachycardie ^[1211]. Restent très rares chez le chat les effets extrapyramidaux du métoclopramide ^[1294] et le choc cardiovasculaire d'une injection intraveineuse trop rapide de métamizole ^[1057].

La cascade

Le principe est posé par l'article 106, paragraphe 1, du règlement (UE) 2019/6 : un médicament vétérinaire s'utilise dans les termes de son AMM ^[212]. Pour une espèce non productrice de denrées comme le chat, l'exception est l'article 112. Il ne s'ouvre que « lorsqu'il n'existe pas de médicament vétérinaire autorisé dans un État membre pour une indication concernant une espèce animale non productrice de denrées alimentaires », et permet alors au vétérinaire, « à titre exceptionnel, sous sa responsabilité personnelle directe et notamment afin d'éviter des souffrances inacceptables », de recourir dans l'ordre à trois catégories de produits ^[212]. Vient d'abord (point a) un médicament vétérinaire autorisé en France ou dans un autre État membre, chez la même espèce ou une autre, pour la même indication ou une autre. À défaut (point b), un médicament à usage humain autorisé selon la directive 2001/83/CE ou le règlement (CE) n° 726/2004 ^[212]. En dernier lieu (point c), une préparation vétérinaire extemporanée faite sur ordonnance vétérinaire ^[212].

Le paragraphe 2 ajoute, hors médicaments immunologiques, un médicament vétérinaire « autorisé dans un pays tiers pour la même espèce animale et la même indication », lorsque rien de ce qui précède n'est disponible ^[212]. Selon le paragraphe 3, le vétérinaire « peut administrer personnellement le médicament ou autoriser un tiers à le faire sous la responsabilité du vétérinaire », dans le respect des dispositions nationales ^[212]. Le paragraphe 5 étend l'article au médicament autorisé qui « n'est pas disponible dans l'État membre approprié » ^[212]. Les articles 113 et 114 visent les animaux terrestres producteurs de denrées et les espèces aquatiques, l'article 115 leurs temps d'attente, et aucun ne concerne le chat ^[212]. Deux sources datent l'application de ce régime au 28 janvier 2022 : l'article 160 du règlement, et le rapport au Président de la République sur l'ordonnance n° 2022-414, qui écrit que le règlement « abroge la directive 2001/82/CE avec effet à compter du 28 janvier 2022 » ^{[212, 213]}.

En droit français, l'article L. 5143-4 du Code de la santé publique a connu trois rédactions ^[1297]. Du 18 juin 2011 au 22 octobre 2021 (ordonnance n° 2011-673), il décrivait une cascade nationale en quatre degrés : médicament vétérinaire autorisé pour une autre espèce dans la même indication, ou pour la même espèce dans une autre, puis pour une autre espèce dans une autre indication, puis médicament humain ou médicament vétérinaire d'un autre État membre, enfin « une préparation magistrale vétérinaire ». La rédaction transitoire de l'ordonnance n° 2021-1370, en vigueur jusqu'au 25 mars 2022, s'ouvrait sur « Le vétérinaire doit prescrire en priorité un médicament vétérinaire autorisé pour l'animal de l'espèce considérée » ^[1297]. Depuis le 25 mars 2022 (ordonnance n° 2022-414 du 23 mars 2022, article 5), l'article ne décrit plus l'ordre et renvoie au règlement. Les médicaments utilisés « en l'absence de médicament autorisé approprié disponible pour l'espèce et l'indication considérées » sont administrés par le vétérinaire ou, sous sa responsabilité personnelle, par le détenteur, « dans le cadre prévu par les articles 112 à 115 du règlement (UE) 2019/6 » ^[1297]. Notre comparaison des rédactions lues relève, pour le chat, trois changements : les deux premiers degrés de 2011 sont fondus dans le point a, le médicament vétérinaire d'un autre État membre passe avant le médicament humain, et le recours au pays tiers est nouveau ^{[212, 1297]}.

D'après l'inventaire de l'Index, sortir des termes de l'AMM recouvre chez le chat des situations de nature différente. Une substance peut n'avoir aucune spécialité féline, comme le midazolam, la gabapentine, la morphine, le fentanyl, la bupivacaïne, le kétoprofène, l'atropine injectable ou l'étomidate ^{[71, 1291]}. Une spécialité féline peut servir à une autre indication que la sienne : acide tolfénamique comme analgésique opératoire, doxapram chez l'adulte (décrit à la rubrique « Posologie » de son RCP mais absent de ses « Indications »), lidocaïne par voie intraveineuse ^{[205, 204, 91]}. La voie peut s'écarter de l'AMM, quand l'alfaxalone ou TEMPRACE quittent la voie intraveineuse, ou DEXDORMOSTART la voie intramusculaire ^{[87, 29, 198]}. Un usage peut aussi contredire le libellé, comme la kétamine seule avec NARKAMON ^[28]. Dans tous les cas, l'article R. 5141-111 du Code de la santé publique (version en vigueur depuis le 1er avril 2016, décret n° 2016-317) s'applique, en son paragraphe VIII, au vétérinaire qui administre « lui-même le médicament à l'animal », sans préjudice des règles propres aux stupéfiants : la prescription reste due ^[1298].

Deux lectures du règlement n'ont été confirmées par aucune autorité. Deux formes de buprénorphine absentes de l'Index sont autorisées chez le chat aux États-Unis, SIMBADOL, injectable concentrée approuvée le 18 juillet 2014 « For the control of postoperative pain associated with surgical procedures in cats », et ZORBIUM, solution transdermique approuvée le 20 janvier 2022, qui « should only be administered in a veterinary hospital » ^{[238, 239]}. Elles ne relèveraient du paragraphe 2 que si aucun médicament des points a à c n'était disponible, or la buprénorphine vétérinaire injectable et la buprénorphine humaine existent en France ^{[12, 341]}. Leur absence d'AMM nationale dans un autre État membre n'a d'ailleurs pas pu être établie, la recherche dans la base de l'Union ayant échoué pour ces noms ^[72]. La trazodone pose une autre question : le point b vise un médicament humain autorisé selon la directive, sans nommer d'État membre, et rien dans ce que nous avons lu ne tranche l'approvisionnement en trazodone humaine autorisée ailleurs dans l'Union, alors qu'aucune n'est active en France ^{[212, 341]}. S'agissant de la gabapentine, le médicament humain relève du point b, et l'existence d'une gabapentine vétérinaire dans un autre État membre, qui relèverait du point a, n'a pas été recherchée ^{[71, 341]}. Les statuts étrangers sont comparés ailleurs (voir § 13).

Stupéfiants et psychotropes

Les listes des stupéfiants et des psychotropes sont fixées par deux arrêtés du 22 février 1990, modifiés depuis et publiés au Journal officiel du 7 juin 1990. Cette date repose sur une seule source, l'ANSM, dont les deux listes consolidées concordent, les arrêtés eux-mêmes n'ayant pas été ouverts ^{[207, 208]}. D'après le préambule de ces listes, la compétence de classement revient au directeur général de l'ANSM depuis la loi n° 2020-1525 du 7 décembre 2020 (article 29) et le décret n° 2022-113 du 1er février 2022, et seuls sont opposables l'arrêté modifié du 22 février 1990, publié au Journal officiel, et les décisions du directeur général de l'ANSM ^{[207, 208]}. Ce transfert n'a qu'une source, les textes de 2020 et de 2022 n'ayant pas été lus. La date du décret, elle, est confirmée par la version de l'article R. 5132-36 qu'il a réécrit, en vigueur depuis le 4 février 2022 ^[210].

Substance	Classement	Texte et date	Sources	Comptage
Méthadone, fentanyl, morphine, hydromorphone, péthidine	stupéfiants, annexe I	arrêté du 22 février 1990	^[207]	une seule source
Oxymorphone, sufentanil, alfentanil	stupéfiants, annexe I	arrêté du 22 février 1990	^[207]	une seule source
Rémifentanil	stupéfiant	arrêté du 29 novembre 1996	^[207]	une seule source
Kétamine et ses sels, sauf préparations injectables (restées en liste I)	stupéfiant, annexe IV	arrêté du 8 août 1997	^{[207, 217]}	deux sources
Médicaments à base de kétamine	déclaration des vols	arrêté du 16 août 2001, abrogé en 2003	^{[217, 1295]}	deux sources
Médicaments à base de kétamine et de tilétamine	régime de l'article R. 5132-80 (détention sous clef, vols)	arrêté du 31 juillet 2003, JO du 3 septembre 2003	^{[1295, 217, 1299]}	trois sources
Tilétamine et ses sels, sauf préparations injectables	stupéfiant	arrêté du 31 juillet 2003, en vigueur le 3 septembre 2003	^{[1296, 207]}	deux sources
Buprénorphine, diazépam, midazolam, pentobarbital, phénobarbital	psychotropes	arrêté du 22 février 1990	^[208]	une seule source
Butorphanol, sauf préparations injectables	psychotrope	arrêté du 12 juin 2009	^[208]	une seule source
Alprazolam	psychotrope	arrêté du 22 février 1990	^[208]	une seule source
Kétamine et ses sels, toutes formes	stupéfiant	arrêté du 19 janvier 2017, JO du 26 janvier 2017, en vigueur le 24 avril 2017	^{[209, 207]}	deux sources pour l'arrêté, une seule (Légifrance) pour l'entrée en vigueur

Aucune des deux listes ne contient l'acépromazine, la médétomidine, la dexmédétomidine, la xylazine, l'atipamézole, le zolazépam, le propofol, l'alfaxalone, l'isoflurane, le sévoflurane, le tramadol, la prégabaline, la gabapentine, la nalbuphine, les AINS, les anesthésiques locaux ni le maropitant ^{[207, 208]}. Le statut d'une même substance dépend parfois de sa forme. Psychotrope « à l'exception de ses préparations injectables », le butorphanol vétérinaire, entièrement injectable, n'est ni stupéfiant ni psychotrope, alors que la buprénorphine est psychotrope sans exception de forme ^[208]. La tilétamine suit la même logique que le butorphanol : stupéfiante sauf en préparation injectable, elle laisse les quatre spécialités de tilétamine-zolazépam hors du régime des stupéfiants, mais un second arrêté du 31 juillet 2003 leur impose la détention sous clef et la déclaration des vols de l'article R. 5132-80 ^{[1296, 1295, 211]}.

Ce régime partiel ne vaut plus pour la kétamine depuis 2017. L'avis de l'ANSES du 21 décembre 2014, favorable au classement des préparations injectables et rendu quand neuf AMM vétérinaires de kétamine existaient, rappelait qu'elles « continuaient à relever de la liste I » depuis l'arrêté de 1997, et citait parmi les éléments de contexte « l'arrivée sur le marché de médicaments à base de fentanyl ou de méthadone » ^[217]. L'arrêté du 19 janvier 2017 a remplacé les mots « kétamine et ses sels, à l'exception de leurs préparations injectables » par « kétamine et ses sels », si bien que toute kétamine vétérinaire est stupéfiante depuis le 24 avril 2017 ^{[209, 207]}. Les RCP ne le disent pas tous : seuls ANESKETIN, COMFORTAN et NARKAMON portent la mention « Médicament classé comme stupéfiant », absente du texte lu des autres kétamines et méthadones, le classement découlant de la substance et non du RCP ^{[28, 27]}.

Le régime du vétérinaire pour un médicament vétérinaire stupéfiant est décrit par une fiche de l'ANSES-ANMV mise à jour le 26 janvier 2017, recoupée quand c'était possible sur les articles en vigueur lus sur Légifrance ^[1299]. Le vétérinaire est dispensé de l'autorisation de l'ANSM au titre du 3° de l'article R. 5132-76 et s'approvisionne auprès d'un établissement pharmaceutique vétérinaire autorisé ^[1299]. Selon la fiche, ces médicaments « sont réservés à l'usage professionnel strict des vétérinaires par leur décision d'AMM », sans délivrance au propriétaire, ce que COMFORTAN écrit en toutes lettres : « Médicament classé comme stupéfiant. Délivrance interdite au public. » ^{[1299, 27]}. Leur prescription est obligatoire « même si administration par le vétérinaire prescripteur » ^[1299]. L'article R. 5132-5 (version en vigueur depuis le 22 décembre 2023, décret n° 2023-1222) soumet toute « commande ou prescription de médicaments destinés à la médecine vétérinaire, classés comme stupéfiants » à un support répondant à des spécifications techniques, et l'article R. 5132-29 (en vigueur depuis le 3 juillet 2022) impose d'écrire en toutes lettres le nombre d'unités, les doses et les volumes ^[1300].

La détention se fait « dans des armoires ou des locaux fermés à clef et ne contenant rien d'autre », et « Tout vol ou détournement est signalé sans délai aux autorités de police », à l'agence régionale de santé, à l'ANSM et, pour un médicament vétérinaire, à l'ANSES, puis reporté au registre (article R. 5132-80, version en vigueur depuis le 26 février 2016) ^{[211, 1299]}. Ce registre, papier ou informatique, reçoit chaque entrée et chaque sortie, une « balance mensuelle des entrées et sorties », un inventaire annuel du stock « par pesées et décomptes », et se conserve « dix ans à compter de leur dernière mention » (article R. 5132-36) ^[210]. L'ANMV ajoute dans sa fiche la dénaturation des périmés « en présence d'un confrère désigné par l'Ordre » et un inventaire en cas de cession de clientèle ^[1299]. Pour un stupéfiant à usage humain employé par le vétérinaire, comme la morphine ou le fentanyl, elle décrit une commande à usage professionnel sur support sécurisé, « limitée à 10 unités de prise », auprès d'un pharmacien d'officine ^[1299]. Cette fiche précède le classement de la kétamine injectable et la réécriture des articles R. 5132 de 2022. Seuls les articles R. 5132-5, R. 5132-29, R. 5132-36, R. 5132-80 et R. 5141-111 ont été relus dans leur version en vigueur, et les autres points de la fiche reposent sur sa seule rédaction de 2017.

Information du propriétaire et consentement éclairé

Le code de déontologie vétérinaire occupe les articles R. 242-32 à R. 242-84 du Code rural et de la pêche maritime, non le Code de la santé publique ^[78]. Son article R. 242-48, en vigueur dans sa rédaction actuelle depuis le 16 mars 2015, demande au vétérinaire de formuler ses conseils « avec toute la clarté nécessaire » et de donner les explications utiles sur le diagnostic, la thérapeutique « et sur la prescription établie, afin de recueillir le consentement éclairé de ses clients » (II) ^[78]. Ces derniers mots ont été ajoutés par le décret n° 2015-289 du 13 mars 2015 (JORF n° 0063 du 15 mars 2015, article 1er, 16° a), date établie par deux sources, la version consolidée de l'article et le décret publié ^[78]. Le IV impose la continuité des soins : « Il assure la continuité des soins aux animaux qui lui sont confiés » ^[78]. Les autres paragraphes traitent du libre choix du vétérinaire, d'une attitude attentive envers des propriétaires liés affectivement à leur animal, de l'animal en péril et de l'assurance de responsabilité civile professionnelle, d'après le résumé qu'en a rendu notre outil de lecture de Légifrance ^[78]. Le texte ne nomme ni l'anesthésie, ni le risque, ni une forme écrite. Il impose une information claire en vue du consentement, sans en fixer la forme.

Plus récent, l'arrêté du 30 juillet 2026 relatif aux conditions générales de fonctionnement des domiciles professionnels d'exercice des vétérinaires (JORF n° 0179 du 2 août 2026, en vigueur le lendemain) n'est connu que par une seule source, Légifrance ^[1301]. Ces conditions générales « servent de référence pour l'obtention du consentement éclairé en amont de la relation contractuelle », et sont mises à disposition du public au cabinet et, le cas échéant, sur son site (article 1er) ^[1301]. Elles comprennent au moins, d'après le résumé de l'article 2, outre l'identité de l'exercice, les espèces traitées, les tarifs et l'organisation de la continuité et de la permanence des soins, deux mentions utiles au parcours d'une anesthésie : pour chaque vétérinaire qui délègue des actes, les personnes délégataires et les actes délégués, puis les modalités de surveillance des animaux hospitalisés, y compris hors des horaires d'ouverture ^[1301]. Ni l'anesthésie ni ses risques n'y sont nommés, d'après notre lecture.

Délégation aux auxiliaires spécialisés vétérinaires

La loi n° 2025-268 du 24 mars 2025, article 18, a donné une base légale à la délégation d'actes. Dans sa rédaction en vigueur depuis le 26 mars 2025, l'article L. 243-3 du Code rural vise en son 14° « Les personnes, inscrites sur une liste tenue par l'ordre des vétérinaires, qui sont salariées » d'un vétérinaire ou d'une société d'exercice, en son 15° certains élèves des écoles vétérinaires, et renvoie la liste des actes à un arrêté ^[100]. Une deuxième source, la revue de l'Ordre (n° 93, mai 2025), confirme la loi et sa date, et précise que la délégation « ne sera effective qu'après la publication des décrets et arrêtés d'application » ^[101].

Le projet de liste publié par cette revue, rubrique « Assistance à l'anesthésie et aux soins intensifs », range parmi les actes délégables l'« Intubation endo-trachéale (sauf équidés) », l'« Extubation », la « Surveillance du monitoring et alerte », la pose d'une sonde nasale ou d'un cathéter intraveineux périphérique, et l'injection sous-cutanée, intramusculaire ou intraveineuse de médicaments « à l'exception des stupéfiants », des euthanasiques, des vaccins et des médicaments « à administration exclusive par un vétérinaire » ^[101]. Gestion de l'appareil d'anesthésie, mise en place du monitoring, oxygénothérapie et relevé des paramètres cliniques y figurent parmi les actes permis sans délégation, hors du champ de l'acte vétérinaire ^[101]. Ce n'est qu'un projet : l'arrêté fixant la liste n'a pas été trouvé sur Légifrance au 21 octobre 2026. Croisé avec l'Index, il laisserait hors délégation l'essentiel des agents de cette partie, puisque la plupart des spécialités anesthésiques portent la mention « Administration exclusivement réservée au vétérinaire » et que la kétamine et la méthadone sont stupéfiantes ^{[71, 101, 207]}. Les neuf xylazines, elles, ne portent pas cette mention ^[214].

Erreurs relevées dans l'Index et dans les RCP

Pour au moins deux spécialités du périmètre, la colonne « Espèces cibles » de l'Index omet le chat que cite le RCP. DORVEXA VET 20 MG/ML, dont le nom porte « POUR BOVINS, CHEVAUX, CHIENS, CHATS », y est indexé « Bovins, Cheval », alors que la rubrique 3.1 de son RCP dit « Bovins, chevaux, chiens et chats » ^{[71, 214]}. METAXX 5 MG/ML, dont le nom cite chiens et chats, est indexé « Bovins, Porcins », et son RCP a une indication chez le chat ^{[71, 125]}. FORDEXIN et NUTRA B, hors du sujet, présentent le même défaut ^[71]. SEDATOR, enfin, est classé sous « Chlorhydrate de détomidine », alors que la rubrique 2 de son RCP donne du chlorhydrate de médétomidine : une recherche par détomidine le fait apparaître à tort, une recherche par médétomidine le manque ^{[71, 197]}. Ces écarts justifient le contrôle de la rubrique 3.1 avant toute conclusion d'absence ^[1291].

D'autres particularités ne sont pas des erreurs mais trompent la lecture. L'Index date chaque présentation d'une AMM centralisée (DEXDOMITOR 0,1 mg/ml au 30 août 2012, les METACAM félins aux 24 mars 2000, 20 avril 2007 et 2 juillet 2010), quand la base de l'Union date le produit (30 août 2002, 7 janvier 1998) : ni l'une ni l'autre n'est fausse, à condition de dire laquelle on cite ^{[71, 72]}. Plusieurs numéros d'AMM portent une année antérieure à la date d'AMM, comme METHADYNE (« 3/2023 », AMM du 22 février 2024) ou METAXX 0,25 MG (« 0/2022 », 13 janvier 2023), et cette revue retient la date ^{[71, 27, 125]}. Le vocabulaire de délivrance varie aussi : NARKAMON écrit « Médicament vétérinaire soumis à prescription vétérinaire » là où les autres disent « soumis à ordonnance », et deux méloxicams centralisés pour chat, INFLACAM et RHEUMOCAM en suspension, gardent « Liste I » à l'Index, sans effet démontré ^{[28, 71]}.

Les RCP ont leurs propres incohérences. Celui de DOMITOR classe les vomissements en très rare, moins d'un animal sur 10 000, tout en écrivant qu'ils surviennent « chez de nombreux chats » ^[197]. PROPOMITOR fait suivre la catégorie « Rare » de « (1 to 10 animaux / 1 000 animaux traités) », un mot anglais resté dans le texte et la définition de « peu fréquent », sans qu'on sache laquelle des deux est voulue ^[86]. DEXMOPET écrit « Sédation profonde et analgésie, en association avec le butorphanol » sans nommer l'espèce, que les trois autres dexmédétomidines non centralisées réservent au chien ^[198].

Histoire datée des spécialités

Une date d'AMM dit quand une spécialité a été autorisée, non quand elle a été vendue ni quand la molécule a commencé à servir. La colonne « Date d'AMM » de l'Index et la rubrique « Date de première autorisation » du RCP émanent de la même agence : leur accord est noté « Index et RCP » et ne vaut pas deux sources indépendantes. Une thèse sert de recoupement, jamais de source officielle.

Date	Spécialité et événement	Sources	Comptage
26/03/1980	ROMPUN 2 % (xylazine) et EMEPRID COMPRIMES (métoclopramide), plus anciennes AMM encore valides du périmètre avec le chat	^{[71, 214, 1294]}	Index et RCP
12/11/1982	ROBINUL V (glycopyrronium)	^[1211]	Index et RCP
01/12/1982	CLORKETAM 1000, plus ancienne kétamine vétérinaire encore autorisée	^{[71, 28]}	Index et RCP
16/05/1984	CALMIVET COMPRIMES (acépromazine)	^[29]	Index et RCP
21/12/1984	LUROCAINE (lidocaïne)	^[91]	Index et RCP
03/04/1985	TILETAMINE ZOLAZEPAM 100 VIRBAC, et la thèse de Doniol-Valcroze situe le lancement « sous le nom de Zolétil ND en 1985 »	^{[201, 215]}	Index et RCP, recoupés par une thèse
26/12/1986	TOLFEDINE (acide tolfénamique)	^[205]	Index et RCP
1989	AMM vétérinaire du propofol (Rapinovet), absente de l'Index et de la base de l'Union	^[215]	une seule source, non officielle
20/09/1991	DOMITOR (médétomidine), alors que la même thèse écrit « Apparue en 1992 »	^{[197, 215]}	Index et RCP, écart d'un an avec la thèse
14/02/1992	ANTISEDAN (atipamézole)	^[200]	Index et RCP
22/06/1992	CALMIVET SOLUTION INJECTABLE (acépromazine), CALMAGINE (métamizole)	^{[29, 1057]}	Index et RCP
30/06/1992	DOPRAM-V (doxapram)	^[204]	Index et RCP
07/01/1998	Première AMM européenne de METACAM (méloxicam, bovins)	^{[72, 1290]}	deux sources
10/11/1999, puis 24/03/2000	METACAM 5 mg/ml injectable chiens et chats : avis favorable du CVMP, puis date de la présentation à l'Index	^{[1290, 71]}	deux sources, deux étapes
07/12/2001	RIMADYL INJECTABLE (carprofène), chats et chiens	^[202]	Index et RCP
30/08/2002	DEXDOMITOR (dexmédétomidine), AMM européenne, chiens et chats	^{[71, 72]}	deux sources
11/12/2002	SEVOFLO (sévoflurane), AMM européenne pour le chien seul	^{[71, 72, 221]}	trois sources
29/09/2006	CERENIA (maropitant), AMM européenne pour le chien	^{[72, 1288, 71]}	trois sources
13/05/2008	ALFAXAN 10 mg/ml, alfaxalone sans conservateur, AMM française en reconnaissance mutuelle, Irlande État de référence	^[626]	une seule source
19/05/2008	BUPRECARE 0,3 MG/ML, plus ancienne buprénorphine vétérinaire encore à l'Index	^[12]	Index et RCP, antériorité non recherchée
16/12/2008	ONSIOR (robénacoxib), AMM européenne, comprimés pour chats compris	^{[71, 72, 1289]}	deux sources pour la date
13/04/2010, puis 02/07/2010	METACAM 2 mg/ml injectable pour chats : avis du CVMP, puis présentation à l'Index	^{[1290, 71]}	deux sources, deux étapes
03/08/2010	VETFLURANE, plus ancien isoflurane vétérinaire encore à l'Index (ISOFLO : 29/06/2011)	^[88]	Index et RCP
30/06/2011	COMFORTAN, plus ancienne méthadone vétérinaire encore autorisée, chiens et chats	^{[27, 217]}	Index et RCP, contexte donné par l'ANSES
08/03/2012	CERENIA injectable : avis du CVMP ajoutant le chat	^[1288]	une seule source
05/04/2012	PROPOVET MULTIDOSE, plus ancien propofol vétérinaire encore à l'Index	^[86]	Index et RCP
14/06/2012, puis 30/08/2012	DEXDOMITOR 0,1 mg/ml : avis du CVMP sur l'extension, puis présentation à l'Index	^{[1287, 71]}	deux sources, deux étapes
11/07/2012, puis 08/11/2012	ONSIOR injectable : avis ajoutant chez le chat « the treatment of pain and inflammation associated with orthopaedic surgery », puis avis final après réexamen d'un des aspects de l'avis, qui nomme aussi les comprimés pour chats	^[1289]	une seule source
13/02/2014	ZIAPAM, premier diazépam vétérinaire à l'Index	^[199]	Index et RCP
10/04/2015	CERENIA injectable : voie intraveineuse ajoutée, chiens et chats	^[1288]	une seule source
05/10/2017	SEVOFLO : avis du CVMP ajoutant le chat	^[221]	une seule source
19/02/2018	SEVOTEK, premier sévoflurane vétérinaire non centralisé	^[89]	Index et RCP
28/03/2018	ALFAXAN MULTIDOSE, alfaxalone avec conservateurs, AMM décentralisée	^[87]	Index et RCP
22/10/2018	LIDCOSAL, lidocaïne laryngée, chat seul	^[91]	Index et RCP
10/12/2019	MIRATAZ (mirtazapine transdermique), AMM européenne	^{[71, 72]}	deux sources
13/07/2021	BONQAT (prégabaline), AMM européenne	^{[71, 72]}	deux sources
15/12/2021	ZENALPHA (médétomidine et vatinoxan), AMM européenne pour le chien seul	^{[71, 72]}	deux sources
16 et 17/01/2024	METACAM 5 mg/ml : avis du CVMP modifiant l'indication chez le chat	^[1290]	une seule source
25/10/2024	ALFAXAN d'origine : statut « Surrendered » en France	^[626]	une seule source
04/12/2025	DEXDOMITOR 0,5 mg/ml : avis du CVMP pour une perfusion à débit constant chez le chien et le chat pendant l'anesthésie gazeuse, décision de la Commission non trouvée	^[1287]	une seule source
08/04/2026	BUPROXAN MULTIDOSE, plus récente buprénorphine vétérinaire	^{[71, 12]}	Index et RCP
19/10/2026	DORVEXA VET (xylazine), autorisée deux jours avant la consultation de l'Index	^{[71, 214]}	Index et RCP

Les plus anciennes AMM encore valides datent des années 1980, mais les molécules les précèdent : la kétamine serait « utilisée depuis 1965 » d'après le résumé de la thèse de Bréchard (Toulouse, 2009), et l'isoflurane employé chez l'animal depuis le « milieu des années 80 » selon Doniol-Valcroze (Alfort, 2001), lue en texte intégral partiel ^{[1302, 215]}. Certaines spécialités ont disparu sans que leur sortie soit datée. IMALGENE 500 et 1000 (Merial), KETASET (Zoetis) et KETAMINE 500 VIRBAC FRANCE, kétamines autorisées en 2014 d'après l'annexe de l'avis de l'ANSES, manquent à l'Index du 21 octobre 2026 ^{[217, 71]}. Ni le Saffan ni Rapinovet n'y figurent, et aucune source officielle n'a été trouvée sur leur autorisation ou leur retrait, pas plus que sur les premières AMM françaises de l'halothane et de l'isoflurane ^{[71, 215]}.

Dans les AMM européennes, le chat est souvent entré par extension, après le chien : maropitant injectable en 2012 et sévoflurane en 2017. Le robénacoxib injectable, lui, était déjà autorisé chez le chat, et l'avis de 2012 y a ajouté l'indication en chirurgie orthopédique ^{[1288, 1289, 221]}. Chacune de ces dates ne repose que sur l'avis du CVMP, le registre de la Commission n'ayant pas répondu. De 2022 à 2026, les AMM relevées dans le périmètre de cette partie portent sur des substances déjà autorisées chez le chat, comme KETEXX et NARKAMON en 2022, DORMOSTART et DEXDORMOSTART en 2023, DEXMEDOCORD et METHADYNE en 2024, BUTORVET et LOZENORD en 2025, ROBENORD, BUPROXAN MULTIDOSE et MAROPICORD en 2026 ^[71]. La seule substance nouvelle pour le chat relevée sur cette période, la capromoréline (ELURACAT, 2023), est un stimulant de l'appétit ^[71].

Plusieurs produits autorisés chez le chat aux États-Unis manquent à l'Index : SIMBADOL, buprénorphine injectable concentrée (18 juillet 2014), NOCITA, bupivacaïne liposomale autorisée chez le chat le 3 août 2018 « for use as a peripheral nerve block to provide regional postoperative analgesia following onychectomy in cats », et ZORBIUM, buprénorphine transdermique (20 janvier 2022) ^{[238, 240, 239]}. L'alfaxalone, approuvée par la FDA le 6 septembre 2012 sous le nom d'ALFAXAN, est autorisée en France sous la forme ALFAXAN MULTIDOSE, et la prégabaline l'a été dans l'Union, le 13 juillet 2021, avant les États-Unis, le 17 novembre 2023 ^{[625, 72, 222]}. Ces comparaisons sont développées ailleurs (voir § 13).

Thèses vétérinaires françaises

Trois requêtes dans l'API de HAL, le 21 octobre 2026, ont rendu 60, 37 et 18 notices, dont 44 thèses vétérinaires retenues sur l'anesthésie, la sédation et l'analgésie du chat, auxquelles s'ajoute la thèse historique de Doniol-Valcroze (Alfort, 2001) ^[215]. Les 44 n'ont été lues que dans leur résumé, les PDF de DUMAS étant protégés par un défi anti-robot non contourné, et seule la thèse de Doniol-Valcroze l'a été en partie dans son texte intégral. Les dépôts DUMAS étant rares avant 2015 pour Alfort, Lyon et Nantes, la couverture ancienne est surtout toulousaine, et une thèse dont ni le titre ni le résumé ne portait les mots cherchés a pu échapper. Les résultats cités sont ceux des résumés.

Sur le cadre réglementaire, la thèse de Bertrand (Nantes, 2023), qui croise revue bibliographique, données de pharmacovigilance de l'ANSES et du CAPAE-Ouest et questionnaire auprès de praticiens, relève « l'absence de connaissance de l'ordonnance sécurisée, des défauts de stockage des stupéfiants » et la non-rédaction des documents d'approvisionnement, sans effectif précisé ^[1303]. Sur 68 réponses à un questionnaire de 2022-2023, Bressy (Toulouse, 2023) décrit une gabapentine employée « de façon très fréquente » par une grande proportion des répondants, alors que la gabapentine et le cannabidiol « ne possèdent pas d'AMM en France, chez l'animal de compagnie » ^[342]. Dans sa revue, Lenne-Lacombe (Lyon, 2023) associe l'usage de la gabapentine hors AMM à « des niveaux de preuve hétérogènes selon les indications » ^[562]. Mathes (Lyon, 2025) écrit que l'étomidate est « non disponible en médicament vétérinaire en France », ce que l'Index confirme ^{[1304, 71]}. L'enquête de David (Alfort, 2021) trouve que, chez le chat hospitalisé, les anxiolytiques ne sont pas la réponse la plus fréquente et qu'il semble y avoir un « défaut de connaissances » sur leurs indications ^[1305]. Dès 2003, Lecacheux (Toulouse) consacrait une partie de sa revue des morphiniques à la « législation relative à leur utilisation » ^[1306]. Roussel (Nantes, 2022) a analysé la base du CAPAE-Ouest : parmi les effets indésirables et toxiques des morphiniques chez le chien et le chat, les signes généraux et neurologiques dominent, et le danger vital vient de l'atteinte respiratoire ^[512].

La voie intranasale, qu'aucune spécialité de sédatif ni d'opioïde ne possède, a fait l'objet de trois études expérimentales ou cliniques toulousaines : médétomidine chez 26 chats (Giry, 2020), dexmédétomidine chez 26 chats (Morel, 2022), médétomidine associée à la méthadone chez 19 chattes (Sciannaméa, 2022) ^{[1307, 1308, 574, 71]}. Leurs résultats sont discutés avec la sédation (voir § 4). Une étude par tomodensitométrie de 26 chats et d'un cadavre injecté (Charlier, 2022) a mesuré les volumes nasaux pour adapter l'administration, et montre, sur ce cadavre, qu'un produit injecté par voie intranasale ne gagne pas le compartiment caudal du sinus frontal ^[1309]. À Alfort, Marginier (2017) a comparé en aveugle, chez 60 chats, quatre protocoles intramusculaires associant dexmédétomidine ou alfaxalone, avec ou sans méthadone ^[1293]. Dresco (2015) y opposait, lors de l'ovariectomie, alfaxalone et kétamine par voie intramusculaire, avec des résultats « globalement comparables » et un réveil qui semblerait meilleur sous alfaxalone ^[1292]. Dans les deux cas, la voie intramusculaire de l'alfaxalone sort de l'AMM ^[87].

D'autres thèses portent sur la contention chimique. Le Berre (Toulouse, 2008) trouve, dans un essai croisé sur 8 chats, que la tilétamine-zolazépam intraveineuse permettait les gestes « plus rapidement et plus facilement » que deux autres protocoles, au prix d'un réveil plus long ^[1310]. Sur 42 chats, Vaucoret (Toulouse, 2008) juge la contention par kétamine et diazépam satisfaisante cliniquement, mais observe après sédation une baisse marquée des érythrocytes, des leucocytes, des plaquettes, de l'hématocrite, de l'albumine, du potassium et du calcium, avec aussi moins de neutrophiles, de lymphocytes et d'hémoglobine, plus de sodium et un temps de céphaline activée allongé, la vingtaine d'autres analytes variant peu ^[1274]. Bléjean (Alfort, 2024), sur 22 chats vigiles et 20 sous contention chimique, décrit de meilleurs clichés radiographiques et un personnel plus à l'aise sous contention, un examen plus long, et rappelle que la contention, « n'étant pas anodine », appelle une balance entre bénéfice et risque ^[112]. La gabapentine donnée avant la visite a été étudiée dans une série de 6 chats (Bertin, Toulouse, 2021) et dans un essai croisé en double aveugle sur 42 chats phobiques des soins (Raucourt, Nantes, 2025), discutés avec la préparation (voir § 3) et la sédation (voir § 4) ^{[1311, 558]}.

En analgésie, un essai randomisé en double aveugle sur 49 chats castrés (Fontaine, Alfort, 2015) ne trouve aucune différence significative, peropératoire ni sur les scores de douleur postopératoires, entre deux anesthésies locorégionales (lidocaïne intratesticulaire, épidurale sacro-coccygienne) et la méthadone intraveineuse, sans effet indésirable ^[1011]. Lors de l'ovariectomie, Boutet (Toulouse, 2010) compare en trois groupes morphine, méloxicam et placebo : les différences ne sont « pas toujours significatives » à l'hôpital, et la satisfaction des propriétaires est meilleure avec un protocole analgésique, effectifs non précisés ^[1312]. La morphine de ce protocole n'a aucune spécialité vétérinaire ^[71]. Par questionnaire, Bareille (Alfort, 2021) trouve que deux tiers des vétérinaires évaluent la douleur postopératoire, sans toujours structurer leur méthode, et qu'ils jugent la castration et l'ovariectomie plus douloureuses chez le chien que chez le chat, l'analgésie postopératoire étant plus fréquente chez le chien, sans effectif dans le résumé ^[1313]. Peu d'études comparent deux AINS entre eux, et aucune molécule ne s'impose nettement, selon la revue de Planchon (Lyon, 2021) ^[1314]. Deux études cliniques toulousaines à trois groupes, dont un placebo, voient la mirtazapine et la gabapentine augmenter la prise alimentaire dans les heures qui suivent le réveil, « de manière très significative » après ovariectomie (Trnka, 2012) et « de manière significative » chez le chat sain (Signor, 2016), effectifs non précisés ^{[1068, 1067]}.

Pour l'anesthésie locale, Baeza (Toulouse, 2012) mesure chez 18 chats sains une baisse significative de la sensibilité cornéenne pendant 45 minutes après une seule goutte d'oxybuprocaïne, molécule sans spécialité vétérinaire, avec un ulcère ponctiforme chez un chat ^{[1315, 71]}. Sur 8 chiens et 8 chats, Charrouin (Toulouse, 2013) propose l'artère iliaque externe comme repère échographique du nerf fémoral ^[1316], et Mahmoudi (Toulouse, 2015) consacre une revue à l'anesthésie locale en ophtalmologie des carnivores domestiques ^[1317].

Physiologie et surveillance occupent le reste. Chez 25 chattes jeunes et saines, Chrétien (Toulouse, 2025) ne voit pas de différence de réponse du TNF-α au vaccin, seul marqueur induit, entre chattes vigiles et chattes anesthésiées, et écrit que ces résultats suggèrent que le protocole « ne compromet pas la réponse inflammatoire précoce » ^[160]. Ce travail a donné lieu en 2026 à un article sur la réponse à la primovaccination antirabique, faite en fin d'anesthésie ou hors anesthésie, connu par son résumé (voir § 3) ^[161]. Nguyen (Toulouse, 2021) juge faisable, sur 21 chats mâles entiers venus pour une castration, la mesure échographique de la veine cave caudale et de l'aorte, dont le rapport varie en fin de chirurgie ^[1318]. Bernard (Toulouse, 2019) a mesuré la fraction inspirée en oxygène du chat et la pression partielle en oxygène de l'air d'une cage à oxygène, à trois débits avec ou sans humidification, chez 73 chats intubés jusqu'à l'extubation ^[1319]. Fabre (Toulouse, 2007) rapporte pour 14 lavages broncho-alvéolaires sous propofol, chez 12 chiens et 2 chats, une morbidité faible, aucune mortalité et 86 % de lavages de qualité satisfaisante, soit 12 sur 14 selon notre calcul ^[1280]. De Campos-Bandeira (Alfort, 2024) passe en revue l'effet de l'obésité, de la gestation et des insuffisances d'organe sur la pharmacocinétique des anesthésiques (voir § 11) ^[1189]. Les effets protecteurs d'organe des halogénés dans l'ischémie-reperfusion font l'objet d'une revue de 563 articles (Thiébaut, Alfort, 2022) ^[1320], et l'exposition professionnelle du personnel à l'isoflurane d'une étude de terrain chez l'humain (Pabiou, 2025) ^[1321]. Plusieurs sujets relèvent d'autres parties : l'intubation sélective vue au scanner (Faucher, 2019) et la capnographie (Jame, 2002) (voir § 6) ^{[1322, 1323]}, le nez artificiel (Bardini, 2018) et le réchauffeur de perfusion, qui « ne prévient pas » l'hypothermie, utilisé seul, selon le résumé de Chotard (2014) (voir § 7) ^{[1324, 1325]}, la fonction cognitive postanesthésique (Lelièvre, 2021) et la physiologie oculaire (Amalric, 2025) (voir § 10) ^{[14, 1326]}.

Trois thèses d'Alfort de 2020 sont des outils d'enseignement : un modèle de simulation pharmacocinétique et pharmacodynamique de 21 molécules (Laporte), des cas cliniques en ligne (Lapertot), un outil interactif sur les molécules du centre hospitalier de l'école (Guengant) ^{[1327, 1328, 1329]}.

13. Comparaisons internationales

Nombre d'études citées dans cette revue viennent d'Amérique du Nord, du Royaume-Uni, d'Australie ou de Nouvelle-Zélande, où les produits autorisés chez le chat ne sont pas toujours ceux de la France. Cette partie compare, à partir des registres officiels et des enquêtes nationales, les autorisations, le classement des substances contrôlées, l'accès aux opioïdes et les pratiques déclarées. La France y sert de point de repère sans être reprise : ses spécialités, la cascade et son régime des stupéfiants ont leur propre partie (voir § 12). Pour l'usage clinique des molécules, on se reportera à la sédation (voir § 4), à l'induction (voir § 5) et à l'analgésie (voir § 8), et pour la mortalité publiée dans chaque pays, à la partie qui lui est consacrée (voir § 2).

Registres consultés

Chaque pays a été lu dans son propre registre, entre le 21 et le 24 octobre 2026. Une substance y est dite autorisée chez le chat quand l'espèce figure dans le champ du registre ou dans l'étiquette que publie l'autorité, jamais d'après la notice d'un laboratoire.

Pays ou zone	Registre lu, date de consultation	Ce qui n'a pas pu être lu
États-Unis	Animal Drugs @ FDA, fiches de 39 recherches (37 substances et 2 noms de marque), 21 octobre 2026 ^[229]	résumés d'autorisation (FOI) non ouverts, lois des États non lues
Royaume-Uni	export complet de la base de la VMD, daté du 21 octobre 2026 (5 299 produits autorisés), et trois RCP ^{[230, 1330]}	règlement britannique sur les stupéfiants non ouvert
Canada	tables complètes de la base de Santé Canada (3 360 produits vétérinaires), 21 octobre 2026 ^[231]	extractions téléchargeables du site injoignables, remplacées par l'interface de la même base
Union européenne, Islande, Liechtenstein, Norvège, Irlande du Nord	base de l'Union sur les médicaments vétérinaires, 21 et 24 octobre 2026 ^[232]	refus répétés du serveur (« 429 ») : fiches lues, pas un inventaire complet
Espagne	CIMAVET de l'AEMPS, 24 octobre 2026 ^[233]	rien de signalé
Suisse	listes de Swissmedic arrêtées au 30 septembre 2026, lues le 24 octobre ^[234]	rien de signalé
Australie	PubCRIS et étiquettes approuvées de l'APVMA, 21 et 24 octobre 2026 ^{[235, 237]}	question anti-robot le 24 octobre, non contournée : médétomidine, prégabaline, kétamine, tilétamine, sévoflurane et midazolam non lus
Nouvelle-Zélande	registre ACVM, 24 octobre 2026 ^[236]	l'espèce ne figure pas sur les fiches, étiquettes non ouvertes sauf celle d'ALFAXAN
Japon	rapport d'examen d'autorisation de DEXDOMITOR 0.1, texte intégral ^[1331]	base du NVAL : zéro résultat à toute requête le 21 octobre 2026 ^[1332]
Brésil	aucun	consultation des produits vétérinaires refusée (« Request Rejected »)

L'Allemagne, la Belgique et les Pays-Bas n'ont pas été interrogés dans leurs bases nationales, leurs spécialités nationales et décentralisées figurant dans la base de l'Union ^[232]. Trois réserves valent pour toute la partie. Une fiche « autorisée » ne dit rien de la commercialisation. L'absence d'une substance ne vaut que pour les fiches lues, et une recherche par nom peut manquer un produit enregistré autrement. Enfin, le défaut d'autorisation n'interdit pas l'emploi : chaque pays a son régime d'usage hors autorisation, que cette revue n'a relu que pour la France.

Ce que chaque pays autorise chez le chat

Europe. D'un pays européen à l'autre, l'offre féline varie peu. Dans les fiches lues de la base de l'Union, l'alfaxalone a le chat dans 24 pays, toujours par voie intraveineuse, la dexmédétomidine dans les 31 pays de la base, la médétomidine, la kétamine, la buprénorphine, la méthadone et le butorphanol dans 29, l'association tilétamine-zolazépam (ZOLETIL) dans 27, et le sévoflurane est présent partout ^[232]. Les 144 fiches de buprénorphine lues avec le chat sont toutes des solutions injectables, intramusculaires ou intraveineuses ^[232]. Ce qui manque en France manque aussi chez ses voisins : aucune fiche lue ne porte une buprénorphine concentrée ou transdermique, une bupivacaïne liposomale, une gabapentine vétérinaire ni une alfaxalone intramusculaire, et le seul fentanyl, FENTADON, vise le chien dans 13 États et en Irlande du Nord ^[232]. L'Italie et la Croatie ont chacune un ZOLETIL 50 sans autre voie que l'intramusculaire ^[232]. En Espagne, CIMAVET confirme cette parenté avec ALFAXAN MULTIDOSIS (2019), intraveineux seul, sept buprénorphines injectables, dont cinq « PARA PERROS Y GATOS » et deux aussi pour les chevaux, et aucune bupivacaïne ni gabapentine ^[233]. Les dates y diffèrent : IMALGENE, kétamine autorisée le 11 avril 1984, reste la plus ancienne du registre espagnol alors qu'elle manque à l'Index français, et ZOLETIL y date du 11 mars 1987, deux ans après la première tilétamine-zolazépam française, du 3 avril 1985 ^{[233, 71, 201]}.

Sorti de l'Union, le Royaume-Uni garde une offre voisine : ALFAXAN MULTIDOSE pour chiens, chats et lapins, autorisé le 20 avril 2018 et que son RCP réserve à la voie intraveineuse (« For intravenous use (IV) »), quatorze buprénorphines injectables standard, aucune forme concentrée, transdermique ou buccale, aucun fentanyl avec le chat ^{[230, 1330]}. Plusieurs autorisations britanniques précèdent les françaises : DOMITOR y porte la date du 31 octobre 1988, contre le 20 septembre 1991 en France, et la plus ancienne buprénorphine encore autorisée, VETERGESIC, celle du 24 avril 1995, quand la plus ancienne de l'Index date de 2008, antériorité française non recherchée ^{[230, 197, 12]}. COMFORTAN a été autorisé le 30 mars 2011 outre-Manche, trois mois avant la France ^{[230, 27]}. Aucun glycopyrronium ni aucun doxapram vétérinaire n'a, à l'inverse, le chat au registre britannique, alors que l'Index compte ROBINUL V et DOPRAM-V, ce dernier pour le seul chaton ^{[230, 1211, 204]}. Le spray laryngé de lidocaïne pour chats existe des deux côtés, INTUBEAZE (1er novembre 2018) et LIDCOSAL (22 octobre 2018) ^{[230, 91]}. La péthidine vétérinaire britannique a expiré le 16 septembre 2025 ^[230].

La Suisse, hors de l'Union, a ses autorisations propres et deux écarts nets. ZOLETIL 100 y est un « Anästhetikum für Zoo- und Wildtiere », de sorte que la tilétamine-zolazépam n'a pas le chat, et la seule méthadone, L-POLAMIVET (lévométhadone et fenpipramide, autorisée le 11 septembre 1962), vise chevaux et chiens ^[234]. Le sévoflurane SUSTANE y est autorisé depuis 2009 « für Hunde, Katzen, Kleinnager und Vögel », alors que le chat n'est entré dans l'AMM européenne de SEVOFLO que par un avis du CVMP du 5 octobre 2017 ^{[234, 221]}. ALFAXAN MULTIDOSE (17 avril 2020) y reste intraveineux, et ni fentanyl, ni bupivacaïne, ni gabapentine, ni midazolam vétérinaires n'y figurent ^[234].

États-Unis. Le registre américain s'écarte de l'Europe dans les deux sens. Aucun agent volatil n'y a le chat parmi ses espèces nommées : SEVOFLO et ses génériques sont « For induction and maintenance of general anesthesia in dogs », les isofluranes visent chiens et équidés, FLUOTHANE est indiqué pour les « nonfood animals » sans espèce nommée, et l'halothane et le méthoxyflurane qui nommaient le chat ont été retirés ^[229]. Aucune médétomidine n'a le chat, DOMITOR étant réservé au chien de plus de 12 semaines, pas plus qu'aucun atipamézole lu, aucun des 24 carprofènes ni aucun méloxicam oral ^[229]. Méthadone, hydromorphone, morphine, tramadol et midazolam n'ont aucune fiche vétérinaire, le seul diazépam est retiré, et aucun fentanyl vétérinaire n'a le chat ^[229].

Trois produits félins, à l'inverse, n'existent qu'aux États-Unis parmi les registres lus. SIMBADOL, buprénorphine injectable par voie sous-cutanée, chat seul, a été approuvé le 18 juillet 2014 « For the control of postoperative pain associated with surgical procedures in cats », et la fiche d'exclusivité précise « this is the first time we are approving this active ingredient in a new animal drug » ^{[229, 238]}. ZORBIUM, solution transdermique de buprénorphine, a suivi le 20 janvier 2022 ^{[229, 239]}. SIMBADOL et ZORBIUM sont les deux seules buprénorphines vétérinaires du pays, qui n'a pas de forme injectable standard ^[229]. NOCITA, bupivacaïne liposomale autorisée chez le chien le 12 août 2016, a reçu le chat le 3 août 2018 pour un bloc nerveux « following onychectomy in cats » ^{[229, 240]}.

Les libellés diffèrent aussi pour des molécules communes. La kétamine américaine, KETASET ou VETALAR, s'emploie chez le chat par voie intramusculaire seule, « for restraint or as the sole anesthetic agent in diagnostic or minor, brief surgical procedures that do not require skeletal muscle relaxation », et KETASET PLUS, associée à la promazine et à l'aminopentamide, comme agent unique de l'ovariohystérectomie, quand NARKAMON exclut en France la kétamine seule ^{[229, 28]}. L'alfaxalone, approuvée le 6 septembre 2012, y reste intraveineuse comme en Europe ^{[229, 625]}. Pour la dexmédétomidine, le chat n'est entré dans l'autorisation qu'en 2007 pour la sédation et en 2010 pour la prémédication, après une première autorisation canine du 1er décembre 2006, alors que DEXDOMITOR avait le chat dans l'Union depuis le 30 août 2002 ^{[229, 71, 72]}. Pour le butorphanol, seul TORBUGESIC-SA (5 juillet 1994, voie sous-cutanée) a le chat, DOLOREX et TORPHADINE étant réservés au cheval ^[229]. Depuis le 28 octobre 2004, le méloxicam injectable a le chat « when administered prior to surgery », le robénacoxib injectable depuis le 5 août 2015 ^{[229, 13]}. Plusieurs autorisations félines ont suivi l'Europe : prégabaline le 17 novembre 2023 contre le 13 juillet 2021 dans l'Union, frunévetmab le 13 janvier 2022 contre le 17 février 2021 au Royaume-Uni ^{[229, 222, 72, 230]}. Le maropitant injectable a reçu le chat aux États-Unis le 16 mai 2012, deux mois après l'avis du CVMP qui l'ajoutait dans l'Union ^{[229, 1288]}. Quant au doxapram, son indication chez le chat adulte, « to stimulate respiration during and after general anesthesia; to speed awakening », a disparu avec le retrait de DOPRAM-V et de RESPIRAM ^[229].

Canada. Le registre canadien est plus pauvre que l'Index pour l'anesthésie du chat. Ni agent volatil vétérinaire, ni propofol depuis l'annulation de RAPINOVET le 27 juin 2012, ni aucun des sept butorphanols n'y a le chat, et la tilétamine-zolazépam n'y existe sous aucun nom ^[231]. Médétomidine, ZENALPHA, atipamézole et carprofène n'y visent que le chien ^[231]. On y trouve quatre buprénorphines injectables au seul chat, par voie intramusculaire, la méthadone COMFORTAN depuis le 5 novembre 2020 et ALFAXAN MULTIDOSE, commercialisé depuis le 4 avril 2018 en voie intraveineuse ^[231]. Trois particularités le séparent de la France ou des États-Unis : une atropine injectable vétérinaire avec le chat, absente de l'Index, une suspension orale de méloxicam pour chats (2011), que le registre américain n'a pas, et des acépromazines et lidocaïnes classées « NON-PRESCRIPTION DRUGS », ATRAVET depuis 1959 ^{[231, 229, 71]}.

Australie et Nouvelle-Zélande. Seul pays lu où l'alfaxalone a la voie intramusculaire chez le chat, l'Australie l'inscrit sur l'étiquette approuvée d'ALFAXAN, enregistré le 9 octobre 2000 : « For use by the intravenous route in dogs and cats, or the intramuscular route in cats » ^{[235, 237]}. ALFAXAN FORTE 40 mg/mL, enregistré le 23 décembre 2025, revendique cette voie « for the sedation of cats for any procedure that requires a high degree of restraint rather than surgical anaesthesia », et KATO ALFAXALONE (2024) la juge utile « to induce sedation in the cat to facilitate handling » ^{[235, 237]}. ALFAXAN MULTIDOSE (2017) s'en tient à la voie intraveineuse, ce qui distingue des produits et non une erreur de registre ^[237]. La Nouvelle-Zélande a enregistré ALFAXAN le 14 juin 2000 et ALFAXAN FORTE le 11 septembre 2026, avec une étiquette d'ALFAXAN commune aux deux pays ^{[236, 237]}. Les deux thèses d'Alfort qui ont étudié l'alfaxalone intramusculaire chez le chat ont porté sur une voie que l'AMM française actuelle, celle d'ALFAXAN MULTIDOSE, ne prévoit pas ^{[1292, 1293, 87]}. Les étiquettes australiennes donnent aussi le chat à la buprénorphine injectable, à la méthadone (METHODYNE : « analgesia and anaesthetic premedication in dogs and cats »), à la dexmédétomidine, à trois atipamézoles, à ISOFLO, au propofol ANAFOL et au méloxicam injectable MAXICAM, mais aucun fentanyl n'a été trouvé et la bupivacaïne n'existe qu'en solutions cutanées ^{[235, 237]}. Le registre néo-zélandais, qui ne donne pas l'espèce, classe ZENALPHA comme « Injection for Dogs » (29 janvier 2025), et n'a rendu aucun résultat pour SIMBADOL, ZORBIUM, NOCITA, BONQAT, la gabapentine, la prégabaline ni le sévoflurane ^[236].

Japon. La base publique du NVAL a rendu zéro résultat à toutes les requêtes, par nom comme par principe actif, si bien que le registre japonais n'a pas pu être lu ^[1332]. Un seul document officiel l'a été, le rapport d'examen de DEXDOMITOR 0.1 : sédation et analgésie chez le chien et le chat, injection intramusculaire, chats de moins de 12 semaines exclus, classement « 劇薬 » (substance puissante), délivrance sur prescription, demande reçue le 27 septembre 2018 et autorisation ministérielle du 25 décembre 2020 ^[1331]. Ce rapport met en garde contre une confusion avec DOMITOR, preuve qu'une médétomidine était déjà autorisée dans le pays ^[1331]. Le statut de l'alfaxalone intramusculaire au Japon n'a pas pu être vérifié ^[1332].

Substance (forme)	France ^[71]	Union hors France ^[232]	Royaume-Uni ^[230]	Suisse ^[234]	États-Unis ^[229]	Canada ^[231]	Australie ^{[235, 237]}	Nouvelle-Zélande ^[236]	Japon ^[1331]
Alfaxalone, voie intraveineuse	oui	oui	oui	oui	oui	oui	oui	oui	n.l.
Alfaxalone, voie intramusculaire	non	non	non	non	non	non	oui	oui	n.l.
Dexmédétomidine injectable	oui	oui	oui	oui	oui (2007)	oui	oui	e	oui (2020, IM)
Médétomidine	oui	oui	oui	oui	non (chien)	non (chien)	n.l.	n.l.	e
Médétomidine et vatinoxan	non (chien)	non (chien)	non (chien)	non	non (chien)	non (chien)	n.l.	non (chien)	n.l.
Buprénorphine injectable standard	oui	oui	oui	oui	non	oui (IM)	oui	oui	n.l.
Buprénorphine concentrée ou transdermique	non	non	non	non	oui (2014, 2022)	non	non vue	non	n.l.
Méthadone	oui	oui	oui	non	non	oui	oui	e	n.l.
Butorphanol	oui	oui	oui	oui	oui	non	oui	e	n.l.
Fentanyl	non	non	non	non	non	non	non	e	n.l.
Bupivacaïne liposomale	non	non	non	non	oui (2018)	non	non	non	n.l.
Kétamine	oui	oui	oui	oui	oui (IM)	oui (IM)	n.l.	e	n.l.
Tilétamine et zolazépam	oui	oui	oui	non (zoo, faune)	oui	non	n.l.	e	n.l.
Propofol	oui	oui	oui	oui	oui	non	oui	n.l.	n.l.
Isoflurane	oui	oui	oui	oui	non	non	oui	n.l.	n.l.
Sévoflurane	oui	oui	oui	oui	non	non	n.l.	non	n.l.
Méloxicam oral	oui	oui	n.l.	n.l.	non	oui	n.l.	n.l.	n.l.
Carprofène injectable	oui	n.l.	oui	n.l.	non	non	n.l.	n.l.	n.l.
Prégabaline	oui	oui	oui	oui (2026)	oui (2023)	oui (2026)	n.l.	non	n.l.
Gabapentine	non	non	non	non	non	non	n.l.	non	n.l.

« oui » : au moins une spécialité vétérinaire autorisée avec le chat ; « non » : aucune dans les fiches lues ; « e » : produit enregistré, espèce non lue ; « n.l. » : non lu. Les dates entre parenthèses sont celles de la première autorisation féline. Un tableau des statuts par pays, plus détaillé, figure en annexe.

Ce qui existe ailleurs et pas en France, et l'inverse

Les lignes qui suivent décrivent des registres. Aucun des produits de la première colonne n'est autorisé en France, et leur emploi n'y relèverait que de la cascade, dans les conditions strictes de l'article 112 du règlement (UE) 2019/6 (voir § 12) ^[212].

Autorisé chez le chat ailleurs	Où, et depuis quand	En France au 21 octobre 2026	Sources
Alfaxalone par voie intramusculaire (sédation, contention)	Australie (ALFAXAN, 9 octobre 2000 ; ALFAXAN FORTE, 23 décembre 2025 ; KATO ALFAXALONE, 2024), Nouvelle-Zélande (étiquette commune ; ALFAXAN FORTE, 11 septembre 2026)	voie intraveineuse seule (ALFAXAN MULTIDOSE)	^{[235, 237, 236, 87]}
Buprénorphine concentrée, voie sous-cutanée (SIMBADOL)	États-Unis, 18 juillet 2014	buprénorphine injectable standard, voies intramusculaire et intraveineuse (intramusculaire seule pour BUPRECARE 0,3 MG/ML)	^{[229, 238, 12]}
Buprénorphine transdermique, administrée à l'hôpital (ZORBIUM)	États-Unis, 20 janvier 2022	aucune forme transdermique	^{[229, 239]}
Bupivacaïne liposomale (NOCITA), bloc nerveux après onychectomie	États-Unis, chat depuis le 3 août 2018	aucune bupivacaïne vétérinaire	^{[229, 240, 71]}
Atropine injectable vétérinaire	Canada	collyre et comprimé seulement	^{[231, 1211]}
Acépromazine et lidocaïne sans ordonnance	Canada (ATRAVET depuis 1959)	sur ordonnance	^{[231, 29, 91]}

L'inverse existe aussi. L'isoflurane et le sévoflurane, autorisés chez le chat en France, n'ont pas le chat aux États-Unis ni au Canada, et le sévoflurane n'a rendu aucun produit en Nouvelle-Zélande ^{[229, 231, 236]}. Médétomidine, atipamézole et carprofène injectable ne visent que le chien aux États-Unis et au Canada ^{[229, 231]}. La méthadone manque aux États-Unis et, pour le chat, en Suisse, le butorphanol et le propofol manquent au Canada, la tilétamine-zolazépam au Canada et, pour le chat, en Suisse ^{[229, 231, 234]}. Les États-Unis n'ont ni buprénorphine injectable standard ni méloxicam oral félin ^[229]. Aucun registre lu, enfin, ne donne au chat un fentanyl vétérinaire, une gabapentine vétérinaire, l'association médétomidine-vatinoxan, un midazolam ni un tramadol : FENTADON vise le chien, RECUVYRA, fentanyl transdermique canin, est retiré aux États-Unis, ZENALPHA est canin partout où il a été lu, le midazolam est réservé au cheval et le tramadol au chien ^{[229, 230, 231, 232, 236]}. La prégabaline BONQAT, autorisée dans l'Union depuis le 13 juillet 2021, n'a rien rendu en Nouvelle-Zélande ^{[72, 236]}.

Le régime des substances contrôlées

D'une frontière à l'autre, une molécule change de régime, et ce régime pèse sur la détention et l'approvisionnement autant que l'autorisation.

Substance	France ^{[207, 208]}	États-Unis ^[1333]	Royaume-Uni, champ du registre ^[230]	Canada ^[231]	Australie ^{[235, 237]}	Espagne ^[233]	Suisse ^[234]	Japon ^[245]
Kétamine	stupéfiant depuis 2017	Schedule III	2	CDSA I	n.l.	psychotrope	hors liste vétérinaire des stupéfiants	stupéfiant (麻薬)
Tilétamine et zolazépam	détention sous clef, hors stupéfiants en injectable	Schedule III	N	sans produit	n.l.	ni l'un ni l'autre	hors liste	non nommées
Méthadone	stupéfiant	Schedule II	2	CDSA I	Schedule 8	stupéfiant	lévométhadone, tableau a	n.l.
Buprénorphine	psychotrope	Schedule III	3 (une fiche N)	CDSA I (une fiche « PRESCRIPTION »)	Schedule 8	psychotrope	tableau a, remise A+	psychotrope (向精神薬)
Butorphanol injectable	hors régime	Schedule IV	N (une fiche 4)	CDSA IV	Schedule 8	ni l'un ni l'autre	hors liste	non nommé
Fentanyl	stupéfiant	Schedule II	2	CDSA I	n.l.	stupéfiant	n.l.	n.l.
Alfaxalone	hors régime	Schedule IV	N	prescription	Schedule 4	ni l'un ni l'autre	remise B, hors liste	non nommée
Midazolam, diazépam	psychotropes	Schedule IV	3 (midazolam), 4 (diazépam)	CDSA IV (midazolam)	n.l.	psychotrope (midazolam)	n.l.	psychotropes
Prégabaline	hors régime	Schedule V	3 en Grande-Bretagne, N en Irlande du Nord	prescription	n.l.	ni l'un ni l'autre	remise B	non nommée
Gabapentine	hors régime	non inscrite au droit fédéral	sans produit	n.l.	n.l.	n.l.	n.l.	n.l.

« n.l. » : non lu ; « sans produit » : aucun produit vétérinaire au registre. Pour les États-Unis, les sections 1308.12 à 1308.15 du titre 21 du Code of Federal Regulations ont été lues dans leur version en vigueur le 24 octobre 2026, et « Tiletamine and zolazepam or any salt thereof » y figure en Schedule III ^[1333]. Le droit des États fédérés sur la gabapentine n'a pas été lu. Côté britannique, le chiffre est celui du champ « ControlledDrug » du registre de la VMD, non le texte réglementaire, resté fermé ^[230]. Pour le Japon, seul le décret n° 238 de 1990 (version au 6 septembre 2026) a été lu : la kétamine y est désignée en son article 1, la buprénorphine, le midazolam et le diazépam en son article 4, et une substance « non nommée » au décret peut figurer dans les tableaux de la loi, non lus ^[245].

Trois écarts ressortent. Stupéfiante en France, au Canada et au Japon, la kétamine est en Schedule III aux États-Unis, psychotrope en Espagne, et absente de la liste vétérinaire suisse des stupéfiants ^{[209, 231, 245, 1333, 233, 234]}. Hors régime en France, en Espagne et en Suisse dans sa forme injectable, le butorphanol est en Schedule 8 en Australie, où les cinq produits lus, sur douze résultats de PubCRIS, portent cette classe, et en Schedule IV aux États-Unis ^{[208, 233, 234, 235, 1333]}. L'alfaxalone, sans régime en Europe, est contrôlée aux États-Unis depuis un supplément du 1er août 2014 « to reflect the placement of alfaxalone into Schedule IV », classement que l'inscription « Alfaxalone 2731 » du Code confirme sans en donner la date, et classée en Schedule 4 (prescription) en Australie ^{[229, 1333, 235]}.

Les registres eux-mêmes se contredisent parfois. Au Royaume-Uni, BUPROXAN MULTIDOSE porte « N » quand les treize autres buprénorphines portent 3, BUTORVET 4 quand les autres butorphanols portent N, et BONQAT 3 en Grande-Bretagne mais N sur sa ligne nord-irlandaise ^[230]. Au Canada, BUPAQ est inscrit « PRESCRIPTION » quand les trois autres buprénorphines sont « NARCOTICS (CDSA I) » ^[231]. Le champ d'un registre ne suffit donc pas à établir le régime d'un produit : le texte réglementaire fait foi.

Au niveau international, la kétamine fait l'objet d'un débat que décrit une analyse publiée en 2022, lue dans son seul résumé : « China advocates regularly to the United Nations for global scheduling of ketamine as a controlled substance », ce qui, selon l'auteur, « would disproportionately restrict access to ketamine in LMICs », pays à revenu faible ou intermédiaire où elle compte pour sa stabilité, son faible coût et sa marge de sécurité ^[1334]. Les décisions de l'OMS et de la Commission des stupéfiants n'ont pas été lues, leurs pages n'ayant pas répondu.

L'accès aux opioïdes dans le monde

Ce qui parvient à la clinique borne ce que l'on peut donner au chat. Quatre enquêtes récentes, lues dans leur seul résumé, en donnent la mesure, leurs résultats sur les pratiques analgésiques étant exposés avec l'analgésie (voir § 8). À l'échelle mondiale, sur 2 194 réponses venues de 88 pays, l'absence d'AINS et d'opioïdes chez le chat opéré est associée aux répondants d'Asie, et les auteurs relèvent des zones géographiques « with limited knowledge and drug availability » ^[896]. Parmi 249 vétérinaires de 20 pays africains, la morphine, opioïde le plus disponible, ne l'est que pour 90 répondants (36,1 %), et l'accès limité est associé, avec le manque de connaissances, à l'absence d'AINS et d'opioïdes en périopératoire ^[246]. L'inégalité existe aussi à l'intérieur d'un pays européen : en Lettonie, où 101 vétérinaires, soit 10,4 % des membres de l'association nationale, ont répondu de décembre 2023 à janvier 2024, le fentanyl « was absent in Latgale », région orientale, alors que butorphanol et buprénorphine étaient les plus disponibles ^[871]. Aux États-Unis, à l'automne 2018, 83,3 % de 697 vétérinaires avaient eu du mal à commander des opioïdes en six mois (59,0 % dans le mois), surtout l'hydromorphone, la morphine, le fentanyl injectable et l'oxymorphone, et 44,8 % disaient leur anesthésie gênée par la pénurie, sans effectif absolu dans le résumé ^[247]. C'est de ces pénuries, jointes à l'épidémie d'opioïdes, que se préoccupe, la même année, le livre blanc américain sur l'épargne des opioïdes (voir § 14) ^[1335]. Sur l'accès aux opioïdes vétérinaires en France, aucune enquête n'a été trouvée, la thèse de Bertrand (Nantes, 2023) portant sur l'usage des stupéfiants par les praticiens (voir § 12) ^[1303].

Qui surveille l'anesthésie

Le partage des tâches autour du chat anesthésié est écrit au Royaume-Uni. Le guide de conduite du Royal College of Veterinary Surgeons, chapitre 18, mis à jour le 20 novembre 2024, permet à un infirmier vétérinaire inscrit d'induire l'anesthésie par une quantité de médicament fixée par le vétérinaire (« may be carried out by a veterinary nurse »), réserve au vétérinaire l'administration « incrementally or to effect », et laisse confier la surveillance, qui reste sous sa responsabilité, à « a suitably trained person », l'infirmier vétérinaire étant « The most suitable person to assist a veterinary surgeon to monitor and maintain anaesthesia » ^[248]. Le projet français de liste d'actes délégables aux ASV range la surveillance du monitoring parmi ces actes, mais en exclut l'injection des stupéfiants et des médicaments réservés au vétérinaire, c'est-à-dire de la plupart des anesthésiques, si bien que l'induction déléguée à la britannique n'y a pas d'équivalent, et l'arrêté attendu manquait encore le 21 octobre 2026 (voir § 12) ^{[101, 71]}.

Aux États-Unis existe une certification de technicien spécialisé, « VTS (Anesthesia & Analgesia) », délivrée par l'Academy of Veterinary Technicians in Anesthesia and Analgesia ^[1336]. Les lois des États qui fixent ce qu'un technicien peut faire n'ont pas été lues. En Ontario, les vétérinaires suivaient davantage les recommandations quand la structure employait « three to five registered veterinary technicians », d'après le résumé de l'enquête de 2025 ^[882]. Une enquête australienne de 2024, connue par son résumé et menée auprès de 310 cliniques sur 1 700 (18 %), décrit une personne dédiée à la surveillance « always » dans 61 % des cliniques, le plus souvent « a certified veterinary nurse (89%) », mais, dans 22 % des cliniques, une partie du personnel de surveillance sans aucune qualification. Toujours selon ce résumé, 11 % des cliniques disposaient d'un défibrillateur, 24,5 % déclaraient remplir un plan d'anesthésie pour chaque animal avant l'anesthésie et 46 % employaient la capnographie ^[782]. En Nouvelle-Zélande, selon le résumé d'une enquête de 2018 auprès de 113 cliniques sur 440 (25,7 %), « A dedicated anaesthetist was usually used by 104/113 (92%) practices » ^[98]. Pour la France, aucune enquête sur la personne qui surveille l'anesthésie n'a été trouvée. Les enquêtes nationales sur le matériel de surveillance sont présentées avec la surveillance (voir § 7).

Les agents employés, d'après les enquêtes nationales

Les enquêtes ne mesurent que des pratiques déclarées, auprès de répondants volontaires, avec des questions et des définitions qui varient : leurs chiffres ne se comparent pas d'une ligne à l'autre. Toutes ont été lues dans leur seul résumé pour ce qui suit.

Pays, publication	Répondants	Ce que dit le résumé pour le chat	Source
États-Unis, 2023	1 324 vétérinaires	prémédication de l'ovariohystérectomie : buprénorphine 424 (32,0 %), dexmédétomidine 353 (26,7 %) ; induction : propofol 451, publié « 61.3% » (34,1 % selon notre calcul) ; entretien à l'isoflurane 668 (50,4 %)	^[1]
Canada (Ontario), 2025	431 sur 2 921 sollicités (14,8 %)	sédatif avant l'induction 368/387 (95,1 %) pour l'ovariectomie ; intubation 379/386 (98,2 %) pour l'ovariectomie contre 166/375 (44,3 %) pour la castration ; opioïde ou AINS 379/381, publié « 99.7% » (99,5 % selon notre calcul)	^[882]
Canada (Québec), 2020	156 répondants (20,85 %)	voie veineuse pour toutes les anesthésies du chat : 12,4 % ; protocoles non individualisés : 41 % ; analgésie « optionnelle » laissée au client : 29 %	^[96]
Canada anglophone, 2021	126 sur 1 016 (12,4 %)	« Nearly one third of the participants still consider analgesia as optional for routine surgeries », chiens et chats confondus	^[97]
Nouvelle-Zélande, 2018	113 cliniques	prémédication du chat 95/113, publiée « 85% » (84,1 % selon notre calcul) ; acépromazine associée à la morphine ou à la buprénorphine en tête ; induction au propofol ou à l'alfaxalone ; entretien à l'isoflurane ; intubation 87/112 (77,7 %) ; voie veineuse 39/113 (34,5 %)	^[98]
Nouvelle-Zélande, 2020	472 vétérinaires, dont 361 pour la chatte	94 combinaisons prémédication-induction différentes ; la plus fréquente chez la chatte, « butorphanol, ketamine and medetomidine » ; une seule injection d'opioïde ou d'AINS, ou des deux, le jour de l'opération	^[320]
Royaume-Uni, 2025	150 participants	analgésie multimodale pour la stérilisation de la chatte : 43 % ; blocs locorégionaux : 43 % chez la chatte contre 82 % chez la chienne	^[884]
Europe, surtout germanophone, 2021	767 (dont Allemagne 343, Autriche 216, Suisse 83, Royaume-Uni 38, France 25)	taux moyen de respect de 91 % pour les recommandations de l'AVA, sigle que le résumé développe en « American Society of Anesthesiologists » (voir § 7), et de 58 % à celles du groupe allemand VAINS ; agents non détaillés	^[769]
Afrique du Sud, 2000 puis 2005	effectif non dit	analgésie périopératoire chez 56 % des chats (94 % en comptant les prémédications analgésiques) ; emploi croissant des opioïdes et du propofol	^[281]

Deux écarts entre pourcentage publié et effectif demandent un mot. Le propofol de l'enquête américaine donne 34,1 % sur 1 324 selon notre calcul (451 répondants), et le « 61.3% » publié suppose un dénominateur d'environ 736, sans doute les seuls répondants à la question de l'induction, que le résumé ne donne pas ^[1]. Dans l'enquête néo-zélandaise de 2018, « Local analgesia was used by 69/111 (88%) » ne correspond pas à son rapport, qui fait 62,2 %, et le texte intégral n'a pas été lu ^[98]. Les enquêtes québécoise et canadienne anglophone ont été lues en texte intégral pour la surveillance (voir § 7) ^{[96, 97]}. Ni la France, ni le Japon, ni le Brésil, ni l'Allemagne seule, ni l'Europe du Nord, ni l'Asie n'ont fourni d'enquête trouvée sur les agents anesthésiques employés chez le chat, hors une enquête thaïlandaise sur la stérilisation.

Stérilisation de masse et dégriffage

Stérilisation à haut volume et programmes de capture ont une mortalité publiée, présentée avec les autres séries (voir § 2). Deux repères nationaux s'y ajoutent. L'Afrique du Sud estimait en 2005 que « approximately 260000 cats are operated on each year », dont « 150000 cats are sterilised » ^[281]. En Thaïlande, 724 vétérinaires interrogés en 2022 recommandaient surtout la stérilisation de la chatte entre 4 et 6 mois et citaient les « anesthesia risks » parmi leurs craintes devant une stérilisation prépubère, d'après le résumé ^[1337].

L'onychectomie et sa douleur relèvent de l'analgésie (voir § 8), mais les textes qui l'encadrent diffèrent par pays. Au Royaume-Uni, la loi de 2006 sur le bien-être animal ne nomme pas le dégriffage : sa section 5 interdit toute « procedure which involves interference with the sensitive tissues or bone structure of the animal, otherwise than for the purpose of its medical treatment », hors exceptions réglementaires ^[243]. L'État de New York l'a interdit nommément dans sa loi agricole, à la révision du 26 juillet 2019 : « No person shall perform an onychectomy (declawing), partial or complete phalangectomy or tendonectomy procedure by any means on a cat », sauf « therapeutic purpose », sous peine d'une amende civile plafonnée à mille dollars ^[244]. En Colombie-Britannique, l'interdiction provinciale de 2018 n'est connue que par une étude, qui n'a pas trouvé de hausse des abandons pour griffades après son entrée en vigueur, le texte lui-même n'ayant pas été lu ^[1105]. En France, l'interdiction se rattache à l'article 10 de la Convention européenne pour la protection des animaux de compagnie, publiée par le décret n° 2004-416, et à l'article R. 214-21 du Code rural (voir § 8) ^{[241, 242]}. Aucune loi fédérale américaine n'a été lue, et l'autorisation féline de la bupivacaïne liposomale, en 2018, vise précisément le bloc nerveux « following onychectomy in cats » ^[229]. Restent non lus les textes de l'Australie, de la Nouvelle-Zélande, d'Israël, des autres États américains et des autres provinces canadiennes.

Spécialisation et enseignement

Deux collèges délivrent le titre de spécialiste en anesthésie et analgésie vétérinaires. L'American College of Veterinary Anesthesia and Analgesia « defines criteria for designating veterinarians with advanced training as specialists », son diplôme supposant un internat d'un an puis une résidence ^[1338]. Le European College of Veterinary Anaesthesia and Analgesia se présente comme « College recognised by EBVS » ^[1339]. Les techniciens et infirmiers ont leur propre filière, VTS aux États-Unis, inscription au registre du RCVS au Royaume-Uni ^{[1336, 248]}. L'enseignement de premier cycle varie beaucoup : dans un audit de quatre écoles (Alfort, Royal Veterinary College, Buenos Aires, Bologne), fondé sur 9 enseignants et 106 étudiants, l'anesthésie occupait de 13 à 24 heures en préclinique (médiane 15) et de 4 à 80 heures en clinique (médiane 60), et « all faculties perceived time as a limitation » ^[1340]. Aux États-Unis, 41 des 49 écoles accréditées ont répondu à une enquête de 2025 : parler de l'anesthésie avec le client est une compétence attendue dès la sortie d'école pour 95 % des anesthésistes, mais « not taught in almost 50% of colleges », d'après le résumé ^[1341].

Limites de la comparaison

La comparaison repose sur neuf registres ou documents d'autorité, deux textes réglementaires sur les substances contrôlées, deux lois sur le dégriffage, un guide d'ordre professionnel, trois pages de collèges ou d'académies et dix-huit publications, toutes lues ici dans leur seul résumé. Les registres du Japon et du Brésil n'ont pas pu être lus, celui de l'Australie l'a été en partie, celui de la Nouvelle-Zélande sans l'espèce, et la base de l'Union par fiches et non par inventaire. Comparer des autorisations ne compare pas des efficacités : un produit autorisé dans un pays n'y est pas pour autant démontré supérieur, et une absence de registre n'est pas une interdiction d'emploi.

14. Recommandations et consensus : versions et évolution

Une recommandation de société savante reste un consensus d'experts, même quand elle s'appuie sur des essais : elle dit ce que la profession tient pour bonne pratique à une date donnée, non ce qui est démontré. Cette partie date chaque texte touchant l'anesthésie, la sédation, la douleur, les fluides, la surveillance ou la réanimation du chat, version par version, et dit ce qui change de l'une à l'autre. Le contenu clinique de ces textes est repris là où il sert, pour la préparation (voir § 3), l'induction (voir § 5), les voies aériennes et les soins dentaires (voir § 6), la surveillance (voir § 7), l'analgésie (voir § 8), le réveil (voir § 9) et les populations particulières (voir § 11).

Un texte a souvent trois dates : sa mise en ligne sur le site de la société, la publication électronique de l'article et le numéro imprimé. Elles sont données quand elles sont connues. « Deux sources » désigne ici deux documents distincts qui donnent la même année, par exemple PubMed et la page de la société, ou PubMed et l'en-tête de l'article lu ; une date tirée d'un seul document est dite « une seule source ».

La douleur

Le plus ancien texte lu est la prise de position de l'ACVA sur le traitement de la douleur animale, dont la dernière modification date du 17 mars 2006 (une seule source). Elle pose un principe général et ne parle du chat que pour opposer les espèces : « cows tend to be stoic whereas cats are more excitable » ^[1113].

En 2007, l'AAHA et l'AAFP ont publié leurs premières recommandations conjointes, deux fois, dans le numéro de septembre-octobre du JAAHA et dans le JFMS en ligne le 8 novembre (deux sources) ^[116]. Le texte citait déjà l'échelle de douleur aiguë féline de Colorado State, tout en notant qu'aucune échelle unique n'était admise, et tenait la douleur articulaire pour « Most often overlooked in cats » ^[116]. Sa révision de 2015, en ligne le 20 février dans le JFMS et parue en mars-avril dans le JAAHA (deux sources), annonce elle-même que « The 2015 Guidelines differ from the earlier version in several ways » : concepts généraux en tête, approche qui « does not rely strictly on analgesic drugs », instruments de cotation validés, bibliographie renouvelée ^[134]. Côté félin, elle introduit une échelle validée, l'UNESP-Botucatu, déconseille la voie sous-cutanée des opioïdes, contre-indique le paracétamol et fait de l'arthrose féline un « serious welfare problem » mesurable par le propriétaire ^[134]. Elle constate aussi que « NSAIDs are not approved for long-term use in cats », ce qui vaut pour les États-Unis, dont le registre ne donne au chat aucun méloxicam oral, alors que le Canada autorise une suspension orale féline depuis 2011 (voir § 13) ^{[134, 229, 231]}. Sur l'analgésie peropératoire, elle écrivait que l'effet de la kétamine « has not yet been studied in a feline surgical model » et que certains auteurs déconseillaient la lidocaïne intraveineuse chez le chat pour ses effets cardiovasculaires ^[134].

En 2022, l'AAFP n'est plus coéditrice : l'AAHA publie seule, en ligne le 10 février et dans le JAAHA de mars-avril (deux sources) ^[13]. Le texte « build on and update » celui de 2015 par une évaluation reproductible, un arbre de décision par niveaux au lieu d'une liste d'options présentée comme un « buffet », une stratégie « proactive, preemptive, and multimodal » et une distinction explicite entre le chien et le chat ^[13]. La grimace féline y entre, et la crainte d'une hyperactivité ou d'une dysphorie du chat aux doses cliniques d'opioïdes y est qualifiée de « persistent myth », alors que l'hyperthermie reste « a justified belief » qui se gère par la surveillance ^[13]. Deux produits américains récents y sont cités, le robénacoxib injectable et la bupivacaïne liposomale de l'onychectomie (voir § 13) ^[13]. Son introduction dit mettre à jour des recommandations « AAHA-AVMA » de 2015, qui étaient en réalité AAHA/AAFP, et sa page d'accueil nomme quatre industriels qui l'ont financée ^[13].

La WSAVA a mis en ligne sa première édition le 20 mai 2014, année que confirme l'édition suivante (deux sources pour l'année), et ce texte n'a pas été lu ^{[1114, 113]}. La deuxième, en ligne le 27 octobre 2022 et parue dans le volume de 2023 du Journal of Small Animal Practice, a été lue dans sa traduction française officielle, le texte anglais étant protégé par une vérification anti-robot ^[113]. Elle dit intégrer les progrès des dix années écoulées, tient la grimace féline pour étudiée et validée, et consacre une rubrique aux idées reçues, où elle réfute que les morphiniques dépriment la respiration du chien et du chat éveillés, que les AINS leur soient toxiques et qu'un animal sous sédation ne sente pas la douleur (« La sédation ne fait que masquer les signes comportementaux de la douleur ») ^[113]. Depuis juillet 2024, d'après la date de création du fichier, s'y ajoutent des fiches par situation, dont une pour la castration et l'ovariectomie de la chatte, qui recommande « General anaesthesia and preventive/multimodal analgesia techniques » ; ses doses ne sont pas reprises ici ^[1342].

L'ISFM a publié en 2022, en ligne le 23 décembre 2021 (deux sources), la première recommandation consacrée à la seule douleur aiguë du chat, sans version antérieure ^[26]. Elle part d'un constat, « Historically, however, feline pain management was neglected », et d'un écart qui persiste : « Many veterinarians do not administer or prescribe analgesics to cats after discharge and following routine procedures (eg, neutering) » ^[26]. Elle fait de la grimace féline « the first feline acute pain assessment tool that may be used in the home environment » ^[26].

Sur les AINS au long cours, l'ISFM et l'AAFP ont publié en 2010 puis en 2024 (deux sources pour chacune) ^{[188, 129]}. Dès 2010, le texte admettait l'innocuité du méloxicam chez le chat sain anesthésié « when standard care is taken to avoid hypovolaemia and hypotension », et tenait l'hypotension anesthésique pour un facteur de risque rénal ^[188]. En 2024, la nouvelle version, qui invoque « more research and new NSAIDs approved for use in cats », ajoute un encadré sur l'anesthésie du chat traité au long cours : le même AINS en périopératoire sauf contre-indication, une pression artérielle surveillée en continu avec un plancher (pression artérielle moyenne d'au moins 70 mmHg, ou plus de 90 mmHg au Doppler), et « NSAIDs should not be administered to hypovolaemic or hypotensive patients » ^[129].

L'anesthésie générale

Parues en novembre-décembre 2011 (deux sources), les recommandations d'anesthésie de l'AAHA traitaient chiens et chats ensemble, sans section féline, et s'organisaient autour des médicaments et des gestes : prémédication sédative et analgésique, induction permettant l'intubation, entretien « typically with a volatile anesthetic such as isoflurane or sevoflurane », perfusions adjuvantes, et « crystalloid or colloids » pour maintenir la volémie ^[80]. Leur version de 2020, en ligne le 12 février (deux sources), ne suit plus les médicaments mais un continuum de soins, « from home to hospital and back to home », insiste sur « client communication and staff training », range parmi les composantes de la sécurité l'analgésie périopératoire, les anxiolytiques et la manipulation des patients craintifs ou agressifs, et adopte des listes de contrôle « analogous to the growing emphasis on checklists as error-prevention and organizing tools in human medicine » ^[20]. Elle donne pour les propriétaires un risque chiffré, 0,11 % chez le chat sain, soit 1 sur 895 ^[1343]. Disparaît en 2020 la fréquence de relevé chiffrée de 2011 ^[20]. Le texte, financé par trois industriels, restait la version en vigueur au 21 octobre 2026 ^[20].

Entre les deux, l'AAFP a publié en juillet 2018 (deux sources) ce qu'elle présente comme « the first exclusively feline anesthesia guidelines authored by an expert panel » ^[11]. Son point de départ est que « cats undergoing anesthesia continue to have an increased mortality rate compared with dogs », et elle désigne quatre terrains de complications, la surveillance, les voies aériennes, les fluides et le réveil, auxquels s'ajoutent le stress périanesthésique, la cardiomyopathie hypertrophique, le matériel et l'anesthésie tout injectable, la douleur étant renvoyée aux recommandations de 2015 ^[11]. Un erratum a paru le 24 août 2018, dont le contenu, publié sous forme d'image, n'a pas été lu ^[11]. Aucune version plus récente n'a été trouvée au 21 octobre 2026 ^[11].

La surveillance

Trois versions jalonnent les recommandations de surveillance du collège américain d'anesthésie. La première, « originally developed in 1994 and published in 1995 », n'est connue que par la deuxième (une seule source) ^{[763, connu par 216]}. Datée par son titre et par la bibliographie de la version 2025 (deux sources), la deuxième, de 2009, déplace le critère de réussite « from the lack of anesthetic mortality toward decreased anesthetic morbidity », recommande la capnographie sans l'exiger et juge possible de surveiller sans matériel spécialisé ^{[216, 95]}. La troisième, de l'ACVAA, rédigée avec la North American Veterinary Anesthesia Society et l'Academy of Veterinary Technicians in Anesthesia and Analgesia, est en ligne depuis le 27 mars 2025 (deux sources) et a été lue ici en texte intégral ^[95]. Elle se dit « not to be construed as a standard of care », n'a pas eu de relecture par les pairs de la revue (« There was no VAA peer review ») et range ses recommandations en trois paliers, minimum, alternatif et avancé ^[95].

De 2009 à 2025, les changements portent sur presque chaque paramètre ^[95]. La capnographie devient un minimum, et une ETCO2 au-dessus de 60 mmHg « should be addressed ». Pression artérielle oscillométrique et ECG continu entrent au minimum, relevés « at least every 5 minutes », une pression artérielle moyenne inférieure à 60 ou 65 mmHg appelant évaluation et intervention, de même qu'une valeur Doppler de 90 mmHg ou moins. Sous oxygène, « any value <95% should be investigated » en oxymétrie. La température se prend au moins toutes les 15 minutes chez l'animal anesthésié ou sous sédation modérée à profonde, au moins toutes les 30 minutes au réveil, avec réchauffement actif sous 37,8 °C. Pour les curares, le stimulateur nerveux devient obligatoire, seul changement que le texte signale lui-même (« This recommendation differs from the previous guidelines (ACVA 2009) »). Le réveil gagne une section : « The first 3 hours following the cessation of anesthesia in companion animals carries the highest risk of morbidity and mortality », sortie seulement d'un animal « normothermic, mentally oriented, and ambulatory », évaluation de la douleur par une échelle validée, la grimace féline citée en premier. La sédation reçoit enfin sa propre section, en trois niveaux, avec, dès le niveau modéré, monitorage cardiorespiratoire, cathéter intraveineux et matériel d'intubation à portée. Le personnel change aussi de statut : l'anesthésiste « should be responsible and always remain with the anesthetized patient », alors que 2009 admettait une personne présente mais occupée ailleurs, et des listes de contrôle du matériel, de chirurgie et de transmission sont recommandées ^{[95, 219]}. Ces valeurs ne sont pas propres au chat, le texte portant sur « feline and canine patients » ensemble ^[95]. Lus dans le texte intégral, ces seuils sont repris paramètre par paramètre avec la surveillance peranesthésique, où un entretien avec une coautrice éclaire la genèse du texte (voir § 7) ^[764].

Hors des États-Unis, les standards australiens de novembre 2018 n'ont été vus que par leur titre (une seule source) ^[765]. Côté australien et néo-zélandais, la déclaration de 2024 du chapitre d'anesthésie de l'ANZCVS rend obligatoire une personne dédiée et une fiche d'anesthésie dans tous les cas ^[766], et l'ordre de Colombie-Britannique a fait de la surveillance une norme opposable le 1er avril 2019, adaptée de la version 2009 du collège américain ^[767]. En Allemagne, le groupe VAINS de la DVG a publié deux versions, en ligne le 13 juillet 2016 puis le 2 mars 2022, toutes deux restées fermées derrière une vérification anti-robot : ce qui a changé de l'une à l'autre n'a pas pu être établi ^{[365, 366]}. Le contenu de 2016 n'est connu que par une thèse munichoise ^{[365, connu par 768]}. En Europe, l'Association of Veterinary Anaesthetists a diffusé sa liste de contrôle en mars 2020 ^[770]. Le site de l'ECVAA, lu le 21 octobre 2026, ne publie aucune recommandation ni prise de position.

Les autres prises de position de l'ACVAA

Outre la surveillance et la douleur, la page des recommandations du collège américain, lue le 21 octobre 2026, porte quatre textes qui touchent le chat. Le commentaire sur les gaz anesthésiques résiduels, dont la première version date de 1996 (« In 1996, the American College of Veterinary Anesthesiologists published its first commentary ») et la révision du 18 novembre 2013, demande que « The use of face masks and closed containers for delivery of inhalant anesthetics should be minimized », ce qui vise l'induction au masque ou en boîte ^[1344]. Dans une lettre du 10 décembre 2013 à la présidente de l'AAHA, le collège soutient la norme selon laquelle « all dental cleanings for dogs and cats should be performed under general anesthesia with endotracheal intubation » ^[195]. Destiné à aider les vétérinaires face aux pénuries et à l'épidémie d'opioïdes, un livre blanc sur l'analgésie avec épargne des opioïdes, daté du 1er novembre 2018 et dont le fichier PDF date de janvier 2020, précise que « The American College of Veterinary Anesthesia and Analgesia did not produce this document » ; il n'a pas été relu par des pairs et cite pour le chat l'UNESP-Botucatu et les environnements « Feline Friendly » ^[1335]. Sur la supervision des techniciens, une prise de position approuvée le 1er octobre 2020 veut que le vétérinaire qui délègue soit lui-même formé, faute de quoi « it is his/her ethical and legal obligation to consult with, or employ a qualified veterinarian » ^[1345]. Ces dates ne reposent chacune que sur le document lui-même.

Les fluides

Parues en mai-juin 2013 (deux sources), les recommandations de l'AAHA et de l'AAFP sur la fluidothérapie, qui abaissaient déjà les débits peranesthésiques « particularly in cats », ont été remplacées par celles de l'AAHA seule, en ligne le 7 juin 2024 (deux sources), que l'AAFP soutient sans les coéditer ^{[105, 21]}. Pour l'anesthésie du chat, la version de 2024 réaffirme des débits félins réduits en reconnaissant qu'ils n'ont pas été étudiés, ne rend pas la perfusion obligatoire lors d'une courte anesthésie injectable chez le chat sain et rappelle des signes de surcharge « especially in cats » ^[21]. Le changement le plus net porte sur les colloïdes de synthèse : placés en 2011 à côté des cristalloïdes pour maintenir la volémie, ils sont en 2024 « currently controversial because of safety and efficacy concerns », à éviter « if the patient is responsive to crystalloid or alternative therapies », leur usage restant envisageable pour un soutien oncotique bref pendant une anesthésie ^{[80, 21]}. Une fiche de conseils félins, publiée le 20 juin 2024, n'a pas été lue ^[21].

Soins dentaires

L'American Veterinary Dental College s'est opposé au détartrage sans anesthésie dans une prise de position adoptée le 10 avril 2004 ^[192]. En 2005, l'AAHA publiait des recommandations dentaires dont le résumé ne mentionne pas l'anesthésie ^[1346]. Approuvée par l'American Veterinary Dental College, la version de 2013 (deux sources) la rend obligatoire : « General anesthesia with intubation is necessary to properly assess and treat the companion animal dental patient. Cleaning without general anesthesia is considered unacceptable and below the standard of care », l'intubation empêchant l'aspiration d'eau et de débris ^[194]. L'exigence est devenue une norme d'accréditation de l'AAHA, que le collège d'anesthésie soutenait par écrit le 10 décembre 2013 ^{[194, 195]}. Une date d'entrée en vigueur au 1er novembre 2013 n'apparaît que dans l'extrait d'un moteur de recherche, la page du communiqué de l'AAHA n'ayant pas pu être lue, et n'est pas retenue. Révisé en 2019, le texte ajoute un protocole illustré en douze étapes et des recommandations « for general anesthesia, pain management, facilities, and equipment », et restait en vigueur au 21 octobre 2026 ^[181].

Côté WSAVA, les recommandations dentaires ont paru en juillet 2020, puis une nouvelle version en ligne le 2 septembre 2026, la première datée par deux sources, la seconde par une seule, et seul le résumé de la seconde a été lu ^{[182, 196]}. Ce résumé met en avant « the anaesthetic and welfare requirements », juge le détartrage sans anesthésie « ineffective at best and damaging at worst », et annonce de nouvelles sections sur les traumatismes, le rôle des infirmiers, la pathologie juvénile, l'ergonomie et la lecture radiographique ^[196]. Il écrit « The guidelines from 2019 have been revised », alors que la version précédente a paru en 2020, et ce qui a changé dans la section consacrée à l'anesthésie n'a pas pu être lu ^{[196, 182]}.

La première recommandation dentaire propre au chat que nous ayons trouvée est celle de la FelineVMA, en ligne le 29 novembre 2025 (deux sources) ^[191]. La FelineVMA est l'ancienne AAFP, renommée selon un communiqué du 27 septembre 2024, si bien que ses textes postérieurs à cette date paraissent en principe sous ce nom (une seule source) ^[227]. Ce texte ajoute, pour l'anesthésie du chat, une opposition explicite (« The FelineVMA and the Guidelines Task Force oppose anesthesia-free dentistry »), la déconnexion de la sonde du circuit à chaque retournement puis la vérification du ballonnet, la lubrification des yeux « reapplied throughout the procedure and during the recovery period », un examen du chat éveillé avant l'anesthésie et un premier bilan dentaire sous anesthésie envisagé « beginning at 2 years of age » ^[191]. Le texte reprend enfin que « over 60% of all anesthetic-related deaths in cats occurring within the first 3 h of the recovery period », d'après l'étude CEPSAF de 2008 (voir § 2) ^[191].

Chat âgé et étapes de la vie

À l'AAFP, trois versions successives ont porté sur le chat âgé. La première, de 1998, n'est connue que par la deuxième (une seule source) ^{[1347, connu par 106]}. La deuxième, datée de 2008 dans son titre, a paru en septembre 2009 dans le Compendium et, en texte complet, dans le JFMS (deux sources) ^{[1348, 106]}. Elle demandait de « Provide and monitor intravenous fluids for all anesthetic patients », de réduire la kétamine et les α2-agonistes, de surveiller la pression artérielle pendant toute l'anesthésie et de prendre la température « every 15 mins, continuing postoperatively until the cat is ambulatory or normothermic » ^[106]. Parue en juin 2021 (deux sources), la troisième rappelle la mortalité plus élevée du chat que du chien et du chat de plus de 12 ans, puis que « anesthesia practices changed to mitigate adverse outcomes » ^[107]. Elle met en tête la réduction du stress (« previsit gabapentin, cat friendly handling and nursing »), ne reprend plus la formule « for all anesthetic patients » et indique un débit félin réduit, plus bas que chez le chien, et admet que la baisse des besoins anesthésiques avec l'âge est extrapolée de l'homme (« These changes affecting drug metabolism likely occur in cats ») ^[107]. Côté dentaire, « Advancing age should not be a limiting factor in proceeding with dental care under anesthesia » ^[107].

Chez l'AAHA, la version de 2005, chiens et chats, traitait déjà, d'après son résumé, de l'évaluation des animaux âgés avant l'anesthésie ^[1349]. Celle de 2023, en ligne le 12 décembre 2022 et parue en janvier 2023 (deux sources), écrit que « Advanced age alone is not a contraindication to general anesthesia », que l'animal âgé peut subir plusieurs anesthésies si besoin, et centre le bilan préopératoire sur le rein et le cœur, NT-proBNP compris ; elle déclare quatre financeurs industriels ^[162]. Communes à l'AAFP et à l'AAHA, les recommandations sur les étapes de la vie sont passées de 2010 à 2021 (deux sources pour chacune) de six à cinq stades (« instead of the previous six »), et précisent en 2021 que les analyses de dépistage proposées « do not extend to preanesthetic laboratory work » ^{[1172, 311]}. L'en-tête de la version de 2010 sur PMC porte la date du 6 février 2017, qui est celle du dépôt ^[1172].

Manipuler sans contraindre

En mai 2011 (deux sources), l'AAFP et l'ISFM publiaient sur la manipulation « feline-friendly » un texte qui n'admettait pas de soulever ni de suspendre le chat par la peau du cou et déconseillait l'acépromazine, « a sedative, not an anxiolytic » qui « may increase aggression », la contention chimique étant renvoyée à l'ACVA ^[75]. En 2012, les recommandations sur les soins infirmiers (une seule source) attribuaient au stress une « erratic response to sedation and anesthesia », et rapportaient des chats « calmer at the time of venous catheterization » sous phéromone faciale de synthèse ^[1350]. Le texte d'octobre 2022 (deux sources) remplace celui de 2011 et en change le nom, « Cat Friendly Veterinary Interaction » ^[68]. Le changement de fond est net : en 2011, la prise par la peau du cou était encadrée, en 2022 toute contention forte est à éviter, la gabapentine donnée avant la visite devient l'anxiolytique de référence, et une intervention non urgente se reporte plutôt que de forcer un chat déjà très agité ^[68]. Or aucune gabapentine vétérinaire n'existe dans les registres lus, en France comme ailleurs (voir § 12 et § 13) ^{[71, 229, 230, 231, 232, 233, 234, 236]}. Le même mois, les recommandations sur l'environnement consacrent une section à l'induction et au réveil : transport moins stressant associé à une sédation plus rapide et à moins de propofol dans une étude citée, zones calmes, jeûne pas plus long que nécessaire, sources de chaleur limitées à des dispositifs médicaux ^[45].

La réanimation

Le programme RECOVER a publié en juin 2012, dans un supplément du Journal of Veterinary Emergency and Critical Care (deux sources), sept articles qui forment la première version des recommandations RECOVER de réanimation, fondées sur une revue systématique, chiens et chats ensemble, en cinq domaines : préparation et prévention, réanimation de base, réanimation avancée, surveillance, soins après l'arrêt ^[220]. En 2016 s'y est ajoutée une grille de rapport standardisée de type « Utstein », qui n'est pas une recommandation de soin mais permet de comparer d'un hôpital à l'autre les réanimations après arrêt cardiorespiratoire en milieu hospitalier (une seule source) ^[1351]. Révisées en 2024 en cinq articles reçus en mars et entrés dans PubMed le 26 juin (deux sources), elles suivent la méthode GRADE et comptent « 90 individual treatment recommendations », lues dans leurs seuls résumés ^{[225, 226]}. Selon ces résumés, « High-dose epinephrine is no longer recommended », l'atropine est restreinte, la ventilation au ballon et au masque passe avant le bouche-à-nez chez l'animal non intubé, et l'amiodarone « in cats » figure parmi les options d'un rythme choquable réfractaire, seule mention propre au chat ^[225]. La synthèse reconnaît que « the majority of the BLS and ALS recommendations remain unchanged » et appelle « an urgent need for more studies in the target species of dogs and cats » ^[225]. Trois de ces articles ont été corrigés en 2025 ^[225].

En 2025 a paru la première recommandation RECOVER sur les nouveau-nés, lue en texte intégral (deux sources), les versions de 2012 et 2024 « did not pertain to newborns » ^[174]. Elle touche l'anesthésie de la mère : après une césarienne où la chatte a reçu un opioïde, un α2-agoniste ou une benzodiazépine, « we recommend administration of the appropriate reversal drug » au petit qui doit être réanimé, elle se prononce contre le doxapram en routine et contre le balancement du nouveau-né pour dégager ses voies aériennes ^[174]. Depuis le 26 mai 2026, le rapport 2025 du registre des réanimations, qui utilise la grille de 2016, est en ligne (deux sources) ^{[264, 1351]}. Destinées aux propriétaires et aux premiers intervenants, les recommandations de premiers secours de 2026 n'ont, dans les parties lues, rien de propre à l'anesthésie, hors une mention des animaux anesthésiés ou sédatés parmi ceux exposés aux brûlures et le volet consacré à l'anaphylaxie ^{[1352, 1145]}.

Les maladies qui changent l'anesthésie

Plusieurs consensus de médecine interne touchent l'anesthésie du chat sans en traiter. Sans version antérieure, le consensus de l'ACVIM sur les cardiomyopathies félines, en ligne le 3 avril 2020 (deux sources), demande d'envisager des examens complémentaires « in older cats when anesthesia or treatment with IV fluid therapy or extended-release corticosteroids is planned (LOE low) », et préfère l'échocardiographie « in unsedated cats » ^[61]. Sur l'hypertension, le texte de l'ACVIM de 2007, connu par ses seules métadonnées, puis ceux de l'ACVIM en octobre 2018 et de l'ISFM en mars 2017 portent, pour les deux lus, sur la mesure chez l'animal éveillé ; celui de 2018 note que les appareils ont été validés surtout sous anesthésie et propose des standards de validation « in awake dogs and cats », que l'ACVAA de 2025 demande de vérifier pour les oscillomètres ^{[1353, 361, 1276, 95]}. Rien, dans les deux textes lus, ne porte sur la conduite de l'anesthésie ^[361].

Pour le rein, le consensus de l'ISFM de 2016 a été remplacé par celui d'iCatCare, en ligne le 3 septembre 2026 (deux sources), qui ajoute un volet douleur : « the fear of adverse effects of analgesics could result in unmanaged pain », et la gabapentine s'accumule chez l'insuffisant rénal (« cats with CKD have higher serum levels of gabapentin, so dosage adjustment may be required ») ^{[1354, 76]}. Sur le diabète, l'ISFM de 2015 a cédé la place à iCatCare en novembre 2025, dont le texte intégral, lu sur Europe PMC, ne contient aucun passage sur l'anesthésie du diabétique, puis l'AAHA a publié en avril 2026 (deux sources) des recommandations félines où les propriétaires de chats sous inhibiteur du SGLT2 sont invités à ne pas donner ce traitement le jour de l'anesthésie, « based on recommendations in human medicine », sans étude féline citée, avec une glycémie surveillée pendant l'intervention ^{[1217, 1214, 77]}. L'autorisation de ces antidiabétiques oraux en France n'a pas été vérifiée.

Publié en février 2025 (deux sources), sans version antérieure trouvée, le consensus d'iCatCare sur les affections du bas appareil urinaire consacre une section à la sédation et à l'anesthésie pour le sondage : le choix « will be dictated by the patient's clinical status », « most cats with UO will require general anaesthesia » alors qu'une étude récente citée ne trouve pas de différence entre sédation et anesthésie, et « Bradycardia, hypotension and hypovolaemia should be corrected prior to general anaesthesia » ^[228]. Le nom iCatCare remplace celui de l'ISFM dans les titres des consensus depuis 2025 ^{[228, 76]}. Sur la transfusion, l'ISFM note en mai 2021 (deux sources) que « sedation or general anaesthesia is now commonly used » pour le prélèvement chez le chat donneur ^[581]. Son texte de 2022 sur le chat hospitalisé qui ne mange pas n'a pas pu être lu ^[1355]. L'hyperthyroïdie, objet de recommandations de l'AAFP en 2016, est discutée avec la préparation (voir § 3) ^[167], et le texte de 2023 sur les soins palliatifs ne contient aucune recommandation sur la conduite d'une anesthésie ^[1356].

La stérilisation de masse et les médicaments essentiels

L'Association of Shelter Veterinarians a publié deux versions de ses recommandations pour les programmes de stérilisation, le 1er juillet 2008 puis le 15 juillet 2016 (deux sources pour chacune) ^{[1267, 90]}. La première, connue par son résumé, couvrait déjà la préparation, la gestion anesthésique (« equipment, monitoring, perioperative considerations, anesthetic protocols, and emergency preparedness ») et le réveil ^[1267]. La seconde, relue en texte intégral sur deux points, admet de ne pas intuber le chat pour une intervention courte si le matériel d'intubation reste à portée, l'intubation féline n'étant « not a benign technique » selon une grande étude qu'elle cite, demande que l'administration d'anesthésique au masque soit « minimized », que l'induction au masque soit évitée et que la boîte soit « strictly avoided » ^[90]. Faute d'avoir lu le texte de 2008, on ne peut établir ce qui a changé de l'un à l'autre, et aucune version plus récente n'a été trouvée ^{[1267, 90]}. L'intubation du chat est discutée avec les voies aériennes (voir § 6). En mai 2024, la WSAVA a publié sur la maîtrise de la reproduction des recommandations sans version antérieure trouvée, corrigées deux fois en 2025, qui décrivent la chirurgie comme réalisable chez les patients pédiatriques de 6 à 16 semaines, chiens et chats confondus, moyennant un examen préanesthésique complet et un environnement chaud avant et après l'opération, retiennent pour le chat, dans leur chapitre félin, la gonadectomie à 3 ou 4 mois comme pouvant être recommandée, tiennent l'analgésie pour « mandatory in every situation » et jugent que, chez le chat haret qu'on ne peut peser, « safety is increased by using reversible agents » ^[1357]. Le jeûne court du très jeune animal y est discuté à partir de données recueillies chez le chiot, non chez le chaton ^[1357].

En ligne le 16 juin 2020 puis dans une version du 9 octobre 2023 (deux sources pour chacune), la liste des médicaments essentiels de la WSAVA ne dit pas ce qu'il faut employer mais ce qu'une clinique devrait pouvoir se procurer ^{[224, 223]}. De l'une à l'autre, les anesthésiques volatils et le propofol ou l'alfaxalone passent de la liste « complémentaire » à la liste de base, à côté des α2-agonistes et de leur antagoniste, des benzodiazépines, de la kétamine, des opioïdes et des AINS ^{[224, 223]}. En 2023, la liste juge que les barbituriques « may not be essential as anaesthetics », gardés pour l'euthanasie, et que la kétamine « must not be administered alone as an anaesthetic », ce qu'admet au contraire l'étiquette américaine de KETASET (voir § 13) ^{[223, 229]}.

Ce qui change d'une génération de textes à l'autre

Lus ensemble, ces textes dessinent quatre déplacements. Le premier va des médicaments à l'organisation : l'AAHA passe en 2020 d'un texte rangé par molécules à un continuum de soins et à des listes de contrôle, que l'ACVAA étend en 2025 à la transmission au réveil ^{[80, 20, 95]}. Les exigences de surveillance montent ensuite d'un cran, le critère passant de la mortalité à la morbidité en 2009, et la capnographie, recommandée en 2009, devenant un minimum en 2025 ^{[216, 95]}. Troisième déplacement, le chat devient un sujet à part, avec une première recommandation d'anesthésie exclusivement féline en 2018, une première sur la douleur aiguë féline en 2022, une première dentaire féline trouvée en 2025, et la distinction entre chien et chat que l'AAHA demande en 2022 ^{[11, 26, 191, 13]}. La peur et la manipulation, enfin, entrent dans la préparation de l'anesthésie, de l'interdiction de suspendre le chat par la peau du cou en 2011 à l'éviction de toute contention forte et à la gabapentine avant la visite en 2021 et 2022 ^{[75, 107, 68]}.

Les auteurs changent aussi. L'AAFP cesse de coéditer les textes de l'AAHA sur la douleur en 2022 et sur les fluides en 2024, avant de devenir la FelineVMA en septembre 2024, et l'ISFM signe ses consensus sous le nom d'iCatCare à partir de 2025 ^{[13, 21, 227, 228]}. Cinq textes de l'AAHA déclarent un financement industriel, ceux de 2011, 2020, 2022, 2023 et 2026 ^{[80, 20, 13, 162, 77]}. Plusieurs reconnaissent leurs limites : l'ACVAA de 2025 n'a pas été relue par les pairs de la revue qui la publie, l'AAFP de 2021 et l'AAHA de 2026 extrapolent de l'homme, et RECOVER 2024 réclame des études chez le chien et le chat ^{[95, 107, 77, 225]}. Aucune recommandation française sur l'anesthésie du chat n'a été trouvée, pas même du groupe d'étude de l'AFVAC consacré à l'anesthésie et à l'analgésie, dont le site ne publiait aucune recommandation le 24 octobre 2026, et le site de l'ECVAA n'en publie aucune.

Année	Texte	Changement principal pour le chat	Datation	Code
1995	ACVA, surveillance	premières recommandations de surveillance du collège américain	une seule source	^{[763, connu par 216]}
2006	ACVA, douleur	principe général, rien de propre au chat	une seule source	^[1113]
2007	AAHA/AAFP, douleur	premières recommandations conjointes, aucune échelle unique admise	deux sources	^[116]
2009	ACVA, surveillance	de la mortalité à la morbidité, capnographie recommandée	deux sources	^{[216, 95]}
2011	AAHA, anesthésie	texte rangé par médicaments, colloïdes à égalité avec les cristalloïdes, sans section féline	deux sources	^[80]
2013	AAHA, soins dentaires	anesthésie générale avec intubation obligatoire	deux sources	^[194]
2015	AAHA/AAFP, douleur	échelle validée (UNESP-Botucatu), voie sous-cutanée des opioïdes déconseillée, paracétamol contre-indiqué	deux sources	^[134]
2016	ASV, stérilisation de masse	intubation facultative pour une intervention courte, boîte d'induction « strictly avoided »	deux sources	^[90]
2018	AAFP, anesthésie	première recommandation d'anesthésie exclusivement féline	deux sources	^[11]
2020	AAHA, anesthésie et surveillance	continuum de soins, listes de contrôle, communication avec le client	deux sources	^[20]
2021	AAFP, chat âgé	réduction du stress en tête, débit de perfusion félin réduit, formule « pour tous » non reprise	deux sources	^[107]
2022	ISFM, douleur aiguë	première recommandation sur la seule douleur aiguë du chat	deux sources	^[26]
2022	AAHA, douleur	sans l'AAFP, arbre de décision, distinction entre chien et chat	deux sources	^[13]
2022	WSAVA, douleur, deuxième édition	idées reçues réfutées, grimace féline validée	deux sources	^[113]
2022	AAFP/ISFM, interaction avec le chat	contention forte à éviter, gabapentine avant la visite	deux sources	^[68]
2023	WSAVA, médicaments essentiels	anesthésiques volatils, propofol et alfaxalone sur la liste de base, kétamine jamais seule	deux sources	^[223]
2024	ISFM/AAFP, AINS au long cours	encadré sur l'anesthésie, plancher de pression artérielle	deux sources	^[129]
2024	AAHA, fluides	colloïdes de synthèse « currently controversial »	deux sources	^[21]
2024	RECOVER	adrénaline à dose élevée abandonnée, amiodarone citée chez le chat	deux sources	^[225]
2025	ACVAA, surveillance	capnographie, pression et ECG au minimum, seuils chiffrés, sédation en trois niveaux	deux sources	^[95]
2025	RECOVER, nouveau-nés	antagonistes chez le chaton de césarienne, pas de doxapram en routine	deux sources	^[174]
2025	FelineVMA, soins dentaires	première recommandation dentaire propre au chat trouvée	deux sources	^[191]
2026	AAHA, diabète du chat	inhibiteur du SGLT2 suspendu le jour de l'anesthésie, par extrapolation	deux sources	^[77]
2026	WSAVA, soins dentaires	détartrage sans anesthésie jugé inefficace ou nuisible	une seule source	^[196]

La frise complète, avec les trois dates de chaque texte quand elles sont connues, figure en annexe.

15. Controverses

Chaque sous-partie oppose des chiffres publiés ou des recommandations en vigueur. Aucune n'est tranchée ici, et chacune renvoie à la partie qui la développe.

Définir et attribuer une mort anesthésique

Selon l'étude, la fenêtre d'observation va de la seule durée de l'anesthésie à sept jours, sédation comprise ou non ^{[147, 250, 150]}. À fenêtre égale, le jugement varie encore. Relisant 432 morts de COMPLRED, trois anesthésistes en classaient comme anesthésiques 12,5 %, 61,1 % ou 68,5 % selon l'expert, et ne tombaient d'accord que sur 128 (kappa 0,17) ^[142]. Publiée en 2026, la revue de la portée retient pour le chat une incidence de 0,06 à 0,43 % selon les séries, et tient les études multicentriques, entre 0,1 et 0,3 %, pour les plus justes ^[62]. COMPLRED reconnaît elle-même que ses causes de mort ont été attribuées par les cliniciens, sans nécropsie systématique (voir § 2) ^[141].

Chat ou chien : lequel meurt davantage

L'enquête britannique trouvait 0,24 % chez le chat contre 0,17 % chez le chien, l'écart tenant aux animaux sains, 0,11 % contre 0,05 %, quand les malades se rejoignaient ^[139]. Banfield retrouve le même rapport, 0,11 % contre 0,05 %, et la clinique de Floride un rapport de cotes de 5,0 entre les deux espèces ^{[250, 140]}. COMPLRED compte au contraire 0,63 % de morts chez le chat et 0,69 % chez le chien, et la cohorte des Cordeliers ne détecte aucun effet de l'espèce ^{[83, 143, 147]}. Leurs populations n'ont pas la même gravité : 23 % de chats en classes III à V dans COMPLRED selon notre calcul, 8 % parmi les témoins de CEPSAF (voir § 2) ^{[141, 92]}.

L'intubation, facteur associé au décès dans CEPSAF

Le modèle final de l'enquête associe la sonde à un rapport de cotes de 1,9 (IC 95 % 1,0-3,7), significatif dans l'article de 2007 (p = 0,042), juste au-dessus du seuil dans la thèse (p = 0,06), qui conserve la variable pour des raisons biologiques ^{[85, 92]}. Prudent, l'article écrit que l'intubation pourrait augmenter le risque et demande plus de soin, quand la thèse conclut, tout bien pesé, à un lien causal ^{[85, 92]}. Recalculé sur les effectifs de témoins que la thèse imprime, son OR univarié de 3,0 tombe à 1,77 (notre calcul), alors que les effectifs de l'article donnent 2,97 ^{[703, 85]}. Quant à l'interaction avec la gravité de l'acte, 2,3 pour les actes mineurs et 0,6 pour les majeurs, elle n'atteignait pas le seuil (p = 0,08) et n'a pas été retenue ^{[85, 703]}. L'ASV s'en sert pourtant pour admettre de ne pas intuber lors d'un acte de moins de 30 minutes, alors que la variable opposait des actes et non des durées ^{[703, 90]}. Nulle cohorte postérieure n'a réétudié la mortalité sous cet angle : la revue de la portée évoque l'inexpérience de l'opérateur ou une confusion par la durée ou le caractère invasif de l'acte ^[62], et sur 1 019 chats stérilisés la sonde n'était associée ni à la bradycardie, ni à l'hypotension, ni à l'hypothermie ^[84]. Dans leurs versions de 2013 (AAHA, révisée en 2019) et de 2025 (FelineVMA), les recommandations dentaires exigent l'intubation, celle de l'ASV la tient pour facultative lors d'un acte court (voir § 6) ^{[194, 191, 90]}.

Les fluides intraveineux de CEPSAF

Soixante pour cent des chats morts avaient reçu des fluides intraveineux, contre 15 % des témoins, pour un OR ajusté de 3,9 (IC 2,2-7,1) ^[85]. Contre-intuitif selon ses propres auteurs, le résultat pourrait refléter une confusion résiduelle par l'état de santé et l'intervention, sans exclure une surcharge chez un petit animal rarement perfusé à la pompe ^[85]. Plus réservée, la thèse attend une confirmation ^[92]. Personne ne l'a apportée, et le résumé de COMPLRED ne range pas les fluides parmi ses facteurs ^[83]. Entre-temps, les recommandations ont abaissé les débits peranesthésiques, « particularly in cats » en 2013, avant de reconnaître en 2024 que ces débits réduits « have not undergone formal study » ^{[105, 21]}. L'AAFP voulait en 2009, pour le chat âgé, une perfusion chez tout patient anesthésié, alors que l'AAHA estime en 2024 qu'un patient sain sous courte anesthésie injectable n'en a en général pas besoin (voir § 7) ^{[106, 21]}.

Durée du jeûne chez l'adulte

Pour l'AAFP, les jeûnes traditionnels ne reposent sur aucune preuve, et un jeûne raccourci après un petit repas humide peut être adopté faute de données félines ^[11]. Les essais qui nourrissent ce débat portent sur le chien et se contredisent : un repas proche réduisait le reflux chez 120 chiens (3 sur 60 contre 12 sur 60) et l'augmentait chez 82 chiens d'orthopédie (25 sur 41 contre 18 sur 41) ^{[46, 47]}. Réunies en méta-analyse, quatre études ne montrent aucun effet global (OR 0,81, IC 0,15-4,26, hétérogénéité de 85 %), l'opioïde de prémédication semblant inverser le sens de l'effet ^[48]. Sept chattes seulement ont été comparées selon la nature du repas, dans une thèse brésilienne de 2014, dont ce volet a été publié en revue en 2016 ^[49]. Mesurée chez le chat, la fréquence du reflux passe de 12 à 16 % en pH-métrie à 33 % en impédancemétrie, écart que les auteurs rattachent à la méthode (voir § 3) ^{[43, 42]}.

Jeûne et hypoglycémie du chaton

La revue de la RSPCA en 2011, l'ASV en 2016 puis l'AAHA en 2020 fixent trois durées différentes au jeûne du chaton, toutes par crainte de l'hypoglycémie, aucune d'après une mesure féline ^{[154, 90, 54]}. Seule mesure publiée, l'étude de 75 chatons de 8 à 16 semaines à jeun depuis la veille ne trouve aucune hypoglycémie, et 33 hyperglycémies postopératoires selon notre calcul ^[55]. Déposé sur les gencives, le sirop de maïs n'élevait pas significativement la glycémie dans l'essai suivant ^[1164]. Publié deux ans plus tard, le tableau de l'AAHA n'a pas suivi ce résultat ^[54]. Mesure et recommandations ne visent pas le même âge : les textes pensent d'abord au chaton de moins de 8 semaines, dont aucune glycémie à jeun n'a été publiée (voir § 11) ^[55]. Quand la WSAVA discute en 2024 le jeûne du très jeune animal, c'est avec des données de chiot ^[1357].

Bilan sanguin du chat sain

Sur 333 chats et chiens de plus de 8 ans, un bilan non ciblé n'a changé la classe ASA que de 4 animaux et le protocole de 7, sans aucune annulation ^[56]. Une série turque de 2026 relève au contraire au moins une valeur hors de l'intervalle de référence chez 84,1 % de 414 chats ASA I, d'où ses auteurs concluent que l'examen clinique seul pourrait sous-estimer le risque, sans que son résumé mentionne la moindre complication ^[58]. Publiées en 2021, les recommandations sur les stades de vie précisent que leurs analyses de dépistage ne valent pas bilan préanesthésique ^[311], celles de l'AAHA sur l'animal âgé centrent en 2023 le bilan sur le rein et le cœur ^[162]. L'effet du bilan sur l'issue de l'anesthésie n'est mesuré par aucune d'elles (voir § 3) ^{[56, 58]}.

NT-proBNP et souffle au dépistage

D'après un chapitre d'ouvrage non lu, l'AAFP prête au test de NT-proBNP une sensibilité de 90 % et une spécificité de 85 % ^[11]. Les études primaires donnent 83,8 et 82,6 % chez 146 chats référés ^[331], 43 et 96 % chez 217 chats apparemment sains de clientèle générale, dans un travail financé par le fabricant ^[64]. Pour séparer un chat normal d'un chat à forme légère ou modérée, l'ACVIM déconseille le dosage quantitatif dans son consensus ^[61]. Quant au souffle, sa sensibilité de 31 % au dépistage contraste avec 53 à 88 % de cardiopathies chez les chats référés parce qu'on en avait entendu un, écart de population plus que contradiction (voir § 3) ^{[59, 325, 328]}.

Sédation sans sonde ou anesthésie générale

Moins de contention, voies aériennes plus simples, réveil rapide : tel est le portrait que l'AAFP fait de la sédation procédurale ^[11]. L'AAHA va plus loin : la cote de mort pourrait monter avec une sédation lourde, et le patient âgé ou fragile tirerait meilleur parti d'une anesthésie générale courte ^[20]. Certains protocoles dits de sédation sont en réalité des anesthésies générales sans voie aérienne protégée, rappellent Simon et Steagall ^[108]. L'OR de la sédation dans CEPSAF, 0,6 (IC 0,3-1,2), disparaissait après ajustement sur l'état de santé et l'intervention, et nulle source ne donne de taux félin propre à la sédation seule ^{[92, 85]}. Au sondage urétral, 28 chats sur 74 sous anesthésie volatile et 32 sur 126 sous sédation ont eu une complication (p = 0,16), sans tirage au sort ^[1198], et iCatCare écrit en 2025 que la plupart de ces chats demanderont une anesthésie générale, tout en citant cette absence de différence ^[228]. Le don de sang fournit le cas inverse, le don sans sédation multipliant par 4,4 le risque d'effet indésirable sur 29 201 dons ^[111]. Sans oxygène, une anesthésie intramusculaire pour stérilisation laissait 52 ± 10 % de 222 chattes errantes hypoxémiques au départ (voir § 4) ^[109].

Cardiopathie, obstruction dynamique et alpha-2

Le mot « controversé » est celui de l'AAFP : une référence suggère que la médétomidine réduit l'obstruction de la chambre de chasse, mais la hausse de post-charge peut abaisser le débit du chat atteint, et un palier faible peut l'emporter en limitant stress et tachycardie ^[11]. Six chats à obstruction dynamique voyaient bien leur gradient baisser sous médétomidine ^[583]. Dix chats à cardiomyopathie subclinique, dans un essai pilote, donnent une autre image, la dexmédétomidine produisant une bradycardie, un index cardiaque bas, une pression élevée, là où l'alfaxalone laissait les variables normales, avant que l'isoflurane n'altère l'hémodynamique dans les deux bras ^[584]. Sans alpha-2 : telle est l'association que propose l'AAFP/ISFM pour le chat à cardiopathie indéterminée ^[68], et un expert japonais les déconseille en cas de régurgitation valvulaire, un autre jugeant le stade B1 de l'ACVIM d'une insuffisance mitrale peu problématique d'après son expérience ^[369]. Ces travaux de 5 et 6 chats par groupe ne portent pas sur la même population, et aucun ne mesure de critère clinique (voir § 4) ^{[584, 583]}.

Kétamine et cardiomyopathie

En 1992, un avis d'expert jugeait raisonnable chez le cardiopathe une kétamine associée à un sédatif ^[643]. Pour son effet sympathomimétique, une revue de 2020 l'écarte dans la cardiomyopathie hypertrophique ^[108], et deux revues de 2021 et 2026 écartent la tilétamine-zolazépam, dissociatif voisin, dans la même maladie ^{[534, 535]}, alors que la section de l'AAFP consacrée à cette maladie ne la nomme pas ^[11]. Mesurée chez 6 chats, la pression moyenne tombait de 153 à 98 mmHg après midazolam et kétamine ^[644]. Les 15 chats néerlandais en insuffisance cardiaque après stérilisation avaient reçu un palier de kétamine plus élevé que leurs témoins, association rétrospective qui n'établit pas de cause (voir § 5 et § 11) ^[37].

Âge avancé et agonistes alpha-2

Une revue irlandaise de 2008, chien et chat confondus, conseille de les éviter autant que possible chez l'animal âgé, sans citer d'étude féline dans la page lue ^[164]. Dix ans plus tard, l'AAFP admet un palier faible, y compris chez le cardiopathe, quand la réduction du stress l'emporte ^[11]. Ses recommandations sur le chat âgé demandaient en 2009 de réduire kétamine et alpha-2, et celles de 2021 reconnaissent que la baisse des besoins avec l'âge est extrapolée de l'homme ^{[106, 107]}. Dès 2012, une revue de pharmacologie tient la physiologie de l'animal âgé en bonne santé pour voisine de celle de l'adulte, ce sont ses maladies qui modifient la réponse ^[1173]. Rien ne compare ces attitudes dans un essai, et le seuil du « chat âgé » varie de 8 à 14 ans selon le texte (voir § 11) ^{[107, 311, 164]}.

Voie intranasale et vomissements

Cinq petites études se contredisent sur ce point. En Chine, la voie intranasale faisait moins vomir que l'intramusculaire, 4 chats sur 8 contre 8 sur 8 ^[252]. Trois travaux toulousains et une étude thaïlandaise trouvent l'inverse, et dans cette dernière (5 sur 8 contre 3 sur 8) le p inférieur à 0,05 du résumé porte sur la température, un test exact donnant p ≈ 0,62 selon notre calcul ^{[573, 574, 572, 412]}. La sédation y vient le plus souvent plus lentement et dure moins, la saturation étant meilleure dans une étude turque ^{[571, 574, 408]}. Thèse de 2020 et article de 2026 décrivent très probablement les mêmes 26 chats ^{[571, 572]}. Aucun sédatif ni opioïde vétérinaire n'a cette voie en France, où seule une spécialité de doxapram pour le chaton l'emploie (voir § 4 et § 12) ^{[71, 204]}.

Gabapentine : des effets disputés

L'AAFP la recommandait vivement avant la visite dès 2018, et les textes de 2022 en font l'anxiolytique de référence ^{[11, 68]}. Tous les essais abaissent les scores de stress ^{[69, 343, 70]}, mais le cortisol baissait de 0,30 µg/dL sans significativité chez 16 chats, et de 7,6 à 4,9 µg/dL chez 20 autres ^{[349, 350]}. D'un essai à l'autre, l'épargne de propofol va de 42 % (notre calcul) à rien ^{[545, 346, 378]}. Aucun effet cardiovasculaire selon une revue systématique, une systolique médiane de 122 mmHg sous gabapentine contre 150 sous placebo dans un essai croisé de 29 chats ^{[30, 551]}. La MAC de l'isoflurane ne change pas par voie intraveineuse et baisse de 31,58 % par voie orale ^{[671, 672]}. Contre la douleur postopératoire, deux essais restent sans effet significatif ^{[1066, 546]}, alors que les vétérinaires français interrogés dans une thèse disent l'employer très fréquemment ^[342]. Aucun registre lu ne contient de gabapentine vétérinaire, son emploi relevant en France de la cascade ^{[71, 232]}. La prégabaline, autorisée dans l'Union, a abaissé les scores de douleur du réveil dans un essai de 54 chattes en 2026, seul essai de ce type (voir § 4 et § 8) ^{[72, 73]}.

Antagoniser ou non l'alpha-2

L'AAHA réserve l'antagonisation à la sédation excessive ou au réveil à hâter ^[20], l'AAFP/ISFM la conseille chaque fois que possible chez le chat errant, pour limiter l'hypothermie ^[68]. Chez 44 chattes, l'atipamézole ramenait le décubitus sternal de 60 à 15 minutes en médiane ^[81]. Sous isoflurane et perfusion de dexmédétomidine, il abaissait la pression moyenne de 39 et 47 % ^[393], hypotension que Simon et Steagall jugent sans conséquence pendant une sédation simple ^[108]. Quand l'association contient de la tilétamine-zolazépam, la durée totale du réveil ne diminue pas (voir § 4) ^[449].

Propofol contre alfaxalone

L'alfaxalone respecte mieux la respiration dans deux essais : ventilation manuelle chez 2 chattes sur 10 contre 8 sur 10 sous propofol, hypoxémie chez 4 chats sur 6 contre 6 sur 6 sans prémédication ^{[254, 590]}. Le réveil la défavorise, avec plus de pédalage et de tremblements chez 93 chats filmés (p = 0,032, effectifs non publiés) et une ataxie chez 6 chats sur 6 contre 1 sur 6 ^{[640, 590]}. Publiée en 2016, une revue systématique tient pourtant le réveil pour doux avec l'un comme l'autre ^[639]. En césarienne, 29 chatons sur 30 contre 16 sur 20 naissaient vivants à Bologne, sans différence significative, et une série viennoise trouve un OR de 0,14 en faveur de l'alfaxalone sur un autre critère, aucune n'étant randomisée (voir § 5 et § 11) ^{[172, 1239]}.

Pression intraoculaire et kétamine

Rien, dans les études félines lues, n'étaye la mise en garde classique ^{[603, 604]}. Ni chez 43 chats randomisés ni chez 48 chats d'une thèse de Leipzig, la kétamine n'élevait la pression intraoculaire ^{[603, 604]}. Dans l'essai israélien, c'est le propofol qui l'élevait, de 18 à 20 mmHg, alors qu'un complément de propofol après kétamine ne changeait rien chez 14 chats, deux situations distinctes (voir § 5) ^{[603, 604]}.

V-gel ou sonde endotrachéale

Alternative acceptable pour l'AAFP, qui lui prête moins d'inconfort et de stridor ^[11], le v-gel ne fermait complètement l'œsophage que chez 7 chats sur 20 au scanner, son extrémité y étant pourtant chez tous, et l'équipe nantaise garde la sonde comme référence ^[256]. Parmi 69 scanners à capnogramme normal, 50 montraient un défaut d'étanchéité œsophagienne ^[751]. En ventilation contrôlée, la fuite était moindre avec le v-gel dans un essai suisse, plus fréquente dans un essai thaïlandais (8 essais sur 75 contre 1 sur 75), modes et réglages différant ^{[746, 747]}. Chez 40 chatons, le reflux touchait 9 animaux avec la sonde et 20 avec un masque laryngé classique ^[93], et le v-gel élevait davantage la pression intraoculaire chez 20 chats en 2025 (voir § 6) ^[745].

Gravité de la rupture trachéale

« Often fatal », écrit un document de formation non révisé par les pairs ^[723]. Les séries publiées décrivent 2 morts sur 20 chats dans l'une, des traitements qui réussissent sauf atteinte de la carène dans l'autre ^{[34, 35]}. La trachéoscopie, méthode de choix du diagnostic pour Hardie et coauteurs ^[35], est en échec chez le chat selon un rapport de cas de 2008 (voir § 6) ^[727].

Désensibiliser puis extuber le larynx

Après application locale de lidocaïne au cathéter, plus aucun chat ne réagissait sévèrement à 45 secondes dans un essai sans témoin ni aveugle ^[708], l'AAFP, qui décrit quelques gouttes déposées sur les aryténoïdes avec une seringue sans aiguille et non une pulvérisation, écrit 60 à 90 secondes ^[11], et un essai turc de 2026 ne voit l'effet de la lidocaïne qu'à partir de 60 secondes, plus tôt avec la prilocaïne ^[714]. Quant au retrait de la sonde, le RCP français de la lidocaïne laryngée le situe sous anesthésie encore présente, l'AAHA après une déglutition vigoureuse, sans étude féline comparant les deux moments (voir § 6) ^{[91, 20]}.

Seuils d'hypotension

Systolique sous 90 et moyenne sous 60 mmHg pour l'AAFP, trois fourchettes pour l'AAHA, moyenne sous 60 ou systolique sous 80 dans la série britannique : la définition varie avec le texte ^{[11, 20, 84]}. L'ACVAA demande en 2025 d'intervenir sous une moyenne de 60 ou 65 mmHg, quand le panel ISFM et AAFP de 2024 associe l'AINS périopératoire à une moyenne d'au moins 70 mmHg ^{[95, 129]}. D'un hôpital universitaire à une série de dérivations urétérales, les incidences publiées vont de 8,5 % à 81,5 % et ne se comparent pas (voir § 7) ^{[218, 830]}.

Oscillomètres et Doppler

Deux études expérimentales montrent une oscillométrie qui sous-estime les pressions hautes, deux autres une oscillométrie qui surestime les basses, jusqu'à +22,64 ± 45,90 mmHg pour la systolique en hypotension dans une thèse berlinoise, de quoi masquer une hypotension ^{[792, 798, 807, 808]}. Acceptable pour la moyenne chez 8 chats avec chacun des deux appareils dédiés ^[800], la mesure ne l'était avec aucun des trois oscillomètres testés chez 21 chats ^[799], et un appareil évalué en 2026 avait, face au Doppler, un biais de +3 mmHg, avec des limites d'accord de −21 à +27 mmHg dans un sous-groupe de 16 chats, sur 26 chats dont 6 seulement étaient anesthésiés ^[806]. Le Doppler sous-estime la systolique de 12,6 à 25 mmHg dans trois études, s'en écarte de −8,8 à +7,4 mmHg dans deux autres, et sa capacité à estimer la moyenne, affirmée par l'une, est contestée par deux (voir § 7) ^{[791, 793, 796, 794, 795]}.

Fluides réchauffés, deux résultats

À Toulouse, chez 34 chattes, des fluides chauffés seuls ne changeaient rien à la perte de chaleur (−3,6 contre −3,4 °C en une heure), le soluté sortant de la gaine à 39,6 °C pour arriver à 32,2 °C au robinet lors d'une mesure ex vivo préliminaire ^{[102, 844]}. Un soluté maintenu entre 38 et 39 °C donnait au contraire, chez 30 chats viennois, une température plus haute à 60 minutes ^[104]. Les deux documents toulousains rapportent un seul essai. L'écart pourrait tenir au refroidissement du soluté dans la tubulure et à la salle, tenue à 22 °C dans un cas, conseillée à 26 °C dans l'autre, sans qu'aucune étude l'ait vérifié (voir § 7) ^{[102, 104]}.

Opioïdes : durées et effets indésirables

Sur un même modèle de seuil thermique, l'antinociception du butorphanol dure de 5 minutes à 8 heures selon l'étude, et l'ISFM lui accorde 1 à 2 heures ^{[485, 496, 497, 963, 26]}. Pour l'ISFM, la buprénorphine ne provoque ni vomissement ni nausée ^[26], mais elle n'empêchait pas 11 chats sur 19 de vomir sous dexmédétomidine ^[421]. Sur la température, une série de 2006 ne trouve aucune hausse moyenne au palier courant de buprénorphine, une étude de 2010 une hausse avec les quatre opioïdes testés, et Cornell 73 % de chattes hyperthermes à 16-20 heures au palier élevé contre 56 % sous morphine ^{[383, 503, 185]}. Les seuils d'hyperthermie retenus vont de 39,2 à 40 °C, ce qui interdit de comparer ces fréquences (voir § 8 et § 10) ^{[438, 383, 185, 84]}.

Buprénorphine buccale et sous-cutanée

Déposée dans la bouche de 6 chats de laboratoire, la solution avait une biodisponibilité médiane de 116,3 % et un effet égal à la voie intraveineuse ^{[501, 950]}. Sur 25 chattes opérées, cette voie a pourtant imposé un secours à 17, contre 4 sur 25 en intramusculaire ^[263]. Sous la peau, la forme standard agit peu, alors que la forme concentrée, autorisée aux États-Unis et absente des fiches européennes lues, élève le seuil jusqu'à 30 heures : écrire « buprénorphine sous-cutanée » sans la forme induit en erreur (voir § 8) ^{[263, 951, 232]}.

Lidocaïne intraveineuse

Chez 6 chats de laboratoire, la lidocaïne réduisait de 44 à 59 % la MAC de l'isoflurane au palier élevé, mais déprimait davantage le cœur qu'une concentration équipotente d'isoflurane seul, et ses auteurs la déconseillent pour cet usage ^{[668, 683]}. L'AAFP ne lui reconnaît pas de bénéfice cardiovasculaire comme adjuvant ^[11], réserve que rapportaient déjà les recommandations de 2015 ^[134]. Deux essais brésiliens trouvent au contraire, chez 24 et 70 chattes opérées, moins d'isoflurane, moins de secours morphiniques ou des scores plus bas, sans toxicité visible ^{[1062, 1060]}, et une série coréenne de 2025 ne l'associe pas à l'hypotension ^[684]. Le débit cardiaque mesuré d'un côté, la douleur de l'autre : aucune étude ne mesure les deux ^{[683, 1062]}. Nulle spécialité vétérinaire française ne prévoit cette voie (voir § 5 et § 8) ^[91].

Méloxicam répété, Europe et États-Unis

Aux États-Unis, l'encadré que la FDA a fait ajouter à tous les méloxicams associe l'usage répété chez le chat à une insuffisance rénale aiguë et à la mort, et le méloxicam injectable n'y est approuvé que pour une injection unique préopératoire, sans forme orale féline ^[998]. L'Union autorise des suspensions orales pour chat, y compris dans les troubles chroniques ^{[71, 125]}, et les recommandations internationales de 2010 et de 2024 admettent le traitement prolongé sous conditions ^{[188, 129]}. Les données invoquées ne portent pas sur la même situation : 18 lésions rénales aiguës après une injection sous-cutanée, dont 12 autour d'une anesthésie ou d'une sédation, sans dénominateur ^[128], face à un risque relatif d'effet indésirable de 1,15 (IC 0,93-1,43) chez 449 chats d'essais oraux financés par le fabricant ^[992]. La date de l'encadré ne figure pas sur la page officielle lue (voir § 8 et § 13) ^[998].

Moment de l'AINS

Injectés dès l'admission plutôt qu'à l'induction, les AINS étaient suivis d'un secours plus précoce, 16 chattes sur 24 ^[186]. Face au risque d'hypotension, le panel de 2024 juge préférable une injection en fin d'intervention ^[129], alors qu'un méloxicam donné avant l'onychectomie améliorait la démarche dans un essai de 50 chats et que l'AAHA décrit en 2022 une analgésie préventive (voir § 8) ^{[1099, 13]}.

Échelles de douleur : vidéo ou clinique

Revues en différé par des évaluateurs entraînés, des vidéos d'ovariectomie donnent à la forme longue de l'UNESP-Botucatu 91 à 100 % de sensibilité et de spécificité, à la forme courte 99 % ^{[258, 259, 260, 261, 915]}. Notées en temps réel chez des chats douloureux de causes variées, les formes longue et courte puis la Glasgow tombent à 83,25, 78,60 et 74,28 % de sensibilité, pour des spécificités de 70,00 à 84,67 % ^[262]. Le score dépend de l'évaluateur, les vétérinaires femmes ayant des rapports de cotes de 3,73 à 4,88 pour atteindre le seuil de secours dans une étude de 14 vétérinaires ^[928], et de ce qui imite la douleur, kétamine comme nausée ^{[516, 436]}. Une fois le chat rentré, le propriétaire ne dispose d'aucun instrument validé dans les études lues (voir § 8).

Intelligence artificielle et douleur

Quand le chat testé est exclu de l'entraînement, les classifieurs de douleur faciale atteignent 66 à 77 % d'exactitude ^{[934, 935, 936, 937]}. Annoncés en 2023, 95,5 % d'exactitude reposent sur une séparation que l'étude ne décrit pas ^[938]. Les régions jugées décisives changent d'une méthode à l'autre, nez et bouche pour un modèle, yeux pour un autre ^{[935, 939]}. Chez le brachycéphale, la prédiction se généralise mal (R² de 0,115) ^[940], et quatre robots conversationnels généralistes sous-estimaient tous le score de grimace ^[941]. En 2026, le meilleur modèle de langage testé ne classait correctement l'état ASA que dans 120 cas sur 225 ^[310]. Aucune validation prospective en clinique n'a été trouvée (voir § 8).

Délai de l'œdème pulmonaire

Sur 90 déclarations finlandaises d'effets indésirables des alpha-2, un œdème pulmonaire était suspecté dans 61, avec des premiers signes en médiane à 15 minutes ^[39]. La base française en décrit au contraire 7 sur 10 différés de 24 à 72 heures, souvent mortels, la médétomidine-kétamine figurant dans 65 % d'une soixantaine de déclarations ^[40]. Faute de dénominateur et d'autopsie, une cardiomyopathie sous-jacente n'ayant pas pu être exclue, ni l'une ni l'autre base ne permet de choisir entre deux présentations et deux manières de déclarer (voir § 10) ^{[39, 40]}.

Pronostic de l'arrêt peranesthésique

La plupart des séries jugent meilleur le pronostic de l'arrêt survenu sous anesthésie : seule exception au pronostic sombre en Géorgie, rapport de cotes de 4,26 pour le retour de la circulation à Berne, association à la survie dans le registre RECOVER ^{[289, 292, 1147]}. L'étude de Davis écrit pourtant, dans sa discussion, que les animaux sous anesthésie générale au moment de l'arrêt, évalués à part, n'avaient pas de meilleur retour de la circulation ni de meilleure survie, la catégorie périanesthésique étant large et incluant la sédation, alors qu'elle compte 77 % de retours de la circulation chez ses chats en arrêt périanesthésique et un OR de survie de 14,82 pour les patients du service d'anesthésie ^[291]. Avancé par une revue, le chiffre de 42 % de survie n'a pas été retrouvé dans les études lues (voir § 10) ^[1148].

Épaississement myocardique transitoire : la survie

Les 21 chats d'une série européenne de 2018 ont tous survécu, l'anesthésie précédant l'épisode chez 7 d'entre eux ^[38]. Une série néerlandaise de 2026 n'en compte que 10 sur 15, dont 5 euthanasiés avant guérison ^[37]. Ses auteurs avancent une analgésie insuffisante comme déclencheur, sur 15 cas sans diagnostic invasif et en écrivant eux-mêmes ces limites ^[37]. Décidées pour trois d'entre elles pour des raisons financières et pour deux devant une thromboembolie artérielle, les euthanasies pèsent peut-être plus que la maladie dans l'écart (voir § 11) ^{[38, 37]}.

Races et morphologie

CEPSAF ne trouvait aucun effet de la race ^{[85, 92]}. Dans COMPLRED, 8 Persans sur 479 sont morts, un risque relatif de 2,22 face aux européens, au sein de données que notre lecture trouve en partie incohérentes ^[141]. Sur 3 364 premières anesthésies viennoises, aucune race n'avait plus de complications que l'européen, Persans compris ^[148]. Mort et complication ne sont pas un même critère, et l'absence de mort chez 211 Maine Coon laisse une borne haute d'environ 1,4 % selon notre calcul, au-dessus du taux des européens (voir § 2 et § 11) ^[141].

16. Limites de cette revue

Une seule équipe a conduit cette revue narrative, qui n'est pas systématique : elle a sélectionné et extrait les données sans protocole enregistré, sans double lecture systématique et sans méta-analyse. Le niveau de preuve est décrit étude par étude, non noté selon une grille comme GRADE.

Sur 1 357 sources citées, 945 ne l'ont été qu'en résumé. Le texte intégral a été lu pour 112 d'entre elles, en partie pour 244, et 56 ne sont connues que par leur titre, leurs métadonnées ou une source qui les rapporte. Des textes qui pèsent lourd sont du nombre des résumés : l'article principal de COMPLRED, dont les rapports de cotes multivariables n'ont pas pu être obtenus ^[83], l'étude cas-témoins du réseau Banfield, d'où vient le facteur « 5 à 35 » de l'AAHA ^{[250, 20]}, les deux cohortes françaises des Cordeliers ^{[147, 274]}, la série de chats aveugles de Purdue ^[176], les deux séries de ruptures trachéales ^{[35, 34]}, l'essai sur les voies d'administration de la buprénorphine ^[263] et la plupart des essais de molécules. La page PMC convertie en texte a servi à lire les recommandations de l'AAFP de 2018, à l'exception des figures et des algorithmes présentés en images ^[11].

Aucun accès n'a été forcé. Sont restés fermés les PDF des thèses françaises de DUMAS, protégés par un défi anti-robot, si bien que ces thèses sont citées d'après leur résumé, une seule ayant été lue en partie ^[215]. Les documents des AMM centralisées, dans la base de l'Union, exigent une vérification que nous n'avons pas franchie, et leurs indications ne sont connues que par les avis du CVMP, les fiches produit de la base ne donnant que les espèces cibles, les voies, le statut et les dates ^{[1286, 72]}. Le même obstacle a fermé les deux versions de la recommandation allemande du groupe VAINS ^{[366, 365]}, le supplément de la revue de la portée sur la mortalité ^[62] et plusieurs pages de PMC, tandis que les textes payants de Wiley ou d'Elsevier sont restés au résumé.

Côté registres, le japonais a rendu zéro résultat à toute requête et le brésilien a refusé la consultation ^[1332]. L'australien n'a été lu qu'en partie avant une question anti-robot, le néo-zélandais sans l'espèce, la base de l'Union par fiches après des refus répétés du serveur ^{[235, 236, 232]}. Une absence n'y vaut que pour les fiches lues (voir § 13).

Plusieurs recommandations n'ont pas été lues dans leur texte. Datée de 1995, la version initiale de la surveillance du collège américain n'est connue que par celle de 2009 ^{[763, 216]}, celle de 1998 de l'AAFP sur le chat âgé que par celle de 2009 ^{[1347, 106]}. Restées fermées en anglais, les deux éditions de la WSAVA sur la douleur n'ont été lues, pour la seconde, que dans sa traduction française ^{[1114, 113]}, et les recommandations dentaires de 2020 que dans leur traduction espagnole et, en partie, dans la version anglaise soumise à l'endossement, celles de 2026 n'étant connues que par leur résumé ^{[182, 196]}. Les révisions RECOVER de 2024 n'ont été lues qu'en résumé ^[225], les standards australiens de 2018 et les deux versions allemandes du groupe VAINS pas du tout ^{[765, 365, 366]}, pas plus que la recommandation de l'ISFM sur l'hypertension ^[1276] ni la prise de position de l'AAFP sur le dégriffage ^[1108]. Pour la surveillance, la version de 2025 a été lue en entier ^[95] ; les parties 7 et 14 la reprennent, avec un résumé et un entretien avec une coautrice pour la genèse du texte (voir § 7 et § 14) ^{[95, 764]}.

La preuve repose surtout sur de petits effectifs. MAC, hémodynamique et pharmacocinétique viennent le plus souvent de 6 à 8 chats de laboratoire jeunes et sains, souvent d'une même équipe ^{[253, 668, 446]}, les essais cliniques recrutent surtout de jeunes chats stérilisés, et les séries chirurgicales viennent de centres universitaires ou de référé, où la mortalité paraît plus haute que dans la pratique : médiane de 0,60 % dans les six établissements d'enseignement ou de référé de CEPSAF, contre 0,19 % dans les cliniques pour petits animaux et 0,14 % dans les pratiques mixtes, sans différence significative d'après la thèse ^[92]. Ni le chat de laboratoire ni celui du centre de référé ne représentent le patient âgé et malade de la clientèle générale.

Côté français, les données manquent. Seuls 25 répondants français figurent dans une enquête européenne sur la surveillance ^[769], et aucune enquête n'a été trouvée sur le matériel des cliniques françaises, les agents employés chez le chat ou la personne qui surveille (voir § 7 et § 13). Monocentrique et de référé, la seule cohorte française de mortalité mêle chiens et chats ^{[147, 274]}, même si la France est le deuxième contributeur de COMPLRED avec 3 072 anesthésies ^[141]. La dernière enquête française chiffrée sur les opioïdes chez le chat date de 1999 ^[115], et aucune recommandation française n'a été trouvée (voir § 14).

Unités et définitions changent d'une étude à l'autre. Fenêtre de mortalité, seuils d'hypotension et de température, âge du chaton ou du chat âgé, définition du vomissement, échelle de sédation, validée seulement en 2022 : rien de cela n'a de version commune ^{[62, 84, 10, 438, 154, 311, 251, 368]}. Selon le seuil, 13,8 % des chats d'une série sont hypothermes et 97,5 % d'une autre, selon notre calcul pour la seconde ^{[84, 10]}. Plusieurs séries mêlent chiens et chats, ou comptent des événements plutôt que des chats ^{[147, 279]}, ce qui interdit la plupart des comparaisons entre les lignes des tableaux de l'annexe.

Les liens d'intérêt n'ont pas été relevés de façon systématique. Un financement du fabricant ou des auteurs qui lui sont liés ont été notés pour des études de robénacoxib, de buprénorphine transdermique, de prégabaline, de NT-proBNP, d'alfaxalone et de tilétamine-zolazépam, et pour cinq textes de l'AAHA ^{[992, 958, 357, 64, 599, 534, 80, 20, 13, 162, 77]}. Une étude pour laquelle rien n'a été noté n'est pas pour autant exempte de lien.

Certaines dates ne reposent que sur une source : l'entrée en vigueur du classement de la kétamine comme stupéfiant, lue sur Légifrance seulement ^[209], les arrêtés de 1990 et le transfert du classement à l'ANSM ^{[207, 208]}, l'arrêté du 30 juillet 2026 sur les conditions générales de fonctionnement ^[1301], le statut « Surrendered » de l'ALFAXAN d'origine ^[626], les extensions au chat de CERENIA et de SEVOFLO et l'extension d'indication d'ONSIOR chez le chat, datées par les seuls avis du CVMP ^{[1288, 1289, 221]}, la seconde version dentaire de la WSAVA et plusieurs prises de position de l'ACVAA ^{[196, 1344, 195, 1335, 1345]}.

Une même cohorte publiée plusieurs fois risque d'être comptée deux fois. CEPSAF a donné six documents, une thèse toulousaine et un article décrivent très probablement la même sédation intranasale, un mémoire d'Utrecht reprend l'essai publié sur le v-gel, et deux documents toulousains rapportent un seul essai de fluides chauffés ^{[85, 92, 571, 572, 255, 33, 102, 844]}. Ces ensembles ont été traités comme une seule preuve, mais une parenté que nous n'avons pas repérée a pu échapper.

Pour plusieurs populations, aucune donnée publiée n'a été trouvée : chaton de moins de 6 semaines, glycémie à jeun du chaton de moins de 8 semaines, cohorte anesthésique de chats cardiopathes connus, insuffisants rénaux stables, diabétiques, épileptiques, hypertendus ou porteurs d'un rétrovirus, extubation du brachycéphale, conduite d'un inhibiteur du SGLT2 avant l'anesthésie dans une source féline (voir § 11). Manquent aussi la mortalité de la sédation seule, l'effet d'une liste de contrôle sur l'issue anesthésique du chat, le préchauffage, la douleur chronique après stérilisation et le déclin cognitif postopératoire (voir § 2, § 7, § 8 et § 10).

Le tri des publications de 2024 à 2026 s'est fait sur les titres, et une étude dont le titre ne nomme pas le chat a pu échapper. Consignées, les recherches restées sans résultat ne prouvent pas qu'aucune étude n'existe.

17. Conclusions

Établi. De la méta-analyse de 2018 aux comptes par classe de COMPLRED, la classe ASA reste le facteur de mortalité anesthésique le plus constant chez le chat ^{[145, 141]}. La majorité des morts survient après l'intervention, une large part dans les trois premières heures ^{[92, 83]}. Faute de glucuronidation, le paracétamol est toxique pour le chat, chez qui le gène UGT1A6 est un pseudogène ^{[132, 26, 1073]}. Hypothermie, hypotension et bradycardie sont fréquentes même chez le chat sain stérilisé ^{[84, 279, 10]}. En France, gabapentine, morphine, fentanyl et bupivacaïne n'ont aucune spécialité vétérinaire féline, l'alfaxalone n'est autorisée que par voie intraveineuse et la kétamine est stupéfiante depuis 2017 ^{[71, 87, 207, 209]}.

Probable. L'atipamézole raccourcit le réveil après dexmédétomidine et kétamine ^{[81, 447, 448]}, mais pas la durée totale quand l'association contient de la tilétamine-zolazépam ou du midazolam avec la kétamine ^{[449, 450]}. Fréquentes lors des sédations et anesthésies intramusculaires à l'air, les désaturations conduisent leurs auteurs à recommander l'oxygène ^{[109, 544]}. Sous dexmédétomidine, le butorphanol réduit les vomissements ^[422], 11 chats sur 19 vomissant avec la buprénorphine contre 1 sur 18 avec le butorphanol dans un essai sans groupe dexmédétomidine seule ^[421], et le maropitant réduit les vomissements sans réduire les signes de nausée ^{[82, 431]}. Un souffle dépiste mal la cardiomyopathie, et un test rapide négatif ne l'exclut pas en clientèle générale ^{[59, 60, 64, 61]}. Voies sous-cutanée et buccale réussissent moins bien à la buprénorphine standard que l'intramusculaire ou l'intraveineuse ^{[263, 502]}. Parmi les échelles de douleur, la grimace féline et l'UNESP-Botucatu ont la preuve de validation la plus solide ^{[906, 907, 26]}.

Inconnu. Le rôle causal de l'intubation et de la fluidothérapie dans CEPSAF n'est pas établi ^{[85, 92]}, pas plus que la durée de jeûne qui convient au chat adulte ou au chaton ^{[11, 55]} ou la sécurité comparée de la sédation et de l'anesthésie générale ^{[92, 1198]}. On ignore la fréquence réelle de l'œdème pulmonaire différé, de la cécité postanesthésique et de la lésion rénale aiguë après anesthésie, que décrivent des déclarations ou des séries sans dénominateur ^{[39, 176, 128]}. Nul critère clinique des alpha-2 n'a été mesuré chez le chat cardiopathe ^{[584, 583]}. Restent disputées la fiabilité des oscillomètres aux pressions basses, la place clinique de la lidocaïne intraveineuse et celle de la gabapentine ^{[808, 683, 1062, 1066]}.

Demandé par la littérature. Les auteurs réclament eux-mêmes des études chez le chien et le chat pour la réanimation ^[225], d'autres travaux avant de conclure à un lien causal pour la surveillance et les fluides de CEPSAF ^[92], des études de l'impact clinique du reflux ^[42], des études de terrain de la voie orale chez le chat rétif ^[561], d'autres essais sur la gabapentine et la prégabaline ^[345], une validation prospective de l'analyse automatique de la posture ^[942] et davantage de données pour départager méthadone et buprénorphine ^[947]. Même les recommandations de fluidothérapie de 2024 admettent que les débits félins réduits n'ont pas été étudiés ^[21]. Ces demandes rejoignent les manques relevés dans cette revue : cohortes aux définitions communes, essais randomisés menés en clinique, données françaises.

18. Annexe : tableaux

Les tableaux ci-dessous rassemblent, partie par partie, les études et les textes cités dans la revue. Chacun rappelle pourquoi ses lignes ne se comparent pas entre elles : plans d'étude, populations, définitions et années diffèrent.

Tableau 1. Mortalité anesthésique publiée chez le chat, étude par étude

Les définitions, les fenêtres et les populations diffèrent : les taux ne se comparent pas d'une ligne à l'autre.

Étude	Pays	Période	Plan	Effectif	Définition, fenêtre	Résultat chiffré	Code
Dodman	Royaume-Uni	publiée en 1977	Enquête	11 227 chats	non lue	35/11 227 (0,3 %)	[connu par S149]
Clarke et Hall	Royaume-Uni	années 1980 (publiée en 1990)	Enquête prospective multicentrique	20 103 chats	mort anesthésique	0,29 % (IC 0,22-0,37)	[connu par S85]
Dyson et coauteurs	Canada (Ontario, 66 cliniques)	1993	Cohorte prospective	8 702 chats	arrêt cardiaque périopératoire	0,1 %	^[94]
Pollari et coauteurs	Canada (hôpital universitaire)	publiée en 1996	Série rétrospective	1 459 chats	non dite dans le résumé	2 morts et 1 euthanasie (0,14 à 0,21 %, notre calcul)	^[276]
Gaynor et coauteurs	États-Unis (Colorado)	un an, publiée en 1999	Série monocentrique	683 chats	période périanesthésique	0,43 % (effectif non donné)	^[218]
Hosgood et Scholl	États-Unis (hôpital universitaire)	publiée en 2002	Cohorte prospective	138 chats	24 h, mort ou euthanasie	7/138 (5 %)	^[146]
Brodbelt et coauteurs (CEPSAF)	Royaume-Uni (117 centres)	2002-2004	Cohorte prospective, cas-témoins niché	79 178 anesthésies et sédations	48 h, anesthésie non exclue	189/79 178 (0,24 %, IC 0,20-0,27) ; sains 0,11 %, malades 1,40 % (estimés)	^{[85, 139, 92]}
Bille et coauteurs	France (un centre de référé)	2008-2010	Cohorte observationnelle	3 546 anesthésies, chiens et chats	pendant l'anesthésie	48/3 546 (1,35 %), espèces non séparées	^[147]
Bille et coauteurs	France (même centre)	2010-2011	Cohorte avant-après	2 685 anesthésies, chiens et chats	jusqu'au réveil complet	21/2 685 (0,8 %), espèces non séparées	^[274]
Matthews et coauteurs (Banfield)	États-Unis (822 hôpitaux)	publiée en 2017	Cas-témoins apparié	89 cas, 92 témoins	7 jours, sédation comprise	11 pour 10 000 épisodes (0,11 %)	^[250]
Levy et coauteurs	États-Unis (Floride)	2010-2016	Cohorte rétrospective, stérilisation à haut volume	71 557 chirurgies	24 h après le premier agent	34/71 557 (0,048 %)	^[140]
Rodrigues et coauteurs	Brésil (hôpital universitaire)	publiée en 2018	Série monocentrique	92 chats (52 % d'urgences)	postopératoire, non définie	3/92 (3,26 %)	^[278]
Varkoulis et coauteurs	Grèce (hôpital universitaire)	2018-2019	Série rétrospective	250 chats	pendant l'anesthésie	2/250 (0,8 %) ; arrêts 7/250 (2,8 %)	^[273]
Redondo et coauteurs (COMPLRED)	21 pays (198 centres)	publiée en 2024 et 2026	Cohorte prospective multicentrique	14 964 anesthésies	prémédication à 48 h après l'extubation	94/14 964 (0,63 %, IC 0,51-0,77) ; classe V 17/51	^{[83, 141]}
Shin et coauteurs	Corée du Sud (Séoul)	2017-2022	Série rétrospective, capture et stérilisation	1 261 chats	24 h (mâles), 72 h (femelles)	4/1 261 (0,3 %)	^[149]
Brown et Murison	Royaume-Uni (3 cliniques)	2017-2021	Série rétrospective	1 019 chats sains stérilisés	non précisée	1/1 019 (0,10 %)	^[84]
Rose et coauteurs	Canada (Saskatchewan, centre de référé)	2015-2021	Série rétrospective	1 343 anesthésies	7 jours, toutes causes, euthanasies comprises	68/1 343 (5,1 %), non anesthésique	^[151]

Tableau 2. Facteurs retenus dans le modèle multivariable félin de CEPSAF (175 cas, 555 témoins)

Rapports de cotes ajustés ; la thèse donne pour l'intubation p = 0,06 dans le même modèle.

Facteur	Comparaison	Cas/témoins	OR (IC 95 %)	p	Code
Classe ASA	tendance I-II, III, IV-V	81/508, 42/39, 52/8	3,2 (2,0-5,0)	< 0,001	^[85]
Âge	12 ans ou plus contre 0,5-5 ans	non repris	2,1 (1,1-3,9)	0,058 (global)	^[85]
Poids	moins de 2 kg contre 2-6 kg	9/5 contre 144/518	15,7 (2,9-83,6)	0,002 (global)	^[85]
Poids	6 kg ou plus contre 2-6 kg	19/17 contre 144/518	2,8 (1,1-7,4)	0,002 (global)	^[85]
Urgence	tendance programmée, urgente, vitale	non repris	1,6 (1,0-2,5)	0,050	^[85]
Intervention	majeure contre mineure	non repris	2,7 (1,4-5,4)	0,005	^[85]
Intubation endotrachéale	oui contre non	148/360 contre 27/195	1,9 (1,0-3,7)	0,042	^[85]
Fluides intraveineux	oui contre aucun	105/83 contre 65/439	3,9 (2,2-7,1)	< 0,001	^[85]
Surveillance	pouls et oxymètre contre aucun	non repris contre 49/100	0,2 (0,1-0,4)	< 0,001	^[85]

Tableau 3. Dépistage cardiaque et rendement des examens avant l'anesthésie

Les populations dépistées et référées ne se comparent pas.

Étude	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Côté et coauteurs	États-Unis	2004	Prospective, donneurs de sang	103 chats	souffle 22/103 (21,4 %) ; anomalie chez 6 des 7 échographiés	^[324]
Paige et coauteurs	États-Unis	2009	Transversale	103 chats	cardiomyopathie 16/103 (15,5 %) ; souffle : sensibilité 31 %, spécificité 87 %	^[59]
Wagner et coauteurs	Royaume-Uni	2010	Pilote prospective, refuge	199 chats	souffle 67/199 (33,7 %) ; kappa 0,47	^[323]
Payne et coauteurs (CatScan)	Royaume-Uni	2015	Transversale prospective, refuges	780 chats	cardiomyopathie hypertrophique 14,7 % ; souffle 40,8 % ; VPP 17,9-42,6 %	^[60]
Machen et coauteurs	États-Unis	2014	Exactitude, chats référés	146 chats	NT-proBNP rapide, atteinte modérée à sévère : sensibilité 83,8 %, spécificité 82,6 %	^[331]
Ferasin et coauteurs	Royaume-Uni	2020	Rétrospective	723 chats à souffle	obstruction dynamique droite seule cause chez 61 (8,44 %)	^[329]
Clark et coauteurs	Royaume-Uni	2020	Plans d'anesthésie avant et après échographie	40 chats	plan modifié dans 26/40 cas (médiane)	^[63]
Lu et coauteurs	Taïwan (21 cliniques)	2021	Exactitude, clientèle générale	217 chats	échographie anormale 49/217 ; NT-proBNP rapide : sensibilité 43 % (21/49), spécificité 96 % (162/168)	^[64]
Díaz et coauteurs	Royaume-Uni	2021	Prospective multicentrique	333 chats et chiens de plus de 8 ans	classe ASA modifiée 4/333 ; protocole modifié 7/333 ; aucune annulation	^[56]
Howell et coauteurs	Royaume-Uni	2022	Prospective	106 chats	souffle iatrogène 28,2 %	^[330]
Cañón Pérez et coauteurs	Espagne	2025	Série rétrospective, hôpital universitaire	350 évaluations (83 chats)	annulations 57/350, dont 26 sur examen complémentaire seul	^[57]
Okur et coauteurs	Turquie	2026	Rétrospective, avant stérilisation	414 chats ASA I	bilan entièrement normal 15,9 % (environ 66/414) ; au moins une valeur hors norme 84,1 % (environ 348/414), notre calcul ; aucune complication dans le résumé	^[58]
Carter et coauteurs	Royaume-Uni	2026	Transversale, chats à souffle	202 chats	cardiopathie 123/202 (60,9 %) ; modèle à quatre variables, aire sous la courbe 0,81	^[327]

Tableau 4. Jeûne, reflux et anxiolyse chez le chat

Série	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Galatos et coauteurs	Grèce	2001	Essai randomisé (agent d'induction)	50 chats à jeun depuis la veille	reflux 4/25 (thiopental), 3/25 (propofol)	^[43]
Sideri et coauteurs	Grèce	2009	Expérimental croisé randomisé	40 chatons	reflux 9/40 (sonde), 20/40 (masque laryngé)	^[93]
Castro (thèse)	Brésil	2014	Expérimental, gastroscopie	7 chattes	croquettes dans l'estomac 7/7 à 4 h, 5/7 à 8 h ; pâtée 0/7 à 4 et 8 h	^[49]
Garcia et coauteurs	États-Unis	2017	Essai randomisé en double aveugle contre placebo	27 chats à jeun depuis au moins 12 h	reflux 9/27 (33,3 %) ; placebo 7/14, oméprazole 2/13	^[42]
Risso (thèse)	Brésil	2025	Clinique, deux protocoles et deux décubitus	60 chattes	décubitus dorsal prédictif du reflux (sans effectif dans le résumé)	^[336]
van Haaften et coauteurs	États-Unis	2017	Essai croisé randomisé en aveugle	20 chats	gabapentine : scores de stress et de coopération plus bas que sous placebo	^[69]
Pankratz et coauteurs	États-Unis	2018	Essai de terrain en double aveugle contre placebo	53 chats en cage-piège	gabapentine : score de stress plus bas (p = 0,027 et 0,029)	^[343]
Argüelles et coauteurs	Espagne	2021	Essai contrôlé non randomisé	67 chats	transport à faible stress : sédation plus rapide, moins de propofol	^[67]
Gurney et Gower	Royaume-Uni	2022	Essai randomisé en aveugle contre placebo	47 chats hyperthyroïdiens	sédation complémentaire 2/22 contre 6/25 (p = 0,253)	^[70]
Lamminen et coauteurs	Europe (cinq pays)	2023	Essai de terrain en double aveugle contre placebo	209 chats	prégabaline : effet bon ou excellent au transport 54/105 contre 27/101	^[357]

Tableau 5. Vomissements sous agoniste alpha-2, et leur prévention (séries citées au § 4)

Essai ou série	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Granholm et al.	Finlande	2006	essai multicentrique randomisé en aveugle (auteurs du fabricant)	120 chats de clientèle	vomissements 7 % (k non donné)	^[251]
Vähä-Vahe	Finlande	1989	essais ouverts multicentriques	678 chats	vomissements 65 % (k non donné)	^[386]
Itoh	Japon	1996	étude clinique comparative (texte japonais)	80 chats (40/40)	médétomidine 8/40 (20,0 %), xylazine 28/40 (70,0 %)	^[18]
Hassen et al.	États-Unis	2019	étude croisée randomisée	21 chats analysés	dexmédétomidine IM 16/21 (76 %) ; PC-6 18/21 contre 16/21	^[16]
Gölgeli Bedir et al.	Turquie	2025	essai randomisé contrôlé	64 chats (16 par groupe)	témoin 11/16 ; maropitant 3/16 ; ondansétron 2/16 ; métoclopramide 2/16	^[410]
Fernandes et al.	Brésil	2024	expérimental	9 chats	5/9 (55,5 % écrit)	^[411]
Carvalho et al.	Brésil	2019	prospectif avant/après	11 chats	6/11 (55 %), palier faible	^[387]
Liu et al.	Chine	2025	étude croisée randomisée	8 chats	IM 8/8 ; IN 4/8	^[252]
Hommuang et al.	Thaïlande	2022	essai randomisé	16 chats (8/8)	IM 3/8 ; IN 5/8 (différence non significative, notre calcul)	^[412]
Bhalla et al.	Royaume-Uni	2018	essai randomisé en aveugle	37 chats analysés sur 40	+ buprénorphine 11/19 (57,9 %) ; + butorphanol 1/18 (5,6 %)	^[421]
Martin-Flores et al.	États-Unis	2016	essai randomisé contrôlé	66 chattes	maropitant SC environ 20 h avant 1/32 ; témoin 20/34	^[82]
Martin-Flores et al.	États-Unis	2016	étude randomisée en aveugle	96 chattes analysées sur 98	maropitant oral la veille 4 % ; témoin 40 %	^[430]
Martin-Flores et al.	États-Unis	2017	essai randomisé	83 chattes	maropitant oral 2 h avant 13 % ; témoin 32 %	^[431]
Santos et al.	États-Unis	2011	essai randomisé en aveugle	89 chattes	ondansétron efficace seulement avec la prémédication ; témoin 22/28 (notre calcul)	^[432], ^[410]
Thawley et Drobatz	États-Unis	2015	série rétrospective (induction du vomissement)	43 chats	dexmédétomidine 13/16 ; xylazine 11/25	^[414]
Willey et al.	États-Unis	2016	série rétrospective (induction du vomissement)	47 chats	xylazine 9/21 ; dexmédétomidine 15/26	^[415]
Thies et al.	États-Unis	2017	série rétrospective (induction du vomissement)	48 chats	xylazine 29/48 (60 %)	^[416]
Neufeld et al.	États-Unis	2026	prospectif bicentrique (induction du vomissement)	57 chats analysés	gel de détomidine 28/57 (49,1 %)	^[418]

Tableau 6. Autres séries chiffrées sur la prémédication et la sédation

Travail	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Costa et al.	Brésil	2021	essai randomisé en aveugle	46 chats	systolique < 90 mmHg : 10/46 avant induction, 32/46 après propofol (notre calcul)	^[372]
Diggelmann et al.	Suisse	2023	prospectif, sédations répétées	6 chats mâles	arythmie chez 6/6 ; troponine I élevée 2/6	^[402]
Johard et al.	Suède	2018	prospectif (échocardiographie)	50 chats de clientèle	insuffisance mitrale minime 11/50	^[404]
Castro et al.	Brésil	2022	essai randomisé	18 chats	fréquence cardiaque −46 et −53 % ; débit −53 et −56 %	^[399]
Ilkiw et al.	États-Unis	1998	expérimental, dose-réponse	24 chats	état d'éveil anormal 9/12 au palier proche de l'intubation	^[465]
Deutsch et al.	Royaume-Uni	2025	essai randomisé	60 chats hyperthyroïdiens	contractions 41/60 ; opisthotonos 21/60 ; alfaxalone supplémentaire 53/60	^[469]
Tamura et al.	Japon	2015	expérimental, dose-réponse	6 chats	tremblements de 2/6 (palier faible) à 6/6 (paliers élevés)	^[518]
Grubb et al.	États-Unis	2013	expérimental	12 chats	réveil agité 12/12 après alfaxalone IM	^[519]
Marginier	France (Alfort)	2017	thèse, essai prospectif en aveugle	60 chats	comportements paradoxaux 49/60, agressifs 21/60	^[481]
Hasiuk et al.	Canada	2015	essai randomisé	44 chattes	décubitus sternal 15 min avec atipamézole contre 60 min sans (médianes)	^[81]
Moser et al.	Canada	2020	essai randomisé en aveugle	47 chats	isoflurane nécessaire 12/23 (buprénorphine) contre 2/24 (butorphanol)	^[478]
Shah et al.	Royaume-Uni	2019	essai randomisé	120 chattes	secours analgésique 18/60 (méthadone) contre 29/60 (buprénorphine)	^[505]
Williams et al.	États-Unis (Floride)	2002	grande série	7 502 chats errants	mortalité 26/7 502 (0,35 %), dont 17 (0,23 %) attribuées à l'anesthésie	^[462]
Shin et al.	Corée du Sud	2024	grande série	1 261 chats errants	doses supplémentaires 275 (21,8 %) ; morts 4 (0,3 %)	^[149]
Corona et al.	Suisse	2020	essai randomisé	222 chattes errantes	SpO2 < 90 % : 52 ± 10 % au départ, 27 ± 3 % à la fin	^[109]
Ranninger et al.	Suisse	2024	essai randomisé	192 chattes errantes	désaturation sévère 33 %, corrigée chez toutes par l'oxygène	^[544]
Quimby et al.	États-Unis	2024	essai croisé en aveugle contre placebo	29 chats	systolique médiane 122 contre 150 mmHg sous gabapentine	^[551]
de Freitas et al.	Brésil	2026	essai randomisé	40 chats mâles	propofol −42 % après gabapentine (notre calcul)	^[545]
Jafarbeglou et Arkan	Iran	2025	rétrospective, stérilisation à haut volume	573 chats	gabapentine avant l'anesthésie chez 233 (40,7 %) ; moins d'anesthésiques injectables	^[74]
Romano et al.	Italie	2026	essai randomisé contre placebo	54 chattes	prégabaline avant l'admission : sédation accrue, scores de douleur plus bas jusqu'à 60 min	^[73]
Taylor et al.	Royaume-Uni	2024	rétrospective, banque de sang	29 201 dons (7 812 chats)	effets indésirables 0,29 % des dons (environ 84, notre calcul) ; risque multiplié par 4,4 sans sédation (IC 2,5-7,9)	^[111]
Papageorgiou et al.	Grèce	2025	essai randomisé contrôlé en aveugle	60 chattes	propofol −45 % (alprazolam) et −20 % non significatif (gabapentine), notre calcul	^[346]
Raucourt et Masson	France	2025	essai croisé en double aveugle	42 chats recrutés, 35 ayant terminé	effets indésirables de la gabapentine chez 42 % (résultats) ou 33 % (discussion)	^[557]
Keating et al.	États-Unis	2024	étude pilote randomisée	10 chats à CMH subclinique	index cardiaque sous isoflurane 68 ± 17 et 47 ± 13 ml/min/kg	^[584]
Lamont et al.	États-Unis	2002	avant/après	6 chats à obstruction dynamique	baisse du gradient de la chambre de chasse sous médétomidine	^[583]

Tableau 7. Induction : essais et séries cliniques chiffrés

Prémédications, seuils et techniques d'injection diffèrent d'une étude à l'autre : les fréquences ne se comparent pas d'une ligne à l'autre.

Publication	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Morgan et Legge	Royaume-Uni	1989	Série multicentrique (auteurs du fabricant)	207 chats	Apnée, effet indésirable le plus fréquent ; réveil de 27 à 38 min	^[592]
Lechner et Haberstroh	Allemagne	1993	Série clinique (endoscopie digestive)	85 chats	Arrêt respiratoire transitoire : 2/85	^[595]
Matthews et coauteurs	États-Unis	2004	Expérimentale, trois jours de suite	10 chats	Apnée : 3/10 ; légère hausse des corps de Heinz : 6/10	^[594]
Taboada et Murison	Royaume-Uni	2010	Essai randomisé	38 chattes analysées	Aucune apnée, alfaxalone comme propofol	^[596]
Bauquier et coauteurs	Australie	2017	Essai pilote randomisé en aveugle	24 chattes	Aucune apnée ni hypotension ; injection lente, dose plus faible (P < 0,01)	^[597]
Oliveira (dissertation)	Brésil	2015	Plan factoriel	40 chats	Injection lente : plus d'effets indésirables et plus de propofol	^[598]
Tamura et coauteurs	Japon	2021	Essai croisé randomisé, sans prémédication	6 chats	Hypoxémie : 6/6 (propofol), 4/6 (alfaxalone) ; ataxie : 1/6 et 6/6	^[590]
Campagna et coauteurs	Suisse	2015	Essai randomisé en aveugle, anesthésie intraveineuse totale	20 chattes	Ventilation manuelle : 8/10 (propofol), 2/10 (alfaxalone), p = 0,02	^[254]
Mathis et coauteurs	Royaume-Uni	2012	Essai randomisé, vidéos notées en aveugle	93 chats	Pédalage et tremblements plus fréquents sous alfaxalone (p = 0,032), effectifs non donnés	^[640]
Zaki et coauteurs	Australie	2009	Série clinique	35 chats de 3 à 12 mois	Hypotension : 18/35	^[633]
Beths et coauteurs	Australie, France	2014	Série prospective, anesthésie intraveineuse totale	34 chats	Apnée : 0/34 ; Doppler < 80 mmHg : 20/34 ; premier mouvement après 30 min : 19/34	^[622]
Schwarz et coauteurs	Suisse	2014	Essai randomisé en aveugle, anesthésie intraveineuse totale	28 chattes	Apnée : 0/28	^[376]
Robinson et Borer-Weir	Royaume-Uni	2015	Essai randomisé contre placebo, en aveugle	90 chats	Benzodiazépines : dose de propofol réduite (p < 0,001)	^[470]
Shilo-Benjamini et coauteurs	Israël	2023	Essai randomisé masqué	43 chats	Pression intraoculaire : de 18 à 20 mmHg après propofol, stable après alfaxalone et kétamine	^[603]
McIntosh (thèse)	Allemagne	2013	Essai randomisé par blocs, examinateur en aveugle	48 chats	Aucune hausse de pression intraoculaire sous kétamine ; intubation : p = 0,063	^[604]
Körner et coauteurs	Suisse	2023	Essai randomisé par blocs, anesthésies répétées	39 chats	Score de corps de Heinz : + 1,86 (p = 0,013), sans effet de la dose cumulée	^[613]
Lambertini et coauteurs	Italie	2024	Série rétrospective, césarienne	14 chattes, 50 chatons	Survie à la naissance : 29/30 (alfaxalone), 16/20 (propofol)	^[172]
Gieseg et coauteurs	Nouvelle-Zélande	2014	Essai comparatif, notation en aveugle	45 chattes	Agitation à 30 et 60 min plus fréquente après kétamine-diazépam (p ≤ 0,01 et p = 0,005)	^[641]
Khenissi et coauteurs	France, Royaume-Uni	2017	Essai randomisé, voie intramusculaire	32 chats	Extubation : 62 contre 45 min (alfaxalone contre kétamine) ; meilleur réveil sous alfaxalone	^[531]
Cistola et coauteurs	États-Unis	2004	Série clinique, chats errants	89 chats	Anesthésie suffisante : 92 % ; SpO2 < 90 % chez la plupart	^[463]
Shin, Cho et Lee	Corée du Sud	2024	Série rétrospective, chats errants	1 261 chats	Dose supplémentaire : 275 (21,8 %) ; décès : 4 (0,3 %)	^[149]
Gieger et coauteurs	États-Unis	2025	Expérimentale randomisée	24 chats	Myoclonies : 9/12 (étomidate seul), 0/12 (avec midazolam) ; hémolyse : 24/24	^[619]
Favarato (thèse)	Brésil	2009	Étude randomisée, perfusion	20 chattes	Hémolyse intravasculaire biologique sous étomidate	^[654]
Lerche, Muir et Grubb	États-Unis	2002	Essai comparatif, masque	28 chats	Intubation : 236 s (sévoflurane), 292 s (isoflurane)	^[659]
Tzannes et coauteurs	Australie	2000	Série descriptive, masque	36 anesthésies, 28 chats	Induction excellente : 29/36 ; anesthésie trop profonde : 4 fois dans l'expérience plus large, hors de ces 36	^[662]
Müller (thèse)	Allemagne	2015	Étude prospective, anesthésies répétées	14 chats, 49 anesthésies	Hypotension traitée : 13 chats ; aucun décès	^[638]
Brown et Murison	Royaume-Uni	2024 (recueil 2017-2021)	Série rétrospective, trois cliniques	1 019 chats	Induction au propofol : 968/1 015 ; hypotension : 22,6 % ; décès : 1/1 019	^[84]

Tableau 8. Isoflurane chez le chat : épargne de MAC

Études expérimentales de 5 à 16 chats de laboratoire ; une épargne de MAC ne mesure pas l'analgésie.

Adjuvant	Étude, pays, année	Effectif	Réduction de la MAC	Code
Kétamine (perfusion)	Pascoe et coauteurs, États-Unis, 2007	6 chattes (trois paliers chez les mêmes chattes)	45 ± 17 %, 63 ± 18 %, 75 ± 17 % selon le palier	^[492]
Dexmédétomidine	Escobar et coauteurs, États-Unis, 2012	6 chattes	1,76 ± 0,07 point au plus (MAC minimale prédite 0,38 %)	^[446]
Dexmédétomidine, avec ou sans vatinoxan	Pypendop et coauteurs, États-Unis et Finlande, 2019	6	77 ± 4 % ; 60 ± 14 % avec vatinoxan	^[682]
Lidocaïne intraveineuse	Pypendop et Ilkiw, États-Unis, 2005	6	de 6 % (palier faible) à 44 à 59 % (palier élevé)	^[668]
Morphine, butorphanol, buprénorphine, U50488H	Ilkiw et coauteurs, États-Unis, 2002	12 chattes	28 ± 9 %, 19 ± 3 %, 14 ± 7 %, 11 ± 7 %	^[490]
Butorphanol (perfusion)	Pypendop et coauteurs, 2022	6	23 ± 8 %, 37 ± 12 %, 68 ± 10 % selon le palier	^[685]
Buprénorphine (perfusion à objectif de concentration)	Pypendop et Barter, 2025	6	de 2 à 34 % selon le chat	^[491]
Morphine ou buprénorphine épidurale	Pypendop et coauteurs, 2006	6	aucune réduction détectable	^[669]
Fentanyl (patch)	Yackey et coauteurs, 2004	5 chattes	17 et 19 % (notre calcul)	^[666]
Alfentanil	Ilkiw et coauteurs, 1997	6 chattes	35,0 ± 6,6 % au plus	^[687]
Alfentanil, sufentanil, fentanyl	Brosnan et coauteurs, 2020	6	16,4 %, 6,4 %, 0 %	^[689]
Fentanyl ; trazodone et dexmédétomidine	Brosnan et coauteurs, 2024	6	fentanyl seul sans effet ; MAC de 1,87 à 1,50 %, puis 0,95 % avec fentanyl	^[493]
Rémifentanil	Ferreira et coauteurs, Brésil, 2009	6	23,4 %, 29,8 %, 26,0 % (plafond)	^[670]
Rémifentanil	Brosnan et coauteurs, États-Unis, 2009	6	aucune réduction	^[690]
Gabapentine intraveineuse	Reid et coauteurs, États-Unis, 2010	6	aucune réduction	^[671]
Gabapentine orale	Chen et coauteurs, Chine, 2023	6	31,58 ± 6,94 %	^[672]
Prégabaline orale	Luo et coauteurs, Chine, 2024	8	18 et 24 % aux deux paliers les plus élevés	^[554]
Cannabidiol (huile)	Suriyawongpongsa et coauteurs, Thaïlande, 2025	16	11 % selon le résumé, 8,5 % sur les moyennes de 1,77 à 1,62 % (notre calcul)	^[692]

Tableau 9. Intubation, voies aériennes et ventilation : séries publiées

Référence	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Brodbelt, thèse sur CEPSAF	Royaume-Uni	2006	Cas-témoins niché dans une cohorte prospective (117 centres)	79 178 anesthésies et sédations ; 723 observations dans le modèle	Sonde : rapport de cotes 1,9 (IC 95 % 1,0-3,7), P = 0,06 ; interaction mineur 2,3 / majeur 0,6, non retenue	^{[703, 85]}
Dyson, Maxie et Schnurr	Canada	1998	Cohorte prospective (66 cliniques)	8 702 chats	Intubation : rapport de cotes 1,7 pour les complications (1,3 % des chats), non pour la mort	^[94]
Brown et Murison	Royaume-Uni	2024	Série rétrospective (3 cliniques)	1 019 chats stérilisés	Intubés 958/1 015 ; réintubation pour obstruction : 10 ; mort 1/1 019	^[84]
Hardie et coauteurs	États-Unis	1999	Série rétrospective et étude sur cadavres	16 chats ; 10 cadavres ; 20 chats sains	Rupture chez 7 cadavres sur 10 au surgonflage	^[35]
Mitchell et coauteurs	États-Unis	2000	Série rétrospective	20 chats	14/20 après détartrage ; 2 morts sur 20	^[34]
Thomas et Syring	États-Unis	2013	Série rétrospective	45 chats en pneumomédiastin	Anesthésie avec intubation et ventilation en pression positive : 17/45 ; survie 87 %	^[731]
Bird, Bird et McMillan	Royaume-Uni	2019	Étude prospective randomisée	40 chats	Pression du ballonnet de 36 ± 13 à 66 ± 25 cmH2O selon sonde et technique	^[190]
White, Makara et Martinez-Taboada	Australie	2020	Simulateur	40 gonflages	Dans la plage visée : palpation 5/10, volume occlusif minimal 0/10, perte de résistance 4/10, seringue numérique 10/10	^[189]
Benesch, Paul et Alef	Allemagne	2023	Étude prospective	24 chats	Hausse significative dès 45 min sous protoxyde d'azote, jusqu'à 48 cmH2O	^[736]
Jones et coauteurs	États-Unis	2021	Essai randomisé sans groupe témoin	110 chats	Aucune réaction sévère à 45 ou 60 s après lidocaïne	^[708]
Gölgeli Bedir et coauteurs	Turquie	2026	Essai randomisé en double aveugle	24 chats (8 par groupe)	Larynx désensibilisé de 15 à 45 s (prilocaïne), à partir de 60 s (lidocaïne)	^[714]
Cetin et coauteurs	Turquie	2025	Essai randomisé	20 chats (10/10)	Pression intraoculaire plus haute sous v-gel à 2 et 5 min	^[745]
Martin-Flores et coauteurs	États-Unis	2022	Essai randomisé	125 chats	Réussite à la première tentative : 51/64 avec introducteur, 28/61 sans	^[720]
van Oostrom, Krauss et Sap ; Metzlar	Pays-Bas	2013 ; 2012	Essai randomisé (article ; mémoire)	20 chats ; 21 chats	Stridor : sonde 6/11, v-gel 0/10 (p = 0,006)	^{[33, 255]}
Prasse et coauteurs	Suisse	2016	Essai randomisé à trois bras	45 chats	Plus d'exclusions pour fuite supérieure à 20 % avec la sonde, en ventilation contrôlée	^[746]
Hecker-Turkovic, Hartmann et Dörfelt	Allemagne	2022	Étude clinique prospective	146 chats	Pose 145/146 ; déplacement 9/146	^[750]
Niyatiwatchanchai et Thengchaisri	Thaïlande	2020	Essai randomisé	30 chats	Fuite : v-gel 8/75, sonde 1/75 ; hypercapnie 18/75 contre 3/75	^[747]
Debuigne, Gatel et Chesnel	France	2024	Étude pilote prospective avec scanner	20 chats analysés	Obturation œsophagienne complète 7/20 ; extrémité dans l'œsophage 20/20	^[256]
Gómez-Silvestre et coauteurs	Royaume-Uni, Espagne	2025	Série rétrospective de scanners	69 scanners	Défaut d'étanchéité œsophagienne 50/69 malgré un capnogramme normal	^[751]
Viscasillas Monteagudo et coauteurs	Espagne	2025	Étude clinique prospective	47 à 51 chats	Fuite 45/316 mesures ; pneumonie par inhalation 1/51 ; euthanasie 1/51	^[735]
Galatos et coauteurs	Grèce	2001	Étude clinique prospective comparative	50 chats	Reflux 4/25 (thiopental) et 3/25 (propofol)	^[43]
Garcia et coauteurs	États-Unis	2017	Essai randomisé contre placebo, double aveugle	27 chats	Reflux 9/27 ; placebo 7/14, oméprazole 2/13 (P = 0,069)	^[42]
Sideri et coauteurs	Grèce	2009	Étude croisée randomisée	40 chatons	Reflux : sonde 9, masque laryngé 20 (p = 0,013)	^[93]
Adamama-Moraitou et coauteurs	Grèce	2002	Série rétrospective	13 chiens, 7 chats	Sténose après reflux sous anesthésie 13/20 ; bonne évolution 14/20	^[755]
Levy, Ballegeer et Koenigshof	États-Unis	2019	Série rétrospective	28 chats en pneumonie par inhalation	Anesthésie en cause possible 5/28 ; survie 25/28	^[758]
Tucker et MacFarlane	Royaume-Uni	2019	Série rétrospective bicentrique	79 chats bronchoscopés	Désaturation 24/79	^[740]

Tableau 10. Séries publiées sur les complications propres au chat

Source	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Stiles et coauteurs	États-Unis	2012	Série rétrospective	20 chats aveugles	Ouvre-bouche 16/20 ; vision revenue 14/20	^[176]
Barton-Lamb ; Martin-Flores ; Scrivani et coauteurs	États-Unis	2013-2014	Études expérimentales	6 chats chacune	Bouche ouverte : électrorétinogramme anormal 2/6, puis 1/6 ; opacification maxillaire réduite 6/6	^{[177, 178, 179]}
Stevens-Sparks et Strain	États-Unis	2010	Enquête de cas	62 + 5 cas, chiens et chats	43 après soins dentaires, 16 après nettoyage d'oreilles	^[165]
Volk et coauteurs	Australie, Nouvelle-Zélande	2019	Série de cas	13 chats	Énucléation 7/13	^[183]
Shamir, Goelman et Chai	Israël	2004	Série de cas	11 chats	Dysfonction cérébelleuse inchangée de 6 mois à 8 ans	^[1118]
Jung et coauteurs	États-Unis	2023	Série rétrospective	21 chats	Aucune cause iatrogène parmi les causes listées (4 traumatismes de cause inconnue) ; réduction 18/19	^[1135]
Niedfeldt et Robertson	États-Unis	2006	Série rétrospective	125 chats	Au-delà de 40 °C : 64 % et 69 % sous hydromorphone	^[383]
Posner et coauteurs	États-Unis	2007	Essai prospectif randomisé	40 chats	Mesures supérieures à la valeur préanesthésique : 25 à 86 % selon le protocole	^[438]
Cannarozzo et coauteurs	États-Unis	2021	Série rétrospective	208 chattes	Au-delà de 39,2 °C à 16-20 h : 56 % (morphine) contre 73 % (buprénorphine, palier élevé)	^[185]
Martin-Flores et coauteurs	États-Unis	2022	Essai randomisé	94 chattes	Au-delà de 39,2 °C à 16-20 h : 27/43 contre 21/44	^[184]
Wun et coauteurs	Australie	2023	Série de cas et enquête	18 chats ; 187 vétérinaires	Lésion rénale aiguë après méloxicam sous-cutané, 12/18 sous anesthésie ou sédation	^[128]
Krekis et coauteurs	Royaume-Uni	2024	Essai randomisé en aveugle	60 chattes	Lésion rénale aiguë suspectée 1/60	^[186]
Stoz, thèse	Allemagne	2015	Étude prospective observationnelle	13 chats, 57 anesthésies	Marqueur tubulaire urinaire en hausse 41/57	^[1141]
Raekallio et coauteurs	Finlande	2017	Déclarations de pharmacovigilance	90 déclarations	Œdème pulmonaire suspecté 61 ; médiane 15 min ; 14 morts	^[39]
Petti et Laurentie (ANSES-ANMV, CPVL)	France	2019	Cas commenté et déclarations	2 chattes ; une soixantaine de déclarations	Médétomidine-kétamine 65 % ; œdème différé dans 7 cas sur 10	^[40]
Andress, Day et Day	États-Unis	1995	Étude expérimentale	6 chats	Corps de Heinz en hausse après le 3e jour ; malaise, anorexie, diarrhée 5/6	^[612]
Bley et coauteurs	Suisse	2007	Étude clinique prospective	37 chats	Baisse d'hématocrite sans importance clinique	^[607]
Körner et coauteurs	Suisse	2023	Essai randomisé par blocs	39 chats	Hématocrite en baisse de 4,1 ± 0,78 % (T1-T10), revenu en 3 semaines	^[613]
DeLay	Canada	2016	Série nécropsique rétrospective	221 animaux, dont 90 chats	Aucune lésion 80/221 ; complication anesthésique ou chirurgicale 10/221	^[275]
Rose et coauteurs	Canada	2026	Série nécropsique rétrospective	68 chats	Complication anesthésique 5/68 ; cause inconnue 18/68	^[151]
Hofmeister et coauteurs	États-Unis	2009	Étude transversale sur 60 mois	43 chats	Circulation rétablie 19/43 ; sortie 3/43	^[289]
Hoehne, Epstein et Hopper	États-Unis	2019	Étude observationnelle prospective	47 chats	Arrêt périanesthésique 13/47 ; sortie 9/47	^{[291, 288]}
Hoehne et coauteurs, registre RECOVER	International	2023	Registre multicentrique	195 chats	Sortie 4/195	^[1146]
Harmon et coauteurs	International	2025	Registre multicentrique	138 chats	Sortie 4/138	^[1147]
Hoehne et coauteurs, rapport 2025 du registre RECOVER	International	2026	Registre multicentrique, texte intégral	458 chats	Circulation revenue 129/458 ; sortie 12/458 (2,6 %, notre calcul) ; anesthésie générale en cours 22/458	^[264]

Tableau 11. Incidences peranesthésiques et postanesthésiques publiées chez le chat (§ 7 et § 9)

Étude	Pays, période	Plan	Effectif	Définition	Résultat chiffré	Code
Brown et Murison 2024	Royaume-Uni (3 cliniques), 2017-2021	rétrospective, texte intégral	1 019 chats sains stérilisés	hypotension : moyenne < 60 ou systolique < 80 mmHg	22,6 % (texte) ; 193/857 au tableau 6 (22,5 %, notre calcul) ; lectures basses multiples 11,9 % (texte) contre 90/857 (10,5 %)	^[84]
Brown et Murison 2024	idem	idem	idem	hypothermie < 37 °C ; bradycardie < 90 bpm ; SpO2 < 90 % ; ETCO2 > 45 mmHg	hypothermie 13,8 % (120/866) ; bradycardie 16,7 % (165/979) ; arythmies 0,2 % (auscultation) ; hypoxémie 0,3 % ; hypercapnie 8,7 % ; réveil « undesirable » 0,6 % (non défini)	^[84], ^[84]
Gaynor 1999	États-Unis (Colorado), un an, années 1990	série, hôpital universitaire, résumé	683 chats	non donnée dans le résumé	hypotension 58/683 (8,5 %) ; dysrythmies 12/683 (1,8 %) ; hypercapnie 1/683	^[218]
Dyson 1998	Canada (Ontario, 66 cliniques), 1993	prospective, résumé	8 702 chats	complications toutes causes	1,3 %	^[94]
McMillan et Darcy 2016	Royaume-Uni (Cambridge), un an	audit prospectif déclaratif, résumé	387 chats parmi 1 386 anesthésies	part des 1 001 événements ayant appelé une intervention, chiens et chats confondus	hypotension 10,3 % ; hypo- ou hyperthermie 5,0 % ; arythmies 5,8 % ; désaturation 2,8 % ; hypoventilation 13,5 % ; excitation au réveil 4,6 %	^[279], ^[279]
Redondo 2012	Espagne (Valence)	rétrospective, résumé	275 dossiers	légère 36,50-38,49 °C ; modérée 34,00-36,49 °C ; sévère < 34,00 °C	26,5 % ; 60,4 % ; 10,5 % (≈ 268/275 sous 38,5 °C, notre calcul)	^[10]
Hosgood et Scholl 2002	États-Unis	série, non lue	non connu	hypothermie < 35 °C	hypothermie 51,4 % ; bradycardie 11,3 % (connus par ^[84])	^[843]
Luca 2017	Canada (Montréal), 2012-2015	rétrospective, résumé	27 chats (dérivation urétérale)	non relevée	hypotension 22/27 (81,5 %)	^[830]
Garcia de Carellan Mateo 2015	Royaume-Uni (RVC), 2010-2013	cohorte rétrospective, résumé	37 chats (obstruction urétérale)	non relevée	hypotension 15/37 (40,5 %) ; bradycardie 8/37 (21,6 %)	^[831]
Walsh 2000	Royaume-Uni	essai randomisé en aveugle, résumé	46 chats sous halothane	arythmie à l'ECG continu	6/46 (13 %)	^[257]
Yamamura 1984	Japon	série clinique, résumé anglais	886 chats (652 chiens)	pouls irrégulier sous halothane	71/886 (8,0 %), contre 20/652 chiens (3,1 %)	^[867]
Tucker et MacFarlane 2019	Royaume-Uni (2 hôpitaux), 2013-2015	rétrospective, résumé	79 chats (bronchoscopie)	SpO2 < 90 %	24/79 (30,3 % écrits par les auteurs, 30,4 % selon notre calcul), 22,4 à 52,4 % selon le centre	^[740]
Brodbelt 2006 (CEPSAF)	Royaume-Uni (117 centres), 2002-2004	cohorte prospective et cas-témoins, lecture partielle	175 morts félines	moment du décès	postopératoires 106/175 (60,6 %) ; 0-3 h 66/175 (37,7 %) ; 12-48 h 22/175 (12,6 %) (notre calcul)	^[92]
Redondo 2024 (COMPLRED)	21 pays	cohorte prospective, résumé	14 962 chats	morts postopératoires	74,5 % des morts	^[83]
Armstrong 2018	Canada (Calgary)	essai randomisé, résumé	50 chats castrés	repas dans l'heure	88 % (alfaxalone) contre 65 % (kétamine), P = 0,039	^[19]
Kramer 2023	États-Unis (VIN)	enquête, résumé	1 324 vétérinaires	sortie le jour même ; appel de suivi	1 150/1 324 (86,9 %) ; 989/1 324 (74,7 %)	^[1]
Pollari 1996	Canada (Ontario), hôpital universitaire	rétrospective sur dossiers, résumé	1 459 chats	complication postopératoire	38/1 459 (2,6 %) par les résumés informatiques ; 12,2 % chez les chats sur dossiers papier (échantillon de 218 chiens et chats, 19,4 % chez les chiens)	^[276]
Roberts 2015	Australie (refuge)	rétrospective, résumé	312 chattes	complication de plaie à 5 jours	6,09 % (19/312, notre calcul)	^[1122]
Haubrich 2025	Canada	prospective, résumé	42 chats lubrifiés	érosion de la cornée, suivi de 4 h	14/42 chats (33,3 %) ; 23/84 yeux (27,4 %) ; aucun ulcère	^[32]
Isil et Yanmaz 2025	Turquie	essai randomisé, résumé	26 chattes stérilisées (13/13)	collerette contre body de protection	même douleur ; tentatives d'enlever ou secouements de tête 10/13 (collerette) contre 0/13	^[1124]

Tableau 12. Méthodes comparées chez le chat anesthésié : pression artérielle, oxymétrie, réchauffement (§ 7)

Étude	Pays, année	Plan	Effectif	Comparaison	Résultat chiffré	Code
Grandy 1992	États-Unis	expérimental	16 chats	Doppler contre fémorale	systolique sous-estimée ; correction proposée de 14 mmHg	^[791]
Binns 1995	États-Unis	expérimental	11 chats	Doppler, oscillométrie, photopléthysmographie	erreur moyenne < 10 mmHg (Doppler, photopléthysmographie), 10 à 22 mmHg (oscillométrie)	^[792]
Branson 1997	États-Unis	expérimental	6 chats	oscillométrie, position, tonte	écarts significatifs dans les trois plages	^[797]
Caulkett 1998	Canada	expérimental, hypotension provoquée	8 chats	Doppler et oscillométrie	Doppler -25 ± 7,4 (systolique), -0,8 ± 6 mmHg (moyenne) ; oscillométrie -15,9 ± 8,1 mmHg	^[793]
Pedersen 2002	Danemark	expérimental	6 chats	oscillométrie	moyenne et diastolique au standard AAMI ; systolique -5,2 à -17,7 mmHg	^[798]
Acierno 2010	États-Unis	clinique	21 chats	trois oscillomètres	biais systolique -10,3 à -14,9 mmHg, limites ±37 à ±43	^[799]
Petric 2010	Slovénie	clinique	50 chats	oscillométrie haute définition contre Doppler	écart < 10 mmHg dans 66,7 % des mesures en basse pression contre 86,7 % en normotension	^[807]
da Cunha 2014	États-Unis	prospectif	39 chats	Doppler contre directe	systolique -8,8 (limites -39,3 à 21,7) ; moyenne +14,0 ; diastolique +27,9 mmHg	^[794]
Cerejo 2017	Brésil	expérimental	8 chats	deux oscillomètres dédiés	systolique inacceptable ; moyenne acceptable (biais -1,9 à 0,2 mmHg)	^[800]
Cerejo 2020	Brésil	prospectif	8 chats	Doppler, taille et site du brassard	7,4 ± 13,9 et -5,8 ± 9,5 mmHg	^[795]
Cremer 2020	États-Unis	prospectif	30 chats, 150 paires	oscillomètre	biais 2,7 (systolique), 1,3 mmHg (moyenne) ; corrélation < 0,9	^[801]
Franchino 2024	Royaume-Uni	clinique	29 chats	position du membre et du brassard	-8,2 et -6,5 mmHg à 5 cm au-dessus du cœur	^[804]
Anjos 2014	Brésil	méthode	12 chats	Doppler et oscillomètre contre fémorale	Doppler -12,58 mmHg ; oscillomètre -1,25 mmHg	^[796]
Marriott 2026	Royaume-Uni (refuge)	comparaison	26 chats (6 anesthésiés), 131 mesures	oscillomètre dédié contre Doppler	biais +3 mmHg, limites -21 à +27 dans le sous-groupe de 16 chats, accord complet sur la classe d'hypertension	^[806]
Haginoya 2024	États-Unis	essai randomisé par membre	26 chats, 52 membres	cathétérisme artériel guidé par Doppler ou par palpation	réussite 5/26 contre 4/26 (9/52 au total)	^[809]
Mau 2026 (thèse)	Allemagne (FU Berlin)	prospectif randomisé	21 chats	Doppler, oscillométrie haute définition, oscillomètre dédié	en hypotension : systolique +22,64 et +23,39 (oscillomètres), -7,89 mmHg (Doppler) ; aucun appareil au standard ACVIM	^[808]
Matthews 2003	États-Unis	expérimental, co-oxymétrie	5 chats	cinq oxymètres, cinq sites	erreur quadratique 5,6 à 10,7 points (chat) contre 1,7 à 2,7 (chien)	^[784]
Dörfelt 2022	Allemagne	prospectif	103 chats	deux oxymètres, sites	échec sur la langue 4,5 % contre 35,3 %	^[785]
Jourdan 2017 ; Chotard 2014 (même essai)	France (Toulouse)	essai randomisé	34 chattes	fluides chauffés seuls	-3,6 contre -3,4 °C en 1 h ; soluté à 32,2 °C au robinet	^[102], ^[844]
Steinbacher 2010	Autriche (Vienne)	randomisé	30 chats	soluté maintenu à 38-39 °C	température plus haute à 60 min	^[104]
Kreisler 2023	États-Unis (Arizona)	essai randomisé	164 chattes	chaussettes chauffantes	+0,3 °C (IC 0,02-0,56)	^[811]
Kreisler 2025	États-Unis (Arizona)	essai randomisé par blocs	49 chattes	duvet sur les extrémités, avec ou sans chauffage	+0,7 et +1,1 °C (notre conversion)	^[845]
Sakata 2020	Nouvelle-Zélande	essai randomisé	16 chattes	papier bulle et alèse	37,2 contre 36,0 °C ; debout en 26,4 contre 47,0 min	^[103]
Bardini 2018 (thèse)	France (Toulouse)	expérimental	51 à 53 chattes	nez artificiel	aucune différence	^[854]
Tischer 2010 (thèse)	Allemagne (FU Berlin)	essai randomisé	25 chats	échangeur de chaleur et d'humidité	aucune différence de température ni d'extubation	^[855]
Attwood 2026	Royaume-Uni	pilote, allocation aléatoire	20 chattes	circuit chauffé et humidifié	différence non significative (p = 0,066 après 35 min)	^[853]

Tableau 13. Enquêtes sur l'analgésie du chat opéré (pratiques déclarées)

Les enquêtes diffèrent par leur population, leur taux de réponse et leurs définitions : les chiffres ne se comparent pas d'une ligne à l'autre.

Enquête	Pays	Année du recueil	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Dohoo et Dohoo	Canada	1994	Enquête par questionnaire	317/417 vétérinaires	Analgésie postopératoire : 70 % des chats (orthopédie) à 9 % (castration) ; 77 % jugent leurs connaissances insuffisantes	^[872]
Hugonnard et coauteurs	France	1999	Enquête	189/379	Opioïdes : 8,1 % des vétérinaires chez le chat, 16,1 % chez le chien	^[115]
Hewson, Dohoo et Lemke	Canada	2001	Enquête, échantillon aléatoire	326/564	Ovariectomie : 16,6 % (1994) à 43,1 % (2001) d'analgésie postopératoire ; castration : 9,3 % à 30,0 %	^[114]
Fischer (thèse)	Allemagne	2005	Questionnaire	151/270	Analgésie après toutes les interventions : 15 % (chat), 17,5 % (chien)	^[879]
Reimann et coauteurs	Canada (Ontario)	2012	Enquête	239 (13,1 %)	Aucune analgésie de la stérilisation : 16 à 22 % (chat), environ 9 % (chien)	^[881]
Hunt et coauteurs	Royaume-Uni	2013	Enquête transversale	720	AINS périopératoire : environ 98 % ; moins d'opioïdes et d'AINS de sortie chez le chat	^[883]
Rae et coauteurs	Australie	2017-2018	Enquête nationale	513 (volet chat)	Anesthésie locale régulière : 55 % ; aucune échelle validée : 84,7 %	^[885]
Kramer et coauteurs	États-Unis	non dit	Enquête transversale	1 324	Opioïde 791 (59,7 %) ; AINS remis pour la maison 665 (50,2 %)	^[1]
Martino-Boulton et coauteurs	Royaume-Uni	non dit (publiée en 2025)	Enquête en ligne	150	Blocs locorégionaux : 82 % (chienne), 43 % (chatte), p < 0,001	^[884]
Basra et coauteurs	États-Unis (Ohio)	non dit (publiée en 2025)	Enquête en ligne	non dit	Antalgique à la sortie : 80,5 % (ovariectomie), 54,9 % (castration)	^[890]
Kerr et coauteurs	Canada (Ontario)	non dit (publiée en 2025)	Enquête mixte	431/2 921	Opioïde ou AINS pour l'ovariectomie : 379/381	^[882]
Bukhari et coauteurs	Afrique (20 pays)	non dit (publiée en 2026)	Enquête en ligne	249	Aucun instrument d'évaluation : 169 (67,9 %)	^[246]
Steagall et coauteurs	88 pays	non dit (publiée en 2026)	Enquête mondiale	2 194	Feline Grimace Scale : 43,6 % ; méloxicam 76,4 %, buprénorphine 48,1 %	^[896]
Bukhari et coauteurs	Europe	non dit (publiée en 2026)	Enquête en ligne	833	Feline Grimace Scale : 346 (41,5 %) ; aucun outil de douleur chronique : 404 (48,5 %)	^[897]
Taylor et coauteurs	57 pays	non dit (publiée en 2022)	Enquête auprès des propriétaires	2 507 questionnaires	Traitement non terminé : 35,4 % ; chat ayant tenté de mordre ou de griffer : 77,0 %	^[131]
Adams et Muñoz	États-Unis (Michigan)	non dit (publiée en 2024)	Questionnaire aux propriétaires, clinique à bas coût	227/5 241	Antalgique à la sortie : 5/74 chats contre 14/88 chiens (non significatif) ; chat jugé douloureux 12/68	^[1110]
Kim et coauteurs	Chine continentale et Hong Kong	non dit (publiée en 2024)	Questionnaire aux propriétaires	2 080 réponses	Favorables aux antalgiques, inquiets de leurs effets, souvent incertains de reconnaître la douleur	^[902]

Tableau 14. Essais et études cliniques chiffrés sur l'analgésie périopératoire

Chaque essai a son seuil, son échelle et sa définition du secours : les proportions ne se comparent pas d'une étude à l'autre.

Auteurs	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Rohrer Bley et coauteurs	Suisse	2004	Essai randomisé contre placebo, en aveugle	76 chattes	Douleur modérée à sévère : 16/18 (placebo), 14/19 (dextromoramide). Signes de douleur : 1/19 (méthadone racémique)	^[506]
Giordano et coauteurs	Brésil	2010	Essai randomisé en aveugle, quatre voies	100 chattes	Secours : 6/25 (IV), 4/25 (IM), 13/25 (SC), 17/25 (buccale)	^[263]
Shah et coauteurs	Royaume-Uni	2019	Essai randomisé	120 chattes	Secours : 18/60 (méthadone), 29/60 (buprénorphine), P = 0,028	^[505]
Clark et coauteurs (phase 3)	États-Unis	2022	Essai contre placebo, 12 sites	228 chats (219 par protocole)	Échecs : 65/107 (placebo), 23/112 (buprénorphine transdermique)	^[959]
Rufiange et coauteurs	Canada	2022	Essai randomisé masqué	27 chattes	Secours : 0/13 (buprénorphine), 5/14 (sans opioïde), p = 0,04	^[510]
Malo et coauteurs	Canada	2023	Essai randomisé en aveugle	29 chatonnes	Secours : 15/15 (sans analgésie multimodale), 1/14 (avec)	^[119]
King, Roberts et King	États-Unis	2016	Essai randomisé masqué contre placebo (fabricant)	349 chats	Secours : 34/173 (robénacoxib), 73/175 (placebo), P = 0,037	^[127]
Hillen et coauteurs	Royaume-Uni	2023	Essai randomisé, suivi par le propriétaire	141 chattes	Score de 0 à J3 : 101/141 ; scores plus élevés sous robénacoxib (p = 0,005)	^[985]
Wun et coauteurs	Australie	2023	Série de cas et enquête	18 chats ; 187 répondants	Lésion rénale aiguë après méloxicam injectable : 12/18 avec anesthésie ou sédation ; 4 morts ou euthanasiés	^[128]
King et coauteurs	International	2021	Analyse groupée de 4 essais (fabricant)	449 chats	Au moins un effet indésirable : 106/222 contre 93/227 (RR 1,15 ; IC 0,93-1,43)	^[992]
Benito et coauteurs	Canada	2016	Essai randomisé en aveugle	45 chattes	Secours : 12/15 (rien), 4/15 (bupivacaïne intrapéritonéale), 2/15 (méloxicam), P = 0,002	^[136]
Garbin et coauteurs	Canada	2023	Essai randomisé masqué contre placebo	29 chattes analysées	Secours : 13/13 (placebo), 3/16 (bloc TAP), P < 0,001	^[1034]
Boesch et coauteurs	États-Unis	2026	Essai randomisé, évaluateur en aveugle	58 chattes	AINS de secours : 83 % (témoins), 21 % (péridurale morphine-ropivacaïne)	^[1022]
Fernandez-Parra et coauteurs	France	2017	Essai randomisé, investigateur en aveugle	49 chats	Secours : 4/15 (intratesticulaire), 3/15 (péridurale), 1/19 (méthadone)	^[1010]
Watanabe et coauteurs	Canada	2019	Essai prospectif en aveugle	24 chats	Secours malgré les blocs : 11/12 (maladie sévère), 0/12 (minime)	^[137]
Steagall et coauteurs	Canada	2018	Essai randomisé en aveugle	52 chattes	Secours (UNESP-Botucatu) : 5/19 (gabapentine), 2/15 (méloxicam), 9/18 (buprénorphine seule), P = 0,08	^[1066]
Comassetto et coauteurs	Brésil	2026	Essai randomisé à trois bras	24 chattes	Isoflurane −18 % environ ; moins de secours morphiniques sous perfusion de lidocaïne (P = 0,038)	^[1062]
Stabile et coauteurs	Italie	2025	Essai randomisé en aveugle	73 chattes	Secours peropératoire : 33 % (dexmédétomidine, débit élevé), 80 % (témoins)	^[1064]
Fantoni et coauteurs	Brésil	2026	Essai randomisé à trois bras (auteurs liés au fabricant)	36 chattes	Sialorrhée : 12/12 (dipyrone seule) ; secours : 1/12 (association)	^[1083]
Martell-Moran, Solano et Townsend	États-Unis	2018	Cohorte rétrospective	137 dégriffés, 137 témoins	Fragments de P3 : 86/137 ; RC douleur dorsale 2,9, malpropreté 7,2	^[1102]
Paolini et coauteurs	Italie	2024	Essai randomisé contrôlé	37 chattes (19 témoins, 18 bloc)	Fentanyl peropératoire : 14/19 (témoins) contre 1/18 (carré des lombes), dénominateurs inversés dans le résumé	^[1041]
Dos-Santos et coauteurs	Portugal	2025	Essai randomisé	36 chattes harets (32 analysées)	Fentanyl peropératoire : 4/16 (carré des lombes) contre 10/16	^[1044]
Haley et coauteurs	États-Unis	2024	Cadavres puis essai randomisé	37 chattes de refuge (17/20)	Secours 5,3 fois plus fréquent avec le bloc de la gaine des droits seul qu'avec le robénacoxib	^[1047]
Rogers et coauteurs	États-Unis	2024	Cohorte rétrospective, chirurgie digestive	154 chats	Complications majeures 1/43 (robénacoxib) contre 14/111 ; mort à 16 jours 1/43 contre 10/111	^[996]
Romano et coauteurs	Italie	2026	Essai randomisé contre placebo	54 chattes	Prégabaline avant l'admission : scores de douleur plus bas à toutes les mesures jusqu'à 60 min	^[73]
Cavagnari et coauteurs	Brésil	2024	Essai randomisé	16 chattes (8/8)	Chirurgien inexpérimenté : plus de fentanyl de secours et plus de secours postopératoires	^[1098]

Tableau 15. Séries chiffrées : chaton, cœur, rein et voies urinaires, endocrinopathies, foie

Les populations, les définitions et les durées de suivi diffèrent d'une ligne à l'autre : les chiffres ne se comparent pas entre études.

Premier auteur	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Porters et coauteurs	Belgique	2015	Essai randomisé	448 chats, dont 380 chatons de 8 à 12 semaines	Morts anesthésiques 0/448, vomissements des chatonnes 54/84 (voie buccale) contre 14/90 (voie IM)	^[155]
Semick et coauteurs	États-Unis	2018	Observationnel prospectif	75 chatons de 8 à 16 semaines	Hypoglycémie après jeûne d'une nuit 0/75, hyperglycémie postopératoire 44 % (33/75, notre calcul)	^[55]
Cornell et coauteurs	États-Unis	2018	Essai randomisé	75 chatons	Aucune glycémie à 60 mg/dl ou moins, sirop de maïs sans effet significatif	^[1164]
Malo et coauteurs	Canada	2023	Essai randomisé en aveugle	29 chatonnes	Analgésie de secours 15/15 sans analgésie multimodale contre 1/14 (p < 0,001)	^[119]
Bruniges, Taylor et Yates	Royaume-Uni	2016	Essai randomisé	100 mâles de 2 à 66 mois	Station debout 79 ± 51 contre 150 ± 38 min avec ou sans atipamézole après médétomidine	^[1115]
Sideri et coauteurs	Grèce	2009	Expérimental croisé randomisé	40 chatons	Reflux 20/40 sous masque laryngé contre 9/40 sous sonde (p = 0,013)	^[93]
Howe	États-Unis	1997	Prospectif randomisé par âge	775 chats et 1 213 chiens	Complications majeures 2,9, 3,2 et 3,0 % selon l'âge, espèces confondues	^[156]
Roberts et coauteurs	Australie	2015	Série rétrospective	312 chattes de refuge	Complications de plaie 19/312 (6,09 %)	^[1122]
Gagnon et coauteurs	France	2020	Enquête par questionnaire	999 éleveurs, dont 516 réponses à la question sur les incidents	« Accidents » (événements mettant la vie en danger) déclarés par 22/516 éleveurs (4,3 %), pas une incidence par chaton	^[158]
Pollak et Ruys	Pays-Bas	2026	Cas-témoins rétrospectif	15 cas, 300 témoins	Insuffisance cardiaque 5 jours en médiane après stérilisation, survie 10/15	^[37]
Novo Matos et coauteurs	Royaume-Uni, Suisse, Portugal	2018	Cas-témoins rétrospectif	21 chats	Anesthésie avant l'épisode 7/21, survie 21/21	^[38]
Fox et coauteurs (REVEAL)	International	2018	Cohorte rétrospective multicentrique	1 008 chats à CMH préclinique	Insuffisance cardiaque ou thromboembolie 30,5 %, mort cardiovasculaire 27,9 %	^[1178]
Dutch et coauteurs	États-Unis	2023	Rétrospective avec témoins	732 traités, 310 témoins	Insuffisance cardiaque 6/732 contre 6/310	^[1180]
Garcia de Carellan Mateo et coauteurs	Royaume-Uni	2015	Cohorte rétrospective	37 chats (obstruction urétérale)	Hypotension 15/37, morts à 48 heures 7/37 (18,9 %)	^[831]
Luca et coauteurs	Canada	2017	Série rétrospective	27 chats (dérivation urétérale)	Hypotension 22/27 (81,5 %, notre calcul), aucun mort postopératoire	^[830]
Simon et coauteurs	Royaume-Uni	2026	Cohorte rétrospective	196 chats (dérivation urétérale)	Anémie préopératoire 56/196 (28,6 %), plus d'hypotension, survie non différente	^[833]
Valverde, Gregory et Ilkiw	États-Unis	2002	Série rétrospective	30 chats transplantés	Hypotension traitée 14/30, hypoglycémie 4/30, survie à 7 jours 93,4 %	^[1190]
Snell et coauteurs	États-Unis	2015	Cohorte rétrospective	94 chats transplantés	Anesthésie prolongée (médiane 300 min) associée à une survie globale plus faible	^[1191]
Duperrier-Simond et coauteurs	France	2024	Série rétrospective	168 chats obstrués	Événement cardiovasculaire 104/168 (61,9 %), 52 % après la levée, morts 8/168	^[865]
Perrucci et coauteurs	États-Unis	2023	Cohorte rétrospective	200 chats sondés	Complications 28/74 sous anesthésie volatile contre 32/126 sous sédation (p = 0,16)	^[1198]
Jones, Burkitt-Creedon et Epstein	États-Unis	2022	Série rétrospective	50 chats à kaliémie d'au moins 7,0 mEq/l	Hypoglycémie après insuline-glucose chez 8 chats	^[1196]
Maciorowski et coauteurs	États-Unis	2025	Essai randomisé	34 chats à kaliémie supérieure à 7,5 mEq/l	Aucun bénéfice des traitements ajoutés aux fluides et au calcium	^[1197]
Naan et coauteurs	Pays-Bas	2006	Série rétrospective	101 chats (thyroïdectomie)	Morts dans les 3 jours 2/101, hypokaliémie préopératoire 29/91	^[1206]
Cook et Behrend (essais réunis)	États-Unis	2025	Revue narrative	84 et 252 chats	Acidocétose 4/84 sous bexagliflozine, 18/252 sous vélagliflozine, 7/38 déjà sous insuline	^[166]
Kuzi et coauteurs	Israël	2017	Série rétrospective avec témoins	71 chats en lipidose	Mortalité 27/71 (38 %), hypotension associée à la mort	^[1218]
Posner, Asakawa et Erb	États-Unis	2008	Série rétrospective	44 chats en lipidose	Propofol (27 chats) sans lien avec la survie	^[1219]
Strickland et coauteurs	Royaume-Uni	2021	Cohorte rétrospective	50 chats (ligature de shunt)	Signes neurologiques 31/50, morts 5/31	^[1223]
Guillet	France	2023	Thèse, enquête par questionnaire	567 éleveurs, 126 vétérinaires	Stérilisation tôt systématique chez 68 % des éleveurs, jeûne adapté au chaton chez 19 % des vétérinaires	^[1167]
Neven	Pays-Bas	2013	Mémoire, enquête	vétérinaires (effectif non donné)	Castration juvénile pratiquée par 21 %, 9,0 % des castrations	^[1169]
Okamoto et coauteurs	Japon	2005	Série clinique	131 chatons de 1 à 4 mois	Aucun effet indésirable pendant ni après l'intervention	^[1166]
Allet	France	2022	Thèse, série rétrospective	220 chats gériatriques	Hypertension 50,9 %, maladie rénale chronique 49,1 %, hyperthyroïdie 29,1 %	^[163]
Stoz	Allemagne	2015	Thèse, étude prospective observationnelle	13 chats, 57 anesthésies	Hausse du marqueur tubulaire urinaire dans 41/57 anesthésies, passagère	^[1141]
Javard	France	2011	Thèse, étude prospective	47 chats obstrués	Hyperkaliémie 17/47, troubles du rythme 31/47	^[1194]
Wojdowski	France	2022	Thèse, cas-témoins	40 chats obstrués, 40 sains	Hyperkaliémie 9/40, au-delà de 8 mmol/l 2/40 (notre calcul)	^[1195]
Brignon	France	2021	Thèse, série rétrospective	76 chats en lipidose	Survie à un mois 41/76 (54 %)	^[1221]
de La Taille	Belgique	2022	Mémoire, série rétrospective	19 chats (shunt extrahépatique)	Complications peropératoires 10,5 %, à court terme 50 %	^[1225]

Tableau 16. Suite des séries chiffrées : gestation et césarienne, urgences, imagerie, autres situations

Publication citée	Pays	Année	Plan	Effectif	Résultat chiffré	Code
Lambertini et coauteurs	Italie	2024	Série rétrospective comparative	14 chattes, 50 chatons	Chatons vivants 29/30 après alfaxalone contre 16/20 après propofol, non significatif	^[172]
Sendag et coauteurs	Allemagne, Turquie	2025	Série rétrospective	153 ou 163 accouchements, 542 chatons	4 chattes mortes, dont 2 à l'induction, mort-nés 210/542	^[173]
Hibaru et coauteurs	Brésil	2022	Prospectif comparatif	32 chatons	Morts 5/32, scores d'Apgar plus bas après césarienne d'urgence	^[1240]
Černá et coauteurs	International (29 pays)	2024	Enquête rétrospective auprès d'éleveurs	853 portées	Dystocie 14,9 %, césarienne 10,7 %	^[1242]
Gunn-Moore et Thrusfield	Royaume-Uni	1995	Enquête par questionnaire	2 928 portées	Dystocie 5,8 %, races pures OR 22,6	^[175]
Chalifoux et coauteurs	États-Unis	2022	Prospectif comparatif	18 gestantes, 25 témoins	Pression artérielle, pression de perfusion abdominale et hématocrite plus bas chez les gestantes	^[170]
Pailler et coauteurs	États-Unis	2026	Cohorte prospective	9 513 chattes	Saignement 970 (10,6 % écrit, 10,2 % calculé), autotransfusion 28	^[171]
Pontiero et coauteurs	Italie	2025	Série rétrospective	1 440 chats aux urgences	Hypothermie à l'admission 510/1 440 (35,4 %), mortalité hospitalière 21,9 %	^[1246]
Otto et Tassani-Prell	Allemagne	1993	Série clinique	18 chats (hernie diaphragmatique)	Morts 4/18, dont 2 pendant la chirurgie	^[1251]
Legallet, Thieman Mankin et Selmic	États-Unis	2017	Série rétrospective	17 chats, 79 chiens	Survie des chats 15/17 (88,2 %)	^[1253]
De Bastiani et coauteurs	Italie	2023	Série rétrospective	90 chats	Complications peropératoires 3,3 %, survie 93,3 %	^[1255]
Fisher et coauteurs	États-Unis	2023	Registre rétrospectif	251 chats traumatisés	Survie 99 % des opérés contre 73,5 %, groupes non comparables	^[1257]
Oliveira et coauteurs	États-Unis	2011	Série clinique	54 chats malades scannés éveillés	Diagnostic correct supplémentaire 14/50	^[1258]
Klaengkaew et coauteurs	Thaïlande	2021	Rétrospective comparative	effectif non précisé dans le résumé	Atélectasie sous anesthésie OR 15 (IC 2,02-111,18)	^[1260]
Onozawa et coauteurs	Japon	2021	Comparative	26 chats	Baisse médiane de température −1,85 °C non couverts contre −0,8 °C couverts	^[846]
Pavel et coauteurs	Roumanie	2024	Essai randomisé	30 chats	Température en fin d'IRM 37,0 °C contre 38 °C (p = 0,033)	^[812]
Prüllage et coauteurs	Autriche	2022	Prospectif contrôlé	52 chats	Aucun effet à court terme des produits de contraste sur les marqueurs rénaux	^[1264]
Dhumeaux et coauteurs	Canada	2012	Prospectif	12 chats sains	Hématocrite −25 % après induction, fausse anémie 3/12	^[1272]
Tucker et MacFarlane	Royaume-Uni	2019	Série rétrospective bicentrique	79 bronchoscopies	Désaturation 24/79, arrêt cardiaque mortel 1/79	^[740]
Johnson et Drazenovich	États-Unis	2007	Série rétrospective	68 chats	Complications dans 38 % des procédures, morts ou euthanasiés 6 %	^[1279]
Doria-Rose et Scarlett	États-Unis	2000	Cohorte	1 138 chats	Émaciés : risque de mort 4,4 fois plus élevé, non significatif après ajustement	^[1231]
Gleason, Phillips et McCoy	États-Unis	2023	Questionnaire comparatif	194 contre 1 003 chats	Dyspnée rapportée OR 5,32 (IC 3,42-8,28)	^[168]
Basso	Brésil	2026	Mémoire, étude comparative	7 brachycéphales, 7 témoins	PaO2 75,3 ± 11,5 contre 93,9 ± 13,5 mmHg	^[1234]
Rössler	Autriche	2025	Mémoire, série rétrospective	70 césariennes (75 annoncées), 260 chatons	Complications maternelles 64/70, alfaxalone contre propofol OR 0,14 (au moins un chaton mort)	^[1239]
Prat	France	2023	Thèse, cohorte en élevages	454 mises bas, 2 068 chatons	Mortinatalité 10 % au-delà de 4 heures de travail contre 4 %	^[1241]
Reisinger	Autriche	2022	Mémoire, série rétrospective comparative	3 364 chats, 624 de race (379 selon les résumés)	Aucune race plus exposée que l'européen, hypotension 12/76 Persans contre 254/2 740	^[148]
Drbal	Autriche	2020	Mémoire, essai randomisé	17 chattes	Aucune baisse significative de l'hématocrite après alfaxalone ou propofol	^[1273]
Müller	Allemagne	2015	Thèse, étude prospective observationnelle	14 chats, 49 anesthésies répétées	Hypotension traitée chez 13 chats, aucun mort	^[638]
Darr, Nguyen et Kreisler	États-Unis	2025	Observationnelle, campagnes de capture-stérilisation	308 chats	Poids estimé à 20 % près : 44 % (étudiants), 56 % (vétérinaires), 35 % (techniciens)	^[1269]
Spinoglio, Korman et Thompson	Australie	2026	Série rétrospective, ponction de liquide cérébrospinal	118 chats	Morts à 24 h 7/118 (5,9 %) ; complications 9/118 (7,6 %)	^[1278]

Tableau 17. Spécialités vétérinaires autorisées en France chez le chat, substance par substance (Index ANSES-ANMV, 21 octobre 2026)

Procédure : nationale, centralisée (numéro EU/2/…), DCP (décentralisée) ou RM (reconnaissance mutuelle), avec FR=EMR (France État membre de référence) ou FR=EMC (État membre concerné) quand l'Index le dit. Date : colonne « Date d'AMM » de l'Index (pour une AMM centralisée, date de la présentation). « Réservée » : administration exclusivement réservée au vétérinaire. « Non listé » : absent des listes consolidées des stupéfiants et des psychotropes de l'ANSM. Spécialités humaines : nombre de spécialités actives à la base publique des médicaments le 21 octobre 2026, toutes formes.

Molécule	Spécialités avec le chat (titulaire, procédure, date d'AMM)	Voie chez le chat	Délivrance	Statut ANSM	Spécialités humaines actives	Sources
Acépromazine	3 sur 8 : CALMIVET COMPRIMES (Vetoquinol, nationale, 16/05/1984), CALMIVET SOLUTION INJECTABLE (Vetoquinol, nationale, 22/06/1992), TEMPRACE 0,5 MG/ML (Le Vet. Beheer, DCP FR=EMC, 02/03/2018)	orale, IV ou IM, IV seule (TEMPRACE)	ordonnance	non listée	aucune	^{[71, 29, 341]}
Médétomidine	8 : DOMITOR (Orion, nationale, 20/09/1991), DORBENE VET 1MG/ML (Syva, RM FR=EMC, 30/10/2007), DORMILAN (Vetpharma, DCP FR=EMR, 12/01/2009), DORMOSTART (Alfasan, DCP FR=EMC, 26/10/2023), MEDETOR 1 MG/ML (CP-Pharma, RM FR=EMC, 22/02/2007), NARCOSTART (Le Vet, DCP FR=EMC, 22/03/2010), SEDATOR (Eurovet, RM FR=EMC, 28/06/2007, indexé à tort sous la détomidine), SEDEDORM (Vetpharma, DCP FR=EMR, 12/01/2009)	IM, IV ou SC (DOMITOR)	réservée	non listée	non relevé	^{[71, 197]}
Médétomidine et vatinoxan	aucune : ZENALPHA (Vetcare, centralisée EU/2/21/279, 15/12/2021), chien seul	sans objet	sans objet	non listée	sans objet	^{[71, 72]}
Dexmédétomidine	9 présentations : DEXDOMITOR 0,5 MG/ML et 0,1 MG/ML (Orion, centralisée EU/2/02/033, 30/08/2002 et 30/08/2012), CEPEDEX 0,5 MG/ML (CP-Pharma, EU/2/16/200, 13/12/2016), SEDADEX 0,1 et 0,5 MG/ML (Le Vet. Beheer, EU/2/16/198, 12/08/2016), ASTHENODEX (Vetpharma, DCP FR=EMR, 11/05/2016), DEXMOPET (Vetpharma, RM FR=EMR, 11/05/2016), DEXDORMOSTART (Alfasan, DCP FR=EMC, 26/10/2023), DEXMEDOCORD 0,5 MG/ML (Accord, DCP FR=EMC, 04/12/2024). Gel buccal SILEO (Orion, centralisée, 10/06/2015) : chien seul	IM seule (DEXDORMOSTART), IV et IM (centralisées)	réservée sauf DEXMOPET	non listée	non relevé	^{[71, 198, 72]}
Xylazine	9 selon les RCP, 8 selon l'Index : ROMPUN 2 % (Elanco, nationale, 26/03/1980), PAXMAN (Virbac, nationale, 06/03/1998), SEDAXYLAN (Eurovet, RM, 23/05/2003), XYLASOL (CP-Pharma, DCP, 03/05/2012), BELAZIN (Bela-Pharm, DCP, 17/03/2020), SEDACHEM (Interchemie, RM, 19/10/2020), XYLEXX (Alfasan, DCP, 25/10/2022), XYLAMIDOR (VetViva Richter, DCP, 10/08/2023), DORVEXA VET (Forte Healthcare, DCP, 19/10/2026, chat absent de l'Index, présent au RCP)	IV, IM ou SC (ROMPUN)	ordonnance, non réservée	non listée	aucune	^{[71, 214, 341]}
Atipamézole	9 : ANTISEDAN (Orion, nationale, 14/02/1992), ALZANE (Syva, DCP, 30/03/2010), ANTIDORM (Vetpharma, RM FR=EMR, 17/07/2013), ATIPAM 5,0 MG/ML (Eurovet, DCP, 20/02/2008), DORMOSTOP (Alfasan, DCP, 17/08/2023), NARCOSTOP (Le Vet, DCP, 21/04/2010), NOSEDORM (Vetpharma, DCP FR=EMR, 17/07/2013), REVERTOR (CP-Pharma, RM, 30/01/2008), TIPAFAR (Vetpharma, DCP FR=EMR, 17/07/2013)	IM	réservée	non listée	non relevé	^{[71, 200]}
Diazépam	3 : ZIAPAM 5 MG/ML (Domes Pharma, DCP, 13/02/2014), DIAZEDOR 5 MG/ML (VetViva Richter, DCP, 06/03/2018), SOLUPAM 5 MG/ML (Dechra, DCP, 21/12/2018)	IV seule	ordonnance, ZIAPAM réservé	psychotrope	non relevé	^{[71, 199, 208]}
Midazolam	aucune : DORMAZOLAM 5 MG/ML (Dechra, RM, 09/09/2024), cheval non producteur de denrées	sans objet	sans objet	psychotrope	15	^{[1291, 341, 208]}
Alprazolam	aucune spécialité vétérinaire	sans objet	sans objet	psychotrope	28	^{[341, 208]}
Prégabaline	1 : BONQAT 50 MG/ML (Orion, centralisée EU/2/21/273, 13/07/2021), RCP non lu	orale	ordonnance	non listée	non relevé	^{[71, 72, 207, 208]}
Gabapentine	aucune, pour aucune espèce	sans objet	sans objet	non listée	59	^{[71, 341, 207, 208]}
Trazodone	aucune	sans objet	sans objet	non listée	aucune	^{[71, 341]}
Tilétamine et zolazépam	4 : TILETAMINE ZOLAZEPAM 100 VIRBAC (nationale, 03/04/1985), TILETAMINE ZOLAZEPAM 50 VIRBAC (nationale, 17/03/1986), ZOLETIL 100 et ZOLETIL 50 (Virbac, DCP FR=EMR, 13/01/2016)	IM ou IV	réservée	tilétamine stupéfiante sauf injectables, régime de R. 5132-80, zolazépam non listé	aucune	^{[71, 201, 341, 207, 1295, 1296]}
Kétamine	8 : CLORKETAM 1000 (Vetoquinol, nationale, 01/12/1982), KETAMINE 1000 VIRBAC FRANCE (Virbac, nationale, 31/10/1986), KETAMIDOR 100 MG/ML (VetViva Richter, DCP, 17/12/2012), ANESKETIN 100 MG/ML (Eurovet, DCP, 03/04/2013), ANAESTAMINE 100 MG/ML (Le Vet. Beheer, DCP FR=EMR, 15/07/2014), KETABEL 100 MG/ML (Bela-Pharm, RM FR=EMR, 11/06/2020), KETEXX 100 MG/ML (Alfasan, DCP FR=EMR, 04/05/2022), NARKAMON 100 MG/ML (Osalia, nationale, 20/07/2022)	IV ou IM (CLORKETAM), IM, SC ou IV (ANESKETIN)	réservée	stupéfiant depuis le 24/04/2017	4 kétamines racémiques, 5 eskétamines	^{[71, 28, 341, 207, 209]}
Propofol	5 : PROPOVET MULTIDOSE 10 MG/ML (Zoetis, RM, 05/04/2012), VETOFOL 10 MG/ML (Norbrook, RM, 27/07/2012), PROPOSURE 10 MG/ML (Axience, DCP FR=EMR, 13/12/2016), PROPODINE 10 MG/ML (Dechra, DCP, 15/04/2019), PROPOMITOR 10 MG/ML (Orion, DCP, 05/03/2020)	IV	réservée (PROPOVET, PROPOSURE, PROPOMITOR), ordonnance (VETOFOL, PROPODINE)	non listé	non relevé	^{[71, 86]}
Alfaxalone	1 : ALFAXAN MULTIDOSE 10 MG/ML (Zoetis France, DCP FR=EMC, 28/03/2018). ALFAXAN d'origine (FR/V/8646881 9/2008, 13/05/2008) « Surrendered » le 25/10/2024	IV seule	réservée	non listée	non relevé	^{[71, 87, 626]}
Étomidate	aucune, pour aucune espèce	sans objet	sans objet	non listé	2	^{[71, 341]}
Thiopental	aucune	sans objet	sans objet	non listé	4, dont 2 commercialisées	^{[71, 341]}
Méthohexital	aucune	sans objet	sans objet	non relevé	non relevé	^[71]
Pentobarbital	5, euthanasie seulement : DOLETHAL, EUTHASOL VET., EUTHOXIN 500 MG/ML, EXAGON, REPOSE	non lue	non relevée	psychotrope	non relevé	^{[206, 208]}
Isoflurane	6 sur 7 : VETFLURANE 1000 MG/G (Virbac, DCP, 03/08/2010), ISOFLO 100 % (Zoetis, RM, 29/06/2011), ISOFLURIN 1000 MG/G (Vetpharma, DCP, 07/12/2015), ISOFLU-VET 1000 MG/G (Piramal, RM FR=EMR, 13/10/2016), ISOTHESIA 1000 MG/G (Piramal, DCP, 05/11/2019), ISORANE 1000 MG/G (Karizoo, RM, 16/11/2021). ISO-VET 100 % (Piramal, 29/08/2011) sans le chat	inhalation	réservée	non listé	non relevé	^{[71, 88]}
Sévoflurane	3 : SEVOFLO 100% (Zoetis Belgium, centralisée EU/2/02/035, 11/12/2002, chat ajouté en 2017), SEVOHALE 100 % V/V (Chanelle, centralisée EU/2/16/196, 21/06/2016), SEVOTEK 1000 MG/G (Karizoo, DCP, 19/02/2018)	inhalation	réservée	non listé	non relevé	^{[71, 89, 72, 221]}
Halothane, desflurane, enflurane, méthoxyflurane, protoxyde d'azote	aucune	sans objet	sans objet	non listés	halothane et enflurane : aucune, desflurane 2, méthoxyflurane 1, protoxyde d'azote 12 gaz médicinaux	^{[71, 341]}
Méthadone	4 : COMFORTAN (Eurovet, DCP, 30/06/2011), SYNTHADON 10 (Le Vet. Beheer, DCP, 04/11/2014), INSISTOR (VetViva Richter, DCP, 26/07/2018), METHADYNE (Zoetis, DCP, 22/02/2024). Lévométhadone (RECUDON) : cheval et chien seulement	IM	réservée	stupéfiant	non relevé	^{[71, 27, 1291, 207]}
Buprénorphine injectable	8 : BUPRECARE 0,3 MG/ML (Ecuphar, DCP, 19/05/2008), VETERGESIC MULTIDOSE 0,3 MG/ML (Ceva, RM FR=EMR, 19/06/2009), BUPRECARE MULTIDOSE (08/11/2011), BUPAQ MULTIDOSE (VetViva Richter, 14/11/2011), BUPREDINE MULTIDOSE (Le Vet. Beheer, 15/10/2015), BUPAQ 0,3 MG/ML (03/07/2017), BUPRELAB 0,3 MG/ML (Labiana, RM, 01/12/2023), BUPROXAN MULTIDOSE (Alfasan, DCP FR=EMR, 08/04/2026)	IM ou IV (BUPRECARE 0,3 MG/ML : IM seule)	réservée	psychotrope	non relevé	^{[71, 12, 208]}
Buprénorphine transmuqueuse ou transdermique	aucune	sans objet	sans objet	psychotrope	non relevé	^{[71, 208]}
Butorphanol	8 sur 9 : DOLOREX 10 MG/ML (Intervet, RM, 30/03/2007), TORPHASOL 4 MG/ML (Animedica, DCP, 06/01/2010), ALVEGESIC VET. 10 MG/ML (V.M.D., RM, 23/05/2011), TORBUGESIC VET 10 MG/ML (Zoetis, DCP, 14/12/2012), TORPHADINE 10 MG/ML (Le Vet. Beheer, DCP, 06/09/2016), BUTADOR 10 MG/ML (VetViva Richter, RM, 21/08/2017), BUTORGESIC 10 MG/ML (CP-Pharma, DCP, 10/12/2020), BUTORVET 10 MG/ML (Chanelle, DCP FR=EMR, 04/04/2025)	IV, SC ou IM (TORBUGESIC)	réservée sauf BUTORGESIC	psychotrope sauf préparations injectables	non relevé	^{[71, 124, 208]}
Fentanyl	aucune : FENTADON 50 MICROGRAMMES/ML (Eurovet, DCP, 18/12/2012), chien seul	sans objet	sans objet	stupéfiant	98	^{[1291, 341, 207]}
Morphine	aucune, pour aucune espèce	sans objet	sans objet	stupéfiant	37	^{[71, 1291, 341, 207]}
Rémifentanil, sufentanil, hydromorphone, péthidine, oxymorphone	aucune	sans objet	sans objet	stupéfiants	6, 8, 4, aucune péthidine, oxymorphone non relevée	^{[71, 341, 207]}
Nalbuphine	aucune	sans objet	sans objet	absente des deux listes	2	^{[71, 341, 207, 208]}
Tramadol	aucune : 17 spécialités, toutes pour le chien	sans objet	sans objet	non listé	90	^{[71, 1291, 341]}
Naloxone	aucune	sans objet	sans objet	non listée	28, associations orales comprises	^{[71, 341]}
Méloxicam	27 sur 97 à l'Index, 28 avec METAXX 5 MG/ML : METACAM 5 MG/ML injectable chiens et chats (Boehringer, centralisée EU/2/97/004, 24/03/2000), METACAM 0,5 MG/ML suspension orale chats et cochons d'Inde (20/04/2007), METACAM 2 MG/ML injectable chats (02/07/2010), base de l'Union : 07/01/1998 pour toutes, génériques centralisés LOXICOM, MELOXIDYL, INFLACAM, RHEUMOCAM, MELOSUS, MELOXORAL, MELOXIDOLOR, EMDOCAM (2009 à 2025), MELODYNE 5 MG/ML (Ceva, nationale, 06/03/2025), MELODYNE 0,5 MG/ML (06/02/2026), MELOXICAM CEVA 5 MG/ML et 0,5 MG/ML (mêmes dates), MELOXYM 5 MG/ML et 0,5 MG/ML (C & H Generics, 20/12/2018), MELOSOLUTE 5 MG/ML (CP-Pharma, 01/06/2012), METAXX 0,25 MG (13/01/2023), METAXX 0,5 MG/ML (17/05/2024), METAXX 5 MG/ML (28/11/2022), LOZENORD 5 MG/ML (Accord, 05/02/2025), ARTHROKAN CLEMENT THEKAN 0,5 MG/ML (15/12/2023)	SC ou IV, orale	ordonnance, « Liste I » pour INFLACAM et RHEUMOCAM en suspension, conservation de l'ordonnance 5 ans pour EMDOCAM	non listé	non relevé	^{[71, 125, 72, 1290]}
Robénacoxib	7 sur 23 : ONSIOR 20 MG/ML et ONSIOR 6 MG (Elanco, centralisée EU/2/08/089, 16/12/2008), ROBENORD 20 MG/ML (Accord, DCP, 26/03/2026), ROBEXERA 20 MG/ML (Krka, DCP, 25/07/2025), ROBENTROL 6 MG (Chanelle, DCP FR=EMR, 18/07/2025), ROBEXERA 6 MG et ROGIOLA 6 MG (Krka, DCP, 28/01/2026)	SC, orale	ordonnance	non listé	non relevé	^{[71, 126, 72, 1289]}
Carprofène	7 sur 40, tous injectables : RIMADYL INJECTABLE (Zoetis, nationale, 07/12/2001), CARPROX VET 50 MG/ML (Krka, 26/08/2010), CARPROFELICAN 50 MG/ML et CARPROSOL 50 MG/ML (13/06/2013), RYCARFA 50 MG/ML (Krka, 03/02/2014), CARTAXX 50 MG/ML (Alfasan, 13/02/2024), CARPROFEN ORION 50 MG/ML (centralisée EU/2/24/328, 19/12/2024)	IV ou SC	ordonnance	non listé	non relevé	^{[71, 202]}
Acide tolfénamique	6 sur 9, sans indication de douleur chez le chat : TOLFEDINE 40 MG/ML et TOLFEDINE 6 MG (Vetoquinol, nationales, 26/12/1986), TOLFEDOL (S P Veterinaria, 18/06/2015), ALGENAMIC (Vetpharma, 27/08/2021), TOLFELAB (Labiana, 25/11/2022), TOLFENAMIC ACID VMD (centralisée EU/2/24/329, 03/02/2025, RCP non lu)	injectable sauf IM, orale	non relevée	non listé	non relevé	^{[71, 205]}
Kétoprofène	aucune : 16 spécialités, bovins, porcins, équins	sans objet	sans objet	non listé	29	^{[71, 1291, 341]}
Paracétamol	aucune : 7 spécialités, porc seul	sans objet	sans objet	non relevé	non relevé	^[71]
Métamizole	3 : CALMAGINE (Vetoquinol, nationale, 22/06/1992), ESTOCELAN et SPASMIZOLE (associations à la butylscopolamine), aucune indication opératoire	non relevée	non relevée	non relevé	aucune	^{[71, 1057, 341]}
Frunévetmab	1 : SOLENSIA 7 MG/ML (Zoetis Belgium, centralisée EU/2/20/269, 17/02/2021), chat seul, analgésique (ATCvet QN02BG90), indication non lue	non relevée	non relevée	non relevé	sans objet	^{[71, 72]}
Lidocaïne	3 : LIDCOSAL 16,2 MG/ML (Dechra, DCP FR=EMC, 22/10/2018), LUROCAINE (Vetoquinol, nationale, 21/12/1984), LIDOR 20 MG/ML (VetViva Richter, DCP FR=EMR, 05/02/2018), aucune indication IV	laryngopharyngée, injections locales, épidurale	ordonnance, LIDCOSAL et LUROCAINE réservées	non listée	non relevé	^{[71, 91]}
Procaïne	1 : PROCAMIDOR (VetViva Richter, RM, 10/10/2013)	injections locales	non relevée	non listée	non relevé	^[91]
Tétracaïne	1 : TETRACAINE COLLYRE (Domes Pharma, nationale, 17/02/1992), RCP non téléchargé, hors T 61, association d'euthanasie qui contient aussi de la tétracaïne	oculaire	non relevée	non relevé	non relevé	^[71]
Oxybuprocaïne	aucune	sans objet	sans objet	non listée	2 collyres	^{[71, 341]}
Benzocaïne	aucune : 2 spécialités, salmonidés et pommade rectale pour chien	sans objet	sans objet	non listée	non relevé	^[71]
Bupivacaïne, y compris liposomale, ropivacaïne	aucune, pour aucune espèce	sans objet	sans objet	non listées	4 bupivacaïnes, aucune liposomale, 23 ropivacaïnes	^{[71, 341]}
Mépivacaïne	aucune : 2 spécialités, chevaux seuls	sans objet	sans objet	non listée	non relevé	^[1291]
Maropitant	7 sur 18 : CERENIA 10 MG/ML (Zoetis Belgium, centralisée EU/2/06/062, 29/09/2006), PREVOMAX 10 MG/ML (Dechra, centralisée EU/2/17/211, 19/06/2017), ELMARO 10 MG/ML (Elanco, centralisée EU/2/25/337, 28/03/2025), VETEMEX (CP-Pharma, RM, 14/01/2019), VOMINIL (VetViva Richter, DCP, 19/06/2023), MAROPITANT BIOVETA (DCP, 12/02/2025), MAROPICORD (Accord, DCP, 17/04/2026). Comprimés : chien seul	SC ou IV	ordonnance	non listé	non relevé	^{[71, 203, 72, 1288]}
Métoclopramide	5 : EMEPRID COMPRIMES (Ceva, nationale, 26/03/1980), EMEPRID SOLUTION BUVABLE et EMEPRID SOLUTION INJECTABLE (RM FR=EMR, 05/10/2009), METOMOTYL 5 (Le Vet. Beheer, DCP, 08/07/2014), MCEPE 1 MG/ML (CP-Pharma, DCP, 05/06/2025)	IV, IM ou SC, orale	non relevée	non listé	non relevé	^{[71, 1294]}
Ondansétron	aucune	sans objet	sans objet	non listé	25	^{[71, 341]}
Atropine	aucune injectable : VT DOSES ATROPINE 1 POUR CENT (collyre mydriatique) et FELIDIARIX (comprimé antidiarrhéique avec sulfamides)	oculaire, orale	non relevée	non listée	18	^{[1211, 341]}
Glycopyrronium	1 : ROBINUL V SOLUTION INJECTABLE (Vetoquinol, nationale, 12/11/1982)	IV, IM ou SC	non relevée	non listé	non relevé	^[1211]
Doxapram	2, chatons seulement : DOPRAM-V SOLUTION INJECTABLE et DOPRAM-V SOLUTION INTRANASALE (Vetoquinol, nationales, 30/06/1992)	injectable, intranasale	non relevée	non listé	non relevé	^[204]
Flumazénil, dantrolène, rocuronium, atracurium, vécuronium, sugammadex	aucune (seule néostigmine vétérinaire, NEOSKILAB : bovins, ovins, caprins, chevaux)	sans objet	sans objet	non relevé	flumazénil 2, dantrolène 4, rocuronium 7, sugammadex 13	^{[71, 341]}
Mirtazapine	1 : MIRATAZ 20 MG/ML POMMADE TRANSDERMIQUE POUR CHATS (Dechra, centralisée EU/2/19/247, 10/12/2019), indication non lue	transdermique	non relevée	non relevé	non relevé	^{[71, 72]}
Capromoréline	1 : ELURACAT 20 MG/ML SOLUTION BUVABLE POUR CHATS (Elanco, centralisée EU/2/23/297, 29/06/2023), indication non lue	orale	non relevée	non relevé	non relevé	^[71]
Amantadine	aucune	sans objet	sans objet	non relevé	non relevé	^[71]

Tableau 18. Statuts réglementaires chez le chat, par pays (registres consultés du 21 au 24 octobre 2026)

Une ligne par pays, ce que son registre donne pour le chat. « n.l. » : non lu ; « aucun » : aucune fiche avec le chat parmi celles lues. Une autorisation dit ce qu'un pays permet, pas ce qui est démontré.

Zone ou pays	Agents volatils	Alfaxalone	α2-agonistes	Opioïdes vétérinaires avec le chat	Bupivacaïne	Prégabaline, gabapentine	Particularités	Sources
France	isoflurane (6), sévoflurane (3, chat depuis 2017 pour SEVOFLO)	voie intraveineuse seule (ALFAXAN MULTIDOSE)	médétomidine (8), dexmédétomidine (9), xylazine, atipamézole	méthadone, buprénorphine standard, butorphanol	aucune	BONQAT ; gabapentine : aucune	kétamine stupéfiante depuis 2017 ; doxapram pour le chaton seul ; spray laryngé LIDCOSAL	^{[71, 221, 209]}
Union, France comprise	sévoflurane (31 pays), isoflurane	voie intraveineuse seule (24 pays)	dexmédétomidine (31 pays), médétomidine (29)	buprénorphine standard, méthadone, butorphanol (29 pays chacun)	aucune injectable	BONQAT (centralisée) ; gabapentine : aucune	ZOLETIL 50 en voie intramusculaire seule en Italie et en Croatie	^[232]
Espagne	sévoflurane (3 spécialités, espèce n.l.)	ALFAXAN MULTIDOSIS, intraveineux (2019)	n.l.	buprénorphine (7, psychotrope), méthadone (dont SEMFORTAN, 2012, stupéfiant), butorphanol (7 fiches, dont TORPHASOL 10 mg/ml pour chevaux seuls)	aucune	BONQAT (date espagnole : 29 février 2024) ; gabapentine : aucune	kétamine psychotrope et non stupéfiante, IMALGENE depuis 1984 ; ZOLETIL depuis 1987	^[233]
Royaume-Uni	sévoflurane (3), isoflurane (6, ISOFLO depuis 1996)	intraveineuse seule (ALFAXAN MULTIDOSE, 2018)	médétomidine (9, DOMITOR depuis 1988), dexmédétomidine (6) ; ZENALPHA : chien	buprénorphine standard (14, VETERGESIC depuis 1995), méthadone (COMFORTAN depuis 2011), butorphanol (6)	aucune	BONQAT ; gabapentine : aucune	INTUBEAZE (2018) ; ni glycopyrronium, ni doxapram, ni atropine vétérinaires avec le chat ; péthidine expirée en 2025	^{[230, 1330]}
Suisse	SUSTANE (2009), isoflurane (4)	intraveineuse seule (ALFAXAN MULTIDOSE, 2020)	DOMITOR (1990), DEXDOMITOR (2009)	buprénorphine (BUPAQ, tableau a), butorphanol (3) ; méthadone : aucune pour le chat	aucune	BONQAT (2026) ; gabapentine : aucune	ZOLETIL 100 réservé aux animaux de zoo et à la faune ; kétamine hors liste vétérinaire des stupéfiants	^[234]
États-Unis	aucun agent nommant le chat	intraveineuse seule (2012), Schedule IV depuis 2014	dexmédétomidine (chat en 2007, prémédication en 2010) ; médétomidine : chien	SIMBADOL (2014), ZORBIUM (2022), TORBUGESIC-SA (1994) ; ni méthadone ni buprénorphine standard	NOCITA (chat en 2018)	BONQAT (2023) ; gabapentine : aucune, non inscrite au droit fédéral	kétamine en voie intramusculaire, agent unique admis ; carprofène et méloxicam oral : chien ; doxapram retiré	^{[229, 1333]}
Canada	aucun	intraveineuse (ALFAXAN MULTIDOSE, 2018)	dexmédétomidine (2010) ; médétomidine, atipamézole : chien	buprénorphine standard (4, chat seul), méthadone (COMFORTAN, 2020) ; butorphanol : aucun avec le chat	aucune	BONQAT (2026) ; gabapentine : aucune	atropine injectable ; acépromazine et lidocaïne sans ordonnance ; ni propofol ni tilétamine-zolazépam	^[231]
Australie	ISOFLO (chats) ; sévoflurane n.l.	intraveineuse et intramusculaire (ALFAXAN 2000, KATO 2024, ALFAXAN FORTE 2025), Schedule 4	DEXDOMITOR, SEDDEX ; médétomidine n.l.	buprénorphine, méthadone, butorphanol, tous en Schedule 8	solutions cutanées seulement	n.l.	registre lu en partie (question anti-robot)	^{[235, 237]}
Nouvelle-Zélande	sévoflurane : aucun produit	ALFAXAN (2000), étiquette commune avec l'Australie portant la voie intramusculaire, ALFAXAN FORTE (2026), étiquette non lue	DEXDOMITOR (2010) ; ZENALPHA : chien	VETERGESIC MULTIDOSE « FOR CATS, DOGS AND HORSES », METHADYNE (2022), butorphanol (5)	NOCITA : aucun résultat	BONQAT, gabapentine, prégabaline : aucun résultat	FENTAZIN (fentanyl), espèce non lue ; l'espèce manque aux fiches	^{[236, 237]}
Japon	n.l.	n.l.	DEXDOMITOR 0.1 (2020, voie intramusculaire) ; médétomidine déjà autorisée	n.l.	n.l.	n.l.	kétamine stupéfiante, buprénorphine, midazolam et diazépam psychotropes ; base du NVAL illisible	^{[1331, 1332, 245]}
Brésil	n.l.	n.l.	n.l.	n.l.	n.l.	n.l.	consultation refusée	aucune

Tableau 19. Frise complète des recommandations

Dates telles que les donnent PubMed, l'en-tête de l'article ou la page de la société ; « deux sources » : deux documents distincts donnent la même année.

Domaine	Texte et version	Dates connues	Datation	Code
Douleur	ACVA, traitement de la douleur	dernière modification le 17 mars 2006	une seule source	^[1113]
Douleur	AAHA/AAFP, première version	JAAHA 43(5), septembre-octobre 2007 ; JFMS 9(6), en ligne le 8 novembre 2007	deux sources	^[116]
Douleur	WSAVA, première édition	en ligne le 20 mai 2014, JSAP 55(6)	deux sources pour l'année	^{[1114, 113]}
Douleur	AAHA/AAFP, deuxième version	JFMS en ligne le 20 février 2015 ; JAAHA 51(2), mars-avril 2015	deux sources	^[134]
Douleur	ISFM, douleur aiguë du chat	en ligne le 23 décembre 2021, JFMS 24(1), 2022	deux sources	^[26]
Douleur	AAHA seule, troisième version	aaha.org du 10 au 24 février 2022 ; JAAHA 58(2), 1er mars 2022	deux sources	^[13]
Douleur	WSAVA, deuxième édition	en ligne le 27 octobre 2022 ; JSAP 64(4), 2023 ; traduction française du 19 septembre 2024	deux sources	^[113]
Douleur	WSAVA, fiches par situation	fichier PDF créé le 29 juillet 2024	une seule source	^[1342]
AINS	ISFM/AAFP, AINS au long cours, première version	JFMS 12(7), 1er juillet 2010	deux sources	^[188]
AINS	ISFM/AAFP, deuxième version	en ligne le 8 avril 2024, JFMS 26(4)	deux sources	^[129]
Anesthésie	AAHA, version de 2011	JAAHA 47(6), novembre-décembre 2011	deux sources	^[80]
Anesthésie	AAFP, anesthésie féline	en ligne le 10 juillet 2018, JFMS 20(7) ; erratum du 24 août 2018	deux sources	^[11]
Anesthésie	AAHA, anesthésie et surveillance	aaha.org les 12 et 13 février 2020 ; JAAHA 56(2), mars-avril 2020	deux sources	^[20]
Surveillance	ACVA, première version	élaborée en 1994, JAVMA 206(7), 1995	une seule source	^{[763, connu par 216]}
Surveillance	ACVA, deuxième version	2009	deux sources	^{[216, 95]}
Surveillance	standards australiens	Aust Vet J 96(11), novembre 2018	une seule source	^[765]
Surveillance	ordre de Colombie-Britannique, norme	publiée en février 2019, en vigueur le 1er avril 2019	une seule source	^[767]
Surveillance	AVA, liste de contrôle	diffusée le 28 mars 2020	une seule source	^[770]
Surveillance	ANZCVS, déclaration	Aust Vet Pract 54(2), 2024	une seule source	^[766]
Surveillance	ACVAA, troisième version	reçue le 13 février 2025, en ligne le 27 mars 2025, Vet Anaesth Analg 52(4)	deux sources	^[95]
Anesthésie	DVG (VAINS), première version	en ligne le 13 juillet 2016, Tierärztl Prax K 44(4)	une seule source	^[365]
Anesthésie	DVG (VAINS), deuxième version	en ligne le 2 mars 2022, Tierärztl Prax K 50(1)	une seule source	^[366]
ACVAA	gaz anesthésiques résiduels	première version en 1996, révision du 18 novembre 2013	une seule source	^[1344]
ACVAA	lettre sur le détartrage sans anesthésie	10 décembre 2013	une seule source	^[195]
ACVAA	épargne des opioïdes (groupe de travail)	1er novembre 2018, fichier du 22 janvier 2020	une seule source	^[1335]
ACVAA	supervision des techniciens	approuvée le 1er octobre 2020, en ligne le 2 octobre	une seule source	^[1345]
Fluides	AAHA/AAFP	JAAHA 49(3), mai-juin 2013	deux sources	^[105]
Fluides	AAHA seule	aaha.org le 7 juin 2024 ; JAAHA 60(4), 1er juillet 2024 ; fiche féline du 20 juin 2024	deux sources	^[21]
Dentaire	AVDC, détartrage sans anesthésie	adoptée le 10 avril 2004	une seule source	^[192]
Dentaire	AAHA, première version	JAAHA 41(5), septembre-octobre 2005	deux sources	^[1346]
Dentaire	AAHA, deuxième version	JAAHA 49(2), mars-avril 2013 ; boîte à outils du 3 mai 2013	deux sources	^[194]
Dentaire	AAHA, norme d'accréditation	2013, date d'entrée en vigueur non vérifiée	extrait de moteur de recherche seul, page non lue	^{[194, 195]}
Dentaire	AAHA, troisième version	JAAHA 55(2), mars-avril 2019	deux sources	^[181]
Dentaire	WSAVA, première version	JSAP 61(7), juillet 2020	deux sources, contredites par le résumé de 2026	^[182]
Dentaire	FelineVMA (ancienne AAFP)	en ligne le 29 novembre 2025, JFMS 27(11)	deux sources	^[191]
Dentaire	WSAVA, deuxième version	en ligne le 2 septembre 2026, JSAP 67(10)	une seule source	^[196]
Chat âgé	AAFP, première version	1998	une seule source	^{[1347, connu par 106]}
Chat âgé	AAFP, deuxième version (« 2008 »)	Compendium 2009 ; JFMS 11(9), 1er septembre 2009	deux sources	^{[1348, 106]}
Chat âgé	AAFP, troisième version	en ligne le 25 juin 2021, JFMS 23(7)	deux sources	^[107]
Animal âgé	AAHA, première version	JAAHA 41(2), 2005	deux sources	^[1349]
Animal âgé	AAHA, deuxième version	aaha.org les 12 et 13 décembre 2022 ; JAAHA 59(1), 1er janvier 2023	deux sources	^[162]
Étapes de vie	AAFP/AAHA, première version	JFMS 12(1) et JAAHA 46(1), 2010	deux sources	^[1172]
Étapes de vie	AAHA/AAFP, deuxième version	25 février 2021, JFMS 23(3) et JAAHA 57(2)	deux sources	^[311]
Manipulation	AAFP/ISFM, manipulation	1er mai 2011, JFMS 13(5)	deux sources	^[75]
Manipulation	AAFP/ISFM, soins infirmiers	17 avril 2012, JFMS 14(5)	une seule source	^[1350]
Manipulation	AAFP/ISFM, interaction avec le chat	19 octobre 2022, JFMS 24(11)	deux sources	^[68]
Manipulation	ISFM/AAFP, environnement	19 octobre 2022, JFMS 24(11)	deux sources	^[45]
Organisation	AAFP devenue FelineVMA	communiqué du 27 septembre 2024	une seule source	^[227]
Stérilisation	ASV, première version	JAVMA 233(1), 1er juillet 2008	deux sources	^[1267]
Stérilisation	ASV, deuxième version	JAVMA 249(2), 15 juillet 2016	deux sources	^[90]
Stérilisation	WSAVA, maîtrise de la reproduction	en ligne le 28 mai 2024, JSAP 65(7) ; deux corrections en 2025	deux sources	^[1357]
Médicaments	WSAVA, médicaments essentiels, première liste	en ligne le 16 juin 2020, JSAP 61(9)	deux sources	^[224]
Médicaments	WSAVA, médicaments essentiels, deuxième liste	en ligne le 9 octobre 2023, JSAP 64(12)	deux sources	^[223]
Réanimation	RECOVER, première version	juin 2012, JVECC 22 Suppl 1	deux sources	^[220]
Réanimation	RECOVER, grille Utstein	en ligne le 6 janvier 2016, JVECC 26(1)	une seule source	^[1351]
Réanimation	RECOVER, deuxième version	entrée PubMed le 26 juin 2024, JVECC 34 Suppl 1 ; corrections en 2025	deux sources	^{[225, 226]}
Réanimation	RECOVER, nouveau-nés	entrée PubMed le 23 août 2025, JVECC 35 Suppl 1	deux sources	^[174]
Réanimation	registre RECOVER, rapport 2025	en ligne le 26 mai 2026, JVECC 36(3)	deux sources	^[264]
Réanimation	RECOVER, premiers secours	entrée PubMed le 25 août 2026, JVECC 36 Suppl 1	une seule source	^{[1352, 1145]}
Cœur	ACVIM, cardiomyopathies félines	en ligne le 3 avril 2020, JVIM 34(3)	deux sources	^[61]
Hypertension	ACVIM, première version	JVIM 21(3), 2007	une seule source	^[1353]
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Les sources de cet article

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82Martin-Flores M, Sakai DM, Learn MM, Mastrocco A, Campoy L, Boesch JM, Gleed RD. Effects of maropitant in cats receiving dexmedetomidine and morphine. J Am Vet Med Assoc 2016;248(11):1257-61. DOI 10.2460/javma.248.11.1257. PMID 27172341 Accès : résumé seul
83Redondo JI, Martínez-Taboada F, Viscasillas J, Doménech L, Marti-Scharfhausen R, Hernández-Magaña EZ, Otero PE. Anaesthetic mortality in cats: A worldwide analysis and risk assessment. Vet Rec 2024;195(1):e4147. DOI 10.1002/vetr.4147. PMID 38959210 Accès : résumé seul
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86ANSES-ANMV, RCP : PROPOVET MULTIDOSE 10 MG/ML ; VETOFOL 10 MG/ML ; PROPOSURE 10 MG/ML ; PROPODINE 10 MG/ML ; PROPOMITOR 10 MG/ML (propofol) Accès : lecture partielle du texte intégral
87ANSES-ANMV, RCP : ALFAXAN MULTIDOSE 10 MG/ML SOLUTION INJECTABLE POUR CHIENS, CHATS ET LAPINS DE COMPAGNIE (alfaxalone) Accès : lecture partielle du texte intégral
88ANSES-ANMV, RCP : ISOFLO 100 % ; VETFLURANE 1000 MG/G ; ISOFLURIN 1000 MG/G ; ISOFLU-VET 1000 MG/G ; ISOTHESIA 1000 MG/G ; ISORANE 1000 MG/G (isoflurane) Accès : lecture partielle du texte intégral
89ANSES-ANMV, RCP : SEVOTEK 1000 MG/G LIQUIDE POUR INHALATION PAR VAPEUR POUR CHIENS ET CHATS (sévoflurane) Accès : lecture partielle du texte intégral
90Association of Shelter Veterinarians' Veterinary Task Force to Advance Spay-Neuter ; Griffin B, Bushby PA, McCobb E, White SC, Rigdon-Brestle YK, Appel LD, Makolinski KV, Wilford CL, Bohling MW, Eddlestone SM, Farrell KA, Ferguson N, Harrison K, Howe LM, Isaza NM, Levy JK, Looney A, Moyer MR, Robertson SA, Tyson K. The Association of Shelter Veterinarians' 2016 Veterinary Medical Care Guidelines for Spay-Neuter Programs. J Am Vet Med Assoc 2016;249(2):165-188. DOI 10.2460/javma.249.2.165. PMID 27379593 Accès : texte intégral
91ANSES-ANMV, RCP : LIDCOSAL 16,2 MG/ML ; LUROCAINE ; LIDOR 20 MG/ML (lidocaïne) ; PROCAMIDOR (procaïne) Accès : lecture partielle du texte intégral
92Brodbelt DC. The Confidential Enquiry into Perioperative Small Animal Fatalities. Thèse de PhD, Royal Veterinary College, University of London, et Animal Health Trust, 2006, 269 p. (fichier dbrodbelt-thesis.pdf hébergé par le RVC) Accès : lecture partielle du texte intégral
93Sideri AI, Galatos AD, Kazakos GM, Gouletsou PG. Gastro-oesophageal reflux during anaesthesia in the kitten: comparison between use of a laryngeal mask airway or an endotracheal tube. Vet Anaesth Analg 2009;36(6):547-554. DOI 10.1111/j.1467-2995.2009.00499.x. PMID 19845926 Accès : résumé seul
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112Loréna Bléjean. Examens radiographiques chez des chats vigiles et chez des chats sous contention chimique : lien entre le stress de l'animal et la procédure radiographique. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort (université Paris-Est Créteil), 2024, 111 p. HAL dumas-04806620 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
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117International Cat Care / ISFM, Cat Carer Guide « Acute pain ; information for owners/caregivers » (PDF) Accès : texte intégral, PDF téléchargé et extrait
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120Polson S, Taylor PM, Yates D. Effects of age and reproductive status on postoperative pain after routine ovariohysterectomy in cats. J Feline Med Surg 2014;16(2):170-6. DOI 10.1177/1098612X13503651. PMID 24043720. PMCID PMC11383135 Accès : résumé seul
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122Monteiro BP, Lee NH, Steagall PV. Can cat caregivers reliably assess acute pain in cats using the Feline Grimace Scale? A large bilingual global survey. J Feline Med Surg 2023;25(1):1098612X221145499. DOI 10.1177/1098612X221145499. PMID 36649089. PMCID PMC10812049 Accès : lecture partielle du texte intégral
123Evangelista MC, Steagall PV. Agreement and reliability of the Feline Grimace Scale among cat owners, veterinarians, veterinary students and nurses. Sci Rep 2021;11(1):5262. DOI 10.1038/s41598-021-84696-7. PMID 33664387. PMCID PMC7933168 Accès : lecture partielle du texte intégral
124ANSES-ANMV, RCP : TORBUGESIC VET 10 MG/ML ; DOLOREX 10 MG/ML ; TORPHASOL 4 MG/ML ; ALVEGESIC VET. 10 MG/ML ; TORPHADINE 10 MG/ML ; BUTADOR 10 MG/ML ; BUTORGESIC 10 MG/ML ; BUTORVET 10 MG/ML (butorphanol) Accès : lecture partielle du texte intégral
125ANSES-ANMV, RCP : MELODYNE 5 MG/ML ; MELODYNE 0,5 MG/ML ; MELOXICAM CEVA 5 MG/ML et 0,5 MG/ML ; MELOXYM 5 MG/ML et 0,5 MG/ML ; MELOSOLUTE 5 MG/ML ; METAXX 0,25 MG, 0,5 MG/ML et 5 MG/ML ; LOZENORD 5 MG/ML ; ARTHROKAN CLEMENT THEKAN 0,5 MG/ML (méloxicam, AMM non centralisées) Accès : lecture partielle du texte intégral
126ANSES-ANMV, RCP : ROBENORD 20 MG/ML ; ROBEXERA 20 MG/ML ; ROBENTROL 6 MG ; ROBEXERA 6 MG ; ROGIOLA 6 MG (robénacoxib, AMM non centralisées) Accès : lecture partielle du texte intégral
127King S, Roberts ES, King JN. Evaluation of injectable robenacoxib for the treatment of post-operative pain in cats: results of a randomized, masked, placebo-controlled clinical trial. BMC Vet Res 2016;12(1):215. DOI 10.1186/s12917-016-0827-0. PMID 27686251. PMCID PMC5041542 Accès : lecture partielle du texte intégral
128Wun MK, Leister E, King T, Korman R, Malik R. Acute kidney injury in 18 cats after subcutaneous meloxicam and an update on non-steroidal anti-inflammatory drug usage in feline patients in Australia. Aust Vet J 2023;101(3):90-98. DOI 10.1111/avj.13222. PMID 36470590 Accès : résumé seul
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198ANSES-ANMV, RCP : ASTHENODEX ; DEXDORMOSTART ; DEXMEDOCORD 0,5 MG/ML ; DEXMOPET (dexmédétomidine) Accès : lecture partielle du texte intégral
199ANSES-ANMV, RCP : ZIAPAM 5 MG/ML ; DIAZEDOR 5 MG/ML ; SOLUPAM 5 MG/ML (diazépam) Accès : lecture partielle du texte intégral
200ANSES-ANMV, RCP : ANTISEDAN ; ALZANE 5 MG/ML ; ANTIDORM 5 MG/ML ; ATIPAM 5,0 MG/ML ; DORMOSTOP ; NARCOSTOP 5 MG/ML ; NOSEDORM 5 MG/ML ; REVERTOR 5 MG/ML ; TIPAFAR 5 MG/ML (atipamézole) Accès : lecture partielle du texte intégral
201ANSES-ANMV, RCP : TILETAMINE ZOLAZEPAM 100 VIRBAC ; TILETAMINE ZOLAZEPAM 50 VIRBAC ; ZOLETIL 100 ; ZOLETIL 50 (tilétamine + zolazépam) Accès : lecture partielle du texte intégral
202ANSES-ANMV, RCP : RIMADYL INJECTABLE ; CARPROX VET 50 MG/ML ; CARPROFELICAN 50 MG/ML ; CARPROSOL 50 MG/ML ; RYCARFA 50 MG/ML ; CARTAXX 50 MG/ML (carprofène) Accès : lecture partielle du texte intégral
203ANSES-ANMV, RCP : VOMINIL 10 MG/ML ; VETEMEX 10 MG/ML ; MAROPITANT BIOVETA 10 MG/ML ; MAROPICORD 10 MG/ML (maropitant, AMM non centralisées) Accès : lecture partielle du texte intégral
204ANSES-ANMV, RCP : DOPRAM-V SOLUTION INJECTABLE ; DOPRAM-V SOLUTION INTRANASALE (doxapram) Accès : lecture partielle du texte intégral
205ANSES-ANMV, RCP : TOLFEDINE 40 MG/ML ; TOLFEDINE 6 MG COMPRIMES ; TOLFEDOL ; ALGENAMIC ; TOLFELAB (acide tolfénamique) Accès : lecture partielle du texte intégral
206ANSES-ANMV, RCP : DOLETHAL ; EUTHASOL VET. ; EUTHOXIN 500 MG/ML ; EXAGON ; REPOSE (pentobarbital) Accès : lecture partielle du texte intégral
207ANSM. Liste consolidée des substances classées comme stupéfiants, dernière mise à jour 26/06/2026, 58 p. Accès : lecture partielle du texte intégral (pdftotext)
208ANSM. Liste consolidée des substances psychotropes, dernière mise à jour 16/02/2026, 11 p. Accès : lecture partielle du texte intégral
209Arrêté du 19 janvier 2017 modifiant l'arrêté du 22 février 1990 fixant la liste des substances classées comme stupéfiants, JORF n° 0022 du 26 janvier 2017, texte n° 40 Accès : lecture partielle (outil de lecture)
210Code de la santé publique, article R. 5132-36 (version en vigueur depuis le 04/02/2022, décret n° 2022-113), Légifrance Accès : lecture partielle (outil de lecture)
211Code de la santé publique, article R. 5132-80 (version en vigueur depuis le 26/02/2016, décret n° 2016-183), Légifrance Accès : lecture partielle (outil de lecture)
212Règlement (UE) 2019/6 du Parlement européen et du Conseil du 11 décembre 2018 relatif aux médicaments vétérinaires et abrogeant la directive 2001/82/CE. JO L 4 du 7.1.2019, p. 43. Texte français servi par l'Office des publications (CELEX 32019R0006) Accès : lecture partielle du texte intégral
213Rapport au Président de la République relatif à l'ordonnance n° 2022-414 du 23 mars 2022, JORF n° 0070 du 24 mars 2022, texte n° 51 Accès : lecture partielle (outil de lecture)
214ANSES-ANMV, RCP : ROMPUN 2 % ; PAXMAN ; SEDAXYLAN 20 MG/ML ; XYLASOL 20 MG/ML ; BELAZIN 20 MG/ML ; SEDACHEM 20 MG/ML ; XYLEXX 20 MG/ML ; XYLAMIDOR 20 MG/ML ; DORVEXA VET 20 MG/ML (xylazine) Accès : lecture partielle du texte intégral
215Doniol-Valcroze J. Histoire de la contention et de l'anesthésie vétérinaires. Thèse de doctorat vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort, 2001, 133 p. (PDF téléchargé le 20/10/2026 par le volet précédent, URL d'origine non consignée) Accès : lecture partielle du texte intégral
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449Ko JC, Abbo LA, Weil AB, Johnson BM, Payton M. A comparison of anesthetic and cardiorespiratory effects of tiletamine-zolazepam-butorphanol and tiletamine-zolazepam-butorphanol-medetomidine in cats. Vet Ther 2007;8(3):164-176. PMID 17926302 Accès : résumé seul
450Ebner JKS. Teilantagonisierbare intramuskuläre Injektionsnarkose mit Midazolam, Medetomidin und Ketamin bei der Katze – eine klinische Studie. Dissertation, LMU München, 2007. edoc.ub.uni-muenchen.de/7409 ; articles issus : Ebner J, Wehr U, Busch R, Erhardt W, Henke J. J Vet Med A 2007;54(8):418-423, DOI 10.1111/j.1439-0442.2007.00943.x, PMID 17877583 ; Ebner J, Wehr U, Baumgartner C, Erhardt W, Henke J. J Vet Med A 2007;54(9):518-521, DOI 10.1111/j.1439-0442.2007.00971.x, PMID 17931228 Accès : résumé seul (résumé du dépôt) ; articles : métadonnées seules
451Ebner JKS. Teilantagonisierbare intramuskuläre Injektionsnarkose mit Midazolam, Medetomidin und Ketamin bei der Katze – eine klinische Studie. Dissertation, Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, 2007. edoc.ub.uni-muenchen.de/7409 (en allemand) Accès : résumé seul (résumé allemand de la thèse)
452Ueoka N, Hikasa Y. Antagonistic effects of atipamezole, flumazenil and 4-aminopyridine against anaesthesia with medetomidine, midazolam and ketamine combination in cats. J Feline Med Surg 2008;10(1):47-54. DOI 10.1016/j.jfms.2007.06.013. PMID 17766159. PMCID PMC10911155 Accès : résumé seul
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455Kamohara H, Kamohara T, Hikasa Y. Reversal effects of atipamezole, flumazenil, and 4-aminopyridine on bradycardia and increases in blood pressures induced by medetomidine, midazolam, and ketamine in isoflurane-anesthetized cats. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 2022;32(2):207-215. DOI 10.1111/vec.13154. PMID 34704354 Accès : résumé seul
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1017Steagall PV, Monteiro BP, Garbin M, Benito J, Ruel HL, Cagnardi P. Pharmacokinetics of bupivacaine after bilateral maxillary and caudal inferior alveolar nerve blocks using two injection volumes in adult cats. J Feline Med Surg 2026;28(1):1098612X251407158. DOI 10.1177/1098612X251407158. PMID 41328786. PMCID PMC12847666 Accès : lecture partielle du texte intégral
1018Aprea F, Vettorato E, Corletto F. Severe cardiovascular depression in a cat following a mandibular nerve block with bupivacaine. Vet Anaesth Analg 2011;38(6):614-8. DOI 10.1111/j.1467-2995.2011.00654.x. PMID 21988818 Accès : résumé seul
1019Cabral Naranjo A, McMillan MW, Lehnus KS. Peripheral nerve blocks of the dorsal cranium in cats undergoing craniotomy: seven cases (2022-2023). J Small Anim Pract 2025;66(7):484-494. DOI 10.1111/jsap.13846. PMID 39995283 Accès : résumé seul
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1021Vettorato E, Masters TM, Williams RW et al. Temporary unilateral inability to close the mouth ('dropped jaw') after trigeminal nerve block in a cat undergoing ventral bulla osteotomy. Vet Anaesth Analg 2025;52(4):507-509. DOI 10.1016/j.vaa.2025.03.009. PMID 40188000 Accès : métadonnées seules
1022Boesch JM, Wong S, Tobin K, Parry S, Muto R, Whittington M, et al. Sacrococcygeal epidural injection of morphine and ropivacaine provides analgesia after feline ovariohysterectomy. Am J Vet Res 2026;87(6). DOI 10.2460/ajvr.25.12.0436. PMID 41791227 Accès : résumé seul
1023Dourado A, Gomes A, Teixeira P, Lobo L, Azevedo JT, Dias IR, et al. Antinociceptive Effect of a Sacro-Coccygeal Epidural of Morphine and Lidocaine in Cats Undergoing Ovariohysterectomy. Vet Sci 2022;9(11):623. DOI 10.3390/vetsci9110623. PMID 36356100. PMCID PMC9698262 Accès : résumé seul
1024Martins LCT, Guimarães JB, Ferraz HT, de Oliveira FA, Gomes LS, Chafes CJC, et al. Assessing the Analgesic Efficacy of Lumbosacral Epidural Morphine in Cats Undergoing Ovariohysterectomy: A Comparative Study of Two Doses. Vet Sci 2024;11(8):360. DOI 10.3390/vetsci11080360. PMID 39195814. PMCID PMC11358909 Accès : résumé seul
1025Zahra JOL, Segatto CZ, Zanelli GR, Bruno TDS, Nicácio GM, Giuffrida R, et al. A comparison of intra and postoperative analgesic effects of sacrococcygeal and lumbosacral epidural levobupivacaine in cats undergoing ovariohysterectomy. J Vet Med Sci 2023;85(11):1172-1179. DOI 10.1292/jvms.23-0114. PMID 37793832. PMCID PMC10686773 Accès : résumé seul
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1027Pratt CL, Balakrishnan A, McGowan E, Drobatz KJ, Reineke EL. A prospective randomized, double-blinded clinical study evaluating the efficacy and safety of bupivacaine versus morphine-bupivacaine in caudal epidurals in cats with urethral obstruction. J Vet Emerg Crit Care 2020;30(2):170-178. DOI 10.1111/vec.12944. PMID 32100466 Accès : résumé seul
1028O'Hearn AK, Wright BD. Coccygeal epidural with local anesthetic for catheterization and pain management in the treatment of feline urethral obstruction. J Vet Emerg Crit Care 2011;21(1):50-2. DOI 10.1111/j.1476-4431.2010.00609.x. PMID 21288294 Accès : résumé seul
1029田草川史彦 (Takusagawa F), et al. ネコの卵巣子宮摘出術に対する低濃度リドカインを用いた腰部傍脊椎ブロックにおけるα2作動薬の併用による影響 [Paravertebral Block Using Low-concentration Lidocaine Hydrochloride and an Alfa-2 Agonist for Ovariohysterectomy in Cats]. Jpn J Vet Anesth Surg 2019;50(1+2):1-9. DOI 10.2327/jjvas.50.1. Sans PMID Accès : lecture partielle du texte intégral (PDF J-STAGE)
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1031Martins J, Eliseu A, Campos S et al. Can a Sacrococcygeal Epidural of […] Bupivacaine Prevent the Activation of the Sympathetic Nervous System during Feline Ovariectomy?. Animals (Basel) 2024;14(12). DOI 10.3390/ani14121732. PMID 38929350. PMC11200459 Accès : résumé seul
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1033Skouropoulou D, Lacitignola L, Centonze P, Simone A, Crovace AM, Staffieri F. Perioperative analgesic effects of an ultrasound-guided transversus abdominis plane block with a mixture of bupivacaine and lidocaine in cats undergoing ovariectomy. Vet Anaesth Analg 2018;45(3):374-383. DOI 10.1016/j.vaa.2018.01.005. PMID 29627201 Accès : résumé seul
1034Garbin M, Ruel HL, Watanabe R, Malo A, Monteiro BP, Steagall PV. Analgesic efficacy of an ultrasound-guided transversus abdominis plane block with bupivacaine in cats: a randomised, prospective, masked, placebo-controlled clinical trial. J Feline Med Surg 2023;25(2):1098612X231154463. DOI 10.1177/1098612X231154463. PMID 36848291 Accès : résumé seul ; même travail que la thèse de Garbin
1035Garbin M, Benito J, Ruel HLM, Watanabe R, Monteiro BP, Cagnardi P, et al. Pharmacokinetics of Bupivacaine Following Administration by an Ultrasound-Guided Transversus Abdominis Plane Block in Cats Undergoing Ovariohysterectomy. Pharmaceutics 2022;14(8):1548. DOI 10.3390/pharmaceutics14081548. PMID 35893804. PMCID PMC9331386 Accès : résumé seul
1036Garbin M. La sécurité et l'efficacité du bloc du plan abdominal transverse (TAP bloc) chez le chat. Thèse de Ph. D., Université de Montréal, 2025. hdl 1866/41417 Accès : texte intégral (PDF du dépôt)
1037Takusagawa F, Takusagawa Y, Kimura T. Effect of a novel sternal recumbency approach for quadratus lumborum block on isoflurane requirements in cats undergoing ovariohysterectomy. Front Vet Sci 2025;12:1648665. DOI 10.3389/fvets.2025.1648665. PMID 40969348. PMCID PMC12440744 Accès : résumé seul
1038Takusagawa F, Takusagawa Y, Kimura T. Intraoperative opioid-sparing effect of a quadratus lumborum block using low-concentration bupivacaine and dexmedetomidine in cats undergoing ovariohysterectomy. J Feline Med Surg 2026;28(8):1098612X261473455. DOI 10.1177/1098612X261473455. PMID 42487432. PMCID PMC13494312 Accès : résumé seul
1039Mangabeira RO, Rodrigues GM, Moura CL, Moraes VJ, de Oliveira AR, Estrela-Lima A, et al. Ultrasound-guided quadratus lumborum block vs lumbosacral epidural anesthesia in cats undergoing ovariohysterectomy: a randomized pilot clinical trial. J Feline Med Surg 2026;28(7):1098612X261460760. DOI 10.1177/1098612X261460760. PMID 42249548. PMCID PMC13379671 Accès : résumé seul
1040Ribeiro APL, Serighelli-Júnior G, Comassetto F, Cavagnari LSB, Cavagnari CFB, de Santana ASRF, et al. Erector spinae plane block with bupivacaine contributes to intraoperative opioid sparing but provides limited postoperative pain control in cats undergoing elective ovariohysterectomy under continuous propofol infusion. Vet Res Commun 2026;50(3). DOI 10.1007/s11259-026-11180-w. PMID 41902863. PMCID PMC13032977 Accès : résumé seul
1041Paolini A, Bianchi A, Bucci R et al. Use of a quadratus lumborum block in queens undergoing ovariectomy: a randomised controlled trial. J Feline Med Surg 2024;26(9):1098612X241275277. DOI 10.1177/1098612X241275277. PMID 39344794. PMC11529063 Accès : résumé seul
1042Lazzarini E, Gioeni D, Del Prete G et al. Ultrasound-guided quadratus lumborum block with […] bupivacaine […] is a valuable perioperative analgesic adjunct for cats undergoing ovariectomy. J Am Vet Med Assoc 2024;262(11):1491-1498. DOI 10.2460/javma.24.03.0202. PMID 39032515 Accès : résumé seul
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1068Julien Trnka. Intérêt de la Gabapentine et de la Mirtazapine dans la reprise de l’alimentation en période post-opératoire chez le chat sain : synthèse bibliographique et étude clinique. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2012, 91 p. HAL dumas-04554318 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
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1070Siao KT, Pypendop BH, Escobar A, Stanley SD, Ilkiw JE. Effect of amantadine on oxymorphone-induced thermal antinociception in cats. J Vet Pharmacol Ther 2012;35(2):169-74. DOI 10.1111/j.1365-2885.2011.01305.x. PMID 21535013 Accès : résumé seul
1071Guedes PEB, Pinto TM, Corrêa JMX, Niella RV, Dos Anjos CM, de Oliveira JNS, et al. Efficacy of Preemptive Analgesia with Amantadine for Controlling Postoperative Pain in Cats Undergoing Ovariohysterectomy. Animals (Basel) 2024;14(4):643. DOI 10.3390/ani14040643. PMID 38396611. PMCID PMC10886337 Accès : résumé seul
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1289EMA. Onsior : EPAR ; Procedural steps taken before authorisation ; CVMP summaries of opinion EMA/CVMP/203470/2012 (11/07/2012), EMA/CVMP/683698/2012 (09/11/2012), EMA/CVMP/843508/2017 (16/03/2018), EMA/CVMP/622008/2019 (06/12/2019) Accès : texte intégral
1290EMA. Metacam : EPAR ; Procedural steps taken before authorisation (CVMP/323/97, EMEA 2005) ; CVMP summaries of opinion EMA/CVMP/802307/2009, /140057/2010, /139659/2010, /184259/2010, /561760/2010, /585201/2012, /736376/2014, /371866/2016, /158720/2017, EMA/CVMP/10551/2024 Accès : texte intégral (avis) ; lecture partielle (étapes : parties « dogs and cats », « cattle and pigs »)
1291ANSES-ANMV, RCP de contrôle d'espèce : KETOFEN 10 % ; DORMAZOLAM 5 MG/ML ; FENTADON 50 MICROGRAMMES/ML ; RECUDON 2,2 MG/ML + 0,112 MG/ML ; TRALIEVE SOLUTION INJECTABLE ; TRAMVETOL SOLUTION INJECTABLE ; INTRA-EPICAINE ; APOVOMIN 3 MG/ML Accès : lecture partielle du texte intégral
1292Thomas Dresco. Étude comparative de deux protocoles d'anesthésie par voie intramusculaire lors de l'ovariectomie chez la chatte. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort (université Paris-Est Créteil), 2015, 87 p. HAL dumas-05432305 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1293Florine Marginier. Evaluation des effets sédatifs de quatre protocoles combinant l'alfaxalone, la dexmédétomidine et la méthadone chez le chat. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort (université Paris-Est Créteil), 2017, 73 p. HAL dumas-05125784 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1294ANSES-ANMV, RCP : EMEPRID COMPRIMES ; EMEPRID SOLUTION BUVABLE ; EMEPRID SOLUTION INJECTABLE ; METOMOTYL 5 ; MCEPE 1 MG/ML (métoclopramide) Accès : lecture partielle du texte intégral
1295Arrêté du 31 juillet 2003 portant application de la réglementation des stupéfiants aux médicaments à base de kétamine et aux médicaments à base de tilétamine, JORF n° 203 du 3 septembre 2003 Accès : lecture partielle (outil de lecture)
1296Arrêté du 31 juillet 2003 modifiant l'arrêté du 22 février 1990 fixant la liste des substances classées comme stupéfiants (en vigueur le 3 septembre 2003) Accès : lecture partielle (outil de lecture)
1297Code de la santé publique, article L. 5143-4, Légifrance : versions en vigueur du 18/06/2011 au 22/10/2021 (ordonnance n° 2011-673), du 22/10/2021 au 25/03/2022 (ordonnance n° 2021-1370, art. 10), depuis le 25/03/2022 (ordonnance n° 2022-414, art. 5) Accès : lecture partielle (extraits rendus par l'outil de lecture)
1298Code de la santé publique, article R. 5141-111 (version en vigueur depuis le 01/04/2016, décret n° 2016-317), Légifrance Accès : lecture partielle (outil de lecture)
1299Anses-ANMV. Cadre réglementaire ; code de la santé publique. Médicaments vétérinaires classés stupéfiants, mise à jour le 26 janvier 2017 Accès : texte intégral (pdftotext)
1300Code de la santé publique, articles R. 5132-5 (version en vigueur depuis le 22/12/2023, décret n° 2023-1222) et R. 5132-29 (depuis le 03/07/2022), Légifrance Accès : lecture partielle (outil de lecture)
1301Arrêté du 30 juillet 2026 relatif aux conditions générales de fonctionnement des domiciles professionnels d'exercice des vétérinaires, JORF n° 0179 du 2 août 2026 Accès : lecture partielle (outil de lecture)
1302Sophie Bréchard. La kétamine, un ancien médicament, de nouvelles indications en médecine vétérinaire des carnivores domestiques. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2009, 112 p. HAL dumas-04555747 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1303Cédric Bertrand. Usage raisonné des stupéfiants en médecine vétérinaire chez le Chien et le Chat : enquête auprès de praticiens vétérinaires. Thèse d'exercice vétérinaire, Oniris (Nantes), 2023, 245 p. HAL dumas-04351226 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1304Lucile Mathes. Intérêt et usage de l'étomidate en anesthésie canine et féline. Thèse d'exercice vétérinaire, VetAgro Sup (Lyon), 2025, 114 p. HAL dumas-05435536 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1305Pierre-Louis David. Stress chez le chat en clinique vétérinaire : intérêt, usage et recommandations de prescription des anxiolytiques dans le contexte de l'hospitalisation. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort (université Paris-Est Créteil), 2021, 79 p. HAL dumas-04771636 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1306Aurélie Lecacheux. Morphine et morphiniques dans la gestion de la douleur péri-opératoire chez les carnivores domestiques. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2003, 173 p. HAL dumas-04645287 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1307Mathieu Giry. Evaluation expérimentale des effets sédatifs, cardiovasculaires et respiratoires de la médétomidine par voie intranasale chez le chat. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2020, 107 p. HAL dumas-04532591 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1308Théo Morel. EVALUATION EXPERIMENTALE DES EFFETS SEDATIFS, CARDIO-VASCULAIRES ET RESPIRATOIRES DE LA DEXMEDETOMIDINE PAR VOIE INTRANASALE CHEZ LE CHAT. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2022, 117 p. HAL dumas-04472548 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1309Hippolyte Charlier. Étude morphométrique par tomodensitométrie des cavités nasales chez le chat : application à la sédation par voie intranasale. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2022, 107 p. HAL dumas-03845617 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1310Katia Le Berre. Comparaison de trois protocoles de contention chimique dans l’espèce féline. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2008, 56 p. HAL dumas-04558700 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1311Louise Bertin. Etude des effets tranquillisants de la gabapentine chez le chat stressé lors d'une consultation de médecine préventive. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2021, 75 p. HAL dumas-04529580 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1312Marie Boutet. Évaluation de protocoles analgésiques pour la prise en charge de la douleur périopératoire lors d'ovariectomie de chatte. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2010, 105 p. HAL dumas-04555062 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1313Théa Bareille. Pratiques et connaissances des modalités d'analgésie per- chirurgicales en médecine vétérinaire des carnivores domestiques. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort (université Paris-Est Créteil), 2021, 112 p. HAL dumas-04827941 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1314Louis Planchon. Thérapeutique anti-inflammatoire comparative par les AINS chez les carnivores domestiques. Thèse d'exercice vétérinaire, VetAgro Sup (Lyon), 2021, 87 p. HAL dumas-05049491 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1315Sophia Baeza. Évaluation de l'anesthésie cornéenne après instillation unique de chlorhydrate d'oxybuprocaïne 0,4 % en collyre chez le chat sain. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2012, 84 p. HAL dumas-04551079 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1316Maxime Charrouin. Études anatomique et échographique du nerf fémoral du chien et du chat sains en vue d’application en anesthésie loco-régionale. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2013, 54 p. HAL dumas-04549347 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1317Myriam Mahmoudi. L’anesthésie locale en ophtalmologie des carnivores domestiques : bases anatomiques et neuroanatomiques, pharmacologie des anesthésiques locaux et applications cliniques. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2015, 173 p. HAL dumas-04547804 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1318Quang Duc Nguyen. Évaluation échographique des diamètres de la veine cave caudale, de l'aorte abdominale et de leur rapport au cours d'une anesthésie générale chez le chat sain. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2021, 78 p. HAL dumas-04536267 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1319Elise Bernard. Influence du débit d’oxygène et de son humidification sur la pression partielle et la fraction inspirée en oxygène lors de l’utilisation d’une cage à oxygène chez le chat anesthésié au réveil : une étude in vivo. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2019, 91 p. HAL dumas-04537107 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1320Clémence Thiébaut. Effets neuroprotecteurs et cardioprotecteurs des anesthésiques halogénés et leurs applications en médecine vétérinaire. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort (université Paris-Est Créteil), 2022, 141 p. HAL dumas-03979300 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1321Clara Pabiou. Exposition professionnelle des vétérinaires et assistants vétérinaires à l’isoflurane : surveillance biologique des expositions et enquête de symptomatologie. Thèse déposée sur DUMAS (type de thèse et établissement non indiqués dans la notice lue), 2025, 170 p. HAL dumas-05351493 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1322Sarah Faucher. Étude tomodensitométrique du risque d'intubation sélective chez le chat. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2019, 93 p. HAL dumas-04537636 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1323Germain Jame. Principes et utilisation de la capnographie et de la capnométrie en anesthésiologie des carnivores domestiques. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2002, 105 p. HAL dumas-04652857 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1324Elsa Bardini. Étude expérimentale de l’impact d’un nez artificiel sur l’hypothermie au cours d’une anesthésie générale chez le chat. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2018, 95 p. HAL dumas-04538809 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1325Erwan Chotard. Hypothermie péri-opératoire chez le chat : étude clinique d'une approche préventive. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire de Toulouse (Toulouse INP, université Toulouse III), 2014, 83 p. HAL dumas-04548400 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1326Amalric C. Revue bibliographique des effets pharmacologiques des molécules utilisées par voie systémique en anesthésie vétérinaire sur la physiologie oculaire chez le chien et le chat. Thèse d'exercice vétérinaire, ENV d'Alfort, 2025, 122 p. HAL dumas-05306335 Accès : résumé seul (API HAL)
1327Marine Laporte. Effet de l'administration des molécules usuelles en anesthésie des carnivores domestiques - Elaboration d'un modèle de simulation pharmacocinétique / pharmacodynamique simplifié. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort (université Paris-Est Créteil), 2020, 93 p. HAL dumas-04781959 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1328Gabrielle Lapertot. Élaboration de cas cliniques pédagogiques en ligne pour l'apprentissage de l'anesthésie générale du chien et du chat. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort (université Paris-Est Créteil), 2020, 202 p. HAL dumas-04816241 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1329Aimée Guengant. Élaboration d'un outil interactif pédagogique d'aide à l'apprentissage des molécules anesthésiques et analgésiques au CHUVA. Thèse d'exercice vétérinaire, École nationale vétérinaire d'Alfort (université Paris-Est Créteil), 2020, 77 p. HAL dumas-04826586 Accès : résumé seul (API HAL ; PDF DUMAS derrière un défi anti-robot)
1330VMD. RCP britanniques d'ALFAXAN MULTIDOSE (chiens, chats, lapins ; SPC_1365063), de ZOLETIL 100 (SPC_918556) et de BONQAT (SPC_2128235), téléchargés le 21 octobre 2026 Accès : lecture partielle du texte intégral
1331農林水産省動物医薬品検査所 (NVAL). 動物用医薬品承認審査報告書デクスドミトール 0.1 (rapport d'examen d'autorisation de DEXDOMITOR 0.1), PDF publié sur maff.go.jp/nval, téléchargé le 21 octobre 2026 Accès : texte intégral (japonais, lu sans traduction automatique par extraction de texte)
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1333Electronic Code of Federal Regulations, Title 21, Part 1308 (Schedules of controlled substances), sections 1308.12, 1308.13, 1308.14, 1308.15, version « current » lue par l'API de rendu d'ecfr.gov le 24 octobre 2026 Accès : lecture partielle du texte intégral (recherche des substances)
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Historique de cet article

24 octobre 2026 Rédaction à partir de quatorze dossiers de recherche (dont autorisations en France et à l'étranger, recommandations version par version et publications récentes), audit de chaque référence et revue scientifique.

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