Le calicivirus du chat : les signes, le test PCR et ce qu'il vaut

Note méthodologique

Cet article constitue une synthèse documentaire critique de la littérature scientifique vétérinaire disponible à la date de sa rédaction.

Les données présentées proviennent de publications scientifiques identifiées et référencées. Leur analyse tient compte des limites méthodologiques, des divergences entre études et des restrictions d'accès à certaines publications.

Ce document ne constitue ni une recommandation clinique officielle, ni une ligne directrice thérapeutique, ni une publication ayant fait l'objet d'une évaluation par les pairs. Il n'a pas bénéficié d'une validation clinique indépendante par un vétérinaire.

Les informations sont présentées à des fins scientifiques et documentaires. Leur application à une situation clinique relève de l'appréciation du vétérinaire responsable de l'animal.

Résumé structuré

Contexte. Le calicivirus félin (FCV) est un virus à ARN très variable, endémique dans les populations denses, responsable d'une maladie oro-respiratoire aiguë le plus souvent bénigne, d'un syndrome de boiterie, de pneumonies du chaton, d'une forme virulente systémique rare et létale, et associé à la gingivostomatite chronique. Sa variabilité pèse à la fois sur le diagnostic moléculaire, sur la protection vaccinale croisée et sur l'interprétation des résultats.

Méthode. Revue narrative, non systématique, sans méta-analyse. Cinq dossiers thématiques constitués le 20 octobre 2026 (virologie et épidémiologie, formes cliniques, diagnostic, traitement et vaccination, questions des propriétaires) ont réuni environ 300 entrées, ramenées à 191 sources citées : 83 lues en texte intégral, 15 en lecture partielle ou ciblée, 93 en résumé seul. Statuts d'autorisation vérifiés dans l'Index ANSES-ANMV ; PMID vérifiés par les E-utilities de PubMed ; pourcentages recalculés quand l'effectif était donné. Une vérification indépendante a ensuite confronté chaque passage cité à l'original, source par source.

Résultats. Aucun étalon indépendant de l'infection n'existe : les performances publiées de la RT-PCR sont analytiques ou relatives à une autre méthode. Aucune technique isolée ne détectait tous les prélèvements positifs d'une série suisse de 300 chats, la combinaison des tests directs et après culture atteignant jusqu'à 96 % d'un positif composite ^[36]. L'oropharynx détecte 92,3 % des chats positifs, la conjonctive 38,5 % ^[38]. L'excrétion était intermittente chez 40 des 79 chats suivis dans trois colonies endémiques ^[25], et 8 % de chats sains sont positifs en Suisse ^[5]. Aucun seuil de charge virale n'est validé. Aucun test commercial de détection rapide n'a fait l'objet d'une évaluation indépendante publiée ^[34]. Sur la sérologie, le texte de l'ABCD (2022, repris en 2025) admet que les anticorps neutralisants peuvent prédire la protection, avec prudence, tout en jugant limitée la valeur prédictive des tests d'anticorps ; la WSAVA et l'AAHA-AAFP les tiennent pour non fiables dans cet usage ^{[1, 34, 33, 46]}. Aucune spécialité antivirale n'est autorisée en France pour le FCV, et l'interféron oméga, employé hors AMM, ne s'est pas distingué du placebo dans un essai sur le coryza aigu ^{[55, 57]}. Les vaccins réduisent les signes sans prévenir l'infection ni le portage ; les comparaisons de souches vaccinales et les durées d'immunité publiées émanent pour la plupart des fabricants.

Conclusions. Un résultat de RT-PCR, positif ou négatif, ne se lit qu'avec la clinique, le site, le moment et le statut vaccinal. Aucune source lue n'emploie la RT-PCR pour juger d'une protection, ni n'écrit expressément qu'elle n'y sert pas, et aucune recommandation ne fixe un nombre de PCR négatives pour déclarer un chat non porteur. Les décisions thérapeutiques reposent sur des avis d'experts et quelques essais de petite taille, dont une partie financée par le titulaire de l'AMM concernée ou par la société qui développe la molécule.

1. Méthode de la revue

Nature du travail. Revue narrative et non systématique : aucun protocole enregistré à l'avance, sélection et extraction par une seule équipe, aucune méta-analyse. La recherche a eu lieu le 20 octobre 2026 en cinq volets, chacun consigné dans un dossier qui garde ses requêtes et leurs résultats.

Bases interrogées. PubMed par les E-utilities (recherche, notices et résumés), Europe PMC (texte intégral XML des articles en libre accès), PMC, l'API publique de HAL pour les thèses d'exercice déposées sur DUMAS, NCBI Taxonomy, les sites de l'ABCD et de la WSAVA (documents en libre accès), l'Index des médicaments vétérinaires de l'ANSES-ANMV (base mise à jour le 19 octobre 2026), la base de produits de l'Union européenne et, pour les RCP à autorisation centralisée devenus inaccessibles sur le site de l'EMA, des copies archivées. Les forums de propriétaires (33 fils lus) n'ont servi qu'à formuler les questions.

Critères. Aucune borne de date : les travaux cités vont de 1975 à 2026. Entrent les études expérimentales, transversales, longitudinales, cas-témoins, séries, essais, revues, recommandations, thèses et documents réglementaires portant sur le chat domestique, plus quelques données félines exotiques et des études d'inactivation où le FCV sert de substitut. Sites commerciaux, notices de fabricants de tests et forums ont été vus puis exclus comme preuves. Ne sont cités que des écrits vétérinaires ou scientifiques et des documents réglementaires ; seule la fiche du conseil scientifique du LOOF, organisme du registre félin dont les auteurs ne sont pas nommés, fait figure de cas limite, et elle est toujours citée en son nom.

Sélection. Environ 300 entrées, avec de nombreux doublons d'un volet à l'autre (la mise à jour de l'ABCD de 2022 figure dans les cinq), ont été ramenées à 191 sources numérotées dans l'ordre de première citation. Quand un travail n'est connu que par la source qui le cite, le texte le dit.

Accès. Chaque source porte son mode d'accès dans la liste finale. Plusieurs textes importants n'ont été lus qu'en résumé : la plus grande épidémie de forme virulente systémique (Hurley, 54 chats, JAVMA) ^[21], la comparaison suisse de deux RT-qPCR directes et après culture ^[36], l'enquête européenne sur 218 collectivités ^[88], la plupart des épreuves vaccinales et deux des essais thérapeutiques contre placebo ^{[57, 89]}. Les pages protégées par un défi anti-robot (PMC en PDF, Europe PMC en rendu PDF, DUMAS, HAL, dépôt de l'université de Zurich, éditeurs derrière Cloudflare, base de l'Union pour les RCP) n'ont pas été forcées. Lors de la vérification, une partie des textes d'abord lus en résumé a été lue en texte intégral quand une version libre existait (PMC, Europe PMC, archive ouverte de l'ENVT, dépôts d'universités) ; la liste finale le dit source par source. Les deux thèses d'exercice toulousaines ont été lues en entier ^{[90, 74]} ; celle d'Alfort l'a été par sections, dans une copie que la vérification n'a pas pu rouvrir ^[73].

Contrôles. Chaque PMID a été vérifié (existence, auteurs, année, revue, volume, pages, DOI). Chaque pourcentage repris a été recalculé à partir de son effectif quand celui-ci était publié ; un écart est signalé comme « notre calcul ». Quand une recommandation reprend une étude avec un chiffre différent de la source primaire, c'est la source primaire qui est citée. Après la rédaction, six vérificateurs indépendants, chacun sur un lot de sources, ont confronté chaque phrase citant une source à l'original ou à son résumé. Ces contrôles ont corrigé un chiffre de mortalité relayé par deux publications mais absent de l'étude qu'elles citent, une prévalence de refuge qui laissait de côté les co-infections, une épidémie comptée deux fois, des cohortes publiées deux fois et citées comme deux études, des liens d'intérêt omis et des formulations qui allaient au-delà des sources. Ils portent sur la fidélité des citations.

Niveaux de preuve. Du plus faible au plus fort : avis d'expert ou recommandation, cas isolé, série de cas, étude in vitro, étude expérimentale chez le chat (souvent exempt d'organismes pathogènes spécifiés, EOPS), étude transversale ou cas-témoins, étude longitudinale, essai contrôlé randomisé, revue systématique. Les RCP et l'Index forment une catégorie à part : ils disent ce qui est autorisé, pas ce qui est démontré. Aucune méta-analyse ni aucun essai randomisé d'exactitude diagnostique n'a été trouvé pour le FCV.

Dépendances entre sources. Plusieurs groupes produisent une grande part de la littérature, ce qui limite l'indépendance apparente des résultats.

• L'équipe de Zurich signe la mise à jour de l'ABCD de 2022 (première autrice R. Hofmann-Lehmann) et sa version en ligne de 2025, qu'elle a autorisée : ces deux textes n'en font qu'un, en deux versions, et ne comptent ici que pour une voix ^{[1, 34]}, la première version datant de 2009 ^[54]. La même équipe produit une partie des données que ce texte cite : l'étude transversale suisse ^[5] ; une comparaison de RT-qPCR qui porte très probablement sur les mêmes 300 chats (mêmes auteurs, mêmes tests, 97 positifs contre 98), ce que son résumé ne dit pas ^[36] ; deux publications sur les mêmes dix chats infectés en laboratoire, l'une sur la vaccination et la cinétique, l'autre sur l'environnement ^{[35, 63]} ; une série non épizootique ^[91] et une revue ^[75].
• L'équipe de Liverpool est à l'origine des études de colonies, des enquêtes nationales et européennes, des études de neutralisation et de plusieurs travaux expérimentaux et de terrain ^{[2, 10, 25, 31, 32, 79, 86, 92, 93, 110, 112, 114, 122, 126, 127, 158, 159, 173, 189]}. L'étude de 2020 reprend les 40 isolats de 2001 de celle de 2008 et 20 isolats britanniques de celle de 2017, avec l'antisérum de cette dernière ^{[93, 92, 86]} ; deux études de typage et la série de réactions vaccinales de 1993 puisent dans la même surveillance des échecs vaccinaux ^{[158, 159, 10]}.
• La thèse de Stevenin et l'article de Reynolds décrivent la même épidémie toulousaine de 2005, que la thèse d'Olivier intègre dans ses 26 chats ^{[90, 72, 74]}.
• Quatre coauteurs de Reynolds sont affiliés à Merial dans l'article lui-même ^[72] ; l'un d'eux, H. Poulet, signe aussi six autres sources ^{[94, 98, 99, 100, 101, 118]}. Trois autres coauteurs de Reynolds, dont C. Boucraut-Baralon, coautrice de l'ABCD, appartiennent au laboratoire Scanelis, qui a apporté son appui technique à la série parisienne sur la gingivostomatite ^{[72, 1, 18]}.
• P. Hennet signe l'essai de l'interféron oméga financé par Virbac et la même série parisienne ^{[58, 18]}.
• Les textes de l'ABCD, de 2009 à 2025, partagent une grande partie de leurs auteurs ^{[1, 9, 29, 50, 52, 54, 175]}.
• Une même cohorte turque de 107 chats est publiée deux fois ^{[154, 156]} ; une même équipe brésilienne signe deux séries de nécropsies dont les cas peuvent se recouvrir ^{[130, 131]}, comme une même équipe britannique et allemande pour deux études de pneumonies ^{[128, 129]}.
• J. Steinmann signe trois études de désinfection des mains ^{[82, 83, 183]} ; une même équipe chinoise signe les essais des fragments F(ab')2 et de la nitazoxanide ^{[166, 169]} ; A. W. Smith signe l'essai des oligomères antisens et deux études sur les vésivirus humains ^{[170, 187, 188]} ; N. C. Pedersen et J. E. Foley signent plusieurs études californiennes ^{[22, 61, 115, 116, 121]} ; S. J. Le et M. Shi signent l'étude australienne des épidémies et l'analyse mondiale des séquences ^{[23, 111]}.
• Pour la mortalité de la forme systémique, une revue italienne et un cas clinique irlandais relaient le même chiffre, attribué à l'étude australienne, qui ne le contient pas ^{[3, 20, 23]} ; la revue italienne partage quatre auteurs avec une série de boiteries qu'elle cite ^{[3, 12]}.
• L'ABCD et une revue britannique s'appuient sur une même revue américaine de 2003, lue par nous en résumé, pour l'incubation et pour l'origine des épidémies ^{[1, 2, 123]}.

Liens d'intérêt relevés. L'ABCD affiche le soutien de Boehringer Ingelheim (sponsor fondateur), MSD Animal Health, Vétoquinol, Virbac et IDEXX ; ses textes de 2013 et 2015 mentionnent Merial ^{[34, 52, 29]}. Le groupe vaccinal de la WSAVA est soutenu par MSD Animal Health, et ses quatre auteurs déclarent des soutiens de fabricants ^[33] ; les recommandations de l'AAHA et de l'AAFP déclarent un soutien de quatre laboratoires ^[46] ; un auteur de celles de l'ISCAID déclare des honoraires de deux laboratoires ^[41], et un auteur de celles de l'ISFM est salarié d'un fabricant d'aliments ^[6]. Études financées, réalisées ou signées, en tout ou en partie, par un fabricant ou une entreprise intéressée : Virbac ^{[23, 32, 58, 95, 96, 97]}, Merial ^{[72, 94, 98, 99, 100, 118]}, Merial et Biokema ^[5], Boehringer Ingelheim ^{[49, 101]}, MSD ^{[93, 102]}, Intervet ^{[25, 85, 103]}, Fort Dodge ^[104], Pfizer ^{[105, 162]}, Bayer ^[64], un fabricant japonais ^[106], des fabricants de désinfectants ou de produits pour les mains ^{[70, 83, 107, 182, 183]}, IDEXX, dont le panel PCR est employé ^{[27, 108]}, le fabricant du test d'anticorps évalué, qui a fourni les kits ^[51], Mars Petcare et Zoetis pour la cohorte britannique et sa biothèque ^[24], Nestlé Purina pour les chats et deux auteurs d'une étude cas-témoins ^[144], et la société qui développe le poly(styrène sulfonate), avec ses titulaires de brevets et un fonds d'investissement ^[81]. Pour les oligomères antisens, un coauteur apparaît ailleurs affilié à leur fabricant, lien non confirmé sur l'article ^{[170, 187]}. Un auteur d'une infection expérimentale suisse bénéficiait d'une bourse cofinancée par Merial ^[35] ; la thèse de la première autrice de l'étude européenne de 2017 était financée par MSD Animal Health, et l'antisérum employé venait d'une étude de sécurité du fabricant ^{[86, 93]} ; un auteur de l'étude européenne de 2016 déclare aussi d'autres soutiens industriels ^[32]. N'avoir rien relevé d'autre ne prouve pas l'absence de lien.

Ce que la revue ne contient pas. Aucune posologie ni durée de traitement, même quand la source en donne. Les calendriers vaccinaux sont reproduits en âges et en intervalles, ce qui n'est pas une prescription. Les concentrations de désinfectants sont des conditions d'essai ou de recommandation, et la fiche du produit fait foi. L'historique daté des connaissances figure dans la première partie.

2. Taxonomie, génome et variabilité

Le FCV appartient aux Caliciviridae, genre Vesivirus ^{[1, 28]}. Son génome est un ARN simple brin de polarité positive, non segmenté, d'environ 7,5 kb selon l'ABCD ^[1] ; le profil taxonomique de l'ICTV donne pour la famille 7,4 à 8,3 kb dans son résumé et 6,4 à 8,5 kb dans sa section consacrée au génome ^[28]. Les virions, non enveloppés, mesurent 27 à 40 nm, et leur capside compte 90 dimères de la protéine VP1 ^[28]. Trois cadres de lecture codent la polyprotéine non structurale (ORF1), la protéine de capside VP1 précédée de son peptide leader (ORF2) et la protéine mineure VP2 (ORF3) ; la région E de VP1 juxtapose une région hypervariable 5′, une région conservée et une région hypervariable 3′ ^[1].

Le récepteur cellulaire est la molécule d'adhésion jonctionnelle féline fJAM-A, exprimée aux jonctions serrées des épithéliums et des endothéliums, sur les plaquettes et les leucocytes ^{[1, 109]}. Le sous-domaine P2 de la région E porte à la fois la fixation au récepteur et la reconnaissance immunitaire, et l'ABCD situe un épitope neutralisant linéaire entre les acides aminés 445 et 451 ^[1].

Le virus circule sous forme de quasi-espèces, qui évoluent en culture comme chez le porteur ^[30], conséquence d'un taux d'erreur élevé de la polymérase ^[2]. Les vitesses d'évolution publiées ne mesurent pas la même chose et ne se mettent pas bout à bout. Le résumé de l'étude des quasi-espèces écrit « 0,10 à 1,07 substitution par nucléotide et par an » sur une région hypervariable de la capside ; nous le lisons comme amputé d'un exposant (10⁻²), sans avoir pu ouvrir le texte intégral ^[30], puisqu'une étude de la même équipe situe les taux les plus élevés connus vers 1,3 à 2,6 × 10⁻² ^[31]. Les autres valeurs sont de l'ordre de 10⁻² substitution par nucléotide et par an sur les régions C à E à l'intérieur d'un chat ou d'un foyer ^[79], de 0,05 à 1,4 % par semaine dans un refuge ^[110], et d'environ 7 × 10⁻⁴ substitution par site et par an à l'échelle mondiale, avec un ancêtre commun daté par les auteurs du XVe siècle, dans des intervalles larges ^[111]. Aucun taux de mutation par cycle de réplication propre au FCV n'a été trouvé.

Par convention de travail, deux virus sans lien épidémiologique dont les régions C à E divergent de plus de 20 % appartiennent à des souches distinctes, alors que ceux d'une même flambée divergent en général de moins de 1 à 2 % ^[31]. La diversité est considérable : 123 souches en neuf mois dans l'enquête nationale britannique et 41 en quatorze mois dans deux communautés, la plus fréquente représentant au plus 5 % des virus séquencés de l'enquête nationale, et douze souches sur la seule île de Man ^[31]. En Europe, 46 souches ont été identifiées parmi 72 isolats séquencés, et 13 des 14 souches vues plus d'une fois restaient confinées à un site ^[32]. Un second génogroupe est décrit en Asie de l'Est ^[1], et sa présence chez 8 chats sur 12 à Moscou est mentionnée par la version de 2025 ^[34] ; aucune donnée française de génogroupe II n'a été lue.

La recombinaison, première décrite dans le genre, se situe près de la jonction ORF1/ORF2 ^[112] ; une analyse mondiale de 2023 relève une incongruence phylogénétique entre les deux extrémités du génome et rappelle ce point chaud en citant un autre travail ^[111], alors qu'aucune recombinaison récente n'apparaissait sur 48 échantillons britanniques ^[31]. Des co-infections par deux souches ont été vues chez deux chats de deux colonies différentes ^[25] et dans trois prélèvements, tous français, de l'étude européenne ^[32]. Aucune séquence ni caractéristique antigénique de la capside n'est associée à une forme clinique ^{[1, 80]} ; la question du marqueur de virulence est traitée plus loin (voir § 5).

3. Épidémiologie : prévalences et facteurs de risque

Les prévalences publiées dépendent du recrutement (clinique tirée au sort, commodité, collectivité, malades ou sains), de la méthode (isolement viral, RT-PCR conventionnelle ou en temps réel, sérologie) et du site prélevé ; elles ne se comparent pas entre elles sans revenir à la source. L'annexe les rassemble dans un tableau.

Dans les cliniques tirées au sort, l'isolement viral donne 9,3 % (137/1 468) puis 11,0 % (149/1 350) au Royaume-Uni, de 0 à 37 % selon la clinique, sans effet de la saison ^[31], et 9,2 % (IC 95 % 7,8-10,8) à l'échelle de six pays européens dont la France, dont nous n'avons pas pu lire les résultats par pays ^[86]. Sur un recrutement de commodité dans cinq pays, la prévalence monte à 22,2 % des 409 chats (16,2 % des sains, 34,2 % des malades), avec 27 isolements sur 102 chats en région parisienne ; les auteurs, financés par un fabricant de vaccins, l'attribuent en partie à la surreprésentation des stomatites ^[32]. En Suisse, la RT-qPCR combinée à l'isolement trouve 45 % (IC 38-52) de 200 chats suspects et 8 % (IC 4-15) de 100 chats sains ^[5] ; en Espagne, 144 des 358 chats (40,2 %), dont 15,3 % des 98 témoins ^[8]. La cohorte britannique Bristol Cats, sur écouvillons buccaux prélevés par les propriétaires, donne 13,3 % (57/430 ; IC 10,2-16,8), le FCV y étant l'agent respiratoire le plus fréquent ^[24]. L'isolement sur un échantillon de commodité britannique trouvait 162 positifs sur 622 (26 %) ^[40].

En collectivité, 47 % et 29 % des chats étaient positifs en PCR dans les collectivités européennes avec ou sans coryza en cours (218 refuges, élevages et foyers d'au moins cinq chats, 1 748 chats) ^[88]. À Liège, le FCV était présent chez 129 des 299 chats d'un refuge (43,1 %), dont 99 sans herpèsvirus associé (33,1 %), seul chiffre que donne le résumé ; chaque chat, en quarantaine d'entrée, y était prélevé une fois, par RT-PCR après culture ^[113]. Viennent ensuite 31 puis 26 % de deux séries d'écouvillons britanniques ^[114] ; 28 % des 116 chats recrutés sur quinze mois dans un refuge britannique, positifs au moins une fois pendant leur séjour, pour 13,8 % des 428 écouvillons ^[110] ; 28,1 % sur l'ensemble de huit refuges californiens, de 0 à 67 % selon le refuge (le maximum reposant sur six chats), la fourchette de 13 à 36 % du résumé ne correspondant à aucune ligne du tableau ^[115] ; et 11 % (17/162) dès l'entrée en refuge ^[116]. Les colonies britanniques suivies de 15 à 46 mois, vaccinées chaque année, varient de 0 à 91 % selon la visite, avec des prévalences globales de 6 à 75 % par colonie ^[25]. À l'opposé, 4 des 152 chats sains de 22 chatteries suédoises (2,6 %) excrétaient le virus, sur un prélèvement unique ^[117].

Les données françaises lues se limitent aux 27/102 isolements parisiens ^[32], à une sérologie de 492 chats non vaccinés du Nord-Est rural (86,52 % chez les chats sans propriétaire, 77,18 % chez les chats de propriétaires, qui mesurent une exposition et non une excrétion) ^[118] et aux épidémies hospitalières. Aucune prévalence par PCR en population générale, en chatterie ou en refuge français n'a pu être lue. L'ABCD donne en outre des prévalences selon la taille du groupe, attribuées à deux études suisses ; nous ne les avons pas retrouvées dans leurs textes principaux et ne les reprenons pas.

Facteurs associés au portage, avec leur plan d'étude :

• Taille du groupe. Vie en groupe d'au moins quatre chats : OR 2,11 (IC 1,02-4,34) chez les suspects et OR 46,39 (IC 5,70-377,72) chez les sains, en multivarié, cette seconde estimation étant très imprécise ^[5] ; chaque chat supplémentaire, OR 1,015 en univarié ^[32] ; foyers de plusieurs chats ^[86]. Dans 218 collectivités, des effectifs plus grands et une hygiène jugée moins qu'excellente étaient associés au coryza, et non au portage du FCV ^[88].
• Statut sexuel. Chats entiers : OR 1,80 (IC 0,99-3,28, qui inclut 1) chez les suspects et 22,22 (IC 1,85-266,73, très imprécis) chez les sains, en multivarié ^[5] ; non-stérilisation retenue en Europe ^[86]. Les explications hormonales ou sociales avancées ne sont pas démontrées ^[5].
• Âge. Chats de plus de trois ans moins souvent excréteurs (OR 0,29 ; p = 0,03) ^[25] ; OR 0,9 par année pour chacune des quatre premières années ^[31] ; jeune âge retenu en Europe ^[86].
• Race. Chats de race OR 2,48 (IC 1,37-4,49) dans la cohorte britannique, par comparaison aux autres chats de la même cohorte ^[24].
• Contact avec des chiens. Associé à l'isolement du FCV en multivarié dans l'étude britannique de 2000, association statistique qui ne démontre pas un rôle du chien ^[40] ; contact avec des chiens malades associé au coryza en collectivité ^[88].
• Co-infection. Mycoplasma felis OR 1,75 (IC 0,97-3,14) en multivarié chez les suspects, intervalle qui inclut 1 ^[5].
• Saison. Résultats discordants : aucun effet au Royaume-Uni ^[31], premiers trimestres plus à risque dans un refuge belge ^[113].

4. Portage et excrétion

Sites. L'oropharynx est le premier site de multiplication ; l'excrétion aiguë passe surtout par les sécrétions orales et nasales, et le virus est aussi détecté dans le sang, l'urine et les fèces ^[1]. Chez le porteur, elle est presque exclusivement oropharyngée et fluctue dans le temps ^[66]. Les amygdales et la muqueuse voisine sont des sites de persistance ^{[119, 120]}, mais l'amygdalectomie ne supprime pas le portage ^{[1, 2]}.

Durée. Le porteur a été défini de façon arbitraire, en 1973, comme un chat qui excrète encore 30 jours après l'infection ; dans des colonies, environ la moitié des chats excréteurs à 30 jours ont cessé à 75 jours ^[25], ce qu'une revue modélise comme une demi-vie de 75 jours, simplification qu'elle juge utile ^[2]. La formule de l'ABCD, « la plupart au moins 30 jours, quelques-uns pendant des années, jusqu'à vie », s'appuie sur des travaux de 1976 ^{[1, 66]}. Dans un modèle expérimental récent, dix chats EOPS (cinq vaccinés par un vaccin vivant atténué sept mois plus tôt, cinq témoins) infectés par voie oronasale avec une souche de terrain excrétaient tous du virus réplicatif aux jours 3 et 9 ; du jour 36 au jour 71, un seul chat excrétait encore, et aucun ensuite ; après une seconde infection par une autre souche, 4 sur 10 excrétaient au jour 3 et tous avaient cessé au jour 22 ^[63]. Ce sont les dix chats de l'étude de cinétique reprise plus loin (voir § 7) : deux publications d'une seule expérience, dix chats de laboratoire qui donnent une cinétique, pas une fréquence de portage ^{[35, 63]}.

Profils. Dans trois colonies endémiques, 79 chats suivis par isolement viral se répartissaient en 21 excréteurs constants (27 %, positifs sur au moins 75 % des prélèvements), 40 intermittents (51 %, entre 12 et 73 %) et 18 non-excréteurs (22 %) ; les auteurs y voient la première description de chats apparemment résistants sur de longues périodes, sans pouvoir exclure un artefact d'échantillonnage ^[25]. Seuls deux chats atteignaient le niveau d'excrétion « élevé » de Wardley, et les titres ne différaient pas entre constants et intermittents (p > 0,05), ce qui contredit l'idée que l'intermittence refléterait des quantités sous le seuil de la culture ^{[25, 66]}. L'excrétion des porteurs n'était pas modifiée par un stress naturel ou provoqué ^[66].

Persistance vraie ou réinfection. Sur 31 chats excréteurs prolongés, l'évolution progressive d'un même variant n'était évidente que chez 4 ; chez les autres, l'excrétion prolongée combinait une évolution sur place et des réinfections venues du groupe, si bien que la persistance individuelle vraie est jugée relativement rare ^[79]. Dans les colonies, 13 des 22 excréteurs constants (59 %) n'hébergeaient qu'une souche et 5 (23 %) en excrétaient deux ; chez les intermittents, 30 sur 46 (65 %) gardaient la même souche et 7 (15 %) en excrétaient plusieurs ^[25]. L'immunité d'infection n'est ni durable à vie ni croisée pour toutes les souches ^[1], et une infection antérieure, de terrain ou vaccinale, atténue la maladie due à une souche hétérologue sans protéger contre le portage chronique ^[121].

Vaccination et excrétion. Le sujet est qualifié de controversé par l'ABCD, certaines études montrant une réduction modérée et d'autres un allongement ^[1]. Sur le terrain : aucune association entre vaccination et portage dans des colonies vaccinées ^[25] ; chats vaccinés environ deux fois moins souvent positifs au Royaume-Uni ^[31] ; effet protecteur univarié chez les suspects suisses (OR 0,48 ; IC 0,24-0,94) qui disparaît en multivarié ^[5] ; effet limité aux chats de moins de 48 mois en Europe ^[32]. En épreuve, trois ans après le rappel d'un an, un vaccin inactivé ne réduisait plus l'excrétion, alors que ses auteurs rappellent une réduction observée, dans d'autres travaux, quelques semaines après la primovaccination et un an après ^[100] ; un vaccin vivant récent réduisait les titres excrétés sur les quatorze jours suivant l'épreuve, l'excrétion durant jusqu'au quatorzième jour dans les deux groupes et les titres restant comparables jusqu'au quatrième à sixième jour ^[102]. Ces deux études sont celles des fabricants.

Souches vaccinales. Les souches vivantes, injectées ou intranasales, peuvent être excrétées, ce que l'ABCD juge peu fréquent ^[1]. La lignée F9 représentait 8 des 171 séquences de l'enquête nationale britannique (5 %) ^[31]. Trois isolats d'une colonie infectée de façon endémique, prélevés sur cinq mois, le premier environ deux mois après le dernier usage d'un vaccin vivant, étaient très proches de sa souche, ce qui suggère selon les auteurs un virus issu du vaccin ^[122] ; trois isolats d'une seule colonie ne disent pas la fréquence de cette excrétion. Le RCP archivé de Leucofeligen indique que ses souches vaccinales FCV et FPV peuvent être transmises, sans effet indésirable démontré chez les chats non vaccinés ^[56].

Forme virulente systémique. Une excrétion a été documentée au moins seize semaines après la guérison clinique ^[21]. Dans l'infection expérimentale de dix chatons EOPS menée à Toulouse, l'excrétion titrée en culture culminait au jour 6 ; elle n'était plus détectable sur une partie des écouvillons au jour 11, ni sur aucun au jour 14 ^[72]. Les trois survivants de Nantes n'ont pas rechuté ^[62], et le chat irlandais avait une RT-PCR sanguine négative un mois après sa sortie ^[20] ; trois chats et un cas unique ne renseignent pas sur la durée d'excrétion après une forme systémique.

5. Formes cliniques

Forme aiguë oro-respiratoire

L'incubation de la forme aiguë est de 2 à 10 jours selon l'ABCD, qui s'appuie sur une revue américaine de 2003 que nous n'avons lue qu'en résumé ^{[1, 123]}. Les vésicules, typiquement sur les bords de la langue, évoluent vers une nécrose épithéliale avec infiltrat de neutrophiles et cicatrisent en deux à trois semaines, parfois plus ^{[2, 1]}. Fièvre, anorexie avec hypersalivation, éternuements et jetage séreux sont décrits ; des co-infections par le FHV-1, Chlamydia felis et Mycoplasma felis pourraient expliquer une part des signes respiratoires ^[1]. Une conjonctivite érosive est rapportée, et l'ABCD mentionne, d'après une communication personnelle, de rares ulcères cornéens à forte charge d'ARN sans autre agent, dont le rôle reste incertain ^[1]. Sur 99 chats avec atteinte de la surface oculaire et coryza, 30 des 63 prélèvements positifs l'étaient au FCV, dont 11 sans autre agent, avec des ulcères buccaux chez tous les chats positifs, plus souvent en refuge et entre 0 et 2 mois ^[7].

L'étude transversale suisse donne la mesure la plus fine de l'association des signes au FCV chez 200 chats recrutés dans 24 cliniques pour des signes « évocateurs » ^[5]. Étaient associés à la positivité : gingivite (OR 3,89), stomatite (5,50), stomatite caudale (3,48), salivation (6,48), ulcération buccale (5,33) et linguale (4,27). Jetage nasal (OR 0,37 ; IC 0,20-0,69), jetage oculaire (0,39) et éternuements (0,41) étaient au contraire moins fréquents chez les positifs, tandis que conjonctivite (0,82), anorexie (1,14), apathie (1,01) et fièvre (1,19) ne l'étaient pas. Moins de la moitié des chats jugés suspects étant positifs, les auteurs demandent de redéfinir les signes évocateurs et de confirmer par biologie moléculaire ^[5].

Les infections expérimentales anciennes nuancent ce tableau. Par aérosol, chez 66 chats EOPS et avec dix isolats, les souches virulentes donnaient fièvre, dyspnée et pneumonie en plus des lésions buccales, les souches peu virulentes des lésions comparables de la langue, du palais et des narines, avec peu ou pas d'abattement, de fièvre ou de pneumonie ^[124] ; par voie intranasale, trois souches donnaient une atteinte respiratoire haute uniformément bénigne dominée par l'ulcère lingual ^[65], et la voie d'inoculation déterminait l'extension des lésions ^[125]. Pour une revue britannique, cette prédominance de l'aérosol dans les modèles anciens a pu faire surestimer la pneumonie interstitielle primaire ^[2]. Pedersen défendait une autre lecture, d'une forme aiguë généralement systémique, avec atteinte vésiculaire buccale, arthropathie et pneumonie interstitielle légère, la maladie respiratoire haute restant liée à certaines souches ^[22].

Syndrome de boiterie

Le syndrome associe une boiterie aiguë, transitoire, migrante et fébrile, après l'infection naturelle ou la vaccination ^{[1, 10]}. La lésion est une synovite aiguë avec épaississement synovial et excès de liquide, l'antigène viral siégeant dans des cellules de type macrophage de la synoviale ^{[2, 1]}. La pathogénie n'est pas élucidée : des complexes immuns sont suspectés ^[1]. Une expérience a porté sur 12 chats EOPS, dont six vaccinés auparavant : six ont reçu sous la peau une souche vaccinale apparentée à F9 et quatre une souche de terrain par voie intranasale, deux servant de témoins ; aucun n'a boité, mais l'antigène était présent dans les macrophages synoviaux de 14 articulations chez 5 chats (3 après souche de terrain, 2 après souche vaccinale), avec immunoglobulines et complément, sans isolement articulaire ^[126] ; des groupes de deux à six chats de laboratoire montrent que l'antigène peut gagner la synoviale, sans mesurer la fréquence de la boiterie. Dans une autre infection de 12 chats EOPS, par injection intra-articulaire ou par contact, la souche de terrain F65 donnait une maladie plus sévère que la souche vaccinale, avec forte fièvre, abattement et boiterie ; la souche vaccinale ne donnait qu'une boiterie légère après injection articulaire, comme l'un des deux témoins injectés dans l'articulation, et le virus était isolé d'articulations saines comme atteintes chez les chats exposés à F65 ^[127]. Ces deux expériences viennent du même groupe. Les souches 255 et 2280 donnaient toutes deux ulcères buccaux et boiterie, plus marqués avec 2280, sans différence nette de pathogénicité selon des auteurs affiliés à un fabricant ; la souche 255, qu'ils présentent comme réputée pneumotrope sans que leur essai le confirme, est qualifiée de vaccinale par l'ABCD ^{[105, 1]}.

Le délai de guérison de 24 à 48 heures donné par l'ABCD ne porte aucune référence ^[1], une revue italienne l'attribuant à Pedersen (1983), que nous n'avons pas lu ^[3]. Des cas naturels s'en écartent. Deux chats non vaccinés de sept mois, d'une même portée, ont boité du jour −2 au jour 14 et du jour 9 au jour 19 d'après le tableau, alors que le texte annonce un décalage de 12 jours (11 d'après le tableau) et une boiterie de 11 jours chez le second ; traités, tous deux ont guéri en une quinzaine de jours ^[12]. À Bologne, trois chats de 9 ans, 11 mois et 7 ans avaient une polyarthrite avec ARN dans le liquide synovial (2) ou antigène dans la synoviale (1), sans signe respiratoire ; le troisième a boité par épisodes pendant huit mois avant l'euthanasie, avec synovite fibrineuse diffuse et arthrose, et les auteurs reconnaissent que l'ARN synovial ne prouve pas la causalité ^[13]. Cinq chats en tout, dans deux observations : ils montrent que la boiterie peut durer bien plus de 48 heures, sans en donner la distribution. Chez les suspects suisses, la boiterie concernait 7 chats, dont 5 positifs (OR 3,23 ; IC 0,51-34,67), sans signification ^[5].

Après vaccination, sur 123 réactions déclarées au Royaume-Uni, 20 % étaient orales ou respiratoires seules et 80 % comportaient une boiterie ; le FCV était isolé de l'oropharynx dans 69 % des cas, et la plupart des isolats comparés au virus vaccinal en différaient, ceux qui lui ressemblaient étant surtout associés à une boiterie après la première vaccination ; sur 31 échecs vaccinaux, 24 étaient oraux ou respiratoires et 7 articulaires ^[10]. L'ABCD en conclut que la souche vaccinale n'est pas toujours en cause, la vaccination étant parfois une coïncidence ^[1].

Pneumonie et mortalité du chaton

La pneumonie évolue d'une alvéolite focale à une pneumonie exsudative aiguë puis interstitielle proliférative ^{[2, 1]} ; dans les cas naturels, les macrophages alvéolaires sont les cellules cibles principales, avec des lésions de dommage alvéolaire diffus ^[128]. Chez 21 chatons atteints de pneumonie herpétique, examinés en anatomopathologie, le FCV était co-infectant dans 13 cas (62 %), et ses lésions typiques siégeaient à distance de celles du FHV-1 chez 8 d'entre eux, dans un travail de la même équipe ^[129]. Au Brésil, 28 des 78 pneumonies mortelles étaient virales (15 FCV, 10 FHV-1, 3 les deux) ^[130] ; dans une autre série du même service, sur 60 chats nécropsiés pour maladie respiratoire mortelle, 7 étaient positifs au seul FCV, 12 au seul FHV et 3 aux deux, et 18 de ces 22 chats avaient une pneumonie, les cas des deux séries pouvant se recouvrir ^[131]. Au Royaume-Uni, une maladie infectieuse était identifiée chez 55 % de 274 chatons examinés en histopathologie, le FHV et le FCV étant les principales infections virales avant le sevrage, sans pourcentage propre au FCV dans le résumé ^[132]. Une épidémie du Missouri (1995-1996), dont une souche venait d'un chaton atteint de pneumonie sévère, atteignait 35 % de mortalité dans une colonie, sans que le résumé décrive de forme systémique ^[133].

En élevage, la maladie apparaît le plus souvent vers 4 à 8 semaines, à la baisse de l'immunité passive, peut toucher toute la portée et tuer certains chatons, sans chiffre ^[1]. Pedersen notait que les premières descriptions faisant du FCV une cause majeure de mortalité des jeunes chats n'ont pas été confirmées expérimentalement ^[22]. Aucune mortalité par classe d'âge n'a été trouvée pour la forme classique ou la pneumonie.

Maladie virulente systémique

Définition. L'ABCD décrit un syndrome de réponse inflammatoire systémique sévère, avec coagulation intravasculaire disséminée et défaillance multiviscérale, débutant souvent comme un coryza sévère ; l'œdème cutané, surtout de la tête et des membres, et les ulcérations de la face, des pavillons, du pourtour des yeux, de la bouche et des coussinets en sont les éléments caractéristiques ; ictère par nécrose hépatique ou pancréatite, détresse respiratoire par œdème pulmonaire, pétéchies, ecchymoses, épistaxis et selles sanglantes sont possibles ^[1]. Chez sept chats d'une même épidémie, l'œdème sous-cutané et l'ulcération buccale étaient constants, et l'antigène siégeait dans les cellules endothéliales et épithéliales ^[19] ; selon une revue britannique, l'antigène était absent du foie dans cette série américaine mais présent chez des chats ictériques d'une épidémie anglaise, écart dont la signification reste inconnue ^[2].

Fréquences des signes. Elles dépendent des séries et de leurs dénominateurs. À Nantes, sur 14 chats : fièvre et ulcères linguaux 100 %, atteinte de la face 4/14, des membres 4/14, érythème des sites chirurgicaux ou de ponction 3/14, ictère 2/14 ^[62]. En Corée, sur 18 chats, dont 7 non confirmés par RT-qPCR : anorexie et léthargie 15, fièvre 14, œdème des membres 13 (des quatre membres chez 6), œdème facial et lésions cutanées 6 chacun (7 au tableau pour les lésions cutanées), ulcérations et croûtes toujours précédées par l'œdème des membres, ictère 3, ulcération buccale 2, que le texte chiffre à 12,5 % au lieu de 11,1 % ^[134]. À Alfort, l'hyperthermie touchait 75 % des 12 formes systémiques de 2017 et toutes les 6 de 2018, l'œdème des membres environ 60 % puis 83 % ^[73]. À Toulouse, sur 26 chats de 2005 et de 2010 à 2015, des signes de vascularite étaient présents à l'admission chez 3 des 13 cas primaires et apparaissaient au cours de l'hospitalisation chez 15 des 26 chats, ce que l'autrice arrondit à 60 % ; l'ictère concernait 5 des 9 cas mortels, indicateur pronostique défavorable selon elle ^[74]. Un cas clinique irlandais, accompagné d'une synthèse des cas publiés, donne pour leur ensemble, sans dénominateur, fièvre 88 %, atteinte des membres 49 %, ulcération buccale 47 % et faciale 31 % ^[20]. La biologie des chats coréens montrait surtout, dans cet ordre, lymphopénie, volume plaquettaire élevé et thrombopénie, ASAT augmentée chez 12 des 14 chats testés et SAA augmentée chez les 10 chats dosés ^[134].

Incubation et évolution. De 1 à 5 jours chez les chats exposés à l'hôpital, jusqu'à 12 jours en milieu domestique selon l'ABCD ^[1], médiane de 4,5 jours (1-9) à Nantes ^[62] et de 7 jours (2-14) en Australie, d'où la proposition d'une quarantaine d'au moins 14 jours ^[23]. Les survivants demandent souvent 7 à 10 jours de soins attentifs ^[61], et un chat nantais n'a guéri qu'au bout de 40 jours d'évolution, soigné chez son vétérinaire puis à domicile ^[62] ; la durée médiane de survie atteignait 12 jours à Nantes ^[62]. Les lésions flambaient aux sites d'effraction cutanée au point que les auteurs nantais proscrivent toute ponction, et ils suggèrent une meilleure survie à domicile qu'à l'hôpital ^[62]. Une partie des chats exposés ne tombe pas malade : 11 des 54 chats de Los Angeles (20 %) n'avaient que des signes légers ou aucun ^[21], et 4 chats virémiques sur 17 (24 %) étaient asymptomatiques à Alfort en 2017 ^[73].

Mortalité. L'ABCD l'estime entre 30 et 70 % environ ^[1]. Deux publications récentes, une revue italienne et un cas clinique irlandais, écrivent « 22 à 86 % selon les épidémies » en citant tous deux l'étude australienne de 2021 ^{[3, 20]} ; or cette étude donne 6 morts sur 7, 3 sur 12 et 0 sur 4 dans ses trois épidémies, 9 sur 23 au total (39 %), et son introduction parle de mortalités allant jusqu'à 79 % ^[23]. La borne de 22 % ne s'y trouve pas, et nous ne la reprenons pas. Les dénominateurs varient (chats exposés, malades, confirmés), et certaines épidémies sont chiffrées différemment par leur publication et par les synthèses qui les reprennent : 40 % dans le résumé de Hurley, 65 % dans le tableau récapitulatif de l'article nantais ^{[21, 62]} ; 32 % dans le résumé de Schorr-Evans, dont la discussion compte 6 chats sur 24 morts de la maladie ou euthanasiés pour un pronostic très sombre, plus trois chats de l'hôpital euthanasiés à titre préventif ^[61]. Le tableau de l'annexe recopie chaque chiffre tel qu'écrit. L'âge adulte est associé à une forme plus sévère (OR 9,56) ^[21], mais des chatons de 1,25 et 1,5 mois ^[23], un chaton de vingt jours en élevage avec œdème des coussinets et pneumonie ^[135] et toute une portée en Suisse ^[91] en sont morts.

Vaccination. Tous les chats de terrain de la première épidémie, y compris les trois morts, avaient reçu un vaccin F9, et la souche n'était neutralisée qu'à titre négligeable ou faible par l'antisérum F9 ^[22]. À Los Angeles, beaucoup de chats atteints étaient vaccinés ^[21] ; en Australie, 19 des 21 statuts connus étaient complets, sans association entre statut et mortalité, alors que la discussion avance 76 % de chats complètement vaccinés, chiffre que ni 19/23 (82,6 %) ni 19/21 (90,5 %) ne retrouvent ^[23]. En Corée, la mortalité de 83,3 % chez les chats vaccinés depuis moins de trois ans contre 66,7 % chez les autres est dite « significativement plus élevée », alors que les mêmes auteurs donnent p = 0,647 pour le statut vaccinal ^[134]. À l'inverse, d'après l'ABCD, beaucoup de chats d'une série suisse n'étaient pas ou mal vaccinés ^{[1, 91]}, et la même source rapporte, par communication personnelle, environ 80 % de chats non ou insuffisamment vaccinés dans une épidémie zurichoise non publiée de 2016 ^[1]. Une protection partielle et une maladie plus douce ont été montrées chez des chats infectés en laboratoire, ce qui ne préjuge pas de la protection sur le terrain ^[1].

Origine des épidémies. La plupart sont associées à l'introduction de chats issus de grandes collectivités de sauvetage dans une autre population, une forte réplication des souches ordinaires en refuge favorisant, en hypothèse, l'émergence de variants, selon une revue britannique qui s'appuie sur une revue américaine de 2003 lue par nous en résumé ^{[2, 123]}. En 2001 dans le Massachusetts, le virus est entré par des chats de refuge et s'est propagé par le personnel et le matériel, un employé l'ayant transmis à son propre chat ^[61] ; en Australie, 22 des 23 cas avaient fréquenté l'hôpital en cause dans les 14 jours ou vivaient avec un tel chat ^[23] ; à Toulouse en 2005, des chats d'étudiants ont été infectés à deux reprises ^[72], alors que plus de 700 personnes ayant fréquenté la clinique, contactées ensuite par une enquête téléphonique que l'autrice juge elle-même trop vague, n'ont signalé aucun problème chez leurs chats ^[90]. Aucune diffusion communautaire n'a été observée autour des épidémies hospitalières australiennes et coréennes, sans pouvoir l'exclure tout à fait selon les auteurs coréens ^{[23, 134]}. Contre-hypothèse française : à Toulouse, en 2005 et de 2010 à 2015, seuls 3 des 13 cas primaires avaient fréquenté une collectivité dans les quinze jours, et 11 d'entre eux (85 %) avaient des contacts avec des chats extérieurs au foyer, la discussion de la thèse écrivant 95 %, d'où l'hypothèse complémentaire d'une circulation dans l'environnement extérieur ^[74].

Marqueur génétique. Les souches de chaque épidémie sont génétiquement distinctes, sans motif constant dans la capside ^[2]. Sept isolats de cinq épidémies ne forment pas de clade et ne partagent aucune modification conservée de la capside ni de la protéase-polymérase, tout en infectant plus efficacement les cultures en cycles multiples ^[80]. Plus tard, une analyse des propriétés des acides aminés de la région E de 57 souches (16 systémiques, 41 classiques), par des auteurs salariés d'un fabricant, a fait ressortir sept positions associées au pathotype ^[101], comme le suggérait déjà le regroupement phylogénétique des isolats « hémorragiques » (deux génomes complets et trois séquences partielles publiées) sur un court segment de la capside ^[136] ; cette proposition n'a pas été confirmée sur trois épidémies australiennes, où des virus à plus de 98,65 % d'identité nucléotidique ont été retrouvés chez des chats asymptomatiques, atteints de coryza ou de forme systémique ^[23]. L'ABCD conclut qu'aucun test ne détecte spécifiquement le VS-FCV et que le diagnostic repose sur la clinique et la situation épidémique ^{[1, 34]}.

Formes voisines et atypiques. La « paw and mouth disease », décrite en Australie en 1972, associe œdème et ulcères des pattes, de la tête, de la bouche et de la région périanale chez un ou quelques chats, sans diffusion épizootique ; on ignore s'il s'agit d'une forme légère de VS-FCV ^[1] ; un cas italien de 2021 était guéri au contrôle, environ trois semaines après son admission, et les écouvillons des deux chats du foyer étaient alors négatifs ^[76]. Une épidémie d'allure grippale sévère chez des chats errants adultes d'une île japonaise, sans œdème ni ulcère cutané, n'est pas considérée comme typique par ses auteurs ^[137]. Deux chats d'un foyer japonais sont morts brutalement dans un état d'agitation, le virus étant isolé du système nerveux, mais aussi du poumon, de l'amygdale ou de l'iléon ; l'inoculation expérimentale n'a pas reproduit l'agitation ^[138]. Des dermatites pustuleuses sur l'abdomen tondu après ovariectomie ont été rapportées chez deux chattes complètement vaccinées ^[139]. Dans un hôpital universitaire turc, 15 chattes ont présenté après ovariohystérectomie des ulcères linguaux avec ptyalisme, et 6 ou 7 d'entre elles des lésions cutanées selon le texte ou le tableau ; toutes ont guéri, et le diagnostic reste présomptif, fondé sur la clinique et un test rapide d'anticorps, sans RT-PCR ni isolement ^[140]. Chez des félins d'un zoo américain, des tigreaux ont présenté des ulcères linguaux puis une desquamation de la langue et des coussinets, des lions et tigres adultes des ulcères buccaux ; un lion et un tigreau sont morts ^[141]. Hors la série turque de 15 chattes, ces formes voisines reposent sur des observations d'un ou deux animaux : elles ne permettent ni d'en estimer la fréquence ni de les rattacher avec certitude au FCV.

6. Gingivostomatite chronique

L'inflammation de la gingivostomatite chronique féline (FCGS) dépasse la jonction mucogingivale vers la muqueuse alvéolaire et les autres tissus mous ; une gingivite sévère chez un chat positif au FCV ne suffit pas au diagnostic ^[1]. L'affection est considérée comme à médiation immunitaire, et plusieurs agents infectieux lui sont associés ^{[1, 14]}.

Les études cas-témoins trouvent le FCV nettement plus souvent chez les malades, avec des méthodes hétérogènes (isolement, RT-PCR sur écouvillon ou biopsie, immunohistochimie, métagénomique) : 92 et 79 % des cas britanniques hospitaliers et de clientèle contre 19 % des témoins, 50 % contre 0 % en Amérique du Nord, méthode non précisée dans le résumé ^[78] ; excrétion conjointe de FCV et de FHV-1 chez 88 % des chats atteints contre 21 % des chats atteints de parodontite ^[142] ; ARN chez 53,8 % de 52 malades contre 14,0 % de 50 témoins appariés sur l'âge, anticorps chez 78,8 % contre 58,0 % ^[15] ; ARN dans 40,5 % de 42 biopsies contre aucune de 19, les témoins étant des chats de refuge euthanasiés, en majorité vaccinés ^[143] ; 58,4 % de 154 chats, groupe mêlant formes aiguës et chroniques, contre 15,3 % de 98 témoins ^[8] ; 15 sur 25 (60,0 %) contre 6 témoins sur 25 (24,0 %), par culture, chez des chats de l'installation de recherche d'un fabricant d'aliments, le résumé écrivant par erreur 24 témoins ^[144] ; 20 sur 32 (62,5 %) contre 28 sur 72 (38,9 %) dans le texte et 26 sur 72 dans le tableau, avec un âge médian de 8,5 ans chez les cas et de 0,9 an chez les témoins ^[145] ; FCV chez 21 des 23 malades et aucun des 19 témoins en métagénomique, seul microbe fortement associé ^[42]. Dans une colonie âgée, vaccinée par voie intranasale un an avant, aucun agent ne corrélait à la maladie (9 malades, 36 indemnes), et l'ARN du FCV n'était amplifié chez aucun des malades ^[146] ; l'immunohistochimie n'a trouvé aucun antigène FCV dans les lésions de 26 chats, où figurait l'antigène FeLV chez 30,8 %, et la PCR de leurs écouvillons était négative, les auteurs n'excluant pas des faux négatifs ^[17]. Les synthèses ont glissé avec le temps, d'une excrétion chez environ 80 % des malades contre 20 % des témoins ^[2] à une association forte dont la causalité n'est pas établie ^[1]. Certains de ces témoins sont repris par l'ABCD avec des chiffres qui diffèrent des résumés primaires ; nous citons ces derniers.

La causalité reste à démontrer. Deux isolats de chats atteints, inoculés par voie oronasale, n'ont donné que des signes aigus, sans portage au-delà de 28 jours ni stomatite chronique en dix mois ^[16]. Sur 226 chats de trois populations, un portage oral chronique concernait environ un cinquième des chats, et les chats infectés par le seul FCV n'avaient ni plus de lésions buccales ni des lésions plus sévères que les chats indemnes de tout virus, les plus atteints étant les chats infectés par le FIV et co-infectés par le FCV, avec ou sans FeLV ; ces lésions allaient de la gingivite à la parodontite étendue, sans se limiter à la gingivostomatite ^[147]. Une observation unique, suivie 22 mois, a vu la résolution clinique coïncider avec l'arrêt de l'excrétion, sous plusieurs mesures dont les auteurs ignorent la part ; un cas ne permet pas de conclure à un lien ^[148]. Dans 104 cas positifs suivis par un centre de référé parisien, la charge (de 200 à 1,2 × 10⁶ copies par prélèvement) n'était liée ni à la sévérité de la stomatite caudale (P = 0,5150) ou alvéolaire (P = 0,1719), ni à l'évolution après extractions chez 56 chats, sa seule association étant la présence d'ulcères linguaux (P = 0,0325) ^[18]. La revue systématique de 2025 (17 articles, 1984-2023) conclut à une association démontrée dont causalité et mécanismes restent à élucider, en faisant une place à la dysbiose orale et à d'autres agents ^[14]. Les biais communs à ces travaux sont un appariement imparfait sur l'âge, des méthodes de détection hétérogènes et des amorces qui peuvent manquer des souches ^{[145, 42]}. Le FCV ne paraît pas jouer de rôle dans les résorptions odontoclastiques (9 sur 40, soit 22,5 %, contre 24 % des témoins) ^{[144, 1]}.

7. Diagnostic

Ce que mesure la RT-PCR, et l'absence d'étalon

La RT-PCR détecte l'ARN viral ; des formats conventionnels, nichés et en temps réel ont été développés pour les écouvillons conjonctivaux et oropharyngés, le sang, les raclages cutanés et le poumon ^[1]. L'ABCD la tient pour la méthode de choix, préfère le temps réel pour sa sensibilité et le format quantitatif pour la charge, et demande que tout résultat soit interprété avec la clinique ^{[1, 34]}. Sa fiche de 2025 la dit habituellement plus sensible que l'isolement, tout en rappelant les faux négatifs liés à la variabilité ^[39].

Aucune étude retrouvée ne mesure une sensibilité et une spécificité diagnostiques contre un étalon indépendant de l'infection, et un tel étalon n'existe pas. Les chiffres publiés sont soit analytiques (limite de détection, panels d'isolats de laboratoire), soit relatifs à une autre méthode ou à un « positif composite ». Il faut les lire comme tels.

Sensibilité analytique et comparaisons de méthodes

Une RT-qPCR TaqMan ciblant les 120 premiers nucléotides, très conservés, détectait les 30 prélèvements positifs en isolement sur 102 chats malades, restait négative sur les 72 négatifs et sur 20 chats EOPS, avec une limite estimée à environ 70 copies et la détection de 15 isolats divers, dont deux de forme systémique ^[45]. Deux autres formats détectaient 44 isolats sur 44 ^[149] et 51 isolats sauvages ^[150] ; une RT-PCR en temps réel avec analyse des courbes de fusion des isolats avait été décrite dès 2002 ^[151]. Sur le terrain, en Suisse, 97 des 300 chats (32 %) étaient classés positifs par l'ensemble des méthodes ; le test S1 en direct en trouvait 81 %, le test S2 77 %, et après enrichissement en culture 84 et 81 %, la combinaison atteignant jusqu'à 96 %, aucune méthode seule ne détectant tous les prélèvements positifs ^[36]. Ces 300 chats sont très probablement ceux de l'étude transversale de la même équipe, 200 suspects et 100 sains testés avec les mêmes deux RT-qPCR, ce que le résumé ne précise pas ^{[5, 36]}. Une PCR nichée trouvait davantage de positifs que l'isolement et la RT-PCR conventionnelle (18 écouvillons oculaires sur 47, 23 pharyngés sur 40) ^[152]. En Thaïlande, sans étalon, la PCR nichée et la RT-LAMP trouvaient 17 positifs sur 54 écouvillons (31,48 %), la PCR conventionnelle un seul (1,85 %) ^[44] ; une RT-qPCR à analyse de fusion trouvait 33 prélèvements positifs sur 64, contre 25 pour la RT-PCR conventionnelle des mêmes auteurs, les huit discordants ayant un Ct de 33 à 35, l'article annonçant par ailleurs 66 prélèvements ^[153]. En Turquie, l'isolement trouvait 21 chats sur 107, la combinaison avec la PCR nichée 47 ^[154].

Site, moment et conservation

Une étude munichoise compare les sites sur 104 chats atteints de coryza (2012-2013), à raison de quatre écouvillons chacun, 52 chats étant positifs. Le pharynx détectait 92,3 % d'entre eux (IC 81,8-97,0), la langue 90,4 % (79,4-95,8), le nez 69,2 % (55,7-80,0) et la conjonctive 38,5 % (26,5-52,0), différence globale P < 0,001 ^[38]. Le pharynx seul aurait manqué 4 chats sur 52, la langue seule 5, et l'association pharynx et nez en détectait 96,2 % ; les auteurs recommandent le pharynx si un seul prélèvement est possible et rappellent que le site ne se choisit pas d'après les signes ^[38]. Ils citent une étude allemande antérieure de 68 chats au résultat inverse ^[38]. En refuge, les sites nasal et pharyngé ont donné des résultats comparables pour les agents primaires, sauf Bordetella, trouvée seulement dans le nez ; pour le FCV, un seul écouvillon positif ne permettait aucune comparaison ^[155] ; en Turquie, la PCR nichée était positive sur 23,08 % des écouvillons oropharyngés, 15,24 % des nasaux et 14,02 % des conjonctivaux ^[154] ; chez des chats sains après vaccination vivante, le pharynx l'emportait sur le nez (9/84 contre 3/70 écouvillons) ^[26]. En 2022 comme dans sa version en ligne de 2025, le texte de l'ABCD propose plusieurs sites avec un même écouvillon en commençant par la conjonctive ^{[1, 34]}, alors que la fiche de 2025 qualifie le prélèvement conjonctival de non recommandé et demande, s'il est fait, qu'il précède la fluorescéine ^[39] : les deux consignes coexistent en 2025.

Pour le moment, la cinétique expérimentale montre de l'ARN dès J1 chez dix chats EOPS sur dix, tous positifs jusqu'à J16 et à J22, avec un maximum de 12,5 × 10⁶ copies par cytobrosse au septième jour chez un témoin, une excrétion de virus réplicatif jusqu'à J9 au moins, cessant le plus souvent entre J9 et J15 selon les résultats (entre J9 et J36 selon la discussion), et un dernier positif en RT-qPCR à J99 ^[35]. Aucun chat n'excrétait au-delà de 28 jours dans une autre infection expérimentale ^[16]. Un prélèvement tardif expose aux faux négatifs, hypothèse que formulent les auteurs d'une étude de terrain ^[40].

La conservation modifie le résultat. Sur 104 foyers, aucun des 31 échantillons conservés à −70 °C n'était positif, contre 10 des 73 conservés à 4 °C (P = 0,006) ^[43]. Sur écouvillon sec, la détection restait semblable à 4 °C et à −20 °C, mais la charge se maintenait mieux en milieu de transport, d'où la recommandation d'un milieu, d'une conservation à 4 °C au plus et d'une analyse rapide ^[36]. Les deux résultats ne sont pas directement comparables (formats et matrices différents).

Faux négatifs : mécanismes documentés

• Amorces et souches. La sensibilité dépend des amorces et de la souche ^[1]. À Liège, sur les mêmes 299 prélèvements cultivés, un couple d'amorces ciblant le gène p30 trouvait 116 positifs et un second, ciblant la région hypervariable de la capside, 79, ce qui a conduit les auteurs à combiner les deux ^[113]. Une RT-PCR coréenne largement utilisée n'a détecté aucun des 5 prélèvements positifs en isolement, que la nouvelle RT-PCR trouvait tous ; même sur isolats à 10¹⁰ TCID50, elle n'en amplifiait que 3 sur 5, avec une limite mesurée de 1 × 10⁷ TCID50/mL ; une étude coréenne antérieure faite avec elle avait conclu à une prévalence nulle en refuge ^[37] ; cinq prélèvements suffisent à montrer le défaut d'amorces, pas à en mesurer la fréquence. La métagénomique a montré des mésappariements entre génomes assemblés et amorces courantes ^[42], et seuls 147 des 195 isolats de colonies (75 %) ont pu être séquencés, les auteurs évoquant des échecs d'amplification ^[25].
• Excrétion intermittente. 40 des 79 chats de trois colonies excrétaient par intermittence (voir § 4) ^[25]. La cohorte Bristol Cats l'illustre : sur 42 chats prélevés à deux reprises par leurs propriétaires, les 12 positifs se répartissaient en 3 concordants, 4 positifs au premier écouvillon seulement et 5 au second seulement ^[24]. La qualité variable de ces prélèvements domestiques limite la portée du chiffre.
• Isolement viral négatif. Il échoue si les virions sont peu nombreux, inactivés pendant le transport ou neutralisés par les anticorps des sécrétions ^{[1, 34]}.
• Site, moment, conservation, format : voir ci-dessus ^{[38, 35, 43, 44]}.
• Un négatif peut aussi être juste. Au Colorado, chez 61 à 65 chats de refuge atteints de coryza, deux RT-PCR publiées n'ont trouvé respectivement aucun et un seul positif ; les auteurs, qui avaient aussi cultivé les prélèvements, y voient une faible circulation du FCV dans cette population, et n'évoquent comme cause possible de faux négatif que la dégradation de l'ARN ^[155].

Positifs sans lien causal

Porteurs. Chats vaccinés dans les 21 jours et chatons de moins de huit semaines exclus, 8 % des 100 chats sains suisses étaient positifs, sur prélèvements regroupés (cytobrosse oropharyngée, écouvillons nasal et conjonctival) analysés par deux RT-qPCR, directement et après culture ^[5]. Les autres estimations chez des chats sans signe vont de 2,5 % de chats errants coréens ^[37] à 11 % de chats entrant en refuge en Californie ^[116] et à 27,63 % de 76 chats sains turcs en PCR, ou 38,16 % en y ajoutant l'isolement, dans une même cohorte publiée deux fois ^{[156, 154]}. Chez les jeunes chats de la cohorte Bristol Cats, non sélectionnés sur la santé mais en grande majorité sans signe respiratoire, la prévalence est de 13,3 % ^[24]. Dans l'étude britannique de 2000, 45 des 201 chats sans signe respiratoire étaient positifs en isolement, ce que le texte chiffre à 21 % et le tableau à 22 % (45/201 = 22,4 %) ^[40].

Présence n'est pas cause. Chez 22 chats de refuge atteints de coryza et choisis pour l'euthanasie, 5 étaient positifs en qPCR mais négatifs en immunohistochimie, sans lésion attribuable au FCV ; 15 des 22 avaient reçu un vaccin vivant à l'entrée, et les auteurs préviennent que la co-infection par le FHV-1 peut brouiller la lecture ^[27]. Dans huit refuges californiens, le FCV n'était pas associé au coryza en univarié (OR 1,04 ; IC 0,72-1,51), ce que les auteurs attribuent probablement à l'excrétion asymptomatique de souches proches du vaccin, le FCV restant pourtant dans leur modèle multivarié ^[115]. L'ABCD appelle à la prudence devant toute RT-PCR positive, en raison de la mauvaise corrélation entre ARN et signes ^{[1, 157]}, tout en jugant la relation de cause « probable » chez un chat aux signes typiques ^[34]. Pour l'ISCAID, un positif peut appuyer un diagnostic en présence de signes évocateurs et en l'absence de vaccination récente ^[41]. L'usage systématique de la culture ou de la RT-PCR chez le chat de refuge atteint de coryza aigu apporte, selon des auteurs du Colorado, un bénéfice clinique minime ^[155].

Souches vaccinales. Chez 12 chats adultes sains déjà exposés, l'ARN était présent sur 2 des 69 prélèvements avant un vaccin vivant (2 chats) et sur 12 des 154 après (7 chats, 58,3 %), aux jours 3 à 28, aucun chat n'étant positif plus de deux fois ; 9 des 80 prélèvements après voie intranasale (11,3 %) et 3 des 74 après voie sous-cutanée (4,1 %), sans différence significative, les deux vaccins contenant eux-mêmes de l'ARN amplifiable ^[26]. Chez 5 chatons EOPS vaccinés par voie sous-cutanée avec une souche F9 vivante, aucune excrétion ni ARN sanguin n'a été détecté après la primovaccination, sur des prélèvements quotidiens la première semaine puis espacés ; le rappel de 18 mois, fait sur des chats déjà infectés une fois, n'a pas non plus été suivi d'excrétion ^[35] ; sur cinq chatons, cette absence n'exclut pas qu'une excrétion survienne. En Thaïlande, 9 des 33 positifs avaient un profil de fusion apparenté à deux vaccins ; ces 9 chats étaient sains, 5 vaccinés plus de trois mois avant et 4 jamais vaccinés ^[153]. Entre 2 et 4 des 27 isolats séquencés en refuge californien se regroupaient près de la souche vaccinale ^[115]. Aucune étude ne mesure la durée maximale de détection d'une souche vaccinale après injection ; les effets indésirables des souches vivantes sont repris plus loin (voir § 9). La WSAVA met en garde contre l'aérosolisation d'un vaccin vivant lors de la purge de la seringue ^[33].

Co-infections. À Munich, 42 des 52 chats positifs au FCV (81 %, notre calcul) portaient aussi l'herpèsvirus ou C. felis ^[38] ; dans la cohorte britannique, 5 des 9 chats positifs au FHV et 3 des 5 positifs à C. felis portaient aussi le FCV, le résumé écrivant 44 % pour 5 sur 9 ^[24].

Charge virale

L'ABCD préfère la quantification sans proposer de seuil ^[1]. Les auteurs d'une RT-qPCR en jugent l'usage clinique limité faute de score clinique objectif et de geste de prélèvement standardisé ^[45]. Chez les positifs suisses, les charges étaient plus élevées (Ct plus bas) chez les malades que chez les sains, sans atteindre la signification (Mann-Whitney, p = 0,07), sur une mesure dite semi-quantitative en raison du mode de prélèvement ^[5]. Au cours de la gingivostomatite, 45 des 104 chats (43,3 %) étaient sous 10⁴ copies, seuil fixé sur avis du laboratoire, sans lien avec la sévérité ni l'évolution ^[18]. Dans un essai contre placebo de 37 chats, le nombre de copies baissait plus vite sous interféron, sans différence clinique ^[57]. En infection expérimentale, les charges oropharyngées des vaccinés étaient plus basses aux jours 7, 12 et 13, et la durée de l'ARN sanguin plus courte (médiane 13 contre 36 jours), sans différence de durée ni de fréquence d'excrétion d'ARN ^[35]. Par titrage en culture, les chats en épisode aigu excrétaient 2,0 à 3,3 log10 TCID50 par 0,1 mL, et chez quatre chats le titre baissait avant l'arrêt ^[25]. Une amplification tardive (Ct 30 à 35) appelle la prudence ^[153]. La corrélation inverse entre Ct et grade histologique décrite en refuge concerne le FHV-1, pas le FCV ^[27]. Dans l'épidémie toulousaine, les charges atteignaient 10⁸ copies par écouvillon oropharyngé et 10⁷,³ par raclage cutané, et allaient de moins de 40 à 10⁴,⁵ copies par µL dans le sang ^[72]. Pour séparer une infection responsable des signes d'un portage, ou pour prédire l'évolution, aucun seuil de Ct ou de copies n'est publié.

Séquençage, typage et forme virulente

Sur une région hypervariable de 235 paires de bases, les isolats d'une même épidémie divergeaient de 0,00 à 1,33 %, ceux sans lien de 20,67 à 38,00 %, et la plupart des isolats d'échecs vaccinaux de 21,33 à 38,00 % du vaccin, certains de 0,00 à 5,33 %, ce qui évoquait une origine vaccinale ; deux des trois vaccins vivants contenaient une seconde séquence à 20,67 % de F9 ^[158]. Sur 20 échecs vaccinaux, 20 % des isolats étaient proches du vaccin (0,67 à 2,67 %), avec une concordance de 80 à 95 % entre typages sérologique et génétique ^[159] ; ces deux études puisent dans la même surveillance que la série de 1993, et leurs isolats peuvent se recouvrir ^{[10, 158, 159]}. F9, isolée dans les années 1950, se regroupe avec des isolats contemporains ^[86] : à notre lecture, une parenté avec F9 ne suffit donc pas à affirmer une origine vaccinale. Une RT-qPCR à analyse de fusion distinguait, dans une seule réaction, des souches de vaccins vendus en Thaïlande, des souches sauvages thaïes et des souches de référence de forme systémique, d'après leur séquence et non leur virulence ; à la mise au point, une souche systémique et un vaccin partageaient d'ailleurs le même profil, et les deux souches thaïes notées systémiques se rangeaient dans des profils sauvages ^[153]. La première version de l'ABCD retenait pour la forme systémique l'isolement de la même souche dans le sang de plusieurs malades ^[54] ; la version de 2025 garde la mise en évidence d'une même souche chez plusieurs malades comme critère, tout en écrivant que ni la RT-PCR ni le séquençage ne confirment ou n'excluent seuls une forme systémique ^{[34, 1]}. À Toulouse, le séquençage a confirmé que les huit chats portaient la même souche, sans pouvoir en établir la virulence ^[72].

Isolement viral

L'isolement signale un virus réplicatif, dépend moins de la variabilité que la RT-PCR, et sert de référence pour valider les tests moléculaires, au prix de plusieurs jours à deux semaines et de milieux de transport spéciaux ^{[1, 45, 155]} ; la croissance rapide du FCV en culture peut masquer un FHV associé ^[1]. Les deux méthodes se complètent : après une seconde inoculation, 9 chats sur 10 étaient positifs en RT-qPCR directe ; un chat ne l'a jamais été en culture tout en l'étant en RT-qPCR, un autre ne l'a été dans aucune des deux, et la RT-qPCR restait positive jusqu'à 70 jours après la fin de l'excrétion de virus réplicatif ^[35]. Sur 18 chats de refuge, panel PCR et isolement concordaient sur 53 des 54 écouvillons (98,1 %), mais le FCV n'était trouvé que chez 2 chats en PCR et 1 en isolement : l'accord porte presque entièrement sur des négatifs ^[108]. Les grandes études de portage reposent sur l'isolement ^{[25, 66, 40]}.

Sérologie : diagnostic et protection

Diagnostic. Neutralisation et ELISA mesurent des anticorps dont la prévalence très élevée, par infection et vaccination, empêche tout usage diagnostique ^[1] : 255 des 276 chats de propriétaires (92,4 %) étaient positifs en ELISA ^[48], 62,2 % de 111 adultes (IC 52,9-70,1) en neutralisation et 77,2 % (IC 67,5-84,6) en ELISA avant vaccination ^[49]. La neutralisation dépend de la parenté entre la souche du test et celle qui a infecté ou vacciné le chat, l'ELISA détectant un spectre plus large ^{[49, 1]}. Dans les colonies britanniques, aucune sérologie n'a pu être faite, et les auteurs notent qu'elle aurait mal distingué anticorps vaccinaux et anticorps d'infection ^[25].

Protection : deux formules dans le même texte de l'ABCD. La mise à jour de 2022 écrit, au chapitre de l'immunité, que les titres neutralisants sont en général bien corrélés à la protection contre une épreuve homologue (§5.2). Le §7.3, consacré au diagnostic, tient les titres neutralisants pour utilisables dans l'estimation de la protection individuelle, sous réserve d'une interprétation prudente, un faux négatif restant possible en l'absence de réaction croisée avec la souche employée au laboratoire. Son chapitre de la vaccination juge au contraire limitée la valeur des tests d'anticorps pour prédire la protection, en raison de la variabilité des souches et du rôle de l'immunité cellulaire, et reprend la conclusion d'une étude de terrain selon laquelle ce test ne remplace pas la vaccination (§9) ^{[1, 49]}. La version en ligne mise à jour le 27 mars 2025, autorisée par la même première autrice, garde ces formules dans les mêmes termes : l'ABCD n'a pas tranché en 2025 ^[34]. Son texte de 2022 consacré à la vaccination et aux tests d'anticorps tient la même double position. Il écrit que, pour le FCV, une corrélation entre titres et protection n'existe pas ou reste moins claire, que des chats sont protégés sans anticorps neutralisants détectables, que les IgA muqueuses seraient un meilleur corrélat mais se mesurent mal, et que la variabilité des souches limite la valeur prédictive ; il rappelle aussi que la protection a été corrélée aux anticorps neutralisants comme à l'immunité cellulaire ^[50]. Tranchent en revanche la fiche de l'ABCD de 2025, qui exclut les tests au chevet de la décision vaccinale ^[39], la WSAVA en 2024, pour qui les anticorps ne prédisent pas de façon fiable la protection et leur absence ne prédit pas la sensibilité ^[33], et l'AAHA et l'AAFP en 2020, qui les jugent non fiables pour évaluer l'immunité ^[46]. Une thèse vétérinaire lyonnaise de 2023 limite l'intérêt des tests sérologiques vaccinaux au parvovirus et à la rage, seules valences dont la corrélation avec la protection est prouvée ^[160].

Les données favorables existent, mais leur cadre est étroit. En 1975, les réponses en anticorps concordaient avec la protection, ou avec son absence, lors d'épreuves expérimentales ^[161] ; une équipe suisse rapporte que ces auteurs avaient suggéré un titre d'au moins 1:16 comme signe de protection et d'au plus 1:7 comme signe de sensibilité à une souche hétérologue, seuils que nous n'avons pas pu vérifier dans l'article de 1975 ^[35]. Pour des chats de laboratoire vaccinés puis éprouvés 9 à 36 mois plus tard, la valeur prédictive positive de l'ELISA atteignait 100 %, la valeur prédictive négative n'étant pas donnée dans le résumé ^[48]. Chez 272 chats vaccinés, 97,8 % atteignaient un titre neutralisant d'au moins 1:32 ou répondaient au rappel, ce que les auteurs, dont le premier est salarié d'un fabricant, ne tiennent pas pour équivalent à une épreuve, tout en concluant à une protection suffisante ^[162]. À l'opposé, des chatons vaccinés étaient protégés de la même façon avec ou sans anticorps neutralisants dirigés contre la souche vaccinale, dans une étude du fabricant ^[95], l'arrêt de l'excrétion ne suivait pas les anticorps sériques ou salivaires ^[16], et l'on ignore quel titre neutralisant correspond à la protection contre la maladie ^[35]. Enfin, cinq chats adultes sont restés sans anticorps détectables pendant les 28 jours suivant un vaccin inactivé, les auteurs évoquant une réponse cellulaire non mesurée ; l'étude ne comportait pas d'épreuve et ne dit donc rien de leur protection, et cinq animaux font un constat, non une fréquence ^[49].

Tests d'anticorps au chevet. Un ELISA semi-quantitatif comparé à la séroneutralisation chez 344 chats de refuge avait une sensibilité de 90 % (IC 87,3-92,7), une spécificité de 91 % (88,5-93,5), une valeur prédictive positive de 85 % et négative de 94 %, avec une très bonne concordance entre lecteurs (kappa 0,87 à 0,90) ; le seuil de 32 était celui du fabricant et du laboratoire universitaire, que l'étude ne relie à aucune épreuve (remarque de notre part), et le fabricant du test avait fourni les kits ^[51]. Cette valeur prédictive négative tombait à 76 % si 75 % des chats avaient des anticorps protecteurs, ce qui rappelle qu'elle dépend de la prévalence ; et ces chiffres mesurent l'accord avec une autre sérologie, pas avec la protection ^[51].

Tests rapides de détection

Selon la version en ligne de 2025, on ne dispose d'aucun test commercial de détection rapide ayant fait l'objet d'une évaluation indépendante ^[34]. Cinq requêtes dans PubMed, le 20 octobre 2026, n'ont retrouvé aucune publication comparant un test rapide commercial de détection du FCV à la RT-PCR ou à l'isolement sur des prélèvements de chats ; les performances affichées par des fabricants ne reposent sur aucune publication retrouvée et ne sont pas reprises ici. La détection d'antigène par immunofluorescence est rapide et peu coûteuse mais relativement peu sensible ^[45]. Les méthodes moléculaires rapides (amplification isotherme lue sur bandelette, RPA ou RAA couplées à CRISPR, RT-LAMP colorimétrique) restent au stade de la recherche : leur applicabilité aux souches de terrain n'est pas démontrée ^{[1, 34]}, une extraction d'ARN reste nécessaire, et la version de 2025 signale pour l'une d'elles un risque de faux positifs par contamination ^[34]. La RT-LAMP thaïlandaise, avec une limite de 14,3 × 10¹ copies par µL, trouvait autant de positifs que la PCR nichée sur 54 écouvillons, sans étalon ^[44].

Panels multiplex

Les panels respiratoires associent dans une même analyse FCV, FHV-1, C. felis, Mycoplasma et Bordetella. L'ISCAID rappelle que ces agents sont amplifiés chez des chats sains comme malades et que les souches vaccinales sont détectables un temps après la vaccination ; elle admet qu'un positif peut appuyer un diagnostic chez un chat aux signes évocateurs, et que ces tests peuvent aussi servir en cas d'épidémie en collectivité, en prélevant si possible plusieurs malades pour gagner en sensibilité et en valeur prédictive positive ^[41]. Chez les 100 chats sains suisses, M. felis était trouvé chez 31 %, le FHV-1 chez 9 %, le FCV chez 8 %, B. bronchiseptica chez 2 % et C. felis chez 1 %, 14 % étant co-infectés ^[5]. L'ABCD juge les formats multiplex potentiellement moins sensibles ^[1], alors que l'équipe australienne qui en a mis un au point le trouvait aussi sensible in vitro que les tests simples ^[43]. Le petit échantillon de 18 chats déjà cité donnait une concordance de 98,1 % pour le FCV, avec 2 chats positifs en PCR et 1 en isolement, contre 57,4 % pour le FHV-1, dans une étude dont un auteur travaille pour l'entreprise qui commercialise le panel ^[108].

Valeur d'un résultat négatif

Les recommandations le formulent clairement : un résultat négatif n'exclut pas l'infection, y compris pour la forme systémique, où les mesures d'hygiène se prennent dès les signes compatibles ^{[1, 34]}. Les mécanismes de faux négatif sont documentés plus haut ; aucune source ne les chiffre en conditions cliniques.

Aucune valeur prédictive négative clinique n'a été retrouvée contre un étalon indépendant de l'infection. Les seules disponibles sont relatives : 72 négatifs sur 72 concordants par rapport à l'isolement, lui-même imparfait ^[45] ; 100 % pour la RT-LAMP par rapport à la PCR nichée sur 54 écouvillons ^[44]. L'exemple du test d'anticorps, dont la valeur prédictive négative passe de 94 à 76 % selon la prévalence, rappelle qu'aucune valeur prédictive ne se transpose d'une population à l'autre ^[51]. Un négatif obtenu par RT-qPCR validée sur un large panel de souches, à partir d'un écouvillon oropharyngé correctement conservé, rend moins probable une excrétion importante au moment du prélèvement : c'est notre lecture de l'ensemble ^{[38, 45, 36]}, non une mesure.

Sur la protection, le silence des sources est complet dans les deux sens : la RT-PCR n'y est jamais présentée comme un indicateur d'immunité, jamais employée comme tel, et nulle part il n'est écrit expressément qu'elle n'en est pas un. Ce qui suit est une convergence de faits, dont l'interprétation est la nôtre. La vaccination protège de la maladie sans prévenir l'infection ^{[1, 33]} ; en isolement, 131 des 506 chats britanniques complètement vaccinés excrétaient le FCV (26 %), contre 24 des 81 non vaccinés (30 %) ^[40] ; l'équipe suisse écrit que, faute d'immunité stérilisante, la protection vaccinale ne peut être jugée sur le seul statut PCR ^[5], et celle de la cohorte britannique attribue à cette même absence le défaut de lien entre vaccination et détection ^[24]. Lors d'une seconde inoculation, un chat vacciné, infecté une première fois un an plus tôt et revacciné un mois avant, est resté négatif en RT-qPCR et en culture pendant que son titre en immunofluorescence passait de 2 560 à 5 120 ; les auteurs, certains que l'infection a bien eu lieu, évoquent une immunité locale ^[35] ; un seul chat illustre cette hypothèse sans la démontrer. Seule nuance publiée : l'hypothèse d'une résistance chez 18 chats jamais excréteurs malgré l'exposition, que ses auteurs ne peuvent distinguer d'un artefact d'échantillonnage ^[25].

Chez le chat vacciné, aucune étude ne mesure la sensibilité de la RT-PCR ; les charges plus basses mesurées chez les vaccinés aux jours 7, 12 et 13 d'une infection expérimentale ^[35] pourraient faire manquer des infections, ce qui n'a pas été évalué. Chez le chaton porteur d'anticorps maternels, aucune étude de sensibilité n'a été trouvée non plus. Les anticorps maternels ont une demi-vie d'environ 15 jours et disparaissent entre 10 et 14 semaines chez 12 chatons non infectés de 4 mères immunes ^[77] ; à six semaines, 12 des 61 chatons d'un essai de terrain avaient un titre inférieur à 1:4 (19,7 %), le maximum atteignant 1:1 024 et la moyenne géométrique environ 1:64 ^[85]. Issus de 4 mères rendues porteuses en laboratoire avec la souche 255, 16 chatons se sont tous infectés entre 3 et 9 semaines, avec des titres maternels de 1:4 à 1:24, et ont excrété de 3 à 11 semaines, 11 d'entre eux ayant des signes, aucun grave ^[47]. Dans cette étude, des titres maternels de cet ordre n'ont donc empêché ni l'infection ni l'excrétion.

Dépistage en collectivité

L'ABCD ne recommande pas de tester le FCV à l'entrée en refuge en l'absence de signes, et propose une quarantaine d'au moins trois semaines quand le logement n'est pas idéal ^[52]. Son outil de 2024 conseille de supposer qu'un groupe de taille moyenne à grande contient des porteurs, rappelle que les chats vaccinés peuvent le devenir, et indique que les tests servent à confirmer les agents chez les malades ^[53]. Ses recommandations pour l'élevage décrivent vaccination de la mère, mise bas isolée et portée séparée, sans protocole de dépistage par PCR répétées ^{[1, 34]}. Les excréteurs constants entretiennent l'infection, et les identifier serait utile pour assainir une colonie, mais un prélèvement unique classe mal un chat quand la moitié excrètent par intermittence ^[25], ce que les doubles prélèvements de la cohorte britannique confirment indirectement ^[24]. Après une épidémie de forme systémique, les auteurs de Los Angeles recommandaient d'isoler les chats exposés jusqu'à confirmation d'un statut négatif, sans que leur résumé, seul lu, définisse cette confirmation ^[21], et l'ABCD écrit qu'aucune durée de quarantaine ne garantit qu'un chat exposé est sûr ^[1]. À Nantes, six chats placés en quarantaine ont été rendus après une RT-PCR négative, pratique décrite et non évaluée ^[62]. Aucune des recommandations lues (ABCD 2013, 2022, 2024 et 2025, WSAVA 2024, AAHA et AAFP 2020, ISCAID 2017) ne fixe de nombre de PCR négatives ni d'intervalle pour déclarer un chat non porteur ^{[1, 34, 53, 52, 33, 46, 41]}.

8. Traitement et antiviraux

Soins de soutien. Peu de chats ont besoin d'un traitement spécifique ; les plus atteints peuvent bénéficier de soins intensifs : correction de la déshydratation et des troubles électrolytiques par voie intraveineuse, alimentation appétente et réchauffée, nourrissage à la main, régimes liquides hyperénergétiques, stimulants de l'appétit, sonde au-delà de trois jours d'anorexie ^[1]. La règle des trois jours rejoint celle, générale, de l'ISFM pour le chat hospitalisé inappétent ; l'ISFM range la maladie nasale parmi les contre-indications de la sonde naso-œsophagienne et admet l'œsophagostomie en cas d'atteinte de la tête ou du nez ^{[6, 1]}. Les anti-inflammatoires non stéroïdiens peuvent réduire fièvre et douleur buccale une fois la déshydratation corrigée, idéalement quand le chat mange ; le maropitant est parfois employé sans étude d'efficacité dans ce contexte ; nébulisation de sérum physiologique, soins des narines et mucolytique complètent la prise en charge ^{[1, 54]}. Pour la boiterie, les anti-inflammatoires sont décrits comme utiles ^[1].

Antibiotiques. L'ISCAID ne recommande pas d'antibiotique devant un jetage séreux, observe d'abord un jetage mucopurulent isolé, et n'envisage l'antibiothérapie qu'en présence de fièvre, d'abattement ou d'anorexie associés ; elle ne recommande pas de culture du jetage en phase aiguë, juge la durée optimale inconnue, et propose un choix de molécules selon les agents suspectés, que nous ne reprenons pas : ce choix relève du vétérinaire ^[41]. L'ABCD le laisse aussi au clinicien pour les formes sévères avec suspicion de surinfection ^[1].

Statut réglementaire en France. L'Index ANSES-ANMV ne contient, en dehors des vaccins, aucun médicament dont l'indication vise le FCV ^[55]. La nitazoxanide et la mizoribine n'y figurent pas ; méfloquine, ribavirine et famciclovir y sont listés comme substances sans aucune spécialité ; le sérum hyperimmun Feliserin est absent ^[55]. L'interféron oméga félin recombinant (Virbagen Omega, AMM centralisée de 2001) est indiqué chez le chien dans la parvovirose et chez le chat dans le traitement des infections à FeLV et FIV à un stade non terminal ; son emploi contre le FCV relève donc de la cascade, hors AMM ^{[55, 56]}. Les recommandations l'évoquent comme autorisé pour ces seules indications dans certains pays européens ^[1]. Hors d'Europe, une étude australienne le dit autorisé contre le FCV en Australie ^[163], et une étude japonaise le dit employé contre ce virus au Japon ^[164] ; ces statuts n'ont pas été vérifiés.

Essais cliniques et expérimentaux. Ni l'ABCD ni une étude australienne ne connaissent d'antiviral spécifique disponible ^{[1, 163]}. Effectifs, plans et liens d'intérêt figurent dans le tableau de l'annexe (voir § 16).

• Interféron oméga. In vitro, un interféron félin recombinant, dont le résumé ne précise pas le type, inhibait 47 isolats de terrain avec une sensibilité variable, sans lien avec les échecs vaccinaux ^[164]. Face au coryza aigu, un essai randomisé en double aveugle contre placebo (37 chats, tous sous traitement symptomatique) ne trouvait de différence sur aucune variable clinique ^[57]. Dans la stomatite caudale réfractaire de chats positifs, un essai multicentrique randomisé en double aveugle contre prednisolone, sans bras placebo et financé par le titulaire de l'AMM, a analysé 39 chats (24 et 15) : amélioration intragroupe sous interféron, aucune différence entre groupes pour la plupart des critères sauf la douleur à J60 et J90, guérison ou nette amélioration chez 45 % contre 23 % sans signification, traitement de secours chez 8 (33,3 %) contre 9 (60 %), sans signification ; les pourcentages du tableau 5 ne tombent juste que sur 20 et 13 chats évalués, selon notre calcul ^[58]. Une étude japonaise de 17 chats (13 sous interféron sous-cutané, 4 sous corticoïde) décrit des améliorations intragroupes ^[165].
• Sérum hyperimmun. Randomisé en double aveugle contre placebo chez 42 chats en coryza aigu dû au FCV ou au FHV-1 (22 et 20) : amélioration dès J3 contre J7 sous placebo, égalité à J7, pas de différence d'excrétion à J21 ; pour l'ABCD, son intérêt pourrait ne pas suffire à justifier l'emploi ^{[89, 1]}. Des fragments F(ab')2 équins ont réduit charges et scores chez des chats infectés en laboratoire, dans un petit essai (groupes de quatre chats achetés en animalerie) dont les résultats chiffrés sont incohérents par endroits, mené par l'équipe de l'étude sur la nitazoxanide ; aucun chat malade de terrain n'a été traité, et ce résultat ne se lit pas comme une efficacité clinique ^[166].
• Ribavirine. Active in vitro selon un autre travail du même auteur, que nous n'avons pas lu, mais sans effet net dans un criblage in vitro plus récent ^[163], elle n'apportait chez des chats infectés en laboratoire ni bénéfice clinique ni réduction de l'excrétion, et aggravait les anomalies clinico-biologiques, surtout par des hémorragies liées à une thrombopénie profonde, avec baisse des globules rouges et blancs, élévation des ALAT, ictère et perte de poids, en grande partie réversibles ^[167] ; l'ABCD écarte son usage systémique pour cette toxicité ^[1].
• Méfloquine, NITD008, 2′-C-méthylcytidine. Inhibition in vitro de la méfloquine sur F9 et sept isolats australiens oro-respiratoires, avec un faible indice de sélectivité ^[163], de la 2′-C-méthylcytidine sur F9, en synergie avec la nitazoxanide ^[168], et de ces deux molécules et du NITD008 sur des isolats australiens, dont des isolats de forme systémique ^[23]. Aucune donnée chez le chat : une inhibition in vitro ne dit rien d'une efficacité clinique.
• Nitazoxanide. Active in vitro, en synergie avec la mizoribine ; chez 32 chatons infectés en laboratoire (huit groupes de quatre), elle réduisait signes, charges trachéales et pulmonaires et excrétion ; un décès est survenu dans trois des groupes traités et chez un témoin (3 sur 24 contre 1 sur 8), alors que les auteurs concluent à une baisse de la mortalité, sur des effectifs trop faibles pour en juger ; aucun chat malade de terrain n'a été traité, et rien ici ne vaut efficacité clinique ^[169].
• Oligomères morpholino antisens. Dans des foyers naturels de calicivirose sévère, 47 chatons traités sur 59 ont survécu contre 3 sur 31 non traités (79,7 % contre 9,7 %, notre calcul) ; le résumé ne dit pas comment les chatons ont été répartis, et aucun produit n'est disponible ^[170].
• Poly(styrène sulfonate) de sodium. Molécule expérimentale sans AMM. Essai randomisé en double aveugle contre placebo chez des chats positifs atteints de gingivite ou de gingivostomatite chronique, 14 contre 14, en complément du traitement dentaire : baisse de charge dans les deux groupes, plus marquée sous traitement (comparaisons intragroupes, p = 0,001 contre p = 0,012), 7 chats sur 14 négatifs en fin d'étude contre 3 sur 14 (21,4 %, que l'article arrondit à 22 %) ; l'indice de santé buccale s'améliorait dans les deux groupes sans différence, alors que le résumé le dit inchangé, et un score de signes buccaux s'améliorait dans le seul groupe traité selon les auteurs. Essai monocentrique dit préliminaire, coauteurs titulaires de brevets et liés à la société qui développe la molécule, un isolat clinique inhibé à 85 % environ seulement in vitro ^[81].
• Autres pistes expérimentales. Lapachol, inhibiteur de la DHODH, et CpG49, agoniste du TLR9, réduisent l'excrétion chez des chats infectés en laboratoire, sur des effectifs non précisés dans les résumés ; aucune donnée clinique ^{[171, 172]}.
• Lysine. La supplémentation de 261 chats de refuge ne réduisait pas la maladie respiratoire et s'accompagnait de plus de formes modérées à sévères en semaine 4, dans une étude qui recherchait aussi le FCV, sans effet rapporté sur sa détection dans le résumé ^[87].

Forme virulente systémique. Soins intensifs, interféron et préparations d'anticorps sont rapportés avec des améliorations anecdotiques ; les glucocorticoïdes restent controversés ; aucune étude contrôlée n'a été publiée et aucun traitement spécifique n'est connu ^[1]. Les chats australiens ont reçu fluides et analgésie ^[23] ; la fiche du LOOF énumère oxygène, transfusion, perfusions, analgésie, antibiothérapie et alimentation par sonde ^[59].

9. Vaccination

Statut. Le FCV fait partie des vaccins essentiels pour la WSAVA (2024), l'AAHA et l'AAFP (2020) et l'ABCD, qui recommande de vacciner tous les chats, y compris les chats guéris dès la fin des signes ^{[33, 46, 1]}. Le conseil scientifique du LOOF demande la vaccination de chaque chaton ^[59].

Ce que protège le vaccin. Bonne protection contre la maladie aiguë orale et respiratoire dans la plupart des cas, sans prévention de l'infection ni de l'excrétion ^[1] ; protection partielle contre la maladie, ni contre l'infection ni contre le portage, pour la WSAVA ^[33]. Une revue de 2006 jugeait les vaccins très efficaces sur la majorité de la maladie clinique, avec des échecs occasionnels et, pour les vaccins vivants, une maladie vaccinale occasionnelle ^[173]. En inoculation expérimentale par voie orale, qui n'est pas la voie de vaccination, toutes les souches vaccinales testées dans une étude californienne de 1995 provoquaient une maladie aiguë et une excrétion orale prolongée ^[121].

Vaccins autorisés en France au 20 octobre 2026. L'Index ANSES-ANMV recense 17 spécialités avec une valence calicivirus, toutes pour le chat, sur ordonnance, injectables, aucune intranasale ni monovalente ^[55]. Elles reposent soit sur la souche F9 vivante atténuée (Feligen CR, CRP et CRP/R, Nobivac Ducat, Nobivac Tricat Trio, Versifel CVR, Leucofeligen FeLV/RCP et les cinq Nobivac NXT autorisés en juillet 2026), soit sur les souches 431 et G1 inactivées sans adjuvant (les cinq Purevax) ^{[55, 60]}. Fevaxyn Pentofel, dernière spécialité européenne trouvée à souche 255 inactivée, n'est plus disponible : son autorisation a été retirée à la demande du titulaire, le 4 octobre 2024 selon la base de produits de l'Union ^{[60, 3]}. Quant aux RCP, la plupart promettent la réduction des signes cliniques, ceux de Feligen parlant d'immunisation active ; Versifel CVR revendique aussi la réduction de l'excrétion, « non démontrée » au début de l'immunité, et les RCP Purevax lus (versions 2022-2023) l'indiquent en rubrique 5 pour la mise en place de l'immunité et pendant un an, alors que Nobivac Tricat Trio écrit « prévenir » pour la panleucopénie ^{[55, 56]}. Le détail par spécialité figure en annexe ; les RCP des Nobivac NXT n'ont pas été lus, et les versions archivées des RCP centralisés peuvent différer des versions en vigueur.

Souches et protection croisée. La protection croisée reste incomplète, aucune souche vaccinale ne couvrant la diversité des isolats de terrain ^{[1, 33]}. Un antisérum de haut titre, mis en commun chez quatre chats EOPS ayant reçu à deux reprises dix doses d'un vaccin F9 dans une étude de sécurité du fabricant, neutralisait 97 % des isolats européens (titres 1:4 à 1:5 792), mais 26,5 %, 35,7 % et 50 % seulement à 5, 10 et 20 unités d'anticorps ^{[86, 93]}. Au Royaume-Uni, l'antisérum F9 neutralisait 87,5 % de 40 isolats et l'antisérum 255 en neutralisait 75 % (dilution d'au moins 1:2), mais 25 % et 15 % seulement à 20 unités d'anticorps, et, sur 1 206 chats, les vaccinés avaient un risque réduit d'être positifs ^[92]. Entre 2001 et 2013-2014, aucune dérive génétique ni antigénique par rapport à F9 n'est apparue, 97 et 100 % des isolats étant neutralisés à 1:8, dans une étude financée par un fabricant de vaccins F9, qui reprend des isolats des deux études précédentes et l'antisérum de la première ^[93] ; la distance médiane entre F9 et des isolats récents (39,2 %) est proche de celle des isolats entre eux (40,1 %), selon une autre étude financée par un fabricant de vaccins F9 ^[32]. D'autres travaux, non lus, montrent des antisérums de souches plus récentes neutralisant davantage d'isolats, et l'ABCD attribue la divergence aux populations et aux méthodes ^[1]. La combinaison G1 et 431, en une injection, protégeait mieux que chaque souche seule 32 chatons EOPS (dont 8 témoins, quatre par souche d'épreuve et par groupe, des groupes trop petits pour chiffrer un écart), avec une corrélation modérée entre titres neutralisants et protection, et la protection hétérologue d'un vaccin bivalent inactivé, souches systémiques comprises, suivait la neutralisation croisée in vitro, dans deux études d'un même fabricant ^{[94, 98]}. Les antisérums de chats vaccinés avec un vaccin trivalent japonais neutralisaient in vitro 50 des 58 isolats (86,2 %), contre 37 et 25 pour deux vaccins commerciaux ^[106]. Associé à une souche systémique, un vaccin inactivé américain a évité la forme systémique chez ses 20 chatons vaccinés, les 9 témoins étant tous malades, après une épreuve par cette même souche, la seule réalisée ; ses antisérums neutralisaient 30 des 43 isolats testés, contre 10 pour un vaccin à souche unique, dans une étude du fabricant ^[104]. Ni ce vaccin ni le vaccin japonais ne sont disponibles en Europe ^[1]. En Chine, d'après l'ABCD, sur 516 chats présentant des signes compatibles, les chats correctement vaccinés avec des vaccins à souche 255 étaient environ 2,9 fois moins souvent infectés, efficacité que les auteurs jugent pourtant insatisfaisante ^[1]. La date d'isolement de F9 varie selon les sources : années 1950 ^[1], 1958 selon une étude australienne qui cite un travail de 1999 ^[163], 1950 ^[3].

Comparaisons entre vaccins. Les comparaisons directes entre Leucofeligen (F9 vivant) et Purevax RCP FeLV (431 et G1 inactivés) ont été menées par le fabricant du premier. Chez 30 chatons EOPS, dans une étude randomisée mais non aveugle, le premier vaccin faisait mieux sur la température et l'excrétion à J8, J9 et J11 ; pour le score cumulé, seul ce vaccin différait significativement des témoins, sans différence significative entre les deux vaccins ^[96]. Une seconde étude porte sur une seule injection, avec épreuve à trois semaines ^[97]. Le fabricant du second rapporte, pour un vaccin de la même gamme sans valence leucose, une protection une semaine après la seconde injection de primovaccination ^[99], et pour Purevax RCPCh FeLV une durée de trois ans après le rappel d'un an, portant sur la fréquence des formes sévères, sans réduction de l'excrétion ^[100]. Aucune comparaison indépendante n'a été trouvée.

Durée et début d'immunité. Un vaccin inactivé adjuvé conférait une protection partielle 7,5 ans après la vaccination chez des chats EOPS gardés à l'abri (efficacité relative 63 %, 9 vaccinés contre 8 témoins, dix-sept chats sur lesquels ce pourcentage reste fragile), sans prévention de l'infection ni de l'excrétion ^[174]. Un vaccin vivant américain protégeait contre les ulcères buccaux 20 chats sur 20 trois ans après la primovaccination, les 10 témoins étant tous atteints, l'excrétion n'étant pas mesurée, dans une étude financée par le fabricant ^[103]. Pour Nobivac NXT HCPChFeLV, seul produit de la gamme testé, le fabricant rapporte une réduction des signes une semaine après la seconde injection et trois ans après la primovaccination suivie d'un rappel à un an, mais seulement une tendance à un an (p = 0,0894), l'excrétion étant réduite aux trois échéances ^[102]. Un vaccin F9 vivant réduisait chez des chats EOPS les scores cliniques, la température, les protéines de phase aiguë, les charges et la durée de l'ARNémie après la première de deux épreuves hétérologues, sans signe ni excrétion après la vaccination elle-même ; après la seconde, faite un an plus tard sur des chats déjà infectés, aucune différence n'a été mise en évidence ^[35]. Protecteurs en quatre à six jours, les vaccins vivants intranasaux ne sont plus disponibles en Europe ^{[33, 1]}.

Forme virulente systémique. Dans de nombreuses épidémies, la vaccination n'a pas protégé, alors qu'une protection partielle a été montrée expérimentalement ^{[1, 22, 23]}. Devant des cas chez des chats à jour de leur vaccination, un changement de souche vaccinale est la piste que proposent l'ABCD et la WSAVA ^{[1, 33]} ; les échecs vaccinaux relevés dans les épidémies sont détaillés plus haut (voir § 5).

Effets indésirables. La boiterie fébrile figure, comme très rare chez le chaton, dans les RCP de Feligen CRP et CRP/R, Nobivac Ducat, Nobivac Tricat Trio et Leucofeligen ; Versifel CVR la cite comme rare ; les RCP Purevax RCPCh et RCPCh FeLV (versions 2022) rapportent, d'après la pharmacovigilance, des boiteries 1 à 3 semaines après un rappel chez l'adulte, sans les attribuer à une valence ; elle n'apparaît pas dans les autres RCP lus ^{[55, 56]}. L'ABCD de 2023 rapporte l'hypothèse d'une réaction d'hypersensibilité de type III, mais estime que la co-infection par un virus de terrain, ou rarement par le virus vaccinal, semble en être la cause principale ^[175]. Les vaccins vivants gardent un pouvoir pathogène résiduel en cas d'aérosol ou de léchage d'un vaccin répandu sur le pelage ; la WSAVA déconseille de chasser les bulles de la seringue, et le RCP de Nobivac Ducat demande d'éviter l'aérosol et d'empêcher le léchage du site ^{[33, 55, 1]}. L'hypothèse d'une maladie rénale chronique liée aux vaccins cultivés sur cellules rénales félines n'est pas démontrée ^{[33, 1]}.

Calendriers comparés. Âges et intervalles seulement : un calendrier n'est pas une dose, et le schéma se décide pour chaque chat.

Deux documents se contredisent eux-mêmes : le texte et le tableau de l'ABCD ne placent pas la troisième injection dans les mêmes situations, et le texte et le tableau de la WSAVA ne donnent pas le même intervalle ^{[1, 33]}. Un essai de terrain comparant une vaccination à 6, 9 et 12 semaines au schéma à 9 et 12 semaines ne montrait pas de différence de réponse en anticorps à 12 et 15 semaines d'âge, une partie significative des chatons vaccinés à 6 semaines répondant dès 9 semaines ; ce résultat est sérologique, sans épreuve, et deux coauteurs appartenaient au fabricant du vaccin ^[85]. Pour un adulte au statut inconnu, l'ABCD et la WSAVA prévoient deux injections à 2-4 semaines d'intervalle, puis un rappel un an plus tard avec les mêmes souches ; l'ABCD précise que les deux injections valent même avec un vaccin vivant ^{[1, 33]}. La WSAVA propose, avant une pension, un rappel FCV-FHV une à deux semaines à l'avance, et note que des vaccins bivalents FCV-FHV permettent de séparer le rythme de ces valences de celui du parvovirus ; quatre spécialités bivalentes figurent à l'Index ^{[33, 55]}.

10. Élevage et collectivités

Principes. L'ABCD propose de réduire la taille des groupes, de limiter les introductions, de mettre les nouveaux venus en quarantaine, de séparer les malades, de désinfecter avec un produit actif sur le FCV, de laver le linge à 60 °C ou plus, de passer aux rappels annuels et de changer de souche vaccinale si la maladie persiste ; des groupes stables et isolés de trois chats au plus réduisent les problèmes, et l'élimination du virus d'un groupe est jugée très difficile ^[1]. Pour les refuges, elle recommande au plus trois chats par pièce, un logement individuel hors chats d'un même foyer, la séparation des chiens et des chats, la lutte contre les puces, l'identification de l'agent en cas de coryza et la vaccination rapide des entrants sains, de préférence par vaccins vivants pour leur protection plus précoce ^{[52, 1]}. L'ordre des soins va des animaux sensibles aux adultes vaccinés, puis à la quarantaine et enfin aux malades, sans retour vers les sensibles ^[52].

Une divergence de contexte. Les recommandations américaines de l'ASV (2022) ne conseillent pas de quarantaine systématique des animaux sains à l'admission en refuge, la réservant aux animaux exposés à haut risque, isolent les malades, privilégient le logement à deux compartiments et vaccinent dès quatre semaines, puis toutes les deux semaines jusqu'à 20 semaines, y compris en refuge les animaux malades ou les femelles gestantes ^[176]. La WSAVA vaccine tous les animaux à l'entrée avec des vaccins vivants, dès un mois puis, si les moyens le permettent, toutes les deux à trois semaines jusqu'à cinq mois, et note qu'un jour de retard peut accroître le risque ^[33] ; l'AAHA et l'AAFP commencent à quatre semaines au plus tôt, puis toutes les deux semaines jusqu'à 16-20 semaines ^[46]. La quarantaine de trois semaines vise un élevage ou un foyer indemne, la position de l'ASV un refuge à fort renouvellement.

Transmission en refuge. Selon l'ABCD, la propagation des agents respiratoires peut commencer dès la première semaine après l'arrivée de nouveaux chats ^[52]. Pour le FCV lui-même, la fréquence d'isolement ne variait pas avec la durée de séjour dans huit refuges californiens, contrairement à celle de l'herpèsvirus ^[115], et elle ne passait que de 11 à 15 % en une semaine dans une autre série, où il était l'agent le moins susceptible de se propager ^[116]. Un refuge britannique suivi quinze mois suggère que la plupart des souches venaient de la communauté sans se transmettre à l'intérieur, une transmission interne n'étant suspectée que pour 3 souches sur 16 ^[110] ; les isolats d'un même box divergeaient de moins de 5 %, ceux de boxes différents le plus souvent de plus de 20 % ^[114]. Une phéromone faciale de synthèse n'a montré d'effet ni sur le stress ni sur l'incidence des infections respiratoires dans deux refuges américains, d'après l'ABCD qui cite une étude non lue ici ^[1].

Chatterie. La maladie touche surtout les chatons de 4 à 8 semaines ; la vaccination de la reproductrice augmente les anticorps du colostrum et du lait pour environ le premier mois sans empêcher l'excrétion ; rappel avant la saillie, aucune vaccination pendant la gestation, les vaccins vivants n'étant pas autorisés chez la chatte gestante et un vaccin inactivé ne se discutant qu'à titre exceptionnel ; mise bas isolée, portée tenue à l'écart jusqu'à la fin de sa vaccination ^[1]. Aucun des RCP lus n'autorise la vaccination de la chatte gestante, Purevax compris, ses valences FHV et FPV étant vivantes ^{[55, 56]}. Pour les portées de reproductrices déjà touchées, l'ABCD décrit une vaccination dès l'âge minimal des AMM, six semaines, voire plus tôt, répétée toutes les deux semaines jusqu'à 12 semaines si les anticorps maternels sont trop bas, et son tableau 1 propose en situation à risque de commencer à 4-6 semaines ^[1] ; le LOOF décrit une vaccination dès six semaines voire avant, toutes les deux semaines, la dernière après 16 semaines si nécessaire ^[59]. Ces schémas sortent du calendrier des RCP lus, qui commencent en général à huit semaines ou plus, le RCP de Versifel CVR prévoyant un schéma avant 9 semaines sans âge minimal et celui de Nobivac Ducat précisant que la vaccination à six semaines ne pose pas de problème d'innocuité ^[55]. Ancien recours ultime, le sevrage précoce en isolement n'est pas recommandé par l'ABCD, qui le juge sans preuve d'efficacité et source de stress et de troubles du comportement ^[1]. L'ABCD conseille aussi d'éviter le contact entre des chatons privés de colostrum et des animaux récemment vaccinés avec un vaccin vivant, qui peuvent excréter la souche vaccinale ^[175].

Foyer de forme systémique. Chaque chat exposé est à risque, aucune durée de quarantaine n'est définie, la vaccination ne peut être supposée protectrice, la transmission indirecte par les personnes et les objets doit être envisagée, et des cliniques ont fermé leurs portes aux chats pendant au moins un mois ^[1]. À Nantes, les mesures prises le 10 octobre 2011 ont arrêté immédiatement les contaminations, pour un coût estimé à 50 000 euros ^[62]. La fiche du LOOF présente les refuges comme le creuset d'où peut émerger un variant hautement pathogène, opinion non référencée dans le document ^[59].

11. Persistance dans l'environnement et désinfection

Le FCV, substitut du norovirus. Une large part des données d'inactivation vient de la littérature hospitalière et alimentaire, où le FCV, souche F9 le plus souvent, sert de substitut du norovirus humain, difficile à cultiver ^{[29, 82]}. Le norovirus murin, stable de pH 2 à 10 alors que le FCV est rapidement inactivé sous pH 3 et au-dessus de pH 9, a été jugé un substitut pertinent par sa parenté avec le norovirus et sa résistance à l'acidité ^[177], voire plus représentatif ^[84]. Pour le chat, ces essais restent pertinents, mais leur transposition aux souches de terrain est incertaine. Six isolats différaient d'environ 3,0 à 7,4 log de réduction à 52 °C, d'après une étude rapportée par une revue, étude qui trouvait par ailleurs une stabilité thermique semblable entre souches virulentes et ordinaires ^{[80, 84]} ; une revue italienne juge les souches de terrain généralement plus résistantes que les souches vaccinales ^[3] ; et des souches de terrain n'ont laissé que de l'ARN dans une animalerie, avec au plus des traces douteuses de virus réplicatif (quatre surnageants faiblement positifs en RT-qPCR, sans effet cytopathique) ^[63].

Survie. Pour l'ABCD, l'infectiosité persiste un mois au plus sur surface sèche à température ambiante, plus longtemps à basse température et en milieu humide ^[1]. En suspension, l'inactivation est inférieure à 1 log en deux semaines à 4 °C, de 3 log en une semaine à 20 °C, et de 3 log en une minute à 71,3 °C ^[178] ; à l'état sec, le FCV ne survit pas un jour à 37 °C ^[69]. Séché sur des objets à température ambiante, F9 restait infectieux jusqu'à 3 jours sur les touches et combinés de téléphone, 1 à 2 jours sur une souris, 8 à 12 heures sur un clavier ^[67] ; sur moquette, à 25 °C, de 1 jour (nylon, 70 % d'humidité) à 15 jours (laine, 30 %), contre 3 jours au plus sur verre, une humidité relative de 30 % étant plus favorable que 70 % ^[179], ce qui ne contredit pas forcément l'ABCD, l'humidité de l'air et une surface mouillée n'étant pas la même chose. Dans l'animalerie suisse, sans désinfection, l'ARN restait détectable au moins 28 jours après la fin de toute excrétion (dernier positif à J106) sur les gamelles, la zone de passage et une fois sur le pelage, le filtre de ventilation n'étant positif que tant que des chats excrétaient, sans virus réplicatif mis en évidence ^[63].

Désinfectants, d'après des essais le plus souvent in vitro (concentrations d'essai, non des modes d'emploi) :

• Hypochlorite de sodium. Inactivation complète à 1 000 ppm de granulés fraîchement reconstitués ou 5 000 ppm de solution préparée à l'avance ^[69] ; inefficace jusqu'à 30 ppm et inactivation complète à partir de 3 000 ppm en 10 et 30 minutes en suspension ^[178] ; plus de 5 log en une minute à 2 700 ppm sur acier ^[180]. L'ABCD le tient pour le meilleur désinfectant polyvalent, inactivé par la matière organique, et retient 2 700 ppm pendant une minute ^{[29, 1]}.
• Monopersulfate de potassium et dioxyde de chlore. Inactivation complète de FHV, FCV et parvovirus félin aux dilutions recommandées par les fabricants ^[68] ; FCV ramené sous le seuil de détection en suspension, après deux heures de contact ^[181] ; efficacité reconnue par l'ABCD ^{[29, 1]}.
• Peroxyde d'hydrogène accéléré. En dix minutes, le norovirus murin était inactivé à 35 000 ppm et le FCV à 3 500 ppm, d'après le résumé de l'étude, qui ne dit pas si des concentrations plus faibles ont été testées ^[180] ; l'ABCD retient 35 000 ppm pendant dix minutes pour les foyers de forme systémique ^[1], soit la plus élevée des deux concentrations ; le texte intégral de l'étude source n'a pas pu être lu. Un produit à 0,5 % donnait plus de 6,25 log en une minute en présence de sérum, dans une étude signée par un salarié du fabricant ^[182].
• Ammoniums quaternaires. Échecs répétés ^{[69, 68]}, un mélange ammonium quaternaire-éthanol laissant moins de 3 log de réduction du FCV en dix minutes ^[180] ; en suspension et en deux heures, le chlorure de benzalkonium éliminait pourtant le FCV à faible titre et le réduisait d'environ 3 log à titre élevé ^[181], et une étude d'auteurs industriels conditionne la réussite à la formulation et au pH alcalin ^[107]. L'ABCD les juge peu fiables et ne les recommande pas ^[29], et l'ASV écrit qu'ils n'éliminent pas les virus non enveloppés malgré les allégations des étiquettes ^[176].
• Alcools. Efficacité partielle et classements contradictoires : 3 log seulement en 30 minutes pour l'éthanol à 70 % en suspension ^[178] ; supériorité du 1-propanol en suspension, efficacité maximale non obtenue à 80 % ^[183] ; supériorité de l'isopropanol sur l'éthanol à concentrations égales de 40 à 60 %, pour 2 log en une minute sur surface ^[184] ; supériorité de l'éthanol sur le propan-1-ol sur les mains, avec des réductions moyennes de 0,78 à 2,17 log selon le produit ^[83], inversion que la même équipe notait déjà sur les doigts ^[183] ; au moins 2,2 log en cinq minutes pour l'éthanol à 50 et 70 %, seuls deux produits acides (éthanol à 72 %, pH 2,9 ; triclosan, pH 3,0) réduisant le FCV d'au moins 3,4 log, et chlorhexidine inefficace ^[70].
• Aldéhydes, iode. Efficaces en laboratoire ^[69] ; l'ABCD cite les aldéhydes ^[1] ; le dialdéhyde activé était le plus efficace sur tissus et moquettes, la moquette se désinfectant plus difficilement ^[185].
• Chlorhexidine, détergents. La chlorhexidine n'inactive pas le FCV ^{[29, 70]} ; un détergent anionique n'y parvient pas seul ^[69], mais le nettoyage préalable reste indispensable pour retirer la matière organique ^[1].
• Bicarbonate de sodium à 5 %. 4 log en une minute sur surface alimentaire ^[186] ; l'ABCD ne le recommande pas, faute d'activité sur certaines bactéries ^[29]. Derrière des barrières, la zone hors des salles de l'animalerie suisse, désinfectée au bicarbonate puis à un produit à base de glucoprotamine, est restée sans ARN détectable, sans comparaison qui permette d'isoler l'effet de chaque mesure ^[63].
• Glucoprotamine. L'équipe suisse lui prête un effet virucide limité, qui s'exerce surtout sur les virus enveloppés, donc peu sur le FCV, d'après une référence non lue ici ^[63].
• Chaleur et ultraviolets. Linge et literie à 60 °C ou plus, cycles de lavage d'au moins 30 minutes à 60 °C ^{[1, 29]} ; d'après une revue, plus de 30 minutes au-delà de 60 °C pour au moins 4 log en solution, et une dose d'UV-C supérieure à 40 mJ/cm² ^[84].

Recommandations d'usage. L'ABCD conseille des produits testés contre les norovirus ou selon des protocoles normalisés (DVG, VAH, CEN, EPA) ^{[1, 34]}, et en refuge des désinfectants testés contre le parvovirus et le FCV ^[52]. Aucune donnée d'efficacité sur des souches de terrain françaises n'a été trouvée.

12. Zoonose et autres espèces

L'ABCD écrit que l'homme n'est pas sensible à l'infection, en 2022 comme dans sa version de 2025, qui ajoute une rubrique selon laquelle aucune donnée ne montre d'infection humaine : les deux formules coexistent ^{[1, 34]}. Aux Pays-Bas, une RT-PCR générique des vésivirus, validée sur 69 souches dont des FCV, n'a rien détecté dans 1 493 prélèvements humains d'étiologie inexpliquée, sans recherche d'anticorps ^[71]. Aux États-Unis, des anticorps contre des vésivirus d'origine marine ont été trouvés chez 12 % de donneurs de sang et jusqu'à 47 % de malades atteints d'hépatite post-transfusionnelle ou de dialyse, et 11 sérums sur 112 portaient de l'ARN apparenté ^[187] ; en 2009, ces résultats n'avaient pas été confirmés par un autre laboratoire ^[71]. Hom-1, issu d'un virus d'otarie transmis accidentellement à un chercheur en laboratoire, reste en 2017 le seul cas publié d'isolement d'un vésivirus chez un humain ^[188] ; une autre infection humaine, chez un biologiste travaillant avec des mammifères marins, est rapportée ^[71]. In vitro, le FCV se fixe sur des cellules humaines sans les infecter, seule l'expression de la JAM-1 féline ayant permis leur infection, alors que deux souches infectaient de façon productive des cellules de singe par la JAM-1 simienne ^[109]. Le profil de l'ICTV rappelle que les calicivirus causent des infections propres à leur espèce ^[28], et le FCV est appliqué depuis des années sur les mains de volontaires pour tester des solutions hydroalcooliques ^{[82, 83]}.

En dehors des félidés sauvages, aucun réservoir ni hôte alternatif n'est connu ^[1]. Des virus apparentés ont parfois été isolés chez le chien, avec un rôle probablement non significatif ^[1] ; le contact avec des chiens était associé à l'isolement du FCV dans une étude britannique, sans que cette association prouve un rôle du chien ^[40]. Une épidémie sévère a été décrite chez des félins captifs d'un zoo américain ^[141]. Le rôle vecteur des puces repose sur une étude expérimentale : le virus restait infectieux huit jours dans les déjections de puces nourries de sang contaminé, qui ont infecté 4 chatons EOPS sur 4, l'exposition aux puces seules en infectant 1 sur 4 ^[64] ; huit chatons de laboratoire montrent que cette transmission est possible, sans mesurer sa part sur le terrain.

13. Controverses

1. Anticorps et protection. Deux formules dans le même texte de l'ABCD, en 2022 comme en 2025 : prédiction possible avec prudence, valeur prédictive limitée ^{[1, 34]} ; même double position dans son texte sur les tests d'anticorps ^[50] ; la WSAVA, l'AAHA et l'AAFP, et la fiche de l'ABCD de 2025 écartent les anticorps de la décision vaccinale ^{[33, 46, 39]}. 2. Le FCV cause-t-il la gingivostomatite ? Association répétée, causalité non démontrée ^{[14, 16, 17, 18]}. 3. Marqueur de virulence systémique. Aucun motif commun dans les premières études ^{[80, 2]}, puis une proposition par des auteurs d'un fabricant ^[101], non confirmée sur trois épidémies australiennes ^[23]. 4. Vaccination et forme systémique. Échecs nombreux ^{[22, 21, 23]} contre données de chats mal vaccinés ^{[1, 91]} ; contradiction interne coréenne ^[134]. 5. Vaccination et excrétion. Réduction modérée, absence d'effet ou allongement selon les études ^{[1, 25, 31, 100]}. 6. Souche F9 ou souches récentes. Les deux camps comptent des études liées à des fabricants ^{[86, 93, 32, 94, 98, 1]}. 7. Excrétion continue ou intermittente. Le modèle d'une excrétion plus ou moins continue du porteur, posé dans les années 1970 ^{[25, 66]} et encore repris en 2000 et 2001 ^{[40, 85]}, cède devant la mise en évidence des intermittents ^{[25, 24]}. 8. Excrétion après vaccin vivant. Positifs chez des adultes exposés ^[26], aucun chez des chatons EOPS ^[35] : populations, voies et tests différents, résultats compatibles. 9. Site et conservation. Pharynx et langue nettement supérieurs à la conjonctive ^[38], contre une étude antérieure citée par les mêmes auteurs ; conjonctive proposée en premier par le texte de l'ABCD et déconseillée par sa fiche, toutes deux en 2025 ^{[34, 39]} ; conservation à −70 °C défavorable ^[43] ou indifférente à −20 °C ^[36]. 10. Durée de la boiterie. 24 à 48 heures sans référence ^[1], une dizaine de jours à huit mois dans les cas publiés ^{[12, 13]}. 11. Origine des épidémies systémiques. Refuges et hôpitaux ^{[2, 61, 23]} ou circulation extérieure ^[74]. 12. Quarantaine. Trois semaines avant d'introduire un chat dans un foyer ou un élevage indemne pour l'ABCD et le LOOF ^{[1, 59]}, au moins trois semaines en refuge quand le logement n'est pas idéal pour l'ABCD ^[52], pas de quarantaine systématique des sains à l'admission en refuge pour l'ASV ^[176]. 13. Survie de l'environnement. Durées tirées de F9 déposée artificiellement ^{[69, 67]} contre absence de virus réplicatif avec des souches de terrain ^[63] ; résistance supérieure des souches de terrain selon une revue ^[3]. 14. Peroxyde d'hydrogène accéléré. Concentration retenue par l'ABCD ^[1] contre concentration efficace sur le FCV dans l'étude source ^[180]. 15. Mortalité de la forme systémique. Environ 30 à 70 % selon l'ABCD ^[1], « 22 à 86 % » selon deux publications ^{[3, 20]}, dont l'étude citée donne en réalité 0 à 86 % selon l'épidémie ^[23].

14. Limites de cette revue

Cette revue est narrative et non systématique, conduite par une seule équipe. Sur 191 sources citées, 93 ne l'ont été qu'en résumé, 15 en lecture partielle ou ciblée et 83 en texte intégral, dont 59 lues en entier lors de la seule vérification. Parmi les sources lues en résumé figurent la plus grande épidémie de forme systémique ^[21], la comparaison suisse des RT-qPCR ^[36], l'enquête sur 218 collectivités européennes ^[88], la plupart des épreuves vaccinales ^{[94, 97, 98, 99, 100]} et deux essais contre placebo ^{[57, 89]}. Quelques pages ont été lues à l'aide d'un outil de lecture, les passages décisifs étant demandés mot pour mot ^{[72, 79, 85, 92]}. Deux textes n'ont pas pu être rouverts lors de la vérification, derrière un défi anti-robot, et leurs chiffres reposent sur une seule lecture : la revue britannique sur l'herpèsvirus ^[4] et la thèse d'Alfort ^[73]. Les RCP des vaccins à autorisation centralisée ont été lus dans des versions archivées de 2022-2023, qui peuvent différer des versions en vigueur, et ceux des Nobivac NXT n'ont pas été lus ^{[56, 60]}. La thèse la plus prometteuse pour les données de refuges français (Lemonnier, 2022) n'a pas pu être ouverte.

Plusieurs chiffres ne sont connus que par la source qui les cite : la boiterie de 1983, la série chinoise de 516 chats, l'épidémie zurichoise de 2016, l'étude sur la phéromone et une partie des antiviraux in vitro, par l'ABCD ^[1] ; l'incubation de 2 à 10 jours et l'origine des épidémies, par l'ABCD et une revue britannique qui citent une revue de 2003 lue en résumé ^{[1, 2, 123]} ; les seuils de titre de 1975, par une équipe suisse ^[35] ; la mortalité de deux épidémies allemandes, par l'article nantais ^{[62, 190]}. Les écarts entre une recommandation et la source primaire qu'elle reprend, chiffre ou date, ont été tranchés en faveur de la source primaire ; de même, le chiffre de mortalité que deux publications prêtent à l'étude australienne est remplacé par celui de l'étude ^{[3, 20, 23]}.

Données absentes. Manquent une prévalence par PCR en population générale, en chatterie ou en refuge français, une mortalité chiffrée par âge pour la forme classique, une mesure de la sensibilité de la RT-PCR chez le chat vacciné ou chez le chaton porteur d'anticorps maternels, un seuil de Ct validé, un nombre de tests négatifs permettant de déclarer un chat non porteur, une évaluation publiée d'un test antigénique rapide commercial, des données de désinfection sur des souches de terrain françaises et une comparaison indépendante entre vaccins.

15. Conclusions

• La variabilité du FCV commande tout le reste : diversité des souches, faux négatifs de la RT-PCR selon les amorces, protection vaccinale croisée incomplète.
• Il n'existe pas d'étalon de l'infection. Les performances publiées de la RT-PCR sont analytiques ou relatives ; l'écouvillon oropharyngé est le site le plus sensible, des sites multiples augmentent la détection, et aucune technique isolée ne détecte tous les positifs.
• Un positif signale de l'ARN, pas une cause : portage sain, excrétion intermittente, souches vaccinales vivantes et co-infections imposent une lecture clinique, ce que résument l'ABCD et l'ISCAID.
• L'infection n'est pas exclue par un négatif ; aucune source n'emploie la PCR pour juger d'une protection, ni n'écrit expressément qu'elle n'y sert pas. La sérologie, utile pour l'épidémiologie, reste ambivalente dans le texte de l'ABCD, qui l'admet avec prudence pour prédire la protection tout en jugant cette valeur limitée ; la WSAVA et l'AAHA-AAFP l'écartent de la décision vaccinale.
• La charge virale n'a pas de seuil validé, aucun test antigénique rapide n'a été évalué de façon indépendante, et aucune recommandation ne définit de dépistage par PCR répétées.
• Rare, épidémique et le plus souvent nosocomiale, la maladie virulente systémique n'a pas de marqueur génétique et touche des chats vaccinés ; sa prise en charge repose sur des soins intensifs sans essai contrôlé.
• Faute d'antiviral autorisé, l'interféron oméga reste un usage hors AMM sans supériorité démontrée sur le placebo dans le coryza aigu ; les autres molécules en sont au stade in vitro, expérimental ou d'un essai préliminaire.
• Les vaccins autorisés réduisent les signes sans prévenir l'infection ni le portage ; leurs comparaisons et leurs durées d'immunité proviennent surtout des fabricants, et les calendriers divergent entre RCP et recommandations.

16. Annexe : tableaux

Prévalences publiées

Dénominateurs, recrutements et méthodes diffèrent : les valeurs ne se comparent pas sans revenir à la source. TI = texte intégral lu ; P = lecture partielle ; R = résumé seul.

Épidémies de forme virulente systémique

Mortalité recopiée telle qu'écrite ; « morts » comprend les euthanasies quand la source les regroupe. L'épidémie du Missouri de 1995-1996 n'y figure pas : son résumé ne décrit pas de forme systémique ^[133].

Études diagnostiques

Essais et études thérapeutiques

Vaccins autorisés en France contenant une valence calicivirus (Index ANSES-ANMV, 20 octobre 2026)